Introduction
Há muitos vaporizadores de precisão disponíveis para uso veterinário que operam entre as taxas de fluxo de 0,5-10 L / min 2. Estas velocidades de fluxo não são ideais para roedores, como o intervalo é elevado em comparação com o seu pequeno volume respiratório minutos. Velocidades de fluxo elevadas não são recomendadas na prática veterinária, devido à sua promoção de hipotermia e de secagem do tracto respiratório 3,4. Além disso, muitos manuais do fabricante vaporizador veterinários comuns avisar que as taxas de fluxo elevadas podem causar um aumento na ocorrência de flutuações de contrapressão. Também tem sido mostrado que muitas vaporizadores convencionais se tornam imprecisas abaixo taxas de fluxo de 500 ml / min, e esta taxa é considerado como um caudal mínimo no domínio veterinário 5-7.
Um animal pode ser mantido em um circuito T-peça ou modificado circuito de bain usando um caudal tão baixo quanto volume minuto 1,5-2,2 vezes do animal 8-10. Estas taxas de fluxo são considerados sufficient para evitar a respiração de gases expirados e evitar um aumento das concentrações de dióxido de carbono no sangue 8. Usando esta recomendação taxa de fluxo, um rato de 30 g pode ser mantida a uma taxa de fluxo de tão baixo como 52 mL / min, cerca de dez vezes menos do que a aceite ml / min mínimo de um vaporizador 500 tradicional.
Enquanto um vaporizador tradicional depende do fluxo de gás e a pressão atmosférica durante a vaporização anestésico passiva, um vaporizador de injecção directa mede o fluxo total de gás fresco e injecta directamente o vapor para dentro da corrente de gás 2. Alguns vaporizadores de injecção directa utilizar uma bomba de seringa para administrar o anestésico para dentro da corrente de gás. controlos computadorizados de permitir que estes sistemas para ajustar automaticamente a velocidade da bomba de seringa para injectar o volume de agente líquido necessária para alcançar a concentração desejada do anestésico. vaporizadores conduzido Seringa estão disponíveis e aprovados para uso clínico e pediátrica, e muitas configurações semelhantes são consideradas como umestética conservação dispositivos na prática clínica 11-16. Pouco tempo após a sua aprovação, os dispositivos Conserving anestésicos com vaporizadores bomba de seringa foram adaptados para o uso em estudos com animais 8,17,18. Ao contrário de um vaporizador tradicional, um sistema de injecção directa, utilizando uma bomba de seringa não está limitado por uma taxa de fluxo mínimo, a fim de manter a precisão. Por este motivo, esta tecnologia é ideal para utilização em anestesia roedores e outros casos em que as taxas de fluxo baixas são necessárias. Os benefícios e economia de custos potenciais associados com este projeto vaporizador inspirou o desenvolvimento de novos sistemas de anestesia projetados especificamente para roedores 1,19,20. Este novo sistema também incorpora um embutido bomba de ar, que permite ao utilizador administrar anestesia sem a necessidade de uma fonte de gás comprimido. Como um benefício adicional, o sistema é pré-calibrada para uso com ambos isoflurano e sevoflurano. Com a introdução desta tecnologia vaporizador no campo de animais de laboratório, it é agora possível para anestesiar os animais pequenos de laboratório a taxas de fluxo mais perto de níveis recomendados, sem a necessidade de gás comprimido.
Protocol
Todos os estudos foram concluídos em conformidade com diretrizes regulatórias e institucionais. Os aspectos animais deste estudo foram avaliados pelo Programa de Uso de Animais Kent Scientific Corporation, aprovado pelo Comitê de Cuidado e Uso da Purdue Animal (PACUC), e realizada de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório 22.
Nota: O sistema de anestesia digital de baixo fluxo utilizado neste protocolo é equipado com um oxímetro de pulso integrado.
1. Configuração do Sistema de anestesia com baixo fluxo com Oxímetro de Pulso Integrado
- Para entrega isoflurano
- Selecione uma fonte de gás de transporte. Para utilizar a bomba de ar interna, desapertar Inlet Porto na parte traseira, permitindo que a bomba interna ao ar ambiente ingestão.
- Ligue canister de carvão vegetal para esgotar porto.
- Ligue o adaptador Y à frente do baixo fluxo, sistema de anestesia digital. Use os clipes codificados por cores para conectar os ramos brancos para tele cone do nariz, e ramos azuis à câmara de indução.
- Fechar grampos clipe branco e clip azul aberto grampos para direcionar o fluxo de ar para a câmara.
- Escolha de 2 ml de uma seringa.
- Para o monitoramento fisiológico, Usando o Oxímetro de Pulso Integrado
- Ligue o sensor pata oxímetro de pulso à porta na parte de trás do sistema de anestesia com baixo fluxo, identificado como "AUX".
2. Definir as configurações
- para anestesia
- Ligue o sistema de anestesia, e acessar o menu Set Up. Prima SET UP para aceder a Menu Principal> Anestesia> Configuração em vermelho.
- Escolha do agente anestésico. Prima Set Up para realçar Tipo Anest em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para selecionar isoflurano.
- Defina o tamanho da seringa. Prima SET UP para destacar Syr Size. Use as setas para cima e para baixo para selecionar uma seringa de 2 ml.
- Defina a posição vazia. Prima SET UP para highlight conjunto vazio no vermelho. Garantir seringa de vidro vazio, totalmente pressionado na seringa de retenção do bloco, colocando a seringa de modo que a seringa exploração braçadeira está assentado sobre o colar de metal da seringa. Pressione as setas para cima ou para baixo para mover o Pusher Bloco de modo que o Pusher Bloco faz contato leve com a parte superior do êmbolo da seringa. Pressione SELECT para definir a posição vazia.
- Prima SET UP para destacar Remover em vermelho. Retire a seringa e encher a seringa com isoflurano usando o adaptador parte superior do frasco.
- Ligar a seringa ao sistema de anestesia.
- Primeiro o tubo anestésico. Prima SET UP para destacar Tubo Prime em vermelho. Pressione para baixo até o anestésico viaja através da seringa e para dentro do acessório preto no bloco vaporizador.
- Ativar anestesia. Prima SET UP para destacar Ativar em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para selecionar Sim. Imprensa Run / Voltar para voltar ao menu principal.
- Seleccione a umafornecimento de ir e volume minuto. Prima Set Up para destacar Air Supply em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para selecionar Bomba interna. Prima SET UP para destacar Vol Minuto em vermelho. Ajustar a taxa de fluxo de 250 ml / min.
- Para Monitoring Physiological
- Defina a frequência cardíaca mínima detectada para Mouse (240). Prima SET UP para aceder a Menu Principal> MouseStat. Use cima e para baixo setas para definir a frequência cardíaca mínima.
3. Comece a entrega de Anestesia
- Induzir o Rato
- Imprensa Run / Voltar duas vezes para entrar no modo de funcionamento e começar o fluxo de ar.
- Posicione o mouse na câmara de indução, fechando a tampa firmemente. Ajuste o botão Concentração anestésico Agent para 3%.
- Monitor até que o rato atingiu o plano desejado da anestesia, determinada pela perda do reflexo de endireitamento. Ajustar a concentração de anestésico Agent conforme necessário.
- Uma vez que o animal perde o seu reflexo de endireitamento umnd está suficientemente anestesiados, gire o dial de concentração Anestesia para 0%. Os autores descobriram anteriormente que permitir o fluxo de ar para limpar a câmara de indução de 30-60 segundos é suficiente para purgar a câmara sem inverter a profundidade da anestesia 1.
- abrir rapidamente as braçadeiras branco para dirigir o ar para a máscara, e feche os grampos azuis que conduzem à câmara de indução.
- Abra a câmara longe do pesquisador, remova o rato, e se encaixam de imediato o cone do nariz.
- O centro do animal numa almofada de aquecimento por infravermelhos, regulado para manter a temperatura corporal a 37 ° C por meio de uma sonda rectal de um circuito fechado de realimentação.
- Quando o mouse é estável sobre o cone do nariz, ajustar a concentração de isoflurano a 1,5% ou conforme necessário para a manutenção girando o botão Concentração anestésico Agent.
- Reduzir o volume minuto para manutenção. A taxa de fluxo mínima para suportar o animal é igual a 1,5-2,2 vezes o volume do animal minutos (para um rato de 30 g,um mínimo de 52 ml / min). Consulte as instruções do fabricante para um caudal recomendado configuração específica para o estilo cone do nariz e ajustar conforme necessário. Prima SET UP para aceder ao menu principal, e depois prima Set Até Vol Minuto é destacado em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para ajustar o fluxo de destino. Imprensa Run / Voltar para voltar à tela principal.
- Confirmar profundidade de anestesia, como determinado por uma falta de reflexo de retirada durante uma pitada interdigital. Aplicar pomada oftálmica para os olhos para evitar a secura durante a anestesia.
4. Iniciar a monitorização fisiológica
- Coloque sensor sobre almofada de pata traseira. Posicione o sensor de modo que a luz vermelha está debaixo da pata e ilumina a pata. Use as setas acima e abaixo da tela para exibir o oxiwave. O animal está agora anestesiados com segurança usando um fluxo baixo, impulsionado por seringa, vaporizador digital.
5. Retire o animal
- Desligue oEntrega anestesia.
- Para interromper a entrega de anestésico, vire anestésico Agente botão de Concentração de Min (ou 0%) e remover animais da máscara.
- Monitorar o mouse durante a recuperação da anestesia. Uma vez que o mouse se tornou totalmente ambulatorial, devolvê-lo para a jaula.
Representative Results
animais
foram anestesiados e mantida com 1,3-1,5% de isoflurano, enquanto a frequência cardíaca, saturação de oxigênio e freqüência respiratória foram monitorados; ratos 3 adulto C57 / BL6NTac fêmeas (peso de 15 +/- 1 g Taconic, idade 6-7 semanas). Todos os ratos foram Murino Pathogen Free conforme determinado pelo teste de fornecedor de rotina antes da chegada à instalação. Os animais estavam em gaiolas microisolation e forneceu-livre acesso a ração padrão para roedores e água por garrafa alojados em grupo.
uso isoflurano
O sistema de anestesia com baixo fluxo mede a quantidade de agente anestésico que permanece na seringa durante a utilização. O volume na seringa, tal como medido pelo sistema de anestesia, foi observado que o animal foi transferido para o cone de nariz, e novamente no final do período de manutenção. O volume final wcomo subtraído do volume inicial para quantificar a quantidade de anestésico consumida durante o período de manutenção (Figura 1).
Parâmetros fisiológicos
Frequência cardíaca, SpO2 e taxa de respiração foram monitorados durante a manutenção através de oximetria de pulso (Figuras 2 - 4). A temperatura do corpo foi mantida a 37,5 ° C através de uma almofada de aquecimento de infravermelhos. Cada rato foi mantido com sucesso em baixos caudais de 100 mL / min de ar ambiente sob um plano cirúrgico de anestesia durante 60 min, como determinado por uma falta de reflexo de retirada a partir de uma pitada interdigital. O mouse não acordou ou responder a pitadas interdigitais aplicadas de forma intermitente durante o período de manutenção. Batimentos cardíacos dos animais (Figura 2), de oxigênio no sangue (Figura 3) e frequência respiratória (Figura 4) permaneceu relatvamente estável durante todo o estudo. Devido ao posicionamento dos animais e sensor, o sinal da frequência respiratória de rato 1 e rato 3 foi intermitente e a medição foi interrompida. Quando o posicionamento do animal foi ajustado, o sinal melhorou ea taxa respiratória medida foi comparável a outros em momentos semelhantes. O sistema digital de baixo anestesia de fluxo usado uma média de 0,63 ml de isoflurano durante os 60 minutos do período de manutenção (Figura 1).
Figura 1:.. Uso isoflurano A quantidade de isoflurano utilizada em ml por três ratinhos diferentes ao longo de 1 hora da manutenção da anestesia utilizando o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2:.. Heart Rate A taxa de coração de três ratos em batimentos por minuto (bpm) 5-60 min após a indução anestésica inicial com o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3:.. A saturação de oxigênio Os níveis de saturação de oxigênio no sangue (%) de três ratinhos 5-60 min após a indução anestésica inicial com o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4:.. Respiração Rate A taxa de respiração de três ratos em respirações por minuto (bpm) 5-60 min após a indução anestésica inicial com o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Discussion
O sistema de anestesia com baixo fluxo digital permite ao utilizador para anestesiar ratos eficazmente a taxas de fluxo muito baixas sem a utilização de qualquer gás comprimido. Isto difere significativamente de vaporizadores passivas padrão, a maioria das quais requerem uma fonte de gás comprimido a taxas de fluxo mínimo de cerca de 500 ml / min. vaporizadores padrão utilizam mostradores que carecem de precisão entre gradações, e eles devem ser atendidos anualmente para manter a precisão. Um sistema de anestésico conduzido seringa pode proporcionar uma concentração específica de anestésico no caudal regulado para calcular a velocidade exacta necessária da bomba de seringa. calibrações de rotina são desnecessárias, resultando em economia de custos e tempo adicionais.
O caudal mínimo recomendado para manter um animal em um circuito não-reinalação é 1,5-2,2 vezes o volume minuto do animal. A taxa de fluxo de 100 ml / min utilizada neste estudo excedeu este valor mínimo para fornecer anestésico suficiente para os animais. O settin caudalGS são críticos para esta técnica de fornecimento de anestésico, tal como a taxa de fluxo está directamente relacionada com a quantidade de isoflurano utilizada para um dado período de tempo. Quando utilizado a taxas de fluxo baixas, esta técnica pode reduzir grandemente a quantidade de isoflurano necessária durante a utilização, enquanto o animal ainda é eficazmente anestesiados 1,19-21.
Novos custos de equipamento entre vaporizadores tradicionais e vaporizadores digitais de baixo fluxo são comparáveis. No entanto, o sistema de anestesia com baixo fluxo digital tem a capacidade de entregar ou isoflurano ou sevoflurano. Isso elimina a necessidade de isoflurano designado e vaporizadores de precisão sevoflurano, reduzindo os custos dos equipamentos iniciais para grupos usando os dois agentes anestésicos. Comparações recentemente publicados entre tecnologias vaporizador têm sugerido redução de custos ao longo do tempo quando se utiliza um baixo fluxo de vaporizador digital 1,19,20. Os resultados destas comparações pode ser usada para aproximar potenciais economias de custos ao longo de um ano. Comosuming definições de utilização típicos realizados em incrementos de 2 horas, 5 dias por semana, durante 52 semanas, um vaporizador isoflurano tradicional vai consumir 3,8 L de isoflurano, ou doze 250 ml garrafas. Um vaporizador digital de baixo fluxo utilizado com a mesma frequência que consomem apenas 0,32 L, ou dois frascos de 250 ml. o consumo de carvão recipiente é também reduzida. Assumindo que cada recipiente contém 50 g de gás residual eliminado, um vaporizador tradicional vai encher latas de carvão, aproximadamente, 21 ao longo de um ano. Em comparação, um vaporizador digital de baixo fluxo vai exigir 6 ou menos. Um vaporizador tradicional exigiria cerca de 5 grandes cilindros de gás por ano, cada um com uma capacidade de 9.500 L. A bomba de ar interna, disponível em alguns modelos de vaporizadores de baixo fluxo digitais, elimina a necessidade de gás comprimido. Se o gás comprimido eram para ser utilizado, o sistema poderia utilizar apenas um cilindro por ano 1.
A técnica pode ser modificado com base na necessidade. Baixo fluxo vaporiz digitaisers permitir que o usuário para ajustar a profundidade da anestesia com rapidez e precisão. Se a profundidade da anestesia deve ser aumentada ou diminuída, o utilizador pode aumentar a concentração de anestésico em incrementos de 0,1%, utilizando a ligação na parte superior do sistema. A taxa de fluxo pode também ser ajustada conforme necessário durante todo o procedimento. Esse protocolo utiliza uma seringa de 2 ml, embora tamanhos maiores de seringa estão disponíveis por procedimentos mais longos. A bomba de ar interna oferece aos usuários a opção para anestesiar animais sem a necessidade de uma fonte de gás comprimido. Para procedimentos que requerem gases comprimidos ou oxigênio suplementar, o usuário tem a opção de ligar uma fonte de gás para o sistema de baixo fluxo, em vez de usar o ar circundante. O usuário pode continuar a entregar a fonte de ar selecionado durante todo o procedimento, ou pode alternar entre a bomba interna e uma fonte de gás comprimido, conforme necessário. Por exemplo, o usuário pode configurar o sistema para fornecer ar ambiente através da bomba interna durante a indução e manutenção, mas livra suplementar oxigen durante a recuperação.
Embora existam muitas vantagens em usar um vaporizador digital de baixo fluxo, existem limitações também. Porque uma válvula de descarga não está incluído, rubor manualmente a câmara com ar limpo antes da abertura é a única maneira de purgar a câmara de indução. Este sistema foi concebido para operar em apenas baixas taxas de fluxo e não proporcionar anestesia acima caudais de 800 mL / min, onde vaporizadores tradicionais podem ser utilizados com taxas de fluxo de até 10 L / min. Este sistema em particular é, por conseguinte, apenas adequado para espécies animais pequenos. Além disso, o sistema possui menos agente anestésico em relação a um vaporizador tradicional. Pode haver situações em que a seringa deve ser recarregados durante um procedimento. No entanto, atrasos durante o reabastecimento pode ser reduzida pela pré-encher uma seringa segundo próxima para substituir a seringa vazia. tamanhos de seringas até 10 ml estão disponíveis para reduzir a necessidade de encher seringas meados de procedimento. Finalmente, ao contrário de um vaporizador tradicional, o baixo-FLvaporizador digital ow requer eletricidade. As baterias estão disponíveis para uso nos casos em que a energia elétrica não está disponível ou em caso de falta de energia.
Estudos anteriores demonstraram que os sistemas digitais de baixo fluxo consumir menos isoflurano, gás de transporte, e latas de carvão em comparação com um sistema tradicional anestesia 1,19,20. A redução do gás anestésico scavenged também pode identificar uma redução de gás anestésico resíduos, embora seja necessário mais trabalho nessas áreas. espectroscopia de infravermelho de gás pode ser usado para monitorar a produção isoflurano resíduos e emblemas dosímetros pode ser usado para quantificar a exposição isoflurano para o pessoal de laboratório em comparações futuras.
Em resumo, esta técnica para entrega anestésico vai ser benéfico para grupos que realizam a anestesia roedores devido à melhoria da segurança, eficácia, e a precisão em relação aos sistemas tradicionais.
Disclosures
Este projecto foi apoiado com equipamentos e financiamento por Kent Scientific Corporation, a American Heart Association para CJ Goergen (SDG18220010), e da Universidade de Purdue. Os autores Krista Bigiarelli e Irina Toore são funcionários de Kent Scientific Corporation, que produz equipamentos utilizados neste artigo. Abra a publicação em acesso deste artigo é patrocinado pela Kent Scientific Corporation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthetic Equipment | |||
| SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SOMNO | Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter |
| MouseSTAT Pulse Oximeter & Heart Rate Monitor | Kent Scientific Corporation | SS-MSTAT-Module | Integrated into SomnoSuite |
| MouseSTAT Mouse Paw Sensor | Kent Scientific Corporation | MSTAT-MSE | |
| 2 ml Glass Syringe | Kent Scientific Corporation | SOMNO-2ML | |
| Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0705 | |
| Low Profile Facemask, x-small | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0304 | |
| Animal Warming | |||
| PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming | Kent Scientific Corporation | PS-RT | Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe |
| Anesthetic Agents and Medications |
|||
| Isoflurane (250 ml bottle) | Piramal Healthcare | ||
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo |
References
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).
- Chakravarti, S., Basu, S. Modern Anaesthesia Vapourisers. Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 4th ed, Mosby. St. Louis, MI. 335 (2011).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M. Dose-regulated automated anesthesia (Abstract). Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. Uptake of desflurane during anaesthesia. Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Voightsverger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th edn, The National Academic Press. Washington DC. (2011).
