Abstract
Management praksis og miljømæssige ændringer kan ændre jordens næringsstoffer og kulstof cykling. Jord labil organisk kulstof, et let nedbrydelige C pool, er meget følsomme over for forstyrrelser. Det er også den primære substrat for jordens mikroorganismer, som er grundlæggende for næringsstofkredsløb. På grund af disse egenskaber, er labil organisk kulstof (LOC) blevet identificeret som en indikator parameter for jordbundens sundhedstilstand. Kvantificering omsætningstakten for LOC også hjælper med at forstå ændringer i jordens næringsstofkredsløb processer. En sekventiel gasning inkubation metode er udviklet til at estimere jord LOC og potentiel C omsætningshastighed. Fremgangsmåden kræver gasning jordprøver og kvantificere CO 2 -C indåndes under en 10 dages inkubationsperiode over en række gasning-inkubation cyklusser. Labil organisk C og potentielle C omsætningshastighed derefter ekstrapoleret fra akkumulerede CO 2 med en negativ eksponentiel model. Procedurer for denne metode beskrivesd.
Introduction
På grund af sin vitale roller i kulstof (C) og næringsstofkredsløb og dens følsomhed over for jordens forandring, jord LOC er en vigtig parameter for at måle som en indikator for organisk stof kvalitet. Skove og agroecosystems i høj grad afhænge af mineralisering af næringsstoffer i jorden organisk materiale som en kilde til næringsstoffer. Management aktiviteter kan ændre pool størrelse og omsætningshastighed af organisk C, hvilket resulterer i ændringer i næringsstof forsyning 1. Jord organisk C består af to primære fraktioner af genstridig C, som har omsætning satserne for flere tusinde år, og LOC, som har omsætningshastigheder fra et par uger til et par år 2,3,4. Jord labil C består af let nedbrydelige substrater såsom mikrobiel biomasse C, lav molekylvægt forbindelser (aminosyrer, simple kulhydrater) fra plante rhizodeposition, og nedbrydning biprodukter og perkolat fra Førne 1,4,5. Fordi jordbunden labil C er let nedbrydeligt, det ermeget følsomme over for ledelsespraksis og naturfænomener, som forstyrrer eller ændrer jord 6. Jord labilt C fungerer som den primære energikilde for jordens mikroorganismer i nedbrydning af organisk stof 7. Som sådan, LOC påvirkninger næringsstofkredsløbet i højere grad end stabile former for organisk C 8. Jord mikroorganismer er også ansvarlige for størstedelen af heterotrofe respiration, der opstår under nedbrydning af genstridig jordens organiske materiale lettes ved priming effekt af LOC 9,10,11. Denne respiration spiller en væsentlig rolle i de globale C cyklusser, fordi jordens indhold af organisk C er ca. det dobbelte af atmosfærisk C 11.
Som et resultat af dens betydning i terrestriske økosystemer, er flere metoder blevet udviklet til at estimere jord LOC. Disse metoder kan afgrænses i tre overordnede klassificeringer: fysiske, kemiske og biokemiske. Densitometriske separationsmetoder er fysisk methODS, der består af at adskille organisk C i tunge eller lette fraktioner eller i grove og fine partikler organisk C 12,13,14,15. Separation metoder er relativt let at udføre, men de gør ikke ofte producerer ensartede resultater, fordi disse fraktioner varierer med jordtype mineralske sammensætning, plantemateriale størrelse og tæthed, og jord samlet konsistens 13,15. Separation metoder producerer også kun kvantitative oplysninger om LOC 15.
Adskillige kemiske fremgangsmåder er tilgængelige for LOC estimation. Vandig ekstraktion af organisk kulstof er forholdsvis let at udføre, og de metoder, ofte giver let reproducerbare resultater. Men disse ekstraktioner ikke inddrage hele spektret af tilgængelige substrater for mikroorganismer 15. Der er udviklet adskillige oxidation metoder til kemisk fraktionering af jordens organiske C. Oxidationsmetoder har den fordel at karakterisere mængden og kvaliteten af labile organiske C, Selv om nogle metoder kræver arbejde med farlige kemikalier, og der er variation blandt metoderne i reproducerbarhed af resultater 15. Den syrehydrolyse ekstraktionsmetode er en anden type af kemisk fraktionering procedure, der kan måle mængden og kvaliteten af LOC, men resultaterne af denne metode ikke lette fortolkningen af sine biologiske egenskaber 13,15.
Der er udviklet biokemiske metoder til fortolkning af jordens LOC. Labile organiske C kan måles som CO 2 frigivet af mikroorganismer i respiration assays. Disse analyser give skøn over sand mineralizable organisk stof, men typisk kun de mest labile forbindelser er mineraliseret under analyserne 15. Mikroorganismernes biomasse C målt ved rygning-inkubering 16 og gasning-ekstraktion 17 er blevet anvendt til at udvikle slutninger om LOC. Dog bestemme, disse procedurer skøn over C i mikrobielle biomasse i stedet for LOC. Både gasning procedurer omfatter subtraktion af værdier fra ikke-ryges jord for at bestemme mikrobiel biomasse C, men det er blevet foreslået, at værdier opnås uden subtraktion af ikke-ryges jord tilvejebringer et mål for labile organiske fraktioner af C foruden mikrobiel biomasse 18 .
Den sekventielle gasning-inkubation (SFI) procedure 13 til måling af LOC er en biokemisk metode tilpasset fra gasning-inkubation procedure 16 for jordens mikrobielle biomasse C måling. Den SFI metode har nogle fordele i forhold til andre metoder til estimering LOC. En begrebsmæssig grundlag for metoden er, at LOC er mikrobielt nedbrydeligt C, som regulerer mikrobiel vækst, og at LOC er fysisk tilgængelige og kemisk nedbrydeligt ved jordens mikroorganismer. Under praktiske forhold, er mikrobiel vækst typisk begrænset af kulstof tilgængelighed, tilgængelighed af næringsstoffer, tilgængelig porevolumen, og / eller prædation. Disse faktorer er næsten elimineret ved rygning, skabe uhindret betingelser for mikrobiel vækst. Ingen næringsstoffer fjernes under inkubationstiden for fremgangsmåden. I løbet af flere gasning og inkubation cyklusser, bliver mikrobiel vækst begrænses af C kvantitet og kvalitet (labilitet) 13. Den akkumulerede CO 2 indåndes under inkubationen cykler bruges til at ekstrapolere LOC med en simpel negativ eksponentiel model 11,13,19. Den potentielle C omsætningshastighed kan også afledes fra hældningen af den eksponentielle model, så den SFI metode har den fordel i forhold til de fleste andre LOC fremgangsmåder til samtidigt at estimere koncentrationerne og potentiale omsætningshastighed af LOC 11. For andre metoder, kun kan konstateres oplysninger om de potentielle omsætning satser for LOC, hvis der anvendes sporstoffer såsom 14 C 13. SFI metode er således en forholdsvis enkel og billig teknik til opnåelse målinger af både LOC og dens potentielle omsætningshastigheder.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Saml Jord at få prøver repræsentant Betingelser i forsøgsområdet og inden Eksperimentel Units 20
- Identificer eventuelle forskelle i stedet egenskaber såsom hældning og jordens egenskaber, herunder tekstur, rumvægt, pH, organisk horisont dybde, og / eller koncentrationer af næringsstoffer. Identificer eventuelle forskelle i vegetation typen inden plots. Brug kendt eller offentliggjorte estimater af variationskoefficienter for webstedet egenskaber til at estimere antallet af prøver, der kræves for at opnå en på forhånd fastsat relative fejl.
- Prøve jorden ved hjælp af en snegl eller en anden samling enhed i et mønster baseret på stedet og eksperimentelle betingelser enhed.
- For homogene betingelser, bruge et tilfældigt mønster stikprøver inden for hver eksperimentelle enhed.
- Tildel sample punkter på enten helt tilfældige steder i den eksperimentelle enhed eller i et zigzag-mønster.
- Sample jord ved hvert tilfældigt punkt eller ved punkter tildelt i en zigzag trommenn. Feje organisk materiale fra overfladen af mineraljord før brug af sneglen eller anden opsamlingsindretning at udgrave jordprøve.
BEMÆRK: SFI-metoden blev udviklet ved hjælp af jord horisonter fra Oa og under 13. Yderligere testning er nødvendig, hvis kan testes horisont over Oa hjælp af SFI-metoden. - Bland alle prøver indsamlet inden for den eksperimentelle enhed i en enkelt beholder og fysisk blande individuelle prøver inden i beholderen for at skabe en sammensat prøve for hver eksperimentel enhed.
- For heterogene betingelser, som er meget mere udbredt, så brug en systematisk prøvetagning mønster inden for hver eksperimentelle enhed.
- Sample jord langs transekt i midten af hver eksperimentel enhed således, at afstanden mellem prøvepunkter inden transekten er mindre end afstanden nødvendig for at repræsentere variabilitet inden de eksperimentelle enheder.
- Sample jord langs flere transekter inden for hver extelle enhed, der danner et gitter mønster i relativt store eksperimentelle enheder eller eksperimentelle enheder med flere kilder til variation.
- Bland alle prøver indsamlet langs hver transekt i en enkelt beholder og fysisk blande individuelle prøver inden i beholderen for at skabe en sammensat prøve for hver transekt.
- For homogene betingelser, bruge et tilfældigt mønster stikprøver inden for hver eksperimentelle enhed.
2. Forbered Jord for SFI-analysen
- Anbring prøverne i et is-pack fyldt cooler umiddelbart efter indsamlingen i marken.
- Ved ankomsten til anlægget, hvor prøverne skal opbevares indtil analyse, sted prøver i køleskab ved 4 ° C indtil prøveforberedelse og SFI procedurer udføres.
- Sieve jordprøver gennem en 6,4 mm x 6,4 mm sold. Rens mesh med vand mellem hver prøve at forhindre forurening mellem prøver.
- For hver prøve måler tre 100 g delprøver og placere de 100 g delprøver i et 250 ml bægerglas. Cover each bægerglas med Parafilm og efterlade dem på en bordplade i 10 dage ved 25 ° C.
3. Tag delprøver til ovn-tørre Vægt Bestemmelse
- Ved afslutningen af den 10 dage præinkubation af jordprøver, fjerne Parafilm fra hver prøve.
- Noterer vægten af en aluminium vejer båd. Tag 1 g jord fra alle prøver og sted i vejer båd.
- Noterer vægten af den fugtige jord og vejes båd.
- Placer vejer både med jord i en ovn ved 105 ° C. Efter prøverne nå en konstant vægt, hvilket er typisk efter 48 timer, optage vægte af indvejningen både og jord.
- Subtraher vejebåd vægt fra vægtene truffet af fugtig jord og tør jord i vejebåd at få fugtig og tør jord vægt. Udled tørre: fugtig jord-forhold ved at dividere tør jord vægten af den fugtige jord vægt.
4. desinficere jordprøver
- Læg et fugtigt køkkenrulle i bunden af mindst to (more kan være nødvendig afhængigt af antallet af prøver) 10,5 L glas vakuum desiccators med porcelæn plader.
- For alle prøver, vejer 30 g jord i tre separate hætteglas. Brug hætteglas store nok til at holde 40 g jord og smalle nok til at passe i en 40 mm åbning, hvis der anvendes inkubationstiden container design beskrevet i afsnit 5.
- Hvis du bruger mærkning tape til at identificere hver 30 g jord delprøve, bruge blyant fordi gasning nedbryder blæk.
- Placer to af de tre 30 g delprøver for hver jordprøve i et vakuumtørreskab for desinfektion og en delprøve i en vakuum ekssikkator, der ikke vil udføre gasning.
- I et 100 ml bægerglas, placere et lag af kogende sten tilstrækkelige til at dække bunden af bægeret.
- Hæld 50 ml ethanol-fri chloroform (CHCl3) ind i 100 ml bægerglas med et lag af kogende sten. Anbring 100 ml bægerglas med kogende sten og CHCI3 i centrum af en ekssikkator fyldt med 30 g jorddelprøver. Udføre dette trin under en emhætte.
- Under et stinkskab, bruge et vakuum at koge CHCl3 desinfektion to sæt delprøver pr jordprøve.
- Slut vakuum til vakuumekssikkator med vacuum slange. Start vakuum og se som CHCl3 begynder at koge.
- Tillad CHCl3 at koge i 30 sek og afbryd vakuum slange fra ekssikkator for at tillade luft at strømme tilbage i ekssikkator. Dette trin fremmer CHCl3 gas indrejse i jordprøverne. Gentag to gange.
- Udfør en fjerde og sidste kog af CHCl3, gør det muligt at koge i 2 min.
- Med vakuum stadig kører, lukke forseglingen på vakuumekssikkator så opretholdes vakuum i ekssikkator. Sluk for vakuum og afbryde vakuum slangen ud af ekssikkatoren.
- Forsegle ekssikkator indeholdende de ikke-fumigated prøver ved at placere et låg på ekssikkatoren og forsegling af vakuum prop. Pblonder de desiccators (desinficerede og ikke-desinficerede) i et mørkt område (såsom et skab) i 24 timer. Må ikke gentage vakuum procedurer for underafsnit 4.7 på ekssikkator indeholdende ikke-ryges prøver.
5. Saml Beholdere til Soil Prøveinkubation
- Skub en 15 cm længde glasstav gennem en størrelse 10 gummiprop med et hul boret i midten. Diameteren stang bør være tilstrækkelig til at passe gennem hullet stramt.
- Label 0.5 L gennemskinnelige brede mund polypropylen flasker med identifikation, der svarer til den desinficeret og ikke-ryges delprøve identifikation.
6. Evakuer Chloroform fra Ekssikatorer under en emhætte
- Åbn prop på et vakuumtørreskab at tillade luftstrøm ind i ekssikkator. Fjern låget fra ekssikkatoren, og tage prøverne og fugtigt håndklæde ud af ekssikkator.
- Brug et vakuum for at evakuere CHCl3 gas fra jordprøver.
- Tænd vakuumpumpen og tillade pumpen at køre i fem minutter. Tag vakuum slangen fra ekssikkator at tillade luftstrøm ind i ekssikkator.
- Gentag trin 6.3.2 fire gange.
7. Flyt Hver Soil delprøve i en Inkubation Beholder (figur 1) kan man foretage en 10 dages inkubation
- Afpipetteres 1 ml deioniseret vand i inkubationen beholderen. Tilslut en tom hætteglas til glasstaven strækker sig fra størrelse 10 prop ved anvendelse af en elastik. Den åbne ende af hætteglasset skal vende bunden af proppen. Hætteglasset glas skal være af en tilstrækkelig størrelse til at rumme op til 40 ml væske.
- Placer en hætteglas indeholdende 30 g jord delprøve i inkubationen container.
- Tilsæt 1 g ikke-gasses jord fra den oprindelige jordprøve til hver af de tilsvarende delprøver (gasning og ikke-gasses) som inoculum.
- Afpipetteres 1 ml 2 M NaOH ind i hætteglas forbundet til proppen / glasstav. Skub prop / glasstaven på toppen af inkubationen beholderen. Dække toppen af inkubationen beholder med Parafilm.
- Opret en inkubation beholder, der indeholder ingen jord. Saml tre til fem no-jord inkubation containere.
BEMÆRK: Syren anvendt til titrering prøver af beholderen no-jord er afgørende for bestemmelsen af CO 2 mineralisering i inkubationsperioden, der er beskrevet nedenfor i underafsnit 9.3. Som sådan, flere ikke-jord beholdere skabt som et værn mod ukorrekt håndtering eller titrering af en no-jord inkubation beholder, der ville skabe en fejl i CO 2 mineralisering beregning for alle prøver. Syren anvendt til titrering prøver fra ikke-jord beholdere skal være tæt i værdier; en meget forskellig syretal blandt de ikke-jord container prøver er sandsynligvis et resultat af forkert prøvehåndtering eller titrering. - Følg procedurerne i 7.1 og 7.4.
8. Udfør Titrering på hver delprøve at kvantificere CO2 Produceret af Mikrobiel Respiration i inkubationstiden
- Fjern hætteglas indeholdende 2 M NaOH fra inkubationen beholderen.
- Afpipetteres 2 ml 1 M BaCI2 ind i hætteglas indeholdende 2 M NaOH.
- Tilsæt en dråbe phenolphthalein (C 20 H 14 O 4) fra en pipette eller medicindråbetælleren i hætteglas indeholdende blandingen af BaCI2 og NaOH. Placer en magnetisk omrører i hætteglasset og placer hætteglasset på en omrøringsplade.
- Med omrøringsplade aktiveret, tilsæt langsomt 0,1 N HCI med en burette, indtil red farvning af blandingen i hætteglasset bliver klar.
- Optage den mængde HCl påkrævet for at ændre farven af blandingen i hætteglasset.
9. Bestem Mikrobiel biomasse C fra data indsamles i første gasning-inkubation Cycle 16,21,22
- Bestemme tørvægten af jorden i hver delprøve ved at gange dens fugtige vægt af den tørre: fugtig vægtforhold opnået i trin 3.8.
- Bestem den gennemsnitlige mængde HCl anvendt til titrering af no-jord inkubation containere.
- Beregn CO 2 mineraliseret i løbet af 10-dages inkubation ved hjælp af formlen:
hvor CO 2 = CO 2 mineraliseret i løbet af 10-dages inkubation
NS = Acid anvendt til titrering prøver i no-jord inkubation container
S = Acid anvendt til titrering prøver, der indeholdt jord i inkubationen beholderen
M = molaritet af the HCI
E = 6, ækvivalentvægten
W = tørvægt af jord indeholdt i inkubationen beholderen - Beregn mikrobiel biomasse C under anvendelse af formlen:
hvor BioC = mikrobielle biomasse C
F = CO 2 mineraliseret for jord delprøver der blev ryges
NF = CO 2 mineraliseret fra jord delprøver, der var ikke-ryges
K = brøkdel af mikrobiel biomasse C mineraliseret til CO 2- Bestem værdien for K ved enten direkte måling af 14C mineralisering i indledende test med jorden og publicerede værdier 22. En værdi på 0,45 er almindeligt anvendt til K til dette assay 23.
- Udfør sekventiel gasning og inkubation cyklusser ved at gentage punkt 4-8 syv gange for de jordbunds- delprøver, der blev desinficerede i første gasning-inkubation cyklus.
10. Determine Labil C og Potentiel C Omsætning Rate Brug CO 2 mineraliseret i løbet af de otte desinfektion og Inkuberingsbetingelser Cycles
- Brug følgende formel til at bestemme en korrektionsfaktor for jorden inokulum tilsættes til prøver efter hver gasning:
Hvor IC = Korrektionsfaktor for inokulum
C '= mængde CO 2 fra den ikke-desinficeret delprøve løbet af den første 10-dages inkubation
r = vægtforhold mellem inokulum jord til gasses jord i den første gasning inkuberingscyklus
C t = inkubationstid cyklus (1, 2 ... 8), sådan at C t-1 = 0 når t = 1 - Brug følgende formel til at estimere CO2 frigives under hver inkubation for hver delprøve:
hvor Ct = CO 2 frigivet under inkubation
NS = Acid anvendt til titrering prøveri no-jord inkubation beholder
S = Acid anvendt til titrering prøver, der indeholdt jord i inkubationen beholderen
IC = Korrektionsfaktor for inokulum (bestemt i trin 10.1)
E = 6, ækvivalentvægten
W = tørvægt af jord indeholdt i inkubationen beholderen - Udlede labile organiske C under anvendelse af ikke-lineær regression.
- Organisere et regneark, der omfatter for hver prøve identifikatorer til prøven, inkuberingscyklus nummer (1, 2 ... 8), og CO2 frigives under inkubationen (afledt i trin 10.2).
- Brug af software er i stand til ikke-lineær regression, så det passer til følgende model til datasættet:
hvor cSum = summen af CO 2 frigivet i løbet af de otte inkubation cykler
LOC = jord labile organiske C
k = potentiel omsætning tid
t = inkuberingscyklus (1, 2 ... 8)
- Konverter potentiel omsætning time fra trin 10.3.2 til dage ved at multiplicere den inverse af k med 10 som følge af den 10 dages inkubation cyklus.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
SFI metode er anvendt som beskrevet i dette dokument i en serie af eksperimenter udført i det sydøstlige USA 24,25,26,27. Tilsammen udgør disse eksperimenter omfattede en række vegetationstyper, herunder loblolly (Pinus taeda L.), præriegræs (prærie-hirse L.), Cottonwood (Virginsk Poppel Bartram ex Marsh.), Og sojabønner (Glycine max L. Merr.). Metoden var følsom ved fastlæggelsen forskelle i LOC og / eller potentielle C omsætningshastigheder blandt befrugtning og beskæring praksis behandlinger i alle undersøgelser. Der var overlap i intervallet LOC og potentielle omsætningshastigheder rapporteret i denne række undersøgelser (figur 2). Variationer i de intervaller af LOC rapporteret i disse undersøgelser fremhæve følsomheden af SFI metoden i detektion forskelle i labil C og potentiel C omsætning. Den Loblolly fyr og præriegræs gyde dyrkningssystem havde greatest række LOC blandt vegetationstyper; undersøgelser af denne vegetation typen omfattede den bredeste vifte af lokale forhold i forhold til de andre vegetationstyper. De steder, varierede i jordtype og alder Loblolly pine Overstory fra unge til sen-rotation. Den chronosequence af Overstory alder sandsynligvis skabt den største variation i organisk stof blandt de vegetationstyper præsenteres her for repræsentative resultater. Den præriegræs græs vegetation typen blev undersøgt på det bredeste vifte af jordtekstur, og det udviste også en relativ høj varians i rapporterede værdier. Den sojabønner vegetation typen havde relativt høje LOC værdier blandt webstedet typer, som var sandsynligvis forbundet med den årlige deposition af døde ovenfor og nedenfor jorden biomasse til jorden i løbet af sin høst. Loblolly plantager, som er karakteriseret ved relativt genstridig sure fyr kuld som den dominerende kilde til organisk materiale, udstillet de højeste potentielle C omsætning satser among de typer vegetation udvalgte her repræsentative resultater. Rækken af værdier rapporteret i denne række undersøgelser er også inden for området af dem, der findes i området af jorden bruges til at udvikle SFI metode 13 og i senere eksperimenter udført med subtropiske skove i Kina af en af de forskere, der udviklede SFI-metoden 11,28.
Figur 1. Inkubation beholder til udførelse sekventiel procedure gasning inkubation i labile organiske C og potentiel C omsætningshastighed bestemmelse. Til venstre er Nalgene flaske, hætteglas ophængt i en prop stang til at indeholde NaOH, og et hætteglas indeholdende 30 g jord vist adskilt til demonstration. Beholderen til højre har jorden og proppen stang anbragt inde i Nalgene flaske med Parafilm langs toppen som ville ske under inkubation.Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2. Række labil organisk C og potentielle C omsætningshastighed målt med den sekventielle gasning inkubation metode i forskellige jord og vegetation forhold i det sydøstlige USA. Ranges rapporteret er tilpasset dels fra tidligere undersøgelser 24,25,26,27. Vegetationstyper er: (1) Loblolly fyr plantage, (2) Loblolly fyr og bahiagrass græs, (3) Loblolly fyr og præriegræs gyde dyrkningssystem, (4) præriegræs græs, (5) sojabønner, og (6) Cottonwood plantage. Barer repræsenterer standardafvigelsen. Klik her for at se en større udgave af ther figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Soil auger sampling kit | JMC | PN039 | Several other manufacturers of punch augers are available |
| Parafilm | Curwood | PM999 | |
| Aluminum weighing boats | Fisherbrand | 08-732-103 | |
| General purpose drying oven | Fisher Scientific | 15-103-0511 | Many other manufacturers of general purpose laboratory ovens are available |
| 10.5 L vacuum desiccator | Corning | 3121-250 | |
| Glass scintillation vial | Wheaton | 968560 | |
| Glass threaded vials, 41 ml | Fisherbrand | 03-339-21N | |
| Chloroform, stabilized with amylenes | Sigma-Aldrich | 67-66-3 | |
| Boiling chips | Fisher Scientific | S25201 | |
| Glass rod | Fisherbrand | S63449 | |
| Size 10 rubber stopper | Fisherbrand | 14-130P | Rubber stoppers can be purchased as solid and drilled in center to install glass rod or bought with a hole to insert glass rod |
| Wide-mouth PPCO bottle, 0.5 L | ThermoScientific | 3121050016 | |
| Sodium hydroxide, reagent grade | Sigma-Aldrich | S5881 | |
| Barium chloride | Sigma-Aldrich | 202738 | |
| Phenolphthalein indicator | Fisher Scientific | S25466 | |
| Hydrochloric acid solution, 0.1 N | Fisher Scientific | SA54-4 |
References
- Blair, G., et al. Soil carbon fractions based on their degree of oxidation, and the development of a carbon management index for agricultural systems. Aust. J. Agric. Res. 46, 1459-1466 (1995).
- Schimel, D. S., et al. Soil organic matter dynamics in paired rangeland and cropland toposequences in North Dakota. Geoderma. 36, 201-214 (1985).
- Parton, W. J., et al. Analysis of factors controlling soil organic matter levels in great-plains grasslands. Soil Sci. Soc. Am. J. 51, 1173-1179 (1987).
- Wu, H., et al. Labile organic C and N mineralization of soil aggregate size classes in semiarid grasslands as affected by grazing management. Biol. Fertil. Soils. 48, 305-313 (2011).
- Jones, D. L., et al. Plant and mycorrhizal regulation of rhizodeposition. New Phytol. 163, 459-480 (2004).
- Harrison, K. G., et al. The effect of changing land use of soil radiocarbon. Science. 262, 725-726 (1993).
- Jinbo, Z., et al. Land use effects on the distribution of labile organic carbon fractions through soil profiles. Soil Sci Soc. Am. J. 70, 660-667 (2006).
- Whalen, J. K., et al. Carbon and nitrogen mineralization from light- and heavy-fraction additions to soil. Soil Biol Biochem. 32, 1345-1352 (2000).
- Gregorich, E. G., et al. Towards a minimum data set to assess soil organic matter quality in agricultural soils. Can. J. Soil Sci. 74, 367-385 (1994).
- Hamer, U., et al. Priming effects in different soil types induced by fructose, alanine, oxalic acid and catechol additions. Soil Biol. Biochem. 37, 445-454 (2005).
- Feng, W., et al. Shifting sources of soil labile organic carbon after termination of plant carbon inputs in a subtropical moist forest of southwest China. Ecol. Res. 26, 437-444 (2011).
- Tisdall, J. M. Formation of soil aggregates and accumulation of soil organic matter. Structure and Organic Matter Storage in Agricultural Soils. Carter, M. R., Stewart, B. A. , Lewis Publishers. 57-96 (1996).
- Zou, X. M., et al. Estimating soil labile organic carbon and potential turnover rates using a sequential fumigation-incubation procedure. Soil Biol. Biochem. 37, 1923-1928 (2005).
- Cambardella, C. A., Elliott, E. T. Particulate soil organic matter changes across a grassland cultivation sequence. Soil Sci. Soc. Am. J. 56, 777-783 (1992).
- Strosser, E. Methods for determination of labile soil organic matter: an overview. J. Agrobiol. 27, 49-60 (2010).
- Jenkinson, D. A., Powlson, D. S. The effects of biocidal treatment on metabolism in soil V: a method for measuring soil biomass. Soil Biol. Biochem. 8, 209-213 (1976).
- Vance, E. D., et al. An extraction method for measuring soil microbial biomass C. Soil Biol. Biochem. 19, 703-707 (1987).
- De-Polli, H., et al. Chloroform fumigation-extraction labile C pool (microbial biomass C "plus") shows high correlation to microbial biomass C in Argentinian and Brazilian soils. Cienc. Suelo. 25, 15-22 (2007).
- Olson, J. S. Energy storage and the balance of producers and decomposers in ecological systems. Ecology. 44, 322-331 (1963).
- Pennock, D., et al. Chapter 1, Unit 1, Soil sampling designs. Soil Sampling and Methods of Analysis. Carter, M. R., Gregorich, E. G. , CRC Press, Taylor & Francis Group, LLC. (2008).
- Luizao, R. C. C., et al. Seasonal variation of soil microbial biomass: the effects of clearfelling a tropical rainforest and establishment of pasture in the central Amazon. Soil Biol. Biochem. 24, 805-813 (1992).
- Horwath, W. R., Paul, E. A., et al. Microbial biomass. Methods of soil analysis part 2: microbiological and biochemical properties. Weaver, R. W. , Soil Science Society of America, Inc. 753-773 (1994).
- Jenkinson, D. S., Ladd, J. N. Microbial biomass in soil: measurement and turnover. Soil Biochemistry. Paul, E. A., Ladd, J. N. , Marcel Dekker. 415-471 (1981).
- Blazier, M. A., et al. Poultry litter fertilization impacts on soil, plant, and water characteristics in loblolly pine (Pinus taeda L.) plantations and silvopastures in the mid-South USA. Principles, application, and assessment in soil science. Gungor, E. B. O. , InTech, Inc. 43-74 (2011).
- Blazier, M. A., et al. Straw harvesting, fertilization, and fertilizer type alter soil biophysical properties in a loblolly pine plantation in the mid-South USA. Biol. Fertil. Soils. 45, 145-153 (2008).
- Blazier, M. A., et al. Loblolly pine age and density affects switchgrass growth and soil carbon in an agroforestry system. For. Sci. 58, 485-496 (2012).
- Blazier, M. A., et al. Nitrogen and carbon of switchgrass, loblolly pine, and cottonwood biofuel production systems in the Southeast United States. For. Sci. 61, 522-534 (2015).
- Zhang, M., et al. Decomposition differences of labile carbon from litter to soil in a tropical rain forest and rubber plantation of Xishuagbanna, southwest China. Eur. J. Soil Biol. 55, 55-61 (2013).
- Nelson, D. W., Sommers, L. E. Total carbon, organic carbon, and organic matter. Methods of soil analysis. Part 3: chemical methods. Sparks, D., et al. , Soil Science Society of America, Inc. 961-1090 (1996).
- Huang, L., et al. Correlation among soil microorganisms, soil enzyme activities, and removal rates of pollutants in three constructed wetlands purifying micro-polluted river water. Soil Biol. Biochem. 70, 221-228 (2012).
- Kong, L., et al. Enzyme and root activities in surface-flow constructed wetlands. Chemosphere. 76, 601-608 (2009).
- Cui, L., et al. Evaluation of nutrient removal efficiency and microbial enzyme activity in a baffled subsurface-flow constructed wetland system. Bioresour. Technol. 146, 656-662 (2013).
- Jenkinson, D. S. Determination of microbial biomass carbon and nitrogen in soil. Advances in nitrogen cycling in agricultural ecosystems. Wilson, J. R. , CAB International. 368-386 (1988).
- Sparling, G. P., et al. Interference from plant roots in the estimation of soil microbial ATP, C, N, and P. Soil Biol. Biochem. 17, 275-278 (1985).
- Christie, P., Beatte, J. A. M. Significance of sample size in measurement of soil microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method. Soil Biol. Biochem. 19, 149-152 (1987).
- McLaughlin, K. K., Hobbie, S. E. Comparison of labile soil organic matter fractionation techniques. Soil Sci. Soc. Am. J. 68, 1616-1625 (2004).
- Xia, X., et al. Variation of soil labile organic carbon pools along an elevational gradient in the Wuyi Mountains, China. J. Resour. Ecol. 1, 368-374 (2010).
