Introduction
Transfert de tissu libre a été de plus en plus utilisé dans la pratique clinique pour la reconstruction de tissus manquants depuis les années 1970 1-5. Cela a permis la reconstruction de défauts complexes et autrement incurables résultant de extirpation de la tumeur, les traumatismes, les infections, malformations ou des brûlures 1-7. Lambeaux libres de ce type sont particulièrement utiles pour la reconstruction des régions anatomiques très complexes, comme ceux de la tête et du cou, la main, le pied, et le périnée 1,4.
Cependant, aujourd'hui encore les stagiaires chirurgicales sont souvent découragés par la complexité de plusieurs étapes de soulever, transférer et encartage un lambeau libre avec l'utilisation de techniques et d' instruments de microchirurgie 8,9. En outre, il est largement admis que , pour devenir un microsurgeon compétent, une vaste pratique expérimentale dans un modèle animal est obligatoire 4,8-13.
la recherche ailleurs, fondamentale et translationnelledans le domaine du transfert de tissu libre est d' une grande 8,14-16 potentiel clinique. Nonobstant, les chercheurs sont souvent dissuadés d'utiliser des modèles de microchirurgie de transfert de tissu en raison du manque d'informations concernant les aspects techniques impliqués dans les procédures opératoires 4,8-14. Le rat est un bon modèle animal pour la recherche et la formation de microchirurgie, car il est relativement peu coûteux, facile à maintenir, et se prêtent à la manipulation fréquente 8,11,13,14,17,18.
Bien que plusieurs os libre, les muscles et la peau volets ont été décrits chez le rat 18-24, le lambeau fascio épigastrique libre est le plus largement utilisé à des fins d'enseignement 9,12,13,18,25. Ce lambeau libre a été décrite en 1967 par Strauch et Murray et a acquis une popularité croissante depuis, en raison de plusieurs facteurs, l'anatomie à savoir constante vasculaire, la facilité relative de dissection, vaisseaux nourriciers importants, et la redondance de la peau dans la zone donneuse, which permet la fermeture primaire du défaut résultant de l'élévation de lambeau 4,9-11,13,17,18,25-28.
Flap anatomie et histologie
Le volet épigastrique est fourni par l'artère épigastrique superficielle et la veine (Figure 1). Ces navires proviennent et se déversent dans l'artère et la veine fémorales, respectivement. En moyenne , le calibre de la veine épigastrique superficielle est de 0,6 à 0,8 mm, ce qui contraste avec les 0,3 à 0,5 mm de l'artère épigastrique superficielle (figure 2) 17,18. L'artère épigastrique superficielle dégage deux branches principales: une latérale et une branche médiane qui, à son tour diviser plusieurs fois, en provenance des réseaux capillaires qui alimentent la plupart des téguments de la région épigastrique. Ces capillaires se déversent dans les affluents des veines épigastriques superficielles qui ont un cours parallèle à l'arbre artériel (Figure 2) 13,17,18. Le diagramme de la figure 3 représente la région de la paroi abdominale ventrolatérale fournie par les vaisseaux épigastriques superficiels qui peuvent être mobilisées dans le rabat épigastrique. Ce volet peut être jusqu'à 5 cm de long et 3 cm de largeur 13,17,18.
Sur le plan histologique, le clapet se compose de tégument qui recouvre les muscles abdominaux ventrolatérales de paroi (figure 4) 13,17,18. Il contient une couche superficielle de la peau, formée par le derme et l'épiderme. Sous la peau il y a une couche de tissu adipeux nommé pannicule adiposus. En dessous de cette couche il y a une autre couche de muscle strié connu sous le nom pannicule carnosus 18,28,29. Ci - dessous l'carnosus pannicule il est tissu cellulaire lâche qui est superficielle au fascia profond qui couvre les muscles abdominaux plus importants. Par conséquent, le volet est un bloc composite de tissus, contenant toutes les couches, à l' exception de l'aponévrose du muscle profond (figure 5) 13,17,18,27-31.
Protocol
Toutes les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel des animaux soin et l'utilisation et le Comité d'éthique à Nova University Medical School, Lisbonne, Portugal (08/2012 / CEFCM).
1. Procédure chirurgicale Set-up Remarques
- Utiliser des rats Wistar adultes pesant 250-350 g.
- Gardez les rats avec de la nourriture et de l' eau ad libitum avec des cycles de lumière-obscurité de 12 h 7 jours avant l'intervention chirurgicale.
- Peser le rat afin de déterminer la quantité d'anesthésique requise.
- Autoclave tous les instruments chirurgicaux avant la chirurgie.
- Mise en page toutes les fournitures et les instruments chirurgicaux nécessaires pour la procédure (voir le tableau des matériaux).
- Effectuer la chirurgie sous un microscope opératoire en utilisant des instruments classiques et de microchirurgie.
- Placez la couverture homéothermes, sonde rectale, et lampe chauffante.
- Placez un flacon de 20 ml stérilisée contenant 0,9% de solution saline dans un bain d'eau chauffé à37 ºC.
- Porter des gants stérilisés pour désinfecter toutes les surfaces du paramètre de fonctionnement avec une solution alcoolique. Retirer les gants.
- Placer un bouchon de gommage et un masque.
- Désinfecter les mains avec de l'eau et du savon et de porter une autre paire de gants stérilisés.
- Porter une blouse chirurgicale stérile.
2. Anesthésie et préparation de la peau
NOTE: Vous avez déjà un aide-adjoint avec les quatre étapes suivantes, comme une blouse stérile et des gants sont portés.
- Anesthésier le rat avec un mélange de kétamine et de diazepam donné par voie intraperitoneale. La dose est de 5 mg / kg de kétamine et 0,25 mg / kg de diazépam. Juger de la profondeur de l' anesthésie par pincement de l' orteil et par le respect de la fréquence respiratoire pendant toute la procédure 8,14,15,32.
- Appliquer un gel ophtalmique sur la surface antérieure des yeux pour éviter l'abrasion de la cornée.
- Retirez les cheveux sur la surface ventrale de l'abdomen avec une crème dépilatoire. Après remov cheveuxal, enlever la crème dépilatoire avec une solution saline chaude.
- Vaporisez une quantité importante de solution alcoolique sur le site opératoire. Laissez le produit sur le site opératoire et ne pas essuyer. Attendre au moins 15 secondes. Répétez l'application 3 fois. Laisser un temps d'au moins 2 min de contact avant de procéder à la chirurgie. D'autres unités de recherche utilisent d'autres protocoles pour prévenir l'infection du site opératoire.
- Le port de gants stérilisés, placez 2 champs opératoires des deux côtés du rat.
3. Donateur site Procédure chirurgicale
- Définissez les limites d'un lambeau épigastrique allant d' environ 5 cm de longueur et 3 cm de largeur.
- L'utilisation d'un marqueur chirurgical de la peau, tracer une ligne du processus xiphoïde du sternum à la symphyse pubienne, afin de marquer la ligne médiane sur la surface ventrale de l'abdomen du rat.
- Sur le côté gauche du rat, en utilisant un marqueur chirurgical de la peau, tracer deux lignes perpendiculaires à la première ligne: lee traversée immédiatement caudale à la cage thoracique et l'autre, parallèlement à celui - ci et juste au crâne du pli de l' aine (figures 3 et 6).
- Marquez l'incision latérale avec un marqueur de la peau chirurgicale avec une ligne parallèle à la ligne médiane et d'environ 3 cm de distance de celle-ci.
- Flap récolte
- Inciser la peau avec une lame numéro 15 de scalpel jusqu'à atteindre la couche de pannicule carnosus.
- Deeper au carnosus plan de pannicule, faire l'incision avec un cautère électrique jusqu'à atteindre le fascia du muscle.
- Soulever le rabat de dedans en dehors et à partir du crâne à caudale, ce qui expose le pédicule du lambeau.
- ligaturer avec précaution et divisent les vaisseaux perforants à venir de la couche musculaire profonde et d'entrer dans la surface profonde du rabat.
- Placer un écarteur dans la partie caudale du volet et de disséquer le pédicule du lambeau prudemment par les taquineries doucementenlever les tissus environnants en vrac (figure 7).
- Ligaturer et de diviser l'artère circonflexe fémorale latérale et de la veine en utilisant 9/0 Nylon pour les ligatures.
- Isoler l'artère et la veine fémorales. Lorsqu'il est présent, ligaturer (en utilisant 9/0 Nylon) et diviser les branches de ces navires aux muscles adjacents.
- Tout d'abord, utiliser une pince à double vasculaire pour serrer la partie proximale de la veine fémorale. Ensuite enserrer son aspect distal. Ensuite, serrer la partie distale de l'artère fémorale, et enfin l'aspect proximal.
- Serrer la partie distale de l'artère fémorale, et enfin l'aspect proximal.
- Placez une pince vasculaire unique dans la veine épigastrique superficielle et l'autre dans l'artère épigastrique superficielle. Utilisez une paire de ciseaux de microchirurgie droites pour couper l'artère épigastrique superficielle et la veine à leur origine et la terminaison, respectivement.
- Abondamment irriguer la lumière de ces vaisseaux avec une solution saline normale héparinisé 10 UI / ml, Jusqu'à ce qu'aucun sang ou des débris sont visibles à l' intérieur de la lumière des navires 33.
- Tirez et coupez un brassard de adventice à proximité des sites de section vasculaires.
- Transférez le volet épigastrique au cou à l' aide des pinces d'Addison (figure 8).
- Fermez le site donneur avec subcuticulaire interrompu 5/0 points de suture résorbables.
- Fermer la peau avec interrompus 5/0 points de suture en nylon.
4. Site bénéficiaire Procédure chirurgicale
- Exposition des navires du site du bénéficiaire
- L'utilisation d'un marqueur chirurgical de la peau, tracer une ligne sur le bord interne du muscle sterno gauche (SCM).
- L'utilisation d'un marqueur chirurgical de la peau, dessiner une autre ligne immédiatement crânien et parallèle à la clavicule gauche. Ces deux lignes doivent converger à l'articulation sterno-claviculaire gauche.
- Inciser la peau en utilisant une lame numéro 15 de scalpel.
- Utilisez un cautère électrique pour couper à travers l'subcutaneous tissus.
- Utilisez une paire de ciseaux pour disséquer squelettage la veine jugulaire externe latérale du muscle SCM.
- Isoler et ligaturer les affluents de la jugulaire externe dans ce (Figure 9).
- Ligaturer la veine jugulaire externe juste en dessous de la mâchoire inférieure avec une suture en nylon 9/0.
- Placez une seule pince veineuse sous la dernière ligature et couper la veine jugulaire externe en utilisant une paire de ciseaux de microchirurgie droites.
- Laver la lumière de la veine avec une solution saline normale héparinisée à une concentration de 10 UI / ml.
- Isoler la marge médiale du muscle SCM et se rétracter ce muscle latéralement, exposant ainsi l'artère carotide et le nerf pneumogastrique (Figure 10).
- Faire une incision transversale dans le tiers médian du muscle SCM utilisant le cautère électrique.
- Placer un écarteur entre la face profonde du muscle SCM et les muscles de la sangle.
- Tease loin le nerf vague de la carotideartère, en prenant soin de ne pas endommager ces structures.
- anastomoses vasculaires
- Placez une pince double artérielle dans l'artère carotide.
- Placez un point Nylon 9/0 dans la partie latérale de l'artère carotide, et utiliser ce point pour tirer cette partie de la paroi du vaisseau.
- Utilisez une paire de ciseaux de microchirurgie droites pour produire une ouverture dans cette région de la paroi du vaisseau.
- Utilisation interrompue 10/0 sutures en nylon effectuer une anastomose termino-latérale entre l'artère épigastrique superficielle du volet et l'artère carotide au niveau de l'ouverture de la carotide récemment créée.
- Approchez le moignon proximal de la veine jugulaire externe et la veine épigastrique superficielle et inspecter le calibre de ces deux veines.
- Si la différence dans la taille est légère à modérée, dilater la lumière de la fin de la veine épigastrique superficielle en utilisant une pince de dilatation de coupe.
- Si la différence de calibre est très prononcés, en plus des pinces de dilatation, biseau l'extrémité de la veine épigastrique superficielle dans un angle de 30 à 45 °.
- Effectuer l'anastomose veineuse, en utilisant interrompu 11/0 sutures en nylon.
- Retirer les pinces individuelles placées sur les vaisseaux du rabat.
- Retirer la double pince positionnée dans la veine fémorale.
- Retirer la double pince placé dans l'artère fémorale.
- Évaluer la perméabilité et la compétence des anastomoses
- Vérifier si l'artère et la veine du volet sont complètement dilaté et aucun saignement significatif est observé après 3 min d'enlever les pinces vasculaires (figure 11).
- En cas de saignement pendant cette période placer une gaze saline humide sur l'anastomose et appliquer une légère pression.
- En cas de saignement anastomoses ne se limite pas au bout de 3 min, ajouter d'autres 11/0 Nylon interrompu sutures, après le placement de pince vasculaire, selon les besoins.
- Attendre 10 min avec le rabat relié aux vaisseaux du cou et enveloppé par une gaze imprégné d'une solution saline chaude.
- Évaluer la perfusion et blessure au cou de l'hémostase de rabat. Inspecter les anastomoses pour des signes d'hémorragie, thrombose ou traction excessive.
- Fixer le volet dans le site receveur commençant par 5/0 intradermique sutures interrompues.
- Fermer la peau avec 5/0 Nylon interrompu sutures (Figure 12).
- Vérifier si l'artère et la veine du volet sont complètement dilaté et aucun saignement significatif est observé après 3 min d'enlever les pinces vasculaires (figure 11).
Soins 5. post-opératoire
- Laissez le rat pour récupérer l'intérieur de sa cage individuelle en position latérale droite de décubitus. Gardez la cage chaude en plaçant un coussin chauffant électrique fixé sur le bas dessous. Placez un chiffon de lumière entre la cage et le coussin chauffant électrique pour éviter l'hyperthermie.
- Regarder l'animal en continu, il tourne vers le décubitus latéral opposé toutes les 5 min, jusqu'à ce qu'il reprend décubitus sternale et il est capable de déambuler.
- Maison les rats individuellement jusqu'à enlever til a des points de suture chirurgicaux deux semaines après l'intervention chirurgicale.
- Donnez un anti-inflammatoire 1 mg / kg par voie sous cutanée une fois par jour pour les 3 jours suivant la chirurgie, pour l'analgésie postopératoire.
6. Évaluation Flap
- Présenter une friandise sur la tête du rat et d'évaluer la viabilité de volet par inspection visuelle.
- Si l'exposition est insuffisante à l'aide de l'étape précédente, un assistant appliquant toucher doux sur la région interscapulaire du rat, tout en examinant le volet.
- Utilisez la photographie numérique et le logiciel ImageJ pour évaluer quantitativement les domaines de la déhiscence de la plaie, lambeau épidermolyse, hyperémie, congestion et / ou une nécrose, comme expliqué en détail par Trujillo et al. 15.
Representative Results
Selon l'expérience des auteurs de plus de dix ans en utilisant le lambeau libre épigastrique comme un modèle de transfert de tissu libre aussi bien dans le cadre des cours de microchirurgie et à des fins de recherche, le taux de survie lambeau dépend quelque peu de la dextérité et l'expérience du chirurgien . D'une manière générale, si les aspects techniques décrits ci-dessus sont pris en compte, un taux de survie presque complète (<10% de nécrose du lambeau) d'environ 70% des volets est à prévoir. Environ 10% des rabats présentent une nécrose partielle (10 à 50%). Environ 20% des volets souffrent nécrose complète. Un taux de survie presque complète de 80% a été obtenu au cours des 20 dernières procédures effectuées par le premier auteur (DC) (Figure 13).
Pendant les deux premiers jours postopératoires, le lambeau épigastrique libre est souvent oedémateux et présente un certain degré de congestion veineuse. Elles sont généralement both disparaissent progressivement entre 3 et 5 jours après la chirurgie. En règle générale, au cours de la première semaine, le rat supprime la plupart des points externes et une partie des sutures intradermique, entraînant souvent des zones éparses de faible déhiscence de la plaie (figure 14). 10 jours après, les cheveux commencent lentement à se développer sur la surface du volet. A la fin du premier mois après la chirurgie, le volet est habituellement recouverte de poils légèrement plus courte que la peau adjacente. Deux mois après l' opération, la présence du volet est annoncée par une légère bosse, et par une cicatrice relativement discrète autour des marges du rabat (figure 14). cannibalisme automatique du volet est une découverte rare que, dans l'expérience des auteurs, se produit presque exclusivement dans les cas de nécrose lambeau totale.
Figure 1: Anatomie vasculaire de l'fla libre épigastriquep.
Cette photographie montre la épigastre gauche d'un rat préalablement injecté avec une solution de latex rouge dans le système artériel et avec une solution de latex bleu dans le système veineux. Il est possible d'observer que la région épigastrique reçoit un approvisionnement en sang axial de l'artère épigastrique superficielle et la veine. Ces navires proviennent et se déversent dans l'artère et la veine fémorales, respectivement. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2: Numérisation image de microscopie électronique d'une fonte à la corrosion des vaisseaux épigastriques superficiels montrant l'approvisionnement en sang vasculaire microscopique au lambeau libre épigastrique.
Cette image de microscopie électronique à balayage d'une fonte à la corrosion du SuperFivaisseaux épigastriques cielles du rat montre que la veine a un plus gros calibre que l'artère. En moyenne, le calibre de la veine épigastrique superficielle est de 0,6 à 0,8 mm, par rapport aux 0,3 à 0,5 mm de l'artère épigastrique superficielle. Cette image montre également que l'artère épigastrique superficielle provient de deux branches principales: une latérale et une branche médiane qui, à son tour diviser plusieurs fois, en provenance des réseaux capillaires qui fournissent la majeure partie de la région épigastrique. Ces capillaires se déversent dans les affluents de la veine épigastrique superficielle qui ont un cours parallèle à l'arbre artériel. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3: zone potentielle d'un lambeau libre épigastrique gauche chez le rat.
Ce repré diagrammeSENTS la région de la paroi abdominale fournie par les vaisseaux épigastriques superficielles et qui peuvent être mobilisés dans le rabat épigastrique. Ce volet peut être jusqu'à 5 cm de long et 3 cm de largeur. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4: Photographie d'une section tachée hématoxyline-éosine du volet épigastrique.
Cette section tachée hématoxyline-éosine de la région épigastrique montre que le volet est composé épigastrique du tégument de cette région qui recouvre les muscles de la paroi abdominale. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5: composition histologique du volet épigastrique.
La photo sur le côté gauche représente une section tachée hématoxyline-éosine d'un volet épigastrique, alors que la photo sur le côté droit a été obtenu à partir de la section de trichrome de Masson a de ce volet. Ces deux images montrent que le volet épigastrique du rat est un bloc composite de tissus. Il contient une couche superficielle de la peau, formée par le derme et l'épiderme. Sous la peau il y a une couche de tissu adipeux nommé pannicule adiposus. En dessous de cette couche il y a couche de muscle strié connu sous le nom pannicule carnosus. Ci - dessous l'carnosus pannicule il y a un fascia profond qui couvre les muscles abdominaux plus larges et plus profondes. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 6. Les marquages pré-opératoires de la peau sur la surface ventrale du rat , avant l'intervention chirurgicale.
Cette photographie montre les marquages de la peau pour les incisions utilisées pour soulever le volet épigastrique gauche et ensuite pour insérer ce volet dans la face ventrale de la région cervicale gauche.
Figure 7. Anatomie chirurgicale des éléments nutritifs des vaisseaux du lambeau épigastrique sous le microscope opératoire (10X grossissement).
Cette photographie montre l'artère épigastrique superficielle et la veine provenant et de drainage dans l'artère et la veine fémorales, respectivement. Le latéral fémorale artère circonflexe découle habituellement de la partie caudale de l'epi superficielleartère gastrique. Le latéral fémoral circonflexe veine a un parcours similaire et se termine dans la veine épigastrique superficielle habituellement. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 8. Le lambeau épigastrique ex vivo pédiculé sur ses vaisseaux nourriciers (l'artère épigastrique superficielle et la veine - A, V, respectivement). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 9. Vue de l'exploitationdissection de la veine du destinataire, à savoir la veine jugulaire externe, sur le côté gauche du cou (6x).
Il est possible d'observer le courant sous-cutanée de la partie latérale de la veine jugulaire externe au muscle sterno. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 10. Vue de la dissection de l'artère des donateurs, à savoir, la carotide commune d' exploitation, sur le côté gauche du cou (grossissement 10x).
L'artère et le nerf pneumogastrique d'accompagnement sont exposés après la rétraction de la sternocléidomastoïdien et les muscles hyoïdiens, comme le montre. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de tsa figure.
Figure 11. Photographie des anastomoses vasculaires entre les vaisseaux du rabat et les vaisseaux receveurs dans le cou, comme on le voit sous le microscope opératoire (10x de grossissement).
Cette photographie montre l'anastomose termino-latérale entre la carotide commune et les artères épigastriques superficielles. Il est également possible d'observer l'anastomose termino-terminale entre la épigastrique superficielle et les veines jugulaires externes. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 12. Photographie de face ventrale de l'immé de rat diatement après la chirurgie.
Notez que la zone donneuse est facilement fermé principalement. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 13. épigastrique lambeau libre survie dans 20 rats consécutifs opérés par le premier auteur (DC).
Cinq rats (20%) présentaient une nécrose complète rabat (cas 1, 4, 8, 13 et 15, représentés par des points rouges). Les zones de nécrose volet ont été déterminées à l'aide du ImageJ du logiciel libre, comme expliqué en détail par Trujillo et al. 15. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
14 "src =" / files / ftp_upload / 55281 / 55281fig14.jpg "/>
Figure 14. Photographies du volet épigastrique placé sur la face ventrale du cou 4, 14 et 60 jours après l' opération.
Quatre jours après la chirurgie, il y a généralement une certaine déhiscence de la plaie, comme le rat supprime les points de suture. Toutefois, le volet reste généralement en place. Il est possible d'examiner le volet quotidiennement par simple inspection visuelle. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Acknowledgments
L'un des auteurs (Diogo Casal) a reçu une subvention du programme pour l'éducation médicale avancée, qui est parrainé par Fundação Calouste Gulbenkian, Fundação Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundação para a Ciência e Tecnologia, Portugal.
Les auteurs tiennent à remercier l'aide technique de M. Alberto Severino dans le tournage et montage de la vidéo. Les auteurs sont également reconnaissants à M. Octávio Chaveiro, M. Marco Costa et M. Carlos Lopes pour leur aide dans la préparation des spécimens d'animaux présentés dans ce document.
Enfin, les auteurs tiennent à remercier Mme Gracinda Menezes pour son aide dans tous les aspects logistiques relatifs à l'acquisition et l'entretien des animaux.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Skin Skribe Surgical Skin Marker | Moore Medical | 31456 | https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/ &PG=CTL&CS= HOM&FN=ProductDetail& PID=1740&spx=1 |
| Micro retractor | Fine Science Tools | RS-6540 | http://www.finescience.de |
| Graeffe forceps 0.8 mm tips curved | Fine Science Tools | 11052-10 | http://www.finescience.de |
| Acland clamps | Fine Science Tools | 00398 V | http://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf |
| Clamp applicator | Fine Science Tools | CAF-4 | http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf |
| High-Temperature Cautery | Fine Science Tools | AA03 | http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp |
| Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 | Fine Science Tools | D-5a.2 | http://www.merciansurgical.com |
| Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 | Fine Science Tools | JFA-5b | http://www.merciansurgical.com |
| Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 | Fine Science Tools | JF-5 | http://www.merciansurgical.com |
| Acland Single Clamps B-1V (Pair) | Fine Science Tools | 396 | http://www.merciansurgical.com |
| Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight | Fine Science Tools | 67 | http://www.merciansurgical.com |
| Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT | Fine Science Tools | EA7613-11 | http://www.merciansurgical.com |
| Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT | Fine Science Tools | EA7652-14 | http://www.merciansurgical.com |
| Derf Needle Holders 12 cm TC | Fine Science Tools | 703DE12 | http://www.merciansurgical.com |
| Monosyn 5-0 | B.Braun | 15423BR | http://www.mcfarlanemedical.com.au/ 15423BR/ SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php |
| Ethilon 5-0 | Ethicon | W1618 | http://www.farlamedical.co.uk/category_Ethilon-Suture-1917/Ethilon-Sutures/ |
| Dafilon 10-0 | B.Braun | G1118099 | http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816 |
| Veet Sensitive Skin Hair Removal Cream Aloe Vera and Vitamin E 100 ml | Veet | http://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/ | |
| Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine) | Fine Science Tools | 7973 | http://www.millermedicalsupplies.com |
| Castroviejo needle holders | Fine Science Tools | 12565-14 | http://s-and-t.ne |
| Straight mosquito forcep | Fine Science Tools | 91308-12 | http://www.finescience.de |
| Cutasept F skin disinfectant | Bode Chemie | http://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php | |
| Lacri-lube Eye Ointment 5g | Express Chemist | LAC101F | http://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html |
| Normal saline for irrigation | Hospira, Inc. | 0409-6138-22 | http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts |
| Heparin Sodium Solution (5,000 IU/ml) | B.Braun | http://www.bbraunusa.com/products.html?prid=PRID00006982 | |
| Meloxicam Metacam | Boehringer Ingelheim | http://www.bi-vetmedica.com/species/pet/products.html | |
| Heat Lamp HL-1 | Harvard Apparatus | 727562 | https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/ haisku3_10001_11051_39108_-1_ HAI_ProductDetail_N_ 37610_37611_37613 |
| Homeothermic Blanket System with Flexible Probe | Harvard Apparatus | 507220F | https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/ haisku3_10001_11051_39108_-1_ HAI_ProductDetail_N_ 37610_37611_37613 |
| Dry heat sterilizer | Quirumed | 2432 | http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores |
| Surgical drapes | Barrier | 800430 | http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/ |
| Biogel Surgical Gloves | Medex Supply | 30465 | https://www.medexsupply.com |
| Operating microscope | Leica Surgical Microsystems | 10445319 | http://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/ |
References
- Morain, W. D. Plastic Surgery. Mathes, S. J. 1, Saunders. 27-34 (2006).
- Christoforou, D., Alaia, M., Craig-Scott, S. Microsurgical management of acute traumatic injuries of the hand and fingers. Bull Hosp Jt Dis. 71 (1), 6-16 (2013).
- Santoni-Rugiu, P., Sykes, P. J. A History of Plastic Surgery. Santoni-Rugiu, P., Sykes, P. J. , Springer. 3 79-119 (2007).
- Tamai, S. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. , Springer-Verlag. Ch. 1 3-24 (2003).
- Bettencourt-Pires, M. A., et al. Anatomy and grafts - From Ancient Myths, to Modern Reality. Arch Anat. 2 (1), 88-107 (2014).
- Casal, D., Gomez, M. M., Antunes, P., Candeias, H., Almeida, M. A. Defying standard criteria for digital replantation: A case series. Int J Surg Case Rep. 4 (7), 597-602 (2013).
- Gomez, M. M., Casal, D. Reconstruction of large defect of foot with extensive bone loss exclusively using a latissimus dorsi muscle free flap: a potential new indication for this flap. J Foot Ankle Surg. 51 (2), 215-217 (2012).
- Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. J Vis Exp. (89), (2014).
- Pichierri, A., et al. How to set up a microsurgical laboratory on small animal models: organization, techniques, and impact on residency training. Neurosurg Rev. 32 (1), 101-110 (2009).
- Klein, I., Steger, U., Timmermann, W., Thiede, A., Gassel, H. J. Microsurgical training course for clinicians and scientists at a German University hospital: a 10-year experience. Microsurgery. 23 (5), 461-465 (2003).
- Fukui, A. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. , Springer-Verlag. Ch. 1 35-43 (2004).
- Ad-El, D. D., Harper, A., Hoffman, L. A. Digital replantation teaching model in rats. Microsurgery. 20 (1), 42-44 (2000).
- Ruby, L. K., Greene, M., Risitano, G., Torrejon, R., Belsky, M. R. Experience with epigastric free flap transfer in the rat: technique and results. Microsurgery. 5 (2), 102-104 (1984).
- Edmunds, M. C., Wigmore, S., Kluth, D. In situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap: a rat model of myocutaneous ischemia reperfusion injury. J Vis Exp. (76), (2013).
- Trujillo, A. N., Kesl, S. L., Sherwood, J., Wu, M., Gould, L. J. Demonstration of the rat ischemic skin wound model. J Vis Exp. (98), (2015).
- Siemionow, M. Z. Plastic and Reconstructive Surgery: Experimental models and research designs. Siemionow, M. Z. , Springer - Verlag. Ch. 1-7 3-67 (2015).
- Petry, J. J., Wortham, K. A. The anatomy of the epigastric flap in the experimental rat. Plast Reconstr Surg. 74 (3), 410-413 (1984).
- Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. 6, Springer-Verlag. Ch. 6 111-114 (2004).
- Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14 (6), 420-423 (1993).
- Tonken, H. P., et al. Microvascular transplant of the gastrocnemius muscle in rats. Microsurgery. 14 (2), 120-124 (1993).
- Miyamoto, S., et al. Free pectoral skin flap in the rat based on the long thoracic vessels: a new flap model for experimental study and microsurgical training. Ann Plast Surg. 61 (2), 209-214 (2008).
- Nasir, S., Aydin, A., Kayikcioglu, A., Sokmensuer, C., Cobaner, A. New experimental composite flap model in rats: gluteus maximus-tensor fascia lata osteomuscle flap. Microsurgery. 23 (6), 582-588 (2003).
- Coskunfirat, O. K., Islamoglu, K., Ozgentas, H. E. Posterior thigh perforator-based flap: a new experimental model in rats. Ann Plast Surg. 48 (3), 286-291 (2002).
- Ozkan, O., et al. A new flap model in rats: iliac osteomusculocutaneous flap. Ann Plast Surg. 47 (2), 161-167 (2001).
- Padubidri, A. N., Browne, E. Modification in flap design of the epigastric artery flap in rats--a new experimental flap model. Ann Plast Surg. 39 (5), 500-504 (1997).
- Strauch, B., Murray, D. E. Transfer of composite graft with immediate suture anastomosis of its vascular pedicle measuring less than 1 mm. in external diameter using microsurgical techniques. Plast Reconstr Surg. 40 (4), 325-329 (1967).
- Green, C. E. Anatomy of the Rat. First edn. , Hafner Publishing Company. 124-153 (1968).
- Greene, E. C. Anatomy of the rat. , Hafner. New York. (1959).
- Langworthy, O. R. A morphological study of the panniculus carnosus and its genetical relationship to the pectoral musculature in rodents. Am J Anat. 35 (2), 283-302 (1925).
- Popesko, P., Ratjová, V., Horák, J. A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, Saunders. 13-104 (1992).
- Brown, S. H., Banuelos, K., Ward, S. R., Lieber, R. L. Architectural and morphological assessment of rat abdominal wall muscles: comparison for use as a human model. J Anat. 217 (3), 196-202 (2010).
- Harder, Y., et al. Ischemic tissue injury in the dorsal skinfold chamber of the mouse: a skin flap model to investigate acute persistent ischemia. J Vis Exp. (93), e51900 (2014).
- Cox, G. W., Runnels, S., Hsu, H. S., Das, S. K. A comparison of heparinised saline irrigation solutions in a model of microvascular thrombosis. Br J Plast Surg. 45 (5), 345-348 (1992).
- Gurunluoglu, R., Siemionow, M. Z. Plastic and Reconstructive Surgery: Experimental models and research designs. Siemionow, M. Z. , Spronger. Ch. 6 53-62 (2015).
- Nasir, S. Plast Reconstr Surg. , Springer. 227-236 (2015).
- Parsa, F. D., Spira, M. Evaluation of anastomotic techniques in the experimental transfer of free skin flaps. Plast Reconstr Surg. 63 (5), 696-699 (1979).
- Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The Rat Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A True Myocutaneous Flap Model. Ann Plast Surg. 31 (4), 352-357 (1993).
- Özkan, Ö, et al. A new flap model in rats: iliac osteomusculocutaneous flap. Ann Plast Surg. 47 (2), 161-167 (2001).
- Ozkan, O., Koshima, I., Gonda, K. A supermicrosurgical flap model in the rat: a free true abdominal perforator flap with a short pedicle. Plast Reconstr Surg. 117 (2), 479-485 (2006).
- Dorsett-Martin, W. A. Rat models of skin wound healing: a review. Wound Repair Regen. 12 (6), 591-599 (2004).
- Ghali, S., et al. Treating chronic wound infections with genetically modified free flaps. Plast Reconstr Surg. 123 (4), 1157-1168 (2009).
