Summary
Blant buk solid organtransplantasjon er bukspyttkjertelen grafts utsatt for å utvikle alvorlige iskemi reperfusion skade-assosiert pode skade, til slutt fører til tidlig pode tap. Denne protokollen beskriver en modell av murine bukspyttkjertelen transplantasjon med en ikke-Sutur mansjett teknikk, ideell for å analysere disse tidlig, skadelige skader.
Abstract
Musen modeller har flere fordeler i transplantasjon forskning, inkludert enkel håndtering, en rekke genetisk veldefinerte stammer og tilgjengeligheten av et bredt utvalg av molekylære sonder og reagenser til å utføre i vivo som i vitro studier. Basert på vår erfaring med ulike murine transplantasjon modeller, utviklet vi en heterotopic bukspyttkjertelen transplantasjon modell i mus med hensikten å analysere mekanismene bak alvorlige iskemi reperfusion skade-assosiert tidlig pode skade. I motsetning til tidligere beskriver beskrevet teknikker bruker Sutur teknikker, her vi en ny prosedyre ved hjelp av en ikke-Sutur mansjett teknikk.
De siste årene vi har utført mer enn 300 bukspyttkjertelen transplantasjoner i mus med en total suksessrate av > 90%, en suksessrate aldri beskrevet før i musen bukspyttkjertelen transplantasjon. Ryggraden i denne ikke-Sutur mansjett teknikken for pode revaskularisering består av to hovedtrinn: (I) trekke mottaker fartøyet over en polyetylen/polyamid mansjett og fikse det med en omkrets ligatur og (II) å plassere donor fartøyet over den everted mottaker fartøyet og fikse det med en andre omkrets ligatur. Resulterende kontinuiteten av endothelial lag resulterer i mindre thrombogenic lesjoner med høy patency priser og, endelig, høy suksessrate.
I denne modellen oppnås arteriell anastomose ved å trekke abdominal aorta av donor graft over everted carotis communis av mottakeren dyret. Venøse drenering av graftet oppnås ved å trekke portalen blodåre av graftet over everted eksterne vena jugularis mottakerens. Dette manuskriptet gir detaljer og avgjørende skritt av orgel utvinning og orgel implantasjon prosedyrer, som tillater forskere Mikrokirurgiske ferdigheter til å utføre transplantasjon vellykket i deres laboratorier.
Introduction
Samtidige nyre-bukspyttkjertelen transplantasjon (SPK) representerer gjeldende standarden på omsorg for pasienter som lider av diabetes mellitus og end-stegs nyre sykdom. Vellykket transplantasjon resulterer i langsiktig insulin uavhengighet tilknyttet stabilisering eller selv regresjon diabetiker microangiopathy og en bedre livskvalitet-1. Men i motsetning til andre vanlige solid orgel transplantasjoner, som nyrene og leveren transplantasjon, er bukspyttkjertelen grafts mer utsatt for iskemi reperfusion skade (IRI). Rapporterte hendelser på opptil 35% svekker ikke bare pode, men selv pasient, overlevelse2,3.
Oksidativt stress, microcirculatory lidelser, økt uttrykk av pro-inflammatoriske cytokiner og vedheft molekyler resulterer endelig i endothelial aktivisering og tap av sin integritet, har alle blitt tilskrevet denne ikke-allogene pode skaden 4. så langt nøyaktig molekylære mekanismer av IRI er hovedsakelig ubekjent og kan variere fra organ for orgel.
Til tross for stor fremgang utnytte i vitro modeller, er utvikling av dyr modeller avgjørende å utdype kunnskap om molekylære mekanismer involvert i IRI-assosiert pode endringer etter bukspyttkjertelen transplantasjon. Flere bukspyttkjertelen transplantasjon modeller har utviklet gnagere5,6, men bare én er rapportert i mus7. Akilleshæl av denne svært krevende Mikrokirurgiske prosedyren er lav overlevelse av 46%. Men representerer musen modeller den beste modellen for transplantasjon-relaterte forskning, siden et bredt utvalg av molekylære verktøy kan brukes på dem. Basert på omfattende Mikrokirurgiske erfaring i mus med ulike organ transplantasjoner8,9,10, utviklet vi en ny, svært reproduserbar teknikk for heterotopic, cervical bukspyttkjertelen transplantasjon i mus med > 90% suksessrate med en ikke-Sutur mansjett teknikk. Med denne teknikken, forekomst-relaterte komplikasjoner er redusert til et minimum og høy suksessrate kan oppnås sammenlignet Sutur modellen11. Så langt har bare en musemodell med lignende suksess priser blitt beskrevet av Liu et al12. Men det finnes ingen studier publisert ved hjelp av denne modellen så langt.
Protocol
For å unngå alloimmune svar og strengt undersøke iskemi reperfusion skade-relaterte pode skade, bør noen syngeneic donor-mottaker brukes. I denne protokollen, mannlige C57BL6 (H2b) 10-12 uke gammel mus veiing 26 til 28 g ble brukt som størrelse-matchet donor-mottaker par. Alle dyrene ble plassert i en barriere patogen gratis anlegg og mottok menneskelig omsorg i samsvar med "Principals av laboratoriet dyr omsorg" formulert av National Society for medisinsk forskning og "Guide for den omsorg og bruk av laboratoriet dyr" utarbeidet av National Academy of Sciences og publisert av National Institutes of Health (NIH publikasjonen nummer 86-23, revidert 1985). Østerrikske departementet for utdanning, vitenskap og kultur godkjent eksperimenter beskrevet i dette manuskriptet (BMWF-66.011/0056-II/3b/2011).
1. bukspyttkjertelen innkjøp
- Bedøve donor dyr med en intraperitoneal (IP) injeksjon av xylazine (5 mg/kg kroppsvekt) og ketamin (100 mg/kg kroppsvekt) bruker en 27-gauge (G) nål.
- Barbere håret i mageregionen bruker en elektrisk barbermaskin, og fikse musen på feltet operativ i supine posisjon med tråder av tape.
- Skrubbe feltet operative tre ganger med chlorhexidine-gjennomvåt gauzes.
- Utføre en midtlinjen abdominal snitt med bilaterale sirkulerer filtypen med saks. Forsiktig exteriorize viscera til venstre med steril bomull pinner, og pakk dem i en fuktet gasbind. Løft xyphoid cranially med en mygg klemme å gi maksimal eksponering i bukhulen for følgende.
- Bruker en 19 G nål, injisere 400 µL av et sterilt 1:4 heparin-sodium chloride løsning for heparinisation i den underlegne vena cava (IVC). Etter fjerner nålen, euthanize dyret av exsanguination transecting av aorta.
- Dissekere abdominal aorta mellom opprinnelsen til overlegen hvem arterien og arteria rett nyre ved å forsiktig skille fibrøst vev med buet spiss tang. Undergrave aorta og knytte det med en 8/0 silke ligatur.
- Identifisere hepatoduodenal ligament, som går mellom postpyloric tolvfingertarmen og lever hilum. Dele galle duct under inngangen til cystisk røret etter distale ligatur, og forsiktig dissekere og mudderbunn portalen blodåre så distally som mulig å ha nok lang for å utføre anastomose i mottakeren.
- Bruker buet spiss tang, rett ut dissekere abdominal aorta fra forrige ligatur (se trinn 1.6). Undergrave periaortic vev med buet spiss tang, knytte det med en 8/0 silke ligatur og mudderbunn det med saks.
- Bruke bipolar tang, koagulere alle sine lumbale grener og mudderbunn aorta med saks så nært som mulig til membranen, for å gi nok lang for fartøyet anastomose. Endelig, mudderbunn allerede bundet aorta over venstre nyre subclavia.
- Perfuse bukspyttkjertelen med en 19 G sprøyte med 5 mL 4 ° C histidin-tryptofan-ketoglutarate perfusjon i en antegrade mote via abdominal aorta, inntil det er en klar avløpsvann kommer fra portalen blodåre. Bruke lavtrykk å unngå oedema formasjon.
Merk: Utføre trinnene 1.5 1,9 på en rask og standardisert måte å unngå skjevheter av varm iskemiske forverring av gjenopprettede graftet. - Sett viscera i bukhulen bruker steril bomull stokker.
- Bruker buet spiss tang, skille bukspyttkjertelen gradvis starter fra postpyloric tolvfingertarmen og fremover fram ligament av Treitz. For disse trinnene, kan du identifisere avascular bindevev områder mellom bukspyttkjertelen og duodenalsår veggen.
- Rett ut dissekere disse områdene med buet spiss tang for å isolere bygge bro skip mellom bukspyttkjertelen og tolvfingertarmen. Passerer en 8/0 silke ligatur rundt hver isolert Vaskulær struktur og binde den.
- Endelig mudderbunn Vaskulær struktur med saks mot duodenalsår veggen. På samme måte, kan du bruke en 8/0 silke Sutur for å skille bukspyttkjertelen fra mesentery, tverrstilt kolon og magen.
Merk: Under denne prosedyren choledocho-bukspyttkjertelen røret er samskrevet.
- Identifisere gastrosplenic ligament kjører fra milten magen og kort mage grener, ved å løfte magen cranially og klippe den med saksen. La milten knyttet til gjenopprettede graftet.
Merk: For å minimere pode rewarming, vanne bukspyttkjertelen kontinuerlig med en 10 mL sprøyte med en 19 G nål med kaldt histidin-tryptofan-ketoglutarate perfusjon løsning lagret på is. - Endelig, fjerne bukspyttkjertelen fra donor-området (figur 1B) ved fatte milten med tang, og overføre den til mottakeren.
- Eventuelt vil utløse alvorlige iskemi reperfusion skade, lagre graftet i sterile, 4 ° C perfusjon løsning for 16 h før implanting det i mottakerens dyret.
2. mottaker forberedelse
- Bedøve mottaker dyret med en IP-injeksjon av xylazine (5 mg/kg kroppsvekt) og ketamin (100 mg/kg kroppsvekt) bruker en 27 G nål.
- Barbere en lateral cervical regionen med en elektrisk barbermaskin, og plassere musen på feltet operativ i supine posisjon. Fastsette musen bruker tråder av tape. Unngå overstrekking foran lemmer for å unngå forlegenhet åndedrett.
- Skrubbe feltet operative tre timene benytter chlorhexidine-gjennomvåt gauzes.
- Foreta en høyre paramedian, lett skråstilte huden snitt fra jugulare innsnitt høyre mandible vinkelen.
- Rett ut identifisere og mobilisere lateral grenene av rett eksterne vena jugularis. Koagulere dem med bipolar tang og mudderbunn dem med saks.
- Løft høyre flik av det submandibular salivary kjortelen cranially, identifisere vaskulær pedicle, og cauterize med bipolar tang. Fjern lobe ved transecting cauterized pedicle med saks.
- I analogi til trinn 2.5, identifisere alle mediale grener av eksterne vena jugularis cauterize dem med bipolar tang og mudderbunn dem med saks.
3. implantasjon
- Stedet pode inn mottakerens nakken regionen med milten som et håndtak, med hodet orientert lateralt, halen inkludert milten medialt og fartøy stubber ventro-caudally. Bruk bomull pinner å plassere graftet riktig.
- Trekk forsiktig portalen blodåre av bukspyttkjertelen graft over mottaker dyrets eksterne vena jugularis, som har vært tidligere everted, og fast på riktig cuff (se trinn 2.10). Fikse det med en sirkulær 8/0 silke ligatur.
- Dra stump av abdominal aorta av graftet over everted carotis communis av mottakeren dyret. Fikse det med en omkrets 8/0 silke ligatur (figur 1 c).
- Identifisere splenic fartøyene nær hilum av milten og undergrave dem med buet spiss tang. Knytte dem med 8/0 silke ligaturer og mudderbunn splenic fartøyene å fjerne milten. Til slutt, forkorte båndene.
- Bruker en klemme bruke pinsett, fjerne klemmen på venøs mansjetten først. Deretter fjerne arteriell klemmen.
Merk: Hvis transplantasjon var vellykket, bukspyttkjertelen graftet vil være reperfused umiddelbart viser en homogen rosa fargen og synlig arteriell pulsering (figur 1 d). - Fukt graftet med normothermic saltvann.
- Fjern håndtaket på venøs mansjetten bruker rett tang.
- Lukke kirurgisk såret med en 6/0 Sutur.
4. postoperativ pleie (sluttpunktet)
- Etter inngrepet, bruke opptil 0,5 mL av normal saline subcutaneously (SC) for utskifting av intraoperativ væsketap bruker en 19 G nål.
- Holde mottakeren dyr på en varmeputen til fullstendig gjenoppretting fra anestesi.
- Når våken, returnere mottaker dyret til funksjonen boliger, hvor det kan ha mat og vann ad libitum.
- For å hindre postoperativ smerte, administrere rett etter operasjonen (1) Buprenorphin (0,1 mg/kg b.w.) hver 12 h for de første 5 dagene og (2) carprofen 4 mg/kg b.w. hver 12 h SC for den første uken.
- For å beregne riktig matinntak, overvåke vekt (g) av hvert mottaker dyr hver dag. Et vekttap på mer enn 10-15% i forhold til vekt på kirurgi dag, apati, ødeleggende, en svært bøyd tilbake, samt kirurgiske siden infeksjoner representerer endepunktene.
- I dette tilfellet, som etter å ha nådd klinisk sluttpunktet, ofre dyret bruker terminal isoflurane innånding.
Representative Results
Det siste tiåret utført vi mer enn 300 bukspyttkjertelen transplantasjoner hos mus. Etter etablering protokollen, det var en total overlevelse av > 90%. Postoperative blødninger var den viktigste årsaken for svikt, etterfulgt av pode trombose med påfølgende dødelige nekrotisk pode pankreatitt. I begge tilfeller endepunktene ble nådd innen 24 timer og dyr ble ofret. Det var ikke noen nevrologiske lidelser, symptomer som dysfagi og kirurgiske siden infeksjoner i denne serien.
Å undersøke transplantert graftene endokrine funksjon, og derfor validere patency av modellen, hyperglykemi ble indusert i mottakerens mus ved pre-behandling med en enkelt dose intraperitoneally anvendt streptozotocin (312,5 mg/kg kroppsvekt) 4 dager før operasjonen. Mus ble vurdert hyperglycemic om blodsukkernivået var > 300 mg/dL. Figur 2A viser blodsukkernivået av ulike grupper. Mus mottar grafts uten en langvarig kaldt iskemi 16 h nådde normogylcemia innen 24 timer etter transplantasjon, og opprettholdt metabolske tilstanden i hele observasjon perioden. Derimot forble ikke-transplanted dyr hyperglycemic. Siden vi var interessert i effekten av iskemi reperfusion skade-assosiert pode skade på endocrine funksjon, la vi en tredje gruppe der grafts ble utsatt til 16 h langvarig kaldt iskemi tid (CIT) og 45 min varm iskemi tid (VIDD). Mus mottar disse grafts nå ikke normoglycemia og måtte ofres etter 48 h utbygging av alvorlig pankreatitt, som viste seg å være dødelig i denne modellen13.
Denne modellen er nyttig for ulike prosjekter rettet mot undersøker iskemi reperfusion skade-assosiert tidlig pode skade. Videre undersøkelser inkludert, blant annet AC confocal intravital fluorescens mikroskopi for kvantifisering av microcirculatory derangements utført 2t etter transplantasjon. Kontrasten i graftene microvessels ble forbedret ved å injisere 0,3 mL av en 0,4% fluorescein-isothiocyanate-merket dekstran (MW 150 000) i penile venen. Figur 2B viser kapillær mønsteret av en naiv murine bukspyttkjertelen og en transplantert bukspyttkjertelen pode, som ikke var eksponert for langvarig CIT (figur 2C). Derimot viser figur 2D nedbryting av mikrosirkulasjonen som følge av utsette bukspyttkjertelen graftet til langvarig CIT.
Figur 1 : Intraoperativ bilder. (A) intraoperativ visning av mottakeren skipene forberedte anastomose. Eksterne vena jugularis (1) har vært everted over venøs polyetylen mansjetten og fast med en sirkulær 8/0 silke ligatur. I analogi, er carotis communis (2) everted og fast over mindre arteriell polyamid mansjetten. Skalere bar 1 mm. (B) bukspyttkjertelen pode ex situ. Portalen blodåre (1) og the stump av abdominal aorta (2) nødvendig for vaskulær anastomose. Milten (3) hentes med bukspyttkjertelen og brukes som en referanse. Milten fjernes før reperfusion av graftet. Skalere bar 1 cm. (C) intraoperativ synspunkt på forekomst. Portalen blodåre (1) er dratt over i mansjetten av everted eksterne vena jugularis (2) og fast med en sirkulær 8/0 silke slips. Tilsvarende er aorta stump av abdominal aorta (3) trukket over i mansjetten av everted carotis communis (4). Skala bar 1 mm. (D) intraoperativ visning av perfused bukspyttkjertelen graft etter 5 min reperfusion: etter fjerning av venen, etterfulgt av arteriell klemmen, en vellykket transplantert bukspyttkjertelen pode viser en homogen rosa farge. Milten er fjernet før reperfusion (1: samskrevet splenic fartøy). Skalere bar 1 cm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2 : Endokrine funksjon av bukspyttkjertelen graft og AC confocal i vivo fluorescens mikroskopi. Figur 2A viser et linjediagram med blodsukkernivået transplantert mus uten CIT (n = 10, PTX uten CIT, blå linjen), ikke-transplanted mus (n = 11, ingen PTX, rød linje), og mus mottar grafts utsatt for langvarig CIT (PTX + 16 h CIT, n = 10, grønn linje). Alle mottakere ble tidligere gjort hyperglycemic med 312,5 mg/kg b.w. streptozotocin IP Mens alle mottakere av grafts uten CIT kunne overleve hele observasjon perioden (50 dager) med intakt endocrine funksjon, forble ikke-transplanted mus hyperglycemic over hele observasjon perioden. Mus mottar grafts utsatt for 16 h CIT gjorde ikke gjenopprette fra hyperglykemi og måtte ofres 48 timer etter hårtransplantasjon, på grunn av vekttap på mer enn 10-15%. Mus gjenlevende hele observasjon perioden ble ofret på dagen 50 etter ett siste glycemia mål. Mikrosirkulasjonen i transplantert grafts ble vurdert av AC confocal intravital fluorescens mikroskopi 2t etter transplantasjon. Naive bukspyttkjertelen var kontroller. Figur 2B viser kapillær mønsteret i naiv bukspyttkjertelen. En vanlig kapillær mesh er også sett i transplantert grafts ikke utsettes for langvarig CIT (figur 2C). Derimot er et sammenbrudd av blodsirkulasjonen observert i transplantert grafts utsatt for langvarig CIT (figur 2D). Skala bar 100 µm. dataene i diagrammet uttrykkes som ± standardavvik. PTX: bukspyttkjertelen transplantasjon; CIT: kaldt iskemi tid; uten: uten Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Discussion
IRI-assosiert pode skaden er iboende til solid organtransplantasjon, og det er preget av en forstyrrelse av blodsirkulasjonen. Akkumulering av flere metabolitter i iskemiske fasen, og initiering av inflammatoriske kaskader mediert av reaktive oksygen og nitrogen arter, resulterer i skade på vev under pode reperfusion4. Denne cascade kan true ikke bare kortsiktige, men også langsiktig suksess, og derfor betydelig innflytelse pasienter overlevelse14. Hittil representerer kombinert nyre bukspyttkjertelen transplantasjon behandling av valg for pasienter som lider av type 1 diabetes med end stadium nyresykdom15. Flere studier har vist at en vellykket kombinert nyre bukspyttkjertelen transplantasjon ikke bare restaurere og beskytte pode nyrefunksjon i diabetiker mottakere, men også stabiliserer eller selv reverserer sekundære komplikasjoner, inkludert nevropati samt mikro- og macroangiopathy16,17,18.
Til tross for kontinuerlig innsats i reduksjon, utskifting og forbedring (3 R's) i Forsøksdyrutvalget er reproduksjon av komplekse patofysiologiske prosesser som IRI bare umulig i i vitro innstillinger. Derfor anses dyremodeller fortsatt å være det ideelle verktøyet for translasjonsforskning19,20. Musen modeller som beskrevet her har flere fordeler sammenlignet med rotte eller andre dyr modeller. Disse inkluderer tilgjengeligheten av et stort antall av genetisk veldefinerte innavlet musen stammer (f.eks transgene og knock-out stammer), en overflod av molekylære verktøy, samt en enkel og billig håndtering21. En stor fordel av beskrevet modellen ligger i ikke-Sutur mansjett teknikken. Ved hjelp av her presenteres teknikken, suksessrate av > 90% er oppnåelig, som er dramatisk bedre forhold til tidligere beskrevet modeller22. Bruker denne ikke-Sutur teknikken, redusert vi betydelig vanlige komplikasjoner som hypovolemic støt, blodpropp og stenose av forekomst12. Enda en fordel med denne metoden består av ekstra mage plassering graftet, som er forbundet med rask postoperative gjenvinning av mottakeren. I tillegg gjør cervical plasseringen det perfekt egnet for i vivo analyser, som live bildebehandling av graftet av exterioration uten noen spenning22.
Det hovedavdeling ulempen av denne modellen er okklusjon av bukspyttkjertelen røret, som ikke ligner klinisk virkeligheten. I denne modellen administreres exocrine drenering ved å binde choledocho-bukspyttkjertelen røret. På lang sikt resulterer dette i en merket fibrose og atrofi av kjertel uten ledende pode pankreatitt22. På grunn av dette forverring av exocrine vev, som så tidlig som i dag 30 etter transplantasjon, tror vi at denne modellen ikke er egnet for lang sikt observasjon. Derimot gjør usvekket endokrine funksjonen gylcemic kontroller mottakerens et enkelt verktøy for daglig vurdering av den pode13,23,24.
Disse egenskapene gjør dette til en ideell modell for analyse tidlig pode skader tilknyttet lenge bevaring perioder eller annen bevaring løsninger og teknikker. For å oppnå optimal suksess med denne modellen, må flere avgjørende trinn vurderes. Bukspyttkjertelen selv er svært utsatt for manipulasjon. Derfor reduserer forsiktig håndtering bruker bomull stokker under orgel utvinning og under implantasjon mekanisk traume. Direkte fatte av kjertel med tang bør unngås, siden det ville uunngåelig føre til alvorlig pode skade. Av samme grunn, milten er gjenopprettet med bukspyttkjertelen, og brukes som en referanse. Dette er også etablert i klinisk praksis. En ytterligere fallgruve innebærer kaldt perfusjon, som oppnås ved perfusjon via aorta stump ved hjelp av 4 ° C histidin-tryptofan-ketoglutarate perfusjon løsning. Herved kan en overdreven eser av kjertel unngås ved forsiktig perfusing graftet. Gjenværende perfusjon løsningen skal brukes for fukte graftet, for å holde sin temperatur lav under orgel gjenoppretting.
Med hensyn til mottakeren forberedelse setter en forsiktig Disseksjon av både eksterne vena jugularis samt carotis grunnlaget for vellykket revaskularisering. Bestemt, komplett eksponering i venen ved å fjerne ikke bare alle sideelver, men også den omkringliggende fettvev, er nødvendig for å unngå eksterne komprimering og stenose av gjenværende fettvev. Valg av riktig mansjett diameter er avgjørende. Basert på felles opplevelse, for mus veier mellom 25 og 28 g, er en diameter på 0.57 mm for arteriell cuff, og mellom 0,75 og 0,8 mm for venøs cuff, riktig. Presis, ren kutte av kantene i håndjern er obligatorisk å unngå rive fartøyet stump. Dilatasjon av fartøyene, spesielt av arterien, oppnås best ved å bruke fartøy dilatators med fine tips. Som en tommelfingerregel kunne fartøyet utvide til to ganger lumen av mansjetten. Under prosessen med everting fartøyet og fikse det på mansjetten, anbefaler vi stabilisere vaskulær klemmer ved å plassere dem under en huden klaff, som dette forenkler denne avgjørende skritt.
Som allerede nevnt, ikke Sutur mansjett-teknikken representerer en enkel metode for vaskulær anastomose og kan utføres innen 5 min. Men er riktig posisjonering graftet i mottakerens nakken regionen av største betydning for riktig revaskularisering. Herved må siste riktig posisjonering av graftet i nakken regionen påregnes for å tillate en trygg, rett og spenningen-fri anastomose arterien og venen. Fartøy som er for lange må unngås, siden dette kan føre til utstrømming hindringer på grunn av elastiske. Av samme grunn, skal mansjetten-håndtaket på den venøse anastomose også fjernes etter reperfusion. I tilfeller av lokaliserte bleedings fra bukspyttkjertelen graftet, kan vellykket hemostasen oppnås ved å komprimere forsiktig på blødning side 5 min bruker bomull stokker. Dette er den eneste vellykkede måten å håndtere denne type komplikasjonen.Cauterization, selv om svært selektive, resulterte i pode tap i nesten alle tilfeller, skyldes nekrotisk pankreatitt.
I sammendraget utviklet vi en metode for bukspyttkjertelen transplantasjon i mus med en ikke-Sutur mansjett teknikk, som er teknisk og microsurgically mulig og har utmerket suksessrate. Gitt progredient fibrose i bukspyttkjertelen på grunn av rør okklusjon, passer denne modellen best for forskningsområder fokuserer på tidlig pode skader. Dette manuskriptet er ment å tillate forskere å trygt opprette denne modellen i sine laboratorier.
Disclosures
Forfatterne erklærer at de har ingen konkurrerende økonomiske interesser.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av tilskudd #2008-1-596 og #UNI-0404/1956 av den "Tiroler Wissenschaftsfonds (TWF)" (https://www.tirol.gv.at/en/), og gi #2013-042018 av "MUI-Start Förderungsprogramm" av medisinske universitet Innsbruck.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adventitia Scissors | S&T | S-00102 | Straight |
| Dumont # 7 Forceps | FST | 11271- 30 | Curved Tip 0.17 x 0.1 mm |
| Yasargil Clip Mini Permanent 7mm | Aesculap | FE720K | |
| Micro vessel clip | S&T | B1 00396 V | |
| Vessel dilatator | S&T | D-5a.2, 00125 | |
| Clip applier | S & T | CAF-4 00072 | for venous cuff |
| Clip applier | Aesculap | FE572K | for the arterial cuff |
| Polyethylene tube | Portex Ltd | Inner diameter 0.75 mm for venous cuff | |
| Polymide tubing | Vention Medical | 141-0051 | Inner diameter 0.8 mm (Alternative for polyethylene tube from Portex Ltd) |
| Polymide tubing | Vention Medical | 141-0033 | Inner diameter 0.57 mm for arteriail cuff |
| Bipolar forceps | Micromed | 140-100-015 | |
| 8/0 silk ligatures | Catgut GmbH, Merkuramed | 17209008 | |
| Custodiol HTK solution | Dr. Franz Köhler Chemie | 59997 | |
| Ketamin Graeub | aniMedica GmbH | 32554 | |
| Xylasol Graeub | aniMedica GmbH | 50855 |
References
- Gruessner, A. C. 2011 update on pancreas transplantation: comprehensive trend analysis of 25,000 cases followed up over the course of twenty-four years at the International Pancreas Transplant Registry (IPTR). Rev Diabet Stud. 8 (1), 6-16 (2011).
- Troppmann, C.
- Fernández-Cruz, L., et al. Native and graft pancreatitis following combined pancreas-renal transplantation. Br J Surg. 80 (11), 1429-1432 (1993).
- Eltzschig, H. K., Eckle, T. Ischemia and reperfusion-from mechanism to translation. Nat Med. 17 (11), 1391-1401 (2011).
- Konigsrainer, A., Habringer, C., Krausler, R., Margreiter, R. A technique of pancreas transplantation in the rat securing pancreatic juice for monitoring. Transpl. Int. 3 (3), 181-182 (1990).
- Lee, S., Tung, K., Koopmans, H., Chandler, J., Orloff, M. Pancreaticoduodenal transplantation in the rat. Transplantation. 13 (4), 421-425 (1972).
- Tori, M., Ito, T., Matsuda, H., Shirakura, R., Nozawa, M.
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. J Vis Exp. (92), e50753 (2014).
- Brandacher, G., et al. Tetrahydrobiopterin compounds prolong allograft survival independently of their effect on nitric oxide synthase activity. Transplantation. 81 (4), 583-589 (2006).
- Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J Surg Res. 93 (1), 97-100 (2000).
- Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant. Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).
- Liu, X. Y., Xue, L., Zheng, X., Yan, S., Zheng, S. S. Pancreas transplantation in the mouse. Hepatobiliary Pancreat Dis Int. 9 (3), 254-258 (2010).
- Maglione, M., et al. Donor pretreatment with tetrahydrobiopterin saves pancreatic isografts from ischemia reperfusion injury in a mouse model. Am J Transplant. 10 (10), 2231-2240 (2010).
- Drognitz, O., Obermaier, R., von Dobschuetz, E., Pisarski, P., Neeff, H. Pancreas transplantation and ischemia-reperfusion injury: current considerations. Pancreas. 38 (2), 226-227 (2009).
- White, S., Shaw, J., Sutherland, D. Pancreas transplantation. Lancet. 373 (9677), 1808-1817 (2009).
- Morath, C., et al. Simultaneous pancreas-kidney transplantation in type 1 diabetes. Clin Transplant. 23 (Suppl 21), 115-120 (2009).
- Perseghin, G., et al. Cross-sectional assessment of the effect of kidney and kidney-pancreas transplantation on resting left ventricular energy metabolism in type 1 diabetic-uremic patients: a phosphorous-31 magnetic resonance spectroscopy study. J Am Coll Cardiol. 46 (6), 1085-1092 (2005).
- Secchi, A., Caldara, R., La Rocca, E., Fiorina, P., Di Carlo, V. Cardiovascular disease and neoplasms after pancreas transplantation. Lancet. 352 (9121), 65 (1998).
- Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
- de Jong, M., Maina, T. Of mice and humans: are they the same?--Implications in cancer translational research. J Nucl Med. 51 (4), 501-504 (2010).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Cardini, B., et al. Crucial role for neuronal nitric oxide synthase in early microcirculatory derangement and recipient survival following murine pancreas transplantation. PLoS One. 9 (11), e112570 (2014).
- Maglione, M., et al. Prevention of lethal murine pancreas ischemia reperfusion injury is specific for tetrahydrobiopterin. Transpl Int. 25 (10), 1084-1095 (2012).
