Summary
Diagnóstico diferencial en artroplastia dolorosa es crucial para el éxito del tratamiento. Aspiración de la articulación se realiza rutinario preoperatorio. Reacción en cadena múltiplex de polimerasa de la articulación aspirada y el fluido de sonicación, una herramienta viable para la detección rápida de patógenos de estas muestras se describe.
Abstract
En los pacientes ortopédicos, extranjeros cuerpo asociado infecciones, especialmente periprosthetic conjunta (PJIs), son una complicación devastadora de la artroplastia. La infección requiere de tratamiento complejo, puede resultar en costos considerables larga hospitalización y causas. Múltiples revisiones quirúrgicas pueden ser necesarias en estos pacientes, con una pérdida de función de así como en la calidad de vida.
El diagnóstico preoperatorio rutinario incluye el examen de sangre para la proteína C reactiva (PCR) y otros biomarcadores, así como análisis de aspirado común para recuento celular, la diferenciación y la cultura. Intraoperativas muestras para histología y Microbiología son también el procedimiento estándar. El examen microbiológico de los implantes retirados con sonicación, en combinación con la aplicación de técnicas de biología molecular en microbiología, representan dos novedosas técnicas empleadas actualmente para mejorar el diagnóstico diferencial de la PJI.
Presentamos aquí el procedimiento paso a paso del análisis de aspirado común y fluido de sonicación, utilizando un sistema de reacción en cadena (PCR) en base a cartuchos múltiplex de polimerasa. Resultados se comparan con cultivos convencionales y los criterios de consenso para PJI. Cultivos microbiológicos convencionales procedentes de biopsias de tejido, conjunto aspirado y sonicación líquido demostró una sensibilidad del 66,7%, 66.7% y 88.9%, respectivamente y una especificidad de 82,3% 54,6% y 61,5%, respectivamente. La PCR diagnóstica del líquido de la sonicación y el líquido articular mostró una sensibilidad del 50.0% y 55,6%, respectivamente y tanto una especificidad del 100,0%. Ambos diagnósticos PCR combinadas tenían una sensibilidad del 66,7% y una especificidad del 100,0%. Por lo tanto, la PCR multiplex presenta una herramienta de diagnóstico rápida con moderada sensibilidad pero alta especificidad en el diagnóstico de PJI.
Introduction
Artroplastias dolorosas son un desafío de diagnóstico en cirugía ortopédica. Después de aflojamiento aséptico, PJI es la segunda razón más de fracaso del implante y presenta una complicación devastadora después de la cirugía de artroplastia. PJI es difícil de tratar y difícil de diagnosticar. Faltado diagnosis de un PJI, probablemente, resulte en la infección recurrente, con una morbilidad y pérdida de función pérdida de calidad de vida. Por lo tanto, se debe descartar infección en todos los pacientes que presentan con artroplastia dolorosa, antes de que se inician las medidas terapéuticas.
Historia del paciente, examen clínico, examen de sangre para CRP y conteo de glóbulos blancos, así como radiografía o szintigraphy de la articulación afectada constituyen los diagnósticos básicos1. La rutina preoperatoria debería incluir también una aspiración conjunta bajo condiciones estériles, siempre que sea posible. El aspirado adquirido es un material muy valioso en otros diagnósticos.
Además del recuento y diferenciación celular en aspirado común como bien establecido ensayos2, la detección de biomarcadores de proteínas puede ayudar en el diagnóstico diferencial3,4,5. Cultura microbiológica convencional sigue siendo el estándar de oro para detección de patógenos. Biopelículas, causadas por bacterias Gram positivas y gram-negativas y adherente a las superficies del implante, son un factor patogénico importante en PJI. Por lo tanto, en 2007, el procedimiento de la sonicación se implementó en el diagnóstico de extranjeros cuerpo infecciones en cirugía ortopédica, interrumpir los biofilms sobre implantes quitados para permitir la detección de patógenos. Las bacterias se lo toman de su forma de reposo a una forma activa, haciendo detección en cultura posible otra vez. Sonicación de los implantes retirados mostraron una mayor sensibilidad que las culturas del tejido especímenes (78.5% vs 60,8%)6.
Prueba de amplificación de ácidos nucleicos (NAT), como la PCR, ha movido recientemente en el alcance de los médicos y microbiólogos para diagnosticar PJI. Especialmente en pacientes que recibieron antibioticoterapia antes de la cirugía, fue demostrado que la PCR diagnóstica es beneficiosa en la identificación de los microorganismos causales7,8,9. Últimamente, se introdujo un nuevo sistema PCR multiplex, diseñado especialmente para infecciones del implante y el tejido (ITI). Este sistema basado en cartuchos ofrece una variedad de marcadores genómicos para la identificación de patógenos y resistencia a los antibióticos. Entre su gama de aplicación son numerosas las indicaciones (infecciones protésicas conjuntas, infecciones del sitio quirúrgico, infecciones relacionadas con la cardiología, las infecciones asociadas a catéter, infecciones de pie diabético, profunda de la piel y las infecciones del tejido, implante de infecciones, e infecciones de la herida de la quemadura), y un amplio panel de muestra del material puede ser utilizado para esta técnica (sonicación líquido, líquido sinovial, hisopos, tejidos, pus, exudado aspirado y biofilm)10,11,12.
La mayor ventaja del procedimiento, en comparación con la microbiología convencional, es velocidad: el patógeno causal puede ser identificado dentro de las horas. Además, este sistema PCR detecta un amplio panel de marcadores de resistencia codificada por el gen, lo que permite la iniciación de terapia antibiótica dirigida desde el principio. Con la ayuda de PCR, cirujanos pueden ser capaces de distinguir entre pacientes infectados y no infectados en una etapa muy temprana en el procedimiento de diagnóstico11. Aquí, presentamos el protocolo para llevar a cabo esta PCR múltiplex, diagnosticar rápidamente PJI de aspirado común y fluido de sonicación.
Protocol
Este estudio fue aprobado por el Comité de ética local (046/09, Rev. 3). Consentimiento informado y la declaración de privacidad de datos se obtuvieron de todos los pacientes incluidos.
1. conjunta aspiración
Nota: El procedimiento debe realizarse en un teatro quirúrgico o una sala de intervención con condiciones asépticas comparables. Asistencia por una enfermera o asistencia de médico es útil pero no es obligatorio.
- Coloque al paciente en posición supina sobre una cama de examen. Asegúrese de que la articulación de interés es libre de ropa. Acortar el pelo del cuerpo denso y largo usando cortaúñas eléctricos. No quite el pelo del cuerpo con una maquinilla de afeitar. Coloque un fluoroscopio en sentido anteroposterior si la articulación de la cadera es a pinchar. Si la rodilla es pinchar, coloque un rollo de rodilla debajo de la rodilla, que la rodilla descanse en una posición ligeramente flexionada13.
- Preparar una tabla con el siguiente material estéril: hisopos estériles, un paño fenestrado estéril cubierta, bisturí estéril desechable, cuchilla quirúrgica acentuado (tipo #11) y jeringa estéril de 10 mL con cánula estéril (calibre 20, 80 mm). Establecidas por separado desinfectante alcohólico de la piel, tubos de sangre y un frasco de cultivo de sangre pediátrica.
- Vestido en un vestido quirúrgico, capucha y máscara y colóquese guantes estériles.
- Lavar cuidadosamente la piel del paciente en el sitio de punción (por ejemplo superior recessus14 para el área de portal de la rodilla y anterolateral de la cadera) con un desinfectante de la piel.
Nota: Cuenta el tiempo de exposición requerido para el desinfectante utilizado (generalmente 90 s en la rodilla, 120 s en la cadera de desinfectantes alcohólicos). -
Cubrir el sitio de punción con un paño fenestrado estéril cubierta. Identificar el sitio de punción.
Nota: Para la rodilla, el sitio correcto es de 2 cm por encima del polo superior de rótula y 2 cm lateral a la faceta lateral. Para la cadera, encontrar la espina dorsal ilíaca superior anterior y mueve caudalmente hasta que conforme a la sínfisis superior. Asegúrese de que el sitio es lateral a la arteria femoral (aproximadamente 4 cm), que siempre puede ser palpated15.- Hacer una incisión pequeña puñalada a través de la piel (3-4 mm ancho y profundo) con la hoja de bisturí puntiagudo en el sitio de punción. No se aplican anestésicos locales ya que pueden causar falsos negativos en la cultura microbiológica, debido a su efecto bacteriostático.
-
Sujetar la cánula al resbalón del Luer de la jeringa. Introduzca la cánula a través de la incisión en puñalada. En el hueco superior de la articulación de la rodilla, tienen como objetivo a un ángulo de 45° dorsal y medial, hacia el hueco por debajo del polo superior de la rótula e Inserte la aguja a una profundidad de aproximadamente 5 cm. aspirar el líquido articular dibujando hacia fuera del pistón de la jeringa.
- Utilice orientación fluoroscópica puncionar una articulación de cadera. Inserte la aguja en el sitio de punción, con el objetivo intermedio en un ángulo de 60°. En el fluoroscopio, asegúrese que la punta de la aguja está apuntada en el cuello de la prótesis. Avanzar la cánula a una profundidad de aproximadamente 8 cm (más profundo en pacientes adiposos) y aspiración, hasta que se logre el líquido articular. Sostenga la aguja en posición mientras aspiración, para evitar raspar de la superficie de la prótesis.
Nota: Contacto de la punta de la aguja con la prótesis garantiza una colocación intra-articular. Generalmente, no más de 5 mL de líquido puede ser aspirado forma una articulación de la cadera, la articulación de una rodilla producirá más de 10 mL. - Después del retiro de la cánula, aplicar un apósito de herida estéril a la incisión en puñalada. Para evitar la formación de hematoma, aplicar un vendaje en la pierna con leve compresión.
- Utilice orientación fluoroscópica puncionar una articulación de cadera. Inserte la aguja en el sitio de punción, con el objetivo intermedio en un ángulo de 60°. En el fluoroscopio, asegúrese que la punta de la aguja está apuntada en el cuello de la prótesis. Avanzar la cánula a una profundidad de aproximadamente 8 cm (más profundo en pacientes adiposos) y aspiración, hasta que se logre el líquido articular. Sostenga la aguja en posición mientras aspiración, para evitar raspar de la superficie de la prótesis.
-
Transferir el aspirado común recogido en los contenedores de muestra. Asegúrese de técnicas estériles en todo.
- Para la inoculación del frasco de cultivo sangre pediátrica con el líquido articular aspirado, desinfecte la membrana del frasco de cultivo de sangre pediátrica con alcohólico desinfectante. Colocar una cánula fresca en la jeringa e inyecte 1 a 3 mL del líquido articular aspirado en el frasco de cultivo de sangre. Mezclar por agitación o rotación suave16.
- Para la preparación de una muestra de aspirado común nativa, retire la cánula de la jeringa. Abrir un tubo de colección de sangre sin aditivos e inyectar 1 mL de aspirado en este tubo de la colección. Vuelva a colocar y sujetar la tapa para el análisis PCR.
Nota: Enviar la muestra al laboratorio de Microbiología inmediatamente para análisis de PCR. De la misma muestra, convencionales microbiológicos cultivos aerobios y anaerobios pueden también configurarse17. - Transferencia de 1 a 4 mL de aspirado común en un tubo de recogida de sangre con EDTA para el recuento y la diferenciación de célula2. Enviar la muestra a un laboratorio de bioquímica sin demora.
2. PCR diagnóstico
- Asegúrese de que todos los tres dispositivos (el lysator, el analizador y la carlinga; véase la tabla de materiales) están funcionando correctamente. Establecidos todos los suministros necesarios para la realización de la prueba (el cartucho PCR, un tubo de mezcla maestra, el tubo de la muestra y muestra tubo de tapón, 0 - 200 micropipeta μl y puntas de pipeta estériles) en el Banco de trabajo.
- El tubo de mezcla maestra de descongelación antes de iniciar el procedimiento, estableciendo a temperatura ambiente. Ya se prelabeled todos los consumibles (tubo de mezcla maestra, cartucho y tubo de la muestra) con un código de barras.
- Retire la tapa del tubo de muestra. Tomar 180 μl de la muestra, recogida (aspirado común, véase la sección 1; o líquido de sonicación, ver sección 4) con una pipeta y transferencia que en la muestra del tubo. Cerrar el tubo de muestra con la tapa del tubo de muestra conteniendo proteína quinasa K y un gen de control interno para el control de la calidad del flujo de trabajo completo.
- En la cabina, abrir el software operativo presionando la "nueva prueba" botón en la esquina inferior izquierda. Ingresar los datos del paciente o una identificación de la muestra por la pantalla táctil. Para seleccionar a la muestra, primero elige "ITI-cartucho" de la lista desplegable, luego "Ortopedia" como modo de aplicación y finalmente seleccionar "líquido sinovial" o "sonicación fluido" como tipo de muestra. Presione el botón start.
- Escanear el código de barras en la parte inferior del tubo de muestra. Inserte el tubo de muestra en el lysator.
Nota: El proceso de lisis se inicia automáticamente y toma aproximadamente 30 minutos para terminar. Cuenta regresiva del temporizador en la pantalla lysator indicará cuando haya finalizado la lisis. - Seleccionar la muestra en la pantalla de la cabina para abrir el tubo de muestra de la lysator. Retire el tubo de muestra de la lysator y cierre la cubierta superior de la lysator. Transferir el tubo de muestra en la ranura del tubo de muestra del cartucho de la polimerización en cadena. Inserte el tubo de mastermix descongelada en el mastermix ranura del cartucho del PCR.
- Siga las instrucciones en el monitor de la cabina, el cartucho PCR con mastermix y muestra el tubo de la exploración.
- Inserte el cartucho de la polimerización en cadena en la ranura indicada del analizador. Cuando el analizador libera el cartucho.
Nota: Las condiciones PCR han sido programadas por el fabricante y no pueden ser cambiadas por el usuario. Para más información ver a Guía de aplicación del fabricante. El proceso de polimerización en cadena comenzará automáticamente y toma aproximadamente 4 h 10 min. - Retire y deseche el cartucho. En la cabina con pantalla táctil, seleccione "actuales pruebas" en la esquina inferior izquierda y, a continuación, elegir la identificación correcta de la muestra para mostrar los resultados de la prueba. Guardar los resultados en la memoria de la máquina e imprimir o exportar (a través de unidad USB) para mayor referencia.
Nota: Informar el resultado de la polimerización en cadena, incluyendo la identificación del patógeno y la detección de marcadores de resistencia, al cirujano sin demora. Un panel con 114 destinos de ácido desoxirribonucleico (ADN) de bacterias y hongos patógenos típicamente encontradas en las infecciones de implantes y tejidos blandos, junto con los marcadores de resistencia a los antibióticos más comunes se analizan.
3. quirúrgico: Intraoperatorio muestra colección
Nota: Cirugía de artroplastia de revisión requiere un experto nivel de habilidad y experiencia; para una descripción comprensiva de los procedimientos quirúrgicos, por favor consulte los libros18 del cirujano. Una descripción completa y detallada de la intervención quirúrgica sería más allá del alcance de este artículo. Aquí el foco está en los detalles de la recogida de muestras y análisis previo. En cirugía de artroplastia de revisión, se abstengan de la administración de una solo tiro la profilaxis antibiótica, como no poner en peligro los resultados de las muestras microbiológicas obtenidas durante la cirugía. Se recomienda adherirse a esta regla, aunque esta práctica es polémica19,20. Utilizar el acercamiento quirúrgico existente para la Junta siempre que sea posible. Abordajes quirúrgicos adicionales se comprometer los tejidos blandos y aumentar la formación de la cicatriz.
- Disecar el tejido hasta que la cápsula articular está bien expuesta. Realizar la artrotomía con una jeringa en ristre, se puede recoger líquido lo más común en la jeringa estéril para su posterior análisis como se indicó anteriormente (medidas 1.7.1-1.7.3).
Nota: No líquidos de lavado antiséptico deben usarse hasta que el implante se retira y se han tomado muestras de tejido. - Retire los implantes comunes. Inmediatamente después del retiro, transferir las partes del implante en un recipiente estéril de plástico con una tapa hermética y agua.
Nota: Instrucciones detalladas para la extracción del implante pueden encontrarse en la literatura de libros de texto (rodilla, por ejemplo: Wirtz et al., capítulo 16.421; Cadera, por ejemplo: Claes et al., capítulo 14.5.122). Instrumentos específicos pueden ser necesarios, según lo indicado por las instrucciones del fabricante. La técnica de remoción de implante varía considerablemente entre el implante de diferentes tipos y técnicas de fijación. Un juego de cinceles y brocas, un martillo deslizante y un conjunto de extracción de clavo intramedular universal son útiles en la remoción de implantes integrados ósea23,24. - Utilizar una cureta afilada estéril, pinzas y pinza para quitar el tejido de la membrana de la interfase hueso-implante. Transferir una muestra representativa del tejido en un recipiente estéril de plástico con una tapa de rosca, como muestras para microbiología e histología.
Nota: Un exprimidor se puede utilizar para borrar el canal medular de todos los tejidos blandos. También, tomar tejido sinovial y articulares cápsulas muestras para exámenes y almacenarlos en recipientes estériles. Deben recogerse por lo menos cuatro muestras en total. - Envíe todas las muestras y piezas explanted para el laboratorio de Microbiología inmediatamente.
Nota: Pueden entonces administrar antibióticos. La elección de los antibióticos correctos es esencial y debe ser una decisión individualizada25,26. Conceptos terapéuticos deben ser decididos en por un grupo interdisciplinario de cirujanos y microbiólogos previamente. - Completar el desbridamiento del lecho implantario anterior mediante la eliminación de cualquier tejido que muestra signos de desechos (como el desgaste del polietileno, metal o partículas de cemento) o de infección y de necrosis (tejidos purulentos, avasculares, cubierto de fibrina, membranosas o "lodos"). Retire cualquier hueso muerto u osteítica. Eliminar todo material extraño como tornillos, alambres, cerclages, restos de cemento de hueso o suturas no reabsorbibles (véase Claes et al., capítulo 14.5.322).
- Irrigar el campo quirúrgico usando un desinfectante de heridas de elección utilizando una jeringa de 50 mL. Irrigar con grandes cantidades (por lo menos 3 L) de solución de ringer con un sistema de lavado pulsado. Un espaciador puede ser necesario para estabilizar el conjunto27.
- Cerrar la herida con suturas profundas reabsorbibles recubrimiento antimicrobiano para la cápsula o fascia (Poliglactina trenzada suturas, recubierta de triclosan, USP 2) y el tejido subcutáneo (suturas de Poliglactina trenzada, recubierta de triclosan, USP 0). Cerca de la piel usando suturas interrumpidas no resorbing (monofilic polipropileno, USP 0 o USP 2-0).
4. sonicación
Nota: Tenga cuidado al trabajo estrictamente asépticamente. Utilice un banco de bioseguridad de clase II con flujo laminar de aire para su posterior procesamiento del material explantado.
- Abra el contenedor plástico de la prótesis explanted de la sala de operaciones (vea el paso 3.2) debajo de un banco de trabajo de flujo de aire laminar y agregar solución de cloruro de sodio 0.9% estéril hasta que el cuerpo extranjero explanted cubierto al menos el 80% (aprox. 500-800 mL).
- Cerrar el envase de plástico. Agitar cuidadosamente o agite el envase de plástico con un mezclador de vórtice en alta intensidad 30 s. transferencia el envase de plástico en el baño de sonicación. Compruebe el nivel de fluido en el baño de sonicación.
Nota: El nivel de líquido de baño de sonicación debe ser la misma que dentro del envase plástico. Garantizar que el envase de plástico no se inunda y si es necesario agrega o quitar líquido del baño de sonicación. - Someter a ultrasonidos a la muestra durante 5 minutos con una frecuencia de 40 ± 2 kHz y potencia densidad 0.22 ± 0,04 W/cm2. Agitar o vórtice la muestra durante 30 s.
Nota: Los tiempos de sonicación entre 1-5 min son los mejores para la disolución de los biofilms, sin ninguna influencia sobre la viabilidad bacteriana28. - En el Banco de flujo laminar, recoger 50 mL de líquido de la sonicación y transferirlo a un tubo estéril, herméticamente sellado.
- Para crear un fluido concentrado sonicación, centrifugar el tubo durante 10 min a 4.200 x g. dejando un volumen residual de 10 mL, deseche el sobrenadante restante con una pipeta. Resuspender el precipitado de pipeteo y Vortex.
- Inocular medios de cultivo adecuados (por ejemplo agar sangre, agar chocolate, agar Sabouraud, agar de Schaedler, kanamicina-vancomicina agar o caldo tioglicolato) con 0,5 mL de líquido concentrado sonicación cada. Inocular el frasco de cultivo de sangre pediátrica con 2 mL como se describe anteriormente (ver paso 1.7.1). Transfiera 1 mL de líquido concentrado sonicación en un tubo de colección de sangre sin aditivos para análisis de PCR.
- Transferencia de los medios de cultivo inoculados a la incubadora (35 ° C, 5% CO2). Incubar los cultivos durante 14 días y busque crecimiento diario.
- Después de 14 días, descartar los cultivos sin crecimiento y informe negativo. Si se detecta crecimiento, realizar la identificación de patógeno utilizando técnicas de identificación estándar y las pruebas de susceptibilidad. Informar el resultado al cirujano sin demora.
Nota: Aquí, identificación de patógenos se realizó con desorbtion láser asistida por matriz/ionización - tiempo de la espectroscopia de vuelo (MALDI-TOF). Las pruebas de susceptibilidad antimicrobiana se realizan con un analizador semiautomatizado29,30,31.
Representative Results
Presencia de un PJI, definida por la reunión de consenso de la sociedad de infección musculoesquelética (MSI), se consideró probada cuando estaban presente uno de los criterios principales, o por lo menos tres de cinco criterios menores. Criterios importantes incluyen la presencia de una fístula o detección de un patógeno en dos muestras microbiológicas separadas. Los criterios menores incluyen recuento de células positivas (> 3.000 leucocitos/μl) o diferenciación celular positiva (> 85% granulocitos neutrófilos) en articulación aspirada, tasa positiva de PCR y de sedimentación en sangre muestras de histología positiva en las muestras de tejido o detección de un patógeno en una muestra microbiológica19. Sensibilidad y especificidad se calcularon para la prueba de amplificación de ácidos nucleicos (NAT), en comparación con el estándar de oro MSIS. Detalles del paciente, incluyendo patógenos detectados, se dan en la tabla 1.
Nuestros resultados mostraron una sensibilidad moderada para PCR diagnóstico de líquido de la sonicación y aspirado común (50.0% y 55,6%) pero una especificidad muy fuerte del 100%11. Cuando PCR diagnóstico (n total = 62 pruebas) mostraron un resultado positivo en el aspirado común (n = 31) o el líquido de sonicación (n = 31), el mismo patógeno fue detectado más adelante en una de las culturas microbiológicas convencionales. La PCR de las muestras diferentes de casos de infección no demostrados ningún falso positivo resultado (ver figura 1).
El diagnóstico de PCR no pudo detectar algunos patógenos que fueron probadas con métodos microbiológicos convencionales de la cultura. patógenos verdaderos total de 6 clientes de los 16 (37.0%) en las muestras de líquido de la sonicación y patógenos de un total de 5 clientes de los 13 (38.0%) desde el cultivo del líquido común se perdió por la detección de PCR. Sobre todo, el diagnóstico PCR menos detección de estafilococos coagulase-negative (8 de 11). El diagnóstico PCR combinado de ambos materiales (líquido articular aspirado y sonicación, "agruparon PCR") identifica correctamente 12 de 18 casos de infección (sensibilidad 66,7%, 95% CI: 41.0% y 86,7%, ver tabla 2).
Figura 1: Extracto de NAT resultados. El gráfico representa los resultados resumidos de las muestras colectivas. En el lado derecho es el grupo de pacientes que cumplan criterios PJI, en el lado izquierdo es el grupo que no lo hizo. Las barras representan los métodos de amplificación de ácidos nucleicos. Falsos positivos y falsos negativos aparecen en rojo como porcentaje del total. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Articulación | Causa de la revisión | ¿Criterios MSIS de partidos? | ¿Tratamiento antibiótico previo? | Cultivo de líquido de sonicación | Cultivo de aspirado común | Cultura de sonicación de NAT | Aspiración común de NAT |
| Cadera | aflojamiento aséptico | No | No | ||||
| Rodilla | aflojamiento aséptico | No | No | Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
|||
| Rodilla | aflojamiento aséptico | No | No | Dermabacter hominis |
|||
| Rodilla | aflojamiento aséptico | No | No | ||||
| Rodilla | aflojamiento aséptico | No | No | Xyli Aquatica |
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| Cadera | aflojamiento aséptico | No | No | ||||
| Rodilla | aflojamiento aséptico | No | No | ||||
| Rodilla | inestabilidad | No | No | ||||
| Cadera | Luxación crónica | No | No | Staphylococcus haemolyticus |
|||
| Rodilla | aflojamiento aséptico | No | No | ||||
| Cadera | aflojamiento aséptico | No | No | ||||
| Cadera | aflojamiento aséptico | No | No | Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
|||
| Rodilla | inestabilidad | No | No | ||||
| Rodilla | infección aguda | Sí | Sí | Aeruginosa de los Pseudomonas | Aeruginosa de los Pseudomonas | Pseudomonas aeruginosa |
|
| Rodilla | infección aguda | Sí | No | Escherichia coli |
Escherichia coli |
Escherichia coli |
|
| Cadera | infección crónica | Sí | No | Corynebakterium spp. |
Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
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| Rodilla | infección aguda | Sí | No | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Staphylococcus áureo |
| Rodilla | infección crónica | Sí | No | Streptococcus agalacticae |
Streptococcus agalacticae |
Streptococcus agalacticae |
Streptococcus agalacticae |
| Cadera | infección crónica | Sí | Sí | Staphylococcus aureus | |||
| Rodilla | infección crónica | Sí | No | Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
|||
| Rodilla | infección crónica | Sí | Sí | Staphlococcu epidermitis del estafilococo |
Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
||
| Cadera | infección crónica | Sí | No | Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
||
| Rodilla | infección crónica | Sí | No | Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
Estafilococos coagulasa negativos Estafilococos |
Estafilococos coagulasa negativos Estafilococos |
|
| Cadera | infección crónica | Sí | No | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | ||
| Rodilla | infección aguda | Sí | No | Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
Estafilococos coagulasa negativos Estafilococos |
Estafilococos coagulasa negativos Estafilococos |
| Cadera | infección aguda | Sí | No | Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
Estafilococos coagulasa negativos Estafilococos |
||
| Cadera | infección crónica | Sí | No | Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
||
| Cadera | infección aguda | Sí | No | Staphlococcus epidermitis del estafilococo |
Estafilococos coagulasa negativos Estafilococos |
||
| Rodilla | infección crónica | Sí | No | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Staphylococcus áureo |
|
| Cadera | infección crónica | Sí | No | Enterococcus faecialis |
Enterococcus faecialis |
Enterococcus spp. |
Enterococcus spp. |
| Rodilla | infección crónica | Sí | Sí | Enterocuccus faecalis |
Enterocuccus faecalis |
Enterococcus spp. |
Enterococcus spp. |
Tabla 1: detalles del paciente y patógenos detectados. Resultados tabulares de los detalles del paciente, incluyendo la causa de la cirugía de revisión, los criterios de MSI que empareja y el patógeno detectados en NAAT análisis y Microbiología convencional.
| Criterios | Someter a ultrasonidos PCR | Aspirado de la polimerización en cadena | Los PCR |
| Valor de P | 0.0036 | 0,0013 | 0.0001 |
| Sensibilidad | 50.0% | 55,6% | 66.7% |
| Especificidad | 100.0% | 100.0% | 100.0% |
| Valor predictivo positivo | 100.0% | 100.0% | 100.0% |
| Valor predictivo negativo | 59.1% | 61,9% | 68.4% |
Tabla 2: resultados de los métodos microbiológicos. Tabulares resultados de la evaluación de la PCR diagnóstica del líquido de sonicación, aspirado común y PCR combinada. N = 31 muestras de aspirado y sonicación, respectivamente, n = 62 para los datos agrupados de la polimerización en cadena.
Discussion
Infección de cuerpo extraño es un problema emergente en ortopedia y cirugía de trauma con el costoso tratamiento, hospitalización larga y deficiencia funcional de las articulaciones afectadas. El diagnóstico diferencial es difícil. Muchos investigadores y médicos están dando atención a este tema, tratando de encontrar más precisos y métodos confiables para diagnosticar cuerpos extraños asociados a las infecciones. Hasta la fecha, muchos diferentes herramientas diagnóstico están siendo evaluado y aplicado en el diagnóstico de la ruta32.
El procedimiento de la sonicación es un método valioso, que muestra una mayor sensibilidad que los cultivos convencionales de especímenes de tejido6. En nuestro estudio, hemos mostrado que culturas fluido sonicación tienen una sensibilidad del 88,9% con una especificidad del 61,5%. Cultivos convencionales de muestras de tejido y aspirados conjuntas tuvieron una sensibilidad del 66,7% con una especificidad de 82,3% y 84.6%, respectivamente. Otros investigadores muestran resultados similares para estos procedimientos microbiológicos convencionales6,33,34,35. Se critica a menudo que la sonicación procedimiento es propenso a la contaminación, por lo que debe tenerse especial cuidado en el manejo de las muestras.
La posibilidad de detección de ADN de un patógeno causal en muestras de tejido o fluidos es intrigante. NAT es un procedimiento rápido que puede entregar resultados dentro de un par de horas, en comparación con los métodos de cultivo microbiológico desperdiciador de tiempo. Sin lugar a dudas, NAT tiene una buena sensibilidad en la detección de patógenos, pero mantenga el riesgo de detección de contaminantes, por lo tanto carecer de especificidad36. La gran ventaja de esta técnica PCR en el diagnóstico de PJI fue documentada sobre todo en los pacientes que recibieron antibioticoterapia cerca cirugía o un más largo período7,8. Los estudios sugieren que NAT de líquido de sonicación puede aumentar aún más la sensibilidad y especificidad37. Desafortunadamente, esta técnica no está disponible rutinariamente en los laboratorios, debido a su flujo de trabajo desperdiciador de tiempo.
Hay ciertas limitaciones para la técnica de PCR en general: NAT detecta ADN con la no diferenciación entre las bacterias viables y no viables, dificultando la interpretación de los resultados. Amplia gama PCR sólo detecta el ácido ribonucleico ribosomal 16S (ARNr 16S), no distinguir entre patógenos37. Sistemas más específicos habitualmente no detectan marcadores de resistencia antibiótica codificada por el gen. Por lo tanto, una terapia antibiótica dirigida puede limitarse sin más las pruebas de susceptibilidad.
El sistema aplicado en este estudio supera algunas de estas limitaciones, diferenciar las bacterias específicas y la identificación de marcadores de resistencia codificada por el gen. En general, NAT ensayos pueden considerarse como una complementación útil y rápida para confirmar el PJI7,8,9,38.
Es necesario planificar con antelación en la aspiración común y en la cirugía: los envases de muestra deben ser estériles y listos, y pronto muestra transporte debe estar disponible. Cirujanos deben informar sus microbiólogos sobre procedimientos planificados y qué material a la espera de la muestra. Cuando realizar la aspiración conjunta, condiciones estrictamente estériles debe garantizarse, para prevenir la infección yatrogénica de la articulación. En pacientes adiposos, punción conjunta puede ser desafiador y fluoroscópica puede ser útil. Artroplastia de revisión requiere un muy alto nivel de conocimientos y sólo debe ser realizada por un cirujano experto. Material explantado no debe conservarse en la sala de operaciones ya que es necesario, pero enviará el microbiólogo tan pronto como sea posible. Una parte muy importante dentro de este protocolo es el riesgo potencial de contaminación. No sólo al recoger las muestras, sino también durante la manipulación de las muestras en el laboratorio de Microbiología, todo el personal involucrado (cirujano ortopédico, enfermeras, técnicos, microbiólogos) debe trabajar con rapidez y precisión y tienen una formación adecuada en los procedimientos.
Sonicación y NAT son herramientas valiosas en el diagnóstico de las infecciones asociadas a implantes. Sin embargo, los resultados deben siempre ser interrogados cuidadosamente. Se recomienda discutir los resultados en una mesa redonda de cirujanos ortopédicos, microbiólogos y especialistas en enfermedades contagiosas y patólogos para acordar la estrategia terapéutica individualizada.
Para implementar esta técnica en el diagnóstico camino de PJI puede tener varias ventajas. Es un diagnóstico rápido con un resultado dentro de las horas. Debido al análisis de varios marcadores de resistencia gene codificado, una terapia antibiótica dirigida puede tener lugar en una etapa muy temprana en el curso clínico. Como efecto secundario, amplia gama de antibióticos pueden guardarse para las indicaciones donde realmente se necesitan. También se pueden investigar otros tipos de muestra (muestras de tejidopor ejemplo , hisopos, hematoma, etc.) según nuestro protocolo. Puesto que el cartucho de la polimerización en cadena es un sistema cerrado, problemas no es necesario o posible en el lado del usuario. Cualquier adaptación del protocolo debe ser aplicada por el fabricante. Cambios en software y hardware (cartucho) se hacen continuamente por el fabricante para mejorar el sistema, sin embargo no hay detalles son hechos públicos sobre los cambios exactos en versiones más recientes.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores desean agradecer a Curetis GmbH por apoyar a este estudio.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| sterile plastic container | Lock & Lock, Distributor ISI GmbH, Solingen, Germany | EAN 8803733184403 | Transport container for implants |
| Bactosonic 14.2 | Bactosonic, Bandelin, Berlin, Germany | 3290 | "Sonication machine" |
| 50ml Falcon tubes | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 352070 | Centrifugation |
| PEDS medium blood culture flasks | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 442194 | culture medium |
| Columbia agar with 5% sheep blood | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254071 | culture medium |
| Mac Conkey agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254078 | culture medium |
| chocolate agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254089 | culture medium |
| sabouraud agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254096 | culture medium |
| thioglycolate bouillon | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 221788 | culture medium |
| Schaedler agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254084 | culture medium |
| kanamycin/vancomycin agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254077 | culture medium |
| Bactec FX blood culture system | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 441386/441385 | culture medium |
| Unyvero A50 Analyzer | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 60001 | PCR machine |
| Unyvero L4 Lysator | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 60002 | PCR machine |
| Unyvero C8 Cockpit | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 60003 | PCR machine |
| Unyvero M1 Masterix Tube | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10002 | consumables PCR |
| Unyvero i60 ITI Cartridge | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10040 | consumables PCR |
| Unyvero Sample Tube Cap | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10004 | consumables PCR |
| Unyvero Sample Tube | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10003 | consumables PCR |
| S-Monovette 2.7ml | Sarstedt AG, Nümbrecht, Germany | 05.1729.001 | Transport container (aspirate) |
| scalpel typ 11 | pfm medical, Cologne, Germany | 200130011 | scalpel for stab incision |
| PP Container 70mL 55x45mm | Sarstedt AG, Nümbrecht, Germany | 759,922,721 | Transport container (tissue specimen) |
| Vicryl Plus | Johnson&Johnson Medical GmbH, Ethicon Germany, Norderstedt, Germany | VCP247H | surgical suture material |
| Prolene 0 | Johnson&Johnson Medical GmbH, Ethicon Germany, Norderstedt, Germany | EH7920H | surgical suture material |
| Prolene 2/0 | Johnson&Johnson Medical GmbH, Ethicon Germany, Norderstedt, Germany | EH7697H | surgical suture material |
| Kodan Tinktur forte farblos | Schülke & Mayr GmbH, Norderstedt, Germany | 104005 | alcoholic skin disinfectant |
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