Abstract
pratiche di gestione e cambiamenti ambientali possono alterare nutrienti del suolo e ciclo del carbonio. Terreno labile carbonio organico, un pool C facilmente scomponibile, è molto sensibile al disturbo. E 'anche il substrato primario per i microrganismi del suolo, che è fondamentale per ciclo dei nutrienti. A causa di questi attributi, labile carbonio organico (LOC) è stata identificata come un parametro indicatore salute del suolo. Quantificare il tasso di turnover del LOC aiuta anche a comprendere i cambiamenti nei processi ciclo dei nutrienti del suolo. Un metodo di fumigazione incubazione sequenziale è stato sviluppato per stimare LOC suolo e tasso potenziale di C fatturato. Il metodo richiede fumigazione campioni di suolo e la quantificazione di CO 2 -C respirata nel corso di un periodo di incubazione di 10 giorno per una serie di cicli di fumigazione-incubazione. Labile C organico e il potenziale tasso di turnover C sono poi estrapolati da CO 2 accumulato con un modello esponenziale negativo. Le procedure per lo svolgimento di questo metodo sono descrivered.
Introduction
Grazie alle sue funzioni vitali in carbonio (C) e il ciclo dei nutrienti e la sua sensibilità al cambiamento del suolo, il suolo LOC è un parametro importante per misurare come indicatore di qualità del suolo materia organica. Foreste e agroecosystems in larga misura dipendono dalla mineralizzazione dei nutrienti nel suolo materia organica come fonte di nutrienti. Le attività di gestione in grado di modificare le dimensioni piscina e tasso di turnover del suolo organico C, con conseguente variazioni di apporto di sostanze nutritive 1. Terreno organico C è composto da due frazioni principali di recalcitrante C, che ha tassi di turnover di diverse migliaia di anni, e LOC, che ha tassi di turnover da poche settimane a qualche anno 2,3,4. Terreno labile C si compone di substrati facilmente decomponibili come la biomassa microbica C, composti a basso peso molecolare (aminoacidi, carboidrati semplici) da rizodeposizioni impianto, e sottoprodotti di decomposizione e percolati da lettiera 1,4,5. Poiché terreno labile C è facilmente smontabile, èmolto sensibile alle pratiche di gestione e fenomeni naturali che disturbano o alterano terreno 6. Terreno labile C serve come fonte primaria di energia per i microrganismi del suolo nella decomposizione della materia organica 7. Come tale, l'impatto LOC ciclo dei nutrienti in misura maggiore di quanto non faccia forme stabili di terreno C organico 8. Microrganismi del suolo sono anche responsabili della maggior parte della respirazione eterotrofi che si verifica durante la decomposizione di recalcitrante sostanza organica agevolata dall'effetto innesco di LOC 9,10,11. Questa respirazione svolge un ruolo sostanziale nei cicli C Global causa organica del suolo C è pari a circa il doppio di quello di C atmosferico 11.
Come risultato della sua importanza negli ecosistemi terrestri, diversi metodi sono stati sviluppati per stimare LOC terreno. Questi metodi possono essere delineati in tre classificazioni generali: fisici, chimici e biochimici. metodi di separazione densitometriche sono meth fisicoODS che consistono di separazione organica del suolo C in frazioni pesanti o leggeri o in grossolana e particolato fine organico C 12,13,14,15. Metodi di separazione sono relativamente facili da eseguire, ma non lo fanno spesso producono risultati coerenti, perché queste frazioni variano a seconda del tipo di suolo composizione minerale, pianta di dimensioni materiale e la densità, e del suolo aggregato consistenza 13,15. Metodi di separazione, inoltre, produrre solo informazioni quantitative sui LOC 15.
Diversi metodi chimici sono disponibili per la stima LOC. estrazione acquosa di carbonio organico è relativamente facile da eseguire, e metodi spesso forniscono risultati facilmente riproducibili. Tuttavia, queste estrazioni non comportano l'intera gamma di supporti disponibili per i microrganismi 15. Sono stati sviluppati diversi metodi di ossidazione per frazionamento chimica del terreno organico C. Metodi ossidazione hanno il vantaggio di caratterizzare la quantità e la qualità dei labile organico C, Anche se alcuni metodi richiedono lavoro con sostanze chimiche pericolose e non vi è la variabilità tra i metodi di riproducibilità dei risultati 15. Il metodo di estrazione di idrolisi acida è un altro tipo di procedura di frazionamento chimico che può misurare la quantità e la qualità del LOC, ma i risultati di questo metodo non facilitare l'interpretazione delle sue proprietà biologiche 13,15.
sono stati sviluppati metodi biochimici per l'interpretazione della LOC suolo. Labile C organico può essere misurata come CO 2 rilasciato da microrganismi in saggi di respirazione. Questi test forniscono stime di vera sostanza organica mineralizzabile, ma in genere solo i composti più labili sono mineralizzati durante i test 15. Terreno biomassa microbica C misurata mediante fumigazione-incubazione 16 e fumigazione-estrazione 17 è stato utilizzato per sviluppare inferenze circa LOC. Tuttavia, queste procedure prevedono stime di C nella biomassa microbica, piuttosto che LOProcedure C. Entrambi fumigazione includono sottrazione di valori da terreni non fumigati per determinare la biomassa microbica C, ma è stato suggerito che i valori ottenuti senza sottrazione di non fumigati terreno fornire una misura di frazioni organiche labili di C, oltre a biomassa microbica 18 .
La procedura sequenziale di fumigazione-incubazione (SFI) 13 per la misurazione della LOC è un metodo biochimico adattato dalla procedura di fumigazione-incubazione 16 per la misurazione microbica del suolo biomassa C. Il metodo SFI presenta alcuni vantaggi rispetto ad altri metodi di stima LOC. Una base concettuale per il metodo è che LOC è il microbiologicamente C degradabile che governa la crescita microbica e che LOC è fisicamente accessibile e chimicamente degradabile dai microrganismi del suolo. In condizioni di campo, la crescita microbica è in genere limitata dalla disponibilità di carbonio, disponibilità di nutrienti, spazio poroso a disposizione, e / o di predazione. Questi fattori sono quasi Elimignato da fumigazione, creando le condizioni senza ostacoli per la crescita microbica. Non nutrienti vengono rimossi durante il periodo di incubazione del metodo. Nel corso di più cicli di fumigazione e di incubazione, la crescita microbica viene limitata dalla quantità e qualità C (labilità) 13. La CO 2 accumulata respirata durante i cicli di incubazione viene utilizzato per estrapolare LOC con un semplice modello di negativo 11,13,19 esponenziale. Il tasso potenziale di C fatturato può anche essere derivato dalla pendenza del modello esponenziale, in modo che il metodo di SFI ha il vantaggio rispetto la maggior parte degli altri metodi di stima LOC contemporaneamente le concentrazioni e le potenzialità tasso di rotazione del LOC 11. Per altri metodi, le informazioni sui potenziali tassi di turnover del LOC può essere accertata solo se si utilizzano traccianti, come 14 C 13. Il metodo SFI è quindi una tecnica relativamente semplice e poco costoso per ottenere misurazioni di entrambi LOC e dei suoi tassi di turnover potenziali.
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Protocol
1. Raccogliere terreno per ottenere campioni rappresentativi delle condizioni all'interno dell'area sperimentale e all'interno sperimentale Unità 20
- Identificare eventuali differenze di proprietà del sito come le proprietà di pendenza e del suolo, tra cui consistenza, densità apparente, il pH, la profondità dell'orizzonte organico, e / o concentrazioni di nutrienti. Identificare eventuali differenze di tipo di vegetazione all'interno di trame. Utilizzare stime conosciute o pubblicati di coefficienti di variazione per la proprietà del sito per stimare il numero di campioni necessari per raggiungere un errore relativo pre-specificato.
- terreno di esempio utilizzando una coclea o un altro dispositivo di raccolta in un modello basato su condizioni locali e unità sperimentali.
- Per le condizioni omogenee, utilizzare un modello campionamento casuale all'interno di ogni unità sperimentale.
- Assegnare punti di campionamento alle due posizioni completamente casuali all'interno dell'unità sperimentale o in un modello a zig-zag.
- terreno di esempio in ogni punto casuale o in punti assegnati in un picchiettio zigzagn. Spazzare via sostanza organica dalla superficie del suolo minerale prima di utilizzare la coclea o altro dispositivo di raccolta per scavare campione di suolo.
NOTA: Il metodo SFI è stato sviluppato utilizzando orizzonti del suolo dal Oa e sotto 13. Ulteriori test è necessario se orizzonti al di sopra del Oa possono essere testati con il metodo SFI. - Combinare tutti i campioni raccolti all'interno dell'unità sperimentale in un unico contenitore e miscelare fisicamente i singoli campioni all'interno del contenitore per creare un campione composito per ciascuna unità sperimentale.
- Per le condizioni eterogenee, che sono molto più comuni, utilizzare un modello di campionamento sistematico all'interno di ogni unità sperimentale.
- suoli campione lungo il transetto nel centro di ogni unità sperimentale tale che la distanza tra i punti campione all'interno del transetto è inferiore alla distanza necessaria per rappresentare variabilità all'interno delle unità sperimentali.
- terreni campione lungo transetti multipli all'interno di ogni exUnità sperimentale che formano un modello di griglia in relativamente grandi unità sperimentali o unità sperimentali con più fonti di variabilità.
- Combinare tutti i campioni prelevati lungo ogni transetto in un unico contenitore e miscelare fisicamente i singoli campioni all'interno del contenitore per creare un campione composito per ciascun transetto.
- Per le condizioni omogenee, utilizzare un modello campionamento casuale all'interno di ogni unità sperimentale.
2. Preparare terreno per il saggio SFI
- I campioni in un pack riempiti raffreddamento subito dopo la raccolta sul campo.
- All'arrivo presso la struttura alla quale i campioni devono essere conservati fino all'analisi, posto campioni in frigorifero a 4 ° C fino sono condotti preparazione del campione e procedure SFI.
- campioni di terreno Sieve attraverso un setaccio con maglie 6,4 millimetri x 6.4 mm. Pulire la rete con acqua tra ogni campione per evitare la contaminazione tra i campioni.
- Per ogni campione, misurare tre sottocampioni 100 g e posizionare i 100 g sottocampioni in un becher da 250 ml. eac copertinah bicchiere con Parafilm e lasciarli su un piano di lavoro per 10 giorni a 25 ° C.
3. Sottocampioni prendere per Forno-asciutto determinazione del peso
- Al termine dei 10 giorni di pre-incubazione di campioni di terreno, rimuovere Parafilm da ciascun campione.
- Registrare il peso di una struttura in alluminio pesa barca. Prendere 1 g di terreno da tutti i campioni e mettere in pesare barca.
- Registrare il peso del terreno umido e pesare barca.
- Posizionare il pesano barche con terreno in un forno a 105 ° C. Dopo i campioni raggiungono un peso costante, che è in genere dopo 48 ore, registrare i pesi delle barche e del suolo pesano.
- Sottrarre pesare peso barca dai pesi prese del terreno umido e terreno asciutto all'interno della barca pesare per ottenere il peso umido e secco del terreno. Derive secco: rapporto terreno umido dividendo il peso terreno asciutto dal peso terreno umido.
4. fumigazione campioni di terreno
- Posizionare un tovagliolo di carta umido sul fondo di almeno due (more può essere necessario a seconda del numero di campioni) essiccatori sottovuoto vetro 10,5 L con piatti in porcellana.
- Per tutti i campioni, pesare 30 g di terreno in tre fiale di vetro separate. Utilizzare fiale abbastanza grandi per contenere 40 g di terreno e sufficientemente strette per adattarsi all'interno di una apertura di 40 mm se si utilizza il disegno del contenitore di incubazione descritto nel paragrafo 5.
- Se si utilizza il nastro di etichettatura per identificare ogni 30 g di terreno sottocampione, usare la matita perché la fumigazione degrada inchiostro.
- Posizionare due dei tre sottocampioni 30 g per ciascun campione di terreno in un essiccatore a vuoto per la fumigazione e uno sottocampione in un essiccatore a vuoto che non condotta fumigazione.
- In un becher da 100 ml, posto uno strato di pietre sufficienti a coprire il fondo del bicchiere bollente.
- Versare 50 ml di cloroformio privo di etanolo (CHCl 3) nel becher da 100 ml con uno strato di pietre ebollizione. Porre il becher da 100 ml con pietre ebollizione e CHCl 3 nel centro di un essiccatore riempito con 30 g di terrenosottocampioni. Condurre questo passaggio sotto una cappa aspirante.
- Sotto cappa, utilizzare un aspirapolvere per far bollire l'CHCl 3 per la fumigazione due serie di sottocampioni per campione del suolo.
- Collegare il vuoto in un essiccatore a vuoto con tubi a vuoto. Avviare il vuoto e guardare come CHCl 3 inizia a bollire.
- Lasciare CHCl 3 bollire per 30 secondi e scollegare il tubo di aspirazione dal essiccatore per consentire all'aria di fluire di nuovo in un essiccatore. Questo passaggio promuove CHCl 3 Entrata gas nei campioni di terreno. Ripetere due volte.
- Eseguire una quarta ed ultima ebollizione di CHCl 3, permettendo bollire per 2 min.
- Con vuoto in funzione, chiudere il sigillo sulla essiccatore a vuoto in modo che il vuoto all'interno del essiccatore viene mantenuta. Spegnere il vuoto e scollegare il tubo di aspirazione dal essiccatore.
- Sigillare il essiccatore contenente i campioni non sottoposti a fumigazione mettendo un coperchio sulla essiccatore e di tenuta del tappo di vuoto. Ppizzo gli essiccatori (fumigati e non fumigati) in una zona buia (come ad esempio un armadio) per 24 ore. Non ripetere le procedure di vuoto di cui al comma 4.7 sul essiccatore contenente campioni non sottoposti a fumigazione.
5. Assemblare Contenitori per il terreno di incubazione del campione
- Inserire una bacchetta di vetro di lunghezza 15 centimetri attraverso un tappo di gomma dimensioni 10 con un foro nel centro. Il diametro dell'asta deve essere sufficiente per passare attraverso il foro comodamente.
- Etichetta 0.5 L traslucido bottiglie di bocca in polipropilene di larghezza con l'identificazione che corrisponde all'identificazione sottocampione fumigazione e non fumigati.
6. Evacuare Cloroformio da Desiccatori Sotto un Cappa aspirante
- Aprire il tappo su un essiccatore a vuoto per permettere il flusso d'aria in un essiccatore. Togliere il coperchio dalla essiccatore, e prendere i campioni e l'asciugamano umido di essiccatore.
- Utilizzare un vuoto per evacuare CHCl 3 gas da campioni di suolo.
- Accendere la pompa del vuoto e lasciare pompa a correre per cinque minuti. Staccare il tubo di aspirazione dal essiccatore per permettere il flusso d'aria in un essiccatore.
- Ripetere il punto 6.3.2 per quattro volte.
7. Spostare ogni sotto-campione del suolo in un contenitore di incubazione (Figura 1) per condurre una incubazione di 10 giorni
- Pipettare 1 ml di acqua deionizzata nel contenitore di incubazione. Collegare un flacone di vetro vuoto per la bacchetta di vetro estendentesi dal tappo dimensioni 10 utilizzando un elastico. L'estremità aperta della fiala di vetro deve essere rivolto verso la base del tappo. Il flacone di vetro deve essere di dimensioni sufficienti a contenere fino a 40 ml di liquido.
- Collocare un flacone contenente 30 g sottocampione suolo nel contenitore di incubazione.
- Aggiungere 1 g di terreno non fumigati dal campione originale terreno a ciascuno dei suoi sotto-campioni corrispondenti (sottoposti a fumigazione e non sottoposto a fumigazione) come inoculum.
- Pipettare 1 ml di NaOH 2 M nella fiala di vetro collegata all'asta stopper / vetro. Inserire l'asta del tappo / vetro sulla parte superiore del contenitore di incubazione. Coprire la parte superiore del contenitore incubazione con Parafilm.
- Creare un contenitore di incubazione che non contiene il suolo. Assemblare tre a cinque contenitori di incubazione non-suolo.
NOTA: L'acido impiegato per titolare campioni del serbatoio non-suolo è essenziale per la determinazione della CO 2 mineralizzazione durante il periodo di incubazione, che è descritto nel paragrafo 9.3. Come tale, più contenitori non-suolo sono creati come una salvaguardia contro la manipolazione errata o la titolazione di un contenitore di incubazione non-suolo che creerebbe un errore nel calcolo della CO 2 mineralizzazione per tutti i campioni. L'acido impiegato per titolare campioni dai contenitori non-suolo dovrebbe essere vicino a dei valori; un indice di acidità molto dissimili tra i campioni del contenitore non-suolo è probabilmente il risultato di manipolazione del campione non corretta o la titolazione. - Seguire le procedure di 7.1 e 7.4.
8. Eseguire titolazione su ogni sotto-campione di quantificare CO 2 Prodotto da microbica respirazione durante il periodo di incubazione
- Rimuovere la fiala di vetro contenente il 2 M NaOH dal contenitore di incubazione.
- Pipettare 2 ml di 1 M BaCl 2 nel flaconcino di vetro contenente 2 M NaOH.
- Aggiungere una goccia di fenolftaleina (C 20 H 14 O 4) da una pipetta o contagocce nel flacone di vetro contenente la miscela di BaCl 2 e NaOH. Posizionare un ancoretta magnetica nel flacone di vetro e posizionare il flacone di vetro su un piatto mescolare.
- Con il piatto mescolare attivato, aggiungere lentamente 0,1 N HCl con una buretta fino a quando il red colorazione della miscela nel flacone di vetro diventa trasparente.
- Registrare la quantità di HCl necessario per modificare la colorazione della miscela nella fiala di vetro.
9. Determinare biomassa microbica C da dati raccolti durante la Prima fumigazione-incubazione ciclo 16,21,22
- Determinare il peso secco del suolo in ciascun sottocampione moltiplicando il suo peso umido dal secco: umido rapporto ponderale ottenuta nello stadio 3.8.
- Determinare la quantità media di HCl impiegato per titolare i contenitori di incubazione non-suolo.
- Calcolare CO 2 mineralizzato durante i 10 giorni di incubazione con la formula:
dove CO 2 = CO 2 mineralizzato durante l'incubazione di 10 giorni
NS = acido utilizzato per titolare i campioni in contenitori di incubazione no-suolo
S = acido usato per titolare campioni che contenevano terreno nel contenitore di incubazione
M = molarità di The HCl
E = 6, il peso equivalente
peso W = secca di terreno contenuto nel contenitore di incubazione - Calcolare biomassa microbica C mediante la formula:
dove Bioc = biomassa microbica C
F = CO 2 mineralizzata da sottocampioni del suolo che sono stati fumigazione
NF = CO 2 mineralizzata da sottocampioni suolo che erano non-fumigazione
K = frazione di biomassa microbica C mineralizzata a CO 2- Determinare il valore di K da una misura diretta della 14 C mineralizzazione nei test preliminari con il suolo o valori pubblicati 22. Un valore di 0,45 è comunemente usato per K per questo test 23.
- Eseguire la fumigazione sequenziale e cicli di incubazione ripetendo le operazioni da 4-8 a sette volte per i sottocampioni del suolo che sono stati sottoposti a fumigazione nel primo ciclo di fumigazione-incubazione.
10. Determine Labile C e C Potenziale di rotazione del Utilizzando CO 2 mineralizzati nel corso degli Otto di fumigazione e di incubazione Cicli
- Utilizzare la seguente formula per determinare un fattore di correzione per il suolo inoculo aggiunto a campioni dopo ogni fumigazione:
Dove IC = fattore di correzione per l'inoculo
C '= quantità di CO 2 dal sottocampione non fumigati durante la prima incubazione di 10 giorni
R = rapporto peso del terreno inoculo di terreno sottoposto a fumigazione al ciclo di incubazione prima di fumigazione
C t = ciclo di incubazione (1, 2 ... 8), tale che C t-1 = 0 quando t = 1 - Utilizzare la seguente formula per stimare la CO2 rilasciata durante ogni incubazione per ogni sotto-campione:
dove Ct = CO 2 rilasciata durante l'incubazione
NS = acido utilizzato per titolare campioniin nessun-terreno contenitore di incubazione
S = acido usato per titolare campioni che contenevano terreno nel contenitore di incubazione
IC = fattore di correzione per inoculo (determinato al punto 10.1)
E = 6, il peso equivalente
peso W = secca di terreno contenuto nel contenitore di incubazione - Derive labile C organico utilizzando la regressione non lineare.
- Organizzare un foglio che comprende per ogni identificatori campione per campione, numero di cicli di incubazione (1, 2 ... 8), e CO 2 rilasciata durante l'incubazione (derivate nel passo 10.2).
- Utilizzando il software in grado di regressione non lineare, adatta seguente modello per il set di dati:
dove Csum = la somma di CO 2 rilasciata durante gli otto cicli di incubazione
LOC = terreno labile C organico
k = tempo potenziale fatturato
t = ciclo di incubazione (1, 2 ... 8)
- Convertire potenziale fatturato time dal punto 10.3.2 in giorni moltiplicando l'inverso di k da 10 a causa del ciclo di incubazione di 10 giorni.
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Representative Results
Il metodo SFI è stato usato come descritto in questo documento in una serie di esperimenti condotti nel sud degli Stati Uniti 24,25,26,27. Insieme, questi esperimenti comprendevano una varietà di tipi di vegetazione, tra cui Loblolly pino (Pinus taeda L.), panico verga (Panicum virgatum L.), pioppo (Populus deltoides Bartram ex Marsh.), E soia (Glycine max L. Merr.). Il metodo è stato sensibile a determinare le differenze di LOC e / o potenziali tassi di turnover C tra la fecondazione e il ritaglio trattamenti pratica in tutti gli studi. C'era sovrapposizione nella gamma di LOC e potenziali tassi di rotazione riportati in questa serie di studi (Figura 2). Variazioni nelle gamme di LOC riportati in questi studi evidenziano la sensibilità del metodo SFI nel rilevare differenze labile C e potenziale turnover C. Il sistema di coltivazione loblolly pini e switchgrass vicolo aveva il greatest gamma di LOC tra i tipi di vegetazione; gli studi di questo tipo di vegetazione comprendevano la più ampia gamma di condizioni del sito relative agli altri tipi di vegetazione. I siti variavano nel tipo di terreno e l'età del overstory Loblolly pino dalla giovanile a fine rotazione. Il chronosequence dell'età overstory probabilmente ha creato la più grande variazione di input di sostanza organica tra i tipi di vegetazione presentati qui per i risultati rappresentativi. Il tipo di pascolo vegetazione panico verga è stato studiato presso la più ampia gamma di texture del suolo, ed è anche esposto una relativamente alta varianza nei valori riportati. Il tipo di vegetazione soia aveva valori LOC relativamente elevati tra tipi di sito, che è stato probabilmente associati con la deposizione annuale di morti biomassa superiore alla e sotto-terra al suolo durante la sua raccolta. piantagioni Loblolly pino, che sono caratterizzati da relativamente recalcitrante cucciolata pino acida come la fonte principale di materia organica del suolo, hanno mostrato i più alti potenziali tassi di turnover C among i tipi di vegetazione selezionati qui per i risultati rappresentativi. La gamma dei valori riportati in questa serie di studi è anche all'interno della gamma di quelli trovati nella gamma di suoli utilizzati per sviluppare il metodo SFI 13 e in successivi esperimenti condotti con foreste subtropicali in Cina entro uno degli scienziati che ha sviluppato il metodo SFI 11,28.
Figura 1. contenitore di incubazione per lo svolgimento di procedure di fumigazione incubazione sequenziale per labile C organico e le potenzialità determinazione C tasso di turnover. Sulla sinistra è la bottiglia Nalgene, Vial sospesa da un asta d'arresto per contenere NaOH, e una fiala contenente 30 g di terreno mostrato separato a scopo dimostrativo. Il contenitore a destra ha il terreno e l'asta di arresto posizionato entro la bottiglia Nalgene con parafilm lungo la parte superiore come sarebbe fatto durante l'incubazione.Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2. Gamma di labile C organico e il potenziale tasso di turnover C misurata con il metodo di fumigazione incubazione sequenziale in diverse condizioni del suolo e della vegetazione nel sud degli Stati Uniti. Intervalli di valori riportati sono adattati in parte da studi precedenti 24,25,26,27. tipi di vegetazione sono: (1) piantagione Loblolly pino, (2) pascolo loblolly pini e bahiagrass, (3) il sistema loblolly pini e panico verga vicolo ritaglio, (4) panico verga pascolo, (5) di soia, e (6) piantagione di pioppo. Barre rappresentano la deviazione standard. Cliccate qui per vedere una versione più grande di Thè figura.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Soil auger sampling kit | JMC | PN039 | Several other manufacturers of punch augers are available |
| Parafilm | Curwood | PM999 | |
| Aluminum weighing boats | Fisherbrand | 08-732-103 | |
| General purpose drying oven | Fisher Scientific | 15-103-0511 | Many other manufacturers of general purpose laboratory ovens are available |
| 10.5 L vacuum desiccator | Corning | 3121-250 | |
| Glass scintillation vial | Wheaton | 968560 | |
| Glass threaded vials, 41 ml | Fisherbrand | 03-339-21N | |
| Chloroform, stabilized with amylenes | Sigma-Aldrich | 67-66-3 | |
| Boiling chips | Fisher Scientific | S25201 | |
| Glass rod | Fisherbrand | S63449 | |
| Size 10 rubber stopper | Fisherbrand | 14-130P | Rubber stoppers can be purchased as solid and drilled in center to install glass rod or bought with a hole to insert glass rod |
| Wide-mouth PPCO bottle, 0.5 L | ThermoScientific | 3121050016 | |
| Sodium hydroxide, reagent grade | Sigma-Aldrich | S5881 | |
| Barium chloride | Sigma-Aldrich | 202738 | |
| Phenolphthalein indicator | Fisher Scientific | S25466 | |
| Hydrochloric acid solution, 0.1 N | Fisher Scientific | SA54-4 |
References
- Blair, G., et al. Soil carbon fractions based on their degree of oxidation, and the development of a carbon management index for agricultural systems. Aust. J. Agric. Res. 46, 1459-1466 (1995).
- Schimel, D. S., et al. Soil organic matter dynamics in paired rangeland and cropland toposequences in North Dakota. Geoderma. 36, 201-214 (1985).
- Parton, W. J., et al. Analysis of factors controlling soil organic matter levels in great-plains grasslands. Soil Sci. Soc. Am. J. 51, 1173-1179 (1987).
- Wu, H., et al. Labile organic C and N mineralization of soil aggregate size classes in semiarid grasslands as affected by grazing management. Biol. Fertil. Soils. 48, 305-313 (2011).
- Jones, D. L., et al. Plant and mycorrhizal regulation of rhizodeposition. New Phytol. 163, 459-480 (2004).
- Harrison, K. G., et al. The effect of changing land use of soil radiocarbon. Science. 262, 725-726 (1993).
- Jinbo, Z., et al. Land use effects on the distribution of labile organic carbon fractions through soil profiles. Soil Sci Soc. Am. J. 70, 660-667 (2006).
- Whalen, J. K., et al. Carbon and nitrogen mineralization from light- and heavy-fraction additions to soil. Soil Biol Biochem. 32, 1345-1352 (2000).
- Gregorich, E. G., et al. Towards a minimum data set to assess soil organic matter quality in agricultural soils. Can. J. Soil Sci. 74, 367-385 (1994).
- Hamer, U., et al. Priming effects in different soil types induced by fructose, alanine, oxalic acid and catechol additions. Soil Biol. Biochem. 37, 445-454 (2005).
- Feng, W., et al. Shifting sources of soil labile organic carbon after termination of plant carbon inputs in a subtropical moist forest of southwest China. Ecol. Res. 26, 437-444 (2011).
- Tisdall, J. M. Formation of soil aggregates and accumulation of soil organic matter. Structure and Organic Matter Storage in Agricultural Soils. Carter, M. R., Stewart, B. A. , Lewis Publishers. 57-96 (1996).
- Zou, X. M., et al. Estimating soil labile organic carbon and potential turnover rates using a sequential fumigation-incubation procedure. Soil Biol. Biochem. 37, 1923-1928 (2005).
- Cambardella, C. A., Elliott, E. T. Particulate soil organic matter changes across a grassland cultivation sequence. Soil Sci. Soc. Am. J. 56, 777-783 (1992).
- Strosser, E. Methods for determination of labile soil organic matter: an overview. J. Agrobiol. 27, 49-60 (2010).
- Jenkinson, D. A., Powlson, D. S. The effects of biocidal treatment on metabolism in soil V: a method for measuring soil biomass. Soil Biol. Biochem. 8, 209-213 (1976).
- Vance, E. D., et al. An extraction method for measuring soil microbial biomass C. Soil Biol. Biochem. 19, 703-707 (1987).
- De-Polli, H., et al. Chloroform fumigation-extraction labile C pool (microbial biomass C "plus") shows high correlation to microbial biomass C in Argentinian and Brazilian soils. Cienc. Suelo. 25, 15-22 (2007).
- Olson, J. S. Energy storage and the balance of producers and decomposers in ecological systems. Ecology. 44, 322-331 (1963).
- Pennock, D., et al. Chapter 1, Unit 1, Soil sampling designs. Soil Sampling and Methods of Analysis. Carter, M. R., Gregorich, E. G. , CRC Press, Taylor & Francis Group, LLC. (2008).
- Luizao, R. C. C., et al. Seasonal variation of soil microbial biomass: the effects of clearfelling a tropical rainforest and establishment of pasture in the central Amazon. Soil Biol. Biochem. 24, 805-813 (1992).
- Horwath, W. R., Paul, E. A., et al. Microbial biomass. Methods of soil analysis part 2: microbiological and biochemical properties. Weaver, R. W. , Soil Science Society of America, Inc. 753-773 (1994).
- Jenkinson, D. S., Ladd, J. N. Microbial biomass in soil: measurement and turnover. Soil Biochemistry. Paul, E. A., Ladd, J. N. , Marcel Dekker. 415-471 (1981).
- Blazier, M. A., et al. Poultry litter fertilization impacts on soil, plant, and water characteristics in loblolly pine (Pinus taeda L.) plantations and silvopastures in the mid-South USA. Principles, application, and assessment in soil science. Gungor, E. B. O. , InTech, Inc. 43-74 (2011).
- Blazier, M. A., et al. Straw harvesting, fertilization, and fertilizer type alter soil biophysical properties in a loblolly pine plantation in the mid-South USA. Biol. Fertil. Soils. 45, 145-153 (2008).
- Blazier, M. A., et al. Loblolly pine age and density affects switchgrass growth and soil carbon in an agroforestry system. For. Sci. 58, 485-496 (2012).
- Blazier, M. A., et al. Nitrogen and carbon of switchgrass, loblolly pine, and cottonwood biofuel production systems in the Southeast United States. For. Sci. 61, 522-534 (2015).
- Zhang, M., et al. Decomposition differences of labile carbon from litter to soil in a tropical rain forest and rubber plantation of Xishuagbanna, southwest China. Eur. J. Soil Biol. 55, 55-61 (2013).
- Nelson, D. W., Sommers, L. E. Total carbon, organic carbon, and organic matter. Methods of soil analysis. Part 3: chemical methods. Sparks, D., et al. , Soil Science Society of America, Inc. 961-1090 (1996).
- Huang, L., et al. Correlation among soil microorganisms, soil enzyme activities, and removal rates of pollutants in three constructed wetlands purifying micro-polluted river water. Soil Biol. Biochem. 70, 221-228 (2012).
- Kong, L., et al. Enzyme and root activities in surface-flow constructed wetlands. Chemosphere. 76, 601-608 (2009).
- Cui, L., et al. Evaluation of nutrient removal efficiency and microbial enzyme activity in a baffled subsurface-flow constructed wetland system. Bioresour. Technol. 146, 656-662 (2013).
- Jenkinson, D. S. Determination of microbial biomass carbon and nitrogen in soil. Advances in nitrogen cycling in agricultural ecosystems. Wilson, J. R. , CAB International. 368-386 (1988).
- Sparling, G. P., et al. Interference from plant roots in the estimation of soil microbial ATP, C, N, and P. Soil Biol. Biochem. 17, 275-278 (1985).
- Christie, P., Beatte, J. A. M. Significance of sample size in measurement of soil microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method. Soil Biol. Biochem. 19, 149-152 (1987).
- McLaughlin, K. K., Hobbie, S. E. Comparison of labile soil organic matter fractionation techniques. Soil Sci. Soc. Am. J. 68, 1616-1625 (2004).
- Xia, X., et al. Variation of soil labile organic carbon pools along an elevational gradient in the Wuyi Mountains, China. J. Resour. Ecol. 1, 368-374 (2010).
