Introduction
Transferencia de tejido libre ha sido cada vez más utilizado en la práctica clínica para la reconstrucción de tejidos desaparecidos desde la década de 1970 1-5. Esto ha permitido la reconstrucción de defectos complejos y de otra manera no tratables resultantes de extirpación de tumores, traumatismos, infecciones, malformaciones o quemaduras 1-7. Los colgajos libres de este tipo son particularmente útiles para la reconstrucción de regiones anatómicas de alta complejidad, como los de la cabeza y el cuello, la mano, el pie, y el perineo 1,4.
Sin embargo, aún hoy en día los cirujanos en formación se amilana con frecuencia por la complejidad de varios pasos involucrados en la crianza, la transferencia y insetting un colgajo libre con el uso de técnicas e instrumentos de microcirugía 8,9. Además, es ampliamente aceptado que se convierta en un microcirujano competentes, extensa práctica experimental en un modelo animal es obligatorio 4,8-13.
Por otra parte la investigación, básica y traslacionalen el ámbito de la transferencia de tejido libre es de gran 8,14-16 potencial clínico. No obstante, los investigadores están con frecuencia decidan a utilizar modelos de microcirugía de transferencia de tejido debido a la falta de información con respecto a los aspectos técnicos involucrados en los procedimientos operativos 4,8-14. La rata es un buen modelo animal para la investigación y la formación de microcirugía, ya que es relativamente barato, fácil de mantener, y susceptibles de manipulación frecuente 8,11,13,14,17,18.
Aunque varios colgajos óseos libre, musculares y de la piel se han descrito en la rata 18-24, la aleta fasciocutáneo epigástrica libre es el más ampliamente utilizado con fines didácticos 9,12,13,18,25. Este colgajo libre fue descrito por primera vez en 1967 por Strauch y Murray y ha ganado cada vez más popularidad desde entonces, debido a varios factores, a saber, la anatomía vascular constante, la facilidad relativa de la disección, los vasos de nutrientes importantes, y la redundancia de la piel en la zona donante, WHich permite el cierre primario del defecto resultante de la elevación del colgajo 4,9-11,13,17,18,25-28.
Solapa de Anatomía e Histología
El colgajo epigástrico es suministrada por la arteria epigástrica superficial y la vena (Figura 1). Estos vasos se originan en y drenan en la arteria femoral y la vena, respectivamente. En promedio, el calibre de la vena epigástrica superficial es de 0,6 a 0,8 mm, lo que contrasta con los 0,3 a 0,5 mm de la arteria epigástrica superficial (Figura 2) 17,18. La arteria epigástrica superficial emite dos ramas principales: un lateral y una rama medial que a su vez se dividen en múltiples ocasiones, originando redes capilares que suministran la mayor parte del tegumento de la región epigástrica. Estos capilares drenan en los afluentes de las venas epigástricas superficiales que tienen un curso paralelo al árbol arterial (Figura 2) 13,17,18. El diagrama de la Figura 3 representa la región de la pared abdominal ventrolateral suministrada por los vasos epigástricos superficiales que se pueden movilizar en la solapa epigástrica. Este colgajo puede ser de hasta 5 cm de largo y 3 cm de ancho 13,17,18.
Histológicamente, la solapa se compone del tegumento que cubre los músculos de la pared abdominal ventrolateral (Figura 4) 13,17,18. Contiene una capa superficial de la piel, formada por la dermis y la epidermis. Debajo de la piel hay una capa de tejido graso llamado panículo adiposo. Por debajo de esta capa hay otra capa de músculo estriado conocido como panículo carnoso 18,28,29. Por debajo del panículo carnoso hay tejido laxo que es superficial a la fascia profunda que cubre los músculos abdominales más grandes. Por lo tanto, la aleta es un bloque compuesto de los tejidos, que contiene todas estas capas, a excepción de la fascia muscular profundo (Figura 5) 13,17,18,27-31.
Protocol
Todos los procedimientos que involucran sujetos animales fueron aprobados por el Comité Institucional de animales Cuidado y Uso y Comité de Ética de la Facultad de Medicina de la Universidad Nova, Lisboa, Portugal (08/2012 / CEFCM).
1. Procedimiento Quirúrgico Set-up Notas
- Usar ratas Wistar adultas que pesaban 250 a 350 g.
- Mantenga las ratas con comida y agua ad libitum con ciclos de luz-oscuridad de 12 hr 7 días antes de la cirugía.
- Pesar la rata con el fin de determinar la cantidad de anestésico requerido.
- Autoclave todos los instrumentos quirúrgicos antes de la cirugía.
- Disposición todos los suministros y los instrumentos quirúrgicos necesarios para el procedimiento (véase la Tabla de Materiales).
- Realizar la cirugía bajo un microscopio de operación con instrumentos convencionales y microcirugía.
- Coloque la manta homeotermos, sonda rectal, y la lámpara de calor.
- Coloque uno 20 ml vial esterilizado que contiene 0,9% de solución salina en un baño de agua calentada a37 ºC.
- Use guantes esterilizados para desinfectar todas las superficies del entorno operativo con una solución alcohólica. Quitarse los guantes.
- Colocar una tapa de matorrales y la máscara.
- Desinfectar las manos con agua y jabón y llevar otro par de guantes esterilizados.
- Use una bata quirúrgica estéril.
2. La anestesia y la preparación de la piel
NOTA: Haga que un asistente de ayuda con los cuatro pasos siguientes, como una bata estéril y se llevan guantes.
- Anestesiar la rata con una mezcla de ketamina y diazepam por vía intraperitoneal dado. La dosis es de 5 mg / kg de ketamina y 0,25 mg / kg de diazepam. Juzgar la profundidad de la anestesia por pizca dedo del pie y por la observancia de la tasa de respiración durante todo el procedimiento 8,14,15,32.
- Aplicar un gel oftálmico sobre la superficie anterior de los ojos para evitar la abrasión de la córnea.
- Quitar el pelo sobre la cara ventral del abdomen con una crema depilatoria. Después remov peloal, retire la crema depilatoria con solución salina caliente.
- Pulverizar una cantidad sustancial de solución alcohólica sobre el sitio de la operación. Dejar el producto en el lugar de la operación y no limpiarlo. Espere al menos 15 segundos. Repetir la aplicación 3 veces. Dejar un tiempo de contacto de al menos 2 minutos antes de proceder con la cirugía. Otras unidades de investigación utilizan otros protocolos para prevenir la infección del sitio quirúrgico.
- El uso de guantes esterilizados, colocar 2 paños quirúrgicos en ambos lados de la rata.
3. Donantes Sitio Procedimiento Quirúrgico
- Establecer los límites de una aleta epigástrica que van de aproximadamente 5 cm de largo y 3 cm de ancho.
- Con un marcador quirúrgico de la piel, trazar una línea desde la apófisis xifoides del esternón a la sínfisis del pubis, con el fin de marcar la línea media sobre la superficie ventral del abdomen de la rata.
- En el lado izquierdo de la rata, utilizando un marcador quirúrgico de la piel, dibujar dos líneas perpendiculares a la primera línea: el díae cruzar inmediatamente caudal a la caja torácica, y otra, paralela a ésta y justo craneales al pliegue de la ingle (Figuras 3 y 6).
- Marque la incisión lateral con un marcador quirúrgico de la piel con una línea paralela a la línea media y alrededor de 3 cm de distancia de ella.
- recolección colgajo
- Incisión en la piel con una hoja de bisturí número 15 hasta llegar a la capa de panículo carnoso.
- Más profunda al plano panículo carnoso, hacer la incisión con una cauterización eléctrica hasta alcanzar la fascia muscular.
- Levante la solapa de medial a lateral y desde craneal a caudal, exponiendo pedículo del colgajo.
- Con cuidado ligate y dividen los vasos perforantes que sube de la capa muscular profunda y entrando en la superficie profunda de la aleta.
- Coloque un retractor en el aspecto caudal de la solapa y diseccionar pedículo del colgajo con cautela por las burlas suavementelejos de los tejidos que rodean suelta (Figura 7).
- Ligar y dividir la arteria circunfleja femoral lateral y la vena usando 9/0 de nylon para las ligaduras.
- Aislar la arteria femoral y la vena. Cuando está presente, ligar (usando 9/0 de nylon) y dividir las ramas de estos buques a los músculos adyacentes.
- En primer lugar, utilizar una pinza vascular doble para sujetar el aspecto proximal de la vena femoral. Posteriormente sujetar su aspecto distal. Entonces, sujetar el aspecto distal de la arteria femoral y, finalmente, su aspecto proximal.
- Sujetar el aspecto distal de la arteria femoral y, finalmente, su aspecto proximal.
- Colocar una sola pinza vascular en la vena epigástrica superficial y otra en la arteria epigástrica superficial. Use un par de tijeras de microcirugía rectas para cortar la arteria epigástrica superficial y vena en su origen y terminación, respectivamente.
- Copiosamente irrigar el lumen de los vasos con solución salina normal heparinizada 10 UI / ml, Hasta que no haya sangre o restos se observan en el interior del lumen de los buques 33.
- Tirar y cortar un manguito de adventicia cerca de los lugares de sección vasculares.
- Transferir la solapa epigástrica al cuello con unas pinzas de Addison (Figura 8).
- Cerrar la zona donante con subcuticular interrumpido 5/0 suturas absorbibles.
- Cierre la piel con puntos de nylon 5/0 interrumpidas.
4. Receptor Sitio Procedimiento Quirúrgico
- La exposición de los buques zona receptora
- Con un marcador quirúrgico de la piel, trazar una línea sobre el borde medial del músculo esternocleidomastoideo izquierdo (SMC).
- Con un marcador quirúrgico de la piel, sacar otra línea inmediatamente craneal y paralela a la clavícula izquierda. Estas dos líneas deben converger en la articulación esternoclavicular izquierda.
- Incisión en la piel utilizando una hoja de bisturí número 15.
- Utilice una cauterización eléctrica para cortar a través de la subcutaneous tejido.
- Use un par de tijeras de disección de esqueletizar la vena yugular externa lateral al músculo ECM.
- Aislar y ligar los afluentes de la yugular externa en este (Figura 9).
- Ligar la vena yugular externa justo debajo de la mandíbula con una sutura 9/0 Nylon.
- Colocar una sola pinza venosa debajo de la última ligadura y corte de la vena yugular externa utilizando un par de tijeras de microcirugía rectas.
- Lavar el lumen de la vena con solución salina normal heparinizada en una concentración de 10 UI / ml.
- Aislar el margen medial del músculo ECM y retraer este músculo lateralmente, exponiendo así la arteria carótida y el nervio vago (Figura 10).
- Hacer una incisión transversal en el tercio medio del músculo ECM utilizando la cauterización eléctrica.
- Coloque un retractor entre la superficie profunda del músculo ECM y los músculos de la correa.
- Se burlan de distancia del nervio vago de la carótidaarteria, teniendo cuidado de no dañar estas estructuras.
- anastomosis vasculares
- Coloque una abrazadera doble arterial en la arteria carótida.
- Coloque una puntada 9/0 de nylon en la cara lateral de la arteria carótida, y utilizar esta puntada para tirar de esta parte de la pared del vaso.
- Use un par de tijeras de microcirugía rectas para producir una abertura en esta región de la pared del vaso.
- El uso de suturas de nylon 10/0 interrumpieron realizar una anastomosis término-lateral entre la arteria epigástrica superficial de la aleta y la arteria carótida en el nivel de la abertura de la carótida de reciente creación.
- Enfoque del muñón proximal de la vena yugular externa y la vena epigástrica superficial e inspeccionar el calibre de estos dos venas.
- Si la discrepancia en el tamaño es de leve a moderada, dilatar el lumen del extremo del corte de la vena epigástrica superficial utilizando pinzas de dilatación.
- Si la diferencia de calibre es muy pronounced, además de fórceps dilatación, biselar el extremo de la vena epigástrica superficial en un ángulo de 30 a 45 °.
- Realizar la anastomosis venosa, utilizando interrumpido 11/0 suturas de nylon.
- Retire las abrazaderas simples colocados en los buques de la solapa.
- Retire la abrazadera doble colocado en la vena femoral.
- Retire la abrazadera doble colocado en la arteria femoral.
- Evaluar la permeabilidad y la competencia de las anastomosis
- Verificar si arteria y la vena de la aleta son completamente dilatado y no se observa hemorragia significativa después de 3 min de la eliminación de las pinzas vasculares (Figura 11).
- Si hay sangrado durante este período colocar una gasa humedecido con solución salina sobre la anastomosis y aplique una presión suave.
- Si el sangrado de la anastomosis no se detiene después de 3 minutos, agregar adicional de nylon 11/0 suturas interrumpidas, después de la colocación pinza vascular, según sea necesario.
- Esperar 10 min con la solapa conectado a los vasos del cuello y envuelto por una gasa humedecida en solución salina caliente.
- Evaluar la perfusión y el cuello hemostasia herida de aleta. Inspeccionar las anastomosis en busca de signos de hemorragia, trombosis o una tracción excesiva.
- Asegure la solapa en la zona del receptor a partir de 5/0 subcuticular suturas interrumpidas.
- Cierre la piel con 5/0 Nylon suturas interrumpidas (Figura 12).
- Verificar si arteria y la vena de la aleta son completamente dilatado y no se observa hemorragia significativa después de 3 min de la eliminación de las pinzas vasculares (Figura 11).
5. Cuidado post-operatorio
- Deja la rata para recuperar el interior de su jaula individual en la posición de decúbito lateral derecho. Mantener caliente la jaula mediante la colocación de una almohadilla de calor eléctrica a baja temperatura por debajo. Coloque un paño de luz entre la jaula y la almohadilla de calor eléctrico para evitar la hipertermia.
- Mira el animal de forma continua dando vuelta a la posición lateral opuesta cada 5 minutos, hasta que se reanude decúbito esternal y es capaz de deambular.
- Casa las ratas individualmente hasta la eliminación de tél puntos de sutura quirúrgicos dos semanas después del procedimiento quirúrgico.
- Dé un fármaco anti-inflamatorio 1 mg / kg por vía subcutánea una vez al día durante los 3 días siguientes a la cirugía, para la analgesia postoperatoria.
6. Evaluación de la aleta
- Presentar un premio de comida sobre la cabeza de la rata y evaluar la viabilidad del colgajo mediante inspección visual.
- Si la exposición es insuficiente usando el paso anterior, tener un asistente aplicación de toque suave sobre la región interescapular de la rata, mientras que el examen de la solapa.
- Utilice la fotografía digital y software ImageJ para evaluar cuantitativamente las áreas de dehiscencia de la herida, epidermólisis solapa, hiperemia, congestión y / o necrosis, como se explica en detalle por Trujillo et al. 15.
Representative Results
De acuerdo con la experiencia de los autores de más de diez años con el colgajo libre epigástrica como un modelo de transferencia de tejido libre tanto en el contexto de los cursos de microcirugía y con fines de investigación, la tasa de supervivencia colgajo depende en cierta medida de la destreza y experiencia del cirujano . En general, si se tienen en cuenta los aspectos técnicos descritos anteriormente, un índice de supervivencia casi completa (<10% de necrosis del colgajo) de alrededor de 70% de aletas es de esperar. Alrededor de 10% de aletas presentan necrosis parcial (10-50%). Alrededor del 20% de las solapas sufren necrosis completa. Una tasa de supervivencia casi completa 80% se obtuvo en los últimos 20 procedimientos realizados por el primer autor (DC) (Figura 13).
Durante los dos primeros días del postoperatorio, el colgajo libre es a menudo epigástrica edematoso y presenta algún grado de congestión venosa. Estos por lo general both disminuirá gradualmente entre 3 y 5 días después de la cirugía. Típicamente, durante la primera semana, la rata elimina la mayoría de los puntos de sutura externos y parte de las suturas subcuticulares, resultando a menudo en áreas dispersas de leve dehiscencia de la herida (Figura 14). Después de día 10, el pelo comienza lentamente a crecer en la superficie de la aleta. Al final del primer mes después de la cirugía, el colgajo se cubre generalmente con el pelo ligeramente más corta que la piel adyacente. Dos meses después de la operación, la presencia de la aleta es anunciado por una ligera protuberancia, y por una cicatriz relativamente poco visible alrededor de los márgenes de la solapa (Figura 14). canibalismo automática de la tapa es un hallazgo poco frecuente que, según la experiencia de los autores, se produce casi exclusivamente en casos de necrosis total del colgajo.
Figura 1: anatomía vascular del fla libre epigástricapag.
Esta fotografía muestra la región epigástrica izquierda de una rata previamente inyectado con una solución de látex de color rojo en el sistema arterial y con una solución de látex azul en el sistema venoso. Es posible observar que la región epigástrica recibe un suministro de sangre axial de la arteria epigástrica superficial y la vena. Estos vasos se originan en y drenan en la arteria femoral y la vena, respectivamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Exploración de la imagen de microscopía electrónica de un método de corrosión de los vasos epigástricos superficiales que muestra el suministro sanguíneo microvascular al colgajo libre epigástrica.
Esta imagen de microscopía electrónica de barrido de un método de corrosión de la superfivasos epigástricos ciales de la rata muestra que la vena tiene un calibre más grande que la arteria. En promedio, el calibre de la vena epigástrica superficial es de 0,6 a 0,8 mm, en comparación con los 0,3 a 0,5 mm de la arteria epigástrica superficial. Esta imagen también muestra que la arteria epigástrica superficial se origina dos ramas principales: un lateral y una rama medial que a su vez se dividen en múltiples ocasiones, originando redes capilares que suministran la mayor parte de la región epigástrica. Estos capilares drenan en los afluentes de la vena epigástrica superficial que tienen un curso paralelo al árbol arterial. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: área potencial de un colgajo libre epigástrico izquierda en la rata.
Este diagrama represensenta la región de la pared abdominal suministrada por los vasos epigástricos superficiales y que pueden movilizarse en la solapa epigástrica. Este colgajo puede ser de hasta 5 cm de largo y 3 cm de ancho. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Fotografía de una sección teñida con hematoxilina-eosina de la solapa epigástrica.
Esta sección teñida con hematoxilina-eosina de la región epigástrica muestra que la aleta epigástrico se compone de los tegumentos de esta región que cubre los músculos de la pared abdominal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: composición histológica de la solapa epigástrico.
La fotografía en la parte izquierda representa una sección teñida con hematoxilina-eosina de una aleta epigástrico, mientras que se obtuvo el fotografía en el lado derecho de la sección tricrómico de Masson una de este colgajo. Estas dos imágenes ilustran que la solapa epigástrico de la rata es un bloque compuesto de los tejidos. Contiene una capa superficial de la piel, formada por la dermis y la epidermis. Debajo de la piel hay una capa de tejido graso llamado panículo adiposo. Por debajo de esta capa existe capa de músculo estriado conocido como panículo carnoso. Por debajo de la panículo carnoso hay una fascia profunda que cubre los músculos abdominales más grandes y más profundos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6. marcas de la piel Pre-operatorias sobre la superficie ventral de la rata antes de la cirugía.
Esta fotografía muestra las marcas de la piel de las incisiones utilizadas para levantar el colgajo epigástrica izquierda y, posteriormente, a la inserción de este colgajo en la cara ventral de la región cervical izquierda.
Figura 7. Anatomía quirúrgica de los vasos nutrientes de la solapa epigástrica bajo el microscopio quirúrgico (10 aumentos).
Esta fotografía muestra la arteria epigástrica superficial y la vena procedente de drenaje y en la arteria femoral y la vena, respectivamente. La arteria circunfleja femoral lateral por lo general surge de la cara caudal del epi superficialesarteria gástrica. La vena circunfleja femoral lateral tiene un camino similar y por lo general termina en la vena epigástrica superficial. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8. La aleta epigástrico ex vivo pediculado en sus buques de nutrientes (la arteria epigástrica superficial y la vena - A, V, respectivamente). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9. Vista de funcionamiento de ladisección de la vena receptor, es decir, la vena yugular externa, en el lado izquierdo del cuello (ampliación 6x).
Es posible observar el curso subcutánea del lateral de la vena yugular externa al músculo esternocleidomastoideo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 10. Vista de funcionamiento de la disección de la arteria donante, es decir, la carótida común, en el lado izquierdo del cuello (aumento de 10x).
La arteria y el nervio vago acompañante están expuestos después de la retracción del esternocleidomastoideo y los músculos infrahyoid, tal como se muestra. Haga clic aquí para ver una versión más grande de tsu figura.
Figura 11. Fotografía de las anastomosis vasculares entre los buques de la solapa y los vasos receptores en el cuello, como se ve en el microscopio de operación (aumento de 10x).
Esta fotografía muestra la anastomosis término-lateral entre la carótida común y las arterias epigástricos superficiales. También es posible observar la anastomosis término-terminal entre la epigástrica superficial y las venas yugulares externas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 12. Fotografía de la cara ventral de la rata inme tamente después de la cirugía.
Observe que la zona donante se cierra fácilmente principalmente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 13. epigástrica supervivencia colgajo libre en 20 ratas consecutivos operados por el primer autor (CC).
Cinco ratas (20%) presentaron necrosis del colgajo completa (casos 1, 4, 8, 13 y 15, representados por los puntos rojos). Las áreas de necrosis del colgajo se determinaron utilizando el ImageJ software libre, tal como se explica en detalle por Trujillo et al. 15. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
14 "src =" / files / ftp_upload / 55281 / 55281fig14.jpg "/>
Figura 14. Las fotografías de la aleta epigástrico colocado en el aspecto ventral del cuello 4, 14 y 60 días después de la operación.
Cuatro días después de la cirugía, por lo general hay alguna dehiscencia de la herida, como la rata elimina los puntos de sutura. Sin embargo, la solapa por lo general permanece en su lugar. Es posible examinar el colgajo diariamente por simple inspección visual. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Acknowledgments
Uno de los autores (Diogo Casal) recibió una subvención del programa de Advanced Medical Education, que está patrocinado por la Fundación Calouste Gulbenkian, la Fundación Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundação para a Ciência e Tecnologia, Portugal.
Los autores desean agradecer la ayuda técnica del Sr. Alberto Severino en la filmación y edición del vídeo. Los autores también agradecen a D. Octavio Chaveiro, Sr. Marco Costa y el Sr. Carlos Lopes, por su ayuda en la preparación de los especímenes de animales presentados en este documento.
Por último, los autores desean agradecer a la Sra Gracinda Menezes por su ayuda en todos los aspectos logísticos relacionados con la adquisición y el mantenimiento de los animales.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Skin Skribe Surgical Skin Marker | Moore Medical | 31456 | https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/ &PG=CTL&CS= HOM&FN=ProductDetail& PID=1740&spx=1 |
| Micro retractor | Fine Science Tools | RS-6540 | http://www.finescience.de |
| Graeffe forceps 0.8 mm tips curved | Fine Science Tools | 11052-10 | http://www.finescience.de |
| Acland clamps | Fine Science Tools | 00398 V | http://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf |
| Clamp applicator | Fine Science Tools | CAF-4 | http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf |
| High-Temperature Cautery | Fine Science Tools | AA03 | http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp |
| Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 | Fine Science Tools | D-5a.2 | http://www.merciansurgical.com |
| Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 | Fine Science Tools | JFA-5b | http://www.merciansurgical.com |
| Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 | Fine Science Tools | JF-5 | http://www.merciansurgical.com |
| Acland Single Clamps B-1V (Pair) | Fine Science Tools | 396 | http://www.merciansurgical.com |
| Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight | Fine Science Tools | 67 | http://www.merciansurgical.com |
| Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT | Fine Science Tools | EA7613-11 | http://www.merciansurgical.com |
| Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT | Fine Science Tools | EA7652-14 | http://www.merciansurgical.com |
| Derf Needle Holders 12 cm TC | Fine Science Tools | 703DE12 | http://www.merciansurgical.com |
| Monosyn 5-0 | B.Braun | 15423BR | http://www.mcfarlanemedical.com.au/ 15423BR/ SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php |
| Ethilon 5-0 | Ethicon | W1618 | http://www.farlamedical.co.uk/category_Ethilon-Suture-1917/Ethilon-Sutures/ |
| Dafilon 10-0 | B.Braun | G1118099 | http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816 |
| Veet Sensitive Skin Hair Removal Cream Aloe Vera and Vitamin E 100 ml | Veet | http://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/ | |
| Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine) | Fine Science Tools | 7973 | http://www.millermedicalsupplies.com |
| Castroviejo needle holders | Fine Science Tools | 12565-14 | http://s-and-t.ne |
| Straight mosquito forcep | Fine Science Tools | 91308-12 | http://www.finescience.de |
| Cutasept F skin disinfectant | Bode Chemie | http://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php | |
| Lacri-lube Eye Ointment 5g | Express Chemist | LAC101F | http://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html |
| Normal saline for irrigation | Hospira, Inc. | 0409-6138-22 | http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts |
| Heparin Sodium Solution (5,000 IU/ml) | B.Braun | http://www.bbraunusa.com/products.html?prid=PRID00006982 | |
| Meloxicam Metacam | Boehringer Ingelheim | http://www.bi-vetmedica.com/species/pet/products.html | |
| Heat Lamp HL-1 | Harvard Apparatus | 727562 | https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/ haisku3_10001_11051_39108_-1_ HAI_ProductDetail_N_ 37610_37611_37613 |
| Homeothermic Blanket System with Flexible Probe | Harvard Apparatus | 507220F | https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/ haisku3_10001_11051_39108_-1_ HAI_ProductDetail_N_ 37610_37611_37613 |
| Dry heat sterilizer | Quirumed | 2432 | http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores |
| Surgical drapes | Barrier | 800430 | http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/ |
| Biogel Surgical Gloves | Medex Supply | 30465 | https://www.medexsupply.com |
| Operating microscope | Leica Surgical Microsystems | 10445319 | http://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/ |
References
- Morain, W. D. Plastic Surgery. Mathes, S. J. 1, Saunders. 27-34 (2006).
- Christoforou, D., Alaia, M., Craig-Scott, S. Microsurgical management of acute traumatic injuries of the hand and fingers. Bull Hosp Jt Dis. 71 (1), 6-16 (2013).
- Santoni-Rugiu, P., Sykes, P. J. A History of Plastic Surgery. Santoni-Rugiu, P., Sykes, P. J. , Springer. 3 79-119 (2007).
- Tamai, S. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. , Springer-Verlag. Ch. 1 3-24 (2003).
- Bettencourt-Pires, M. A., et al. Anatomy and grafts - From Ancient Myths, to Modern Reality. Arch Anat. 2 (1), 88-107 (2014).
- Casal, D., Gomez, M. M., Antunes, P., Candeias, H., Almeida, M. A. Defying standard criteria for digital replantation: A case series. Int J Surg Case Rep. 4 (7), 597-602 (2013).
- Gomez, M. M., Casal, D. Reconstruction of large defect of foot with extensive bone loss exclusively using a latissimus dorsi muscle free flap: a potential new indication for this flap. J Foot Ankle Surg. 51 (2), 215-217 (2012).
- Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. J Vis Exp. (89), (2014).
- Pichierri, A., et al. How to set up a microsurgical laboratory on small animal models: organization, techniques, and impact on residency training. Neurosurg Rev. 32 (1), 101-110 (2009).
- Klein, I., Steger, U., Timmermann, W., Thiede, A., Gassel, H. J. Microsurgical training course for clinicians and scientists at a German University hospital: a 10-year experience. Microsurgery. 23 (5), 461-465 (2003).
- Fukui, A. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. , Springer-Verlag. Ch. 1 35-43 (2004).
- Ad-El, D. D., Harper, A., Hoffman, L. A. Digital replantation teaching model in rats. Microsurgery. 20 (1), 42-44 (2000).
- Ruby, L. K., Greene, M., Risitano, G., Torrejon, R., Belsky, M. R. Experience with epigastric free flap transfer in the rat: technique and results. Microsurgery. 5 (2), 102-104 (1984).
- Edmunds, M. C., Wigmore, S., Kluth, D. In situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap: a rat model of myocutaneous ischemia reperfusion injury. J Vis Exp. (76), (2013).
- Trujillo, A. N., Kesl, S. L., Sherwood, J., Wu, M., Gould, L. J. Demonstration of the rat ischemic skin wound model. J Vis Exp. (98), (2015).
- Siemionow, M. Z. Plastic and Reconstructive Surgery: Experimental models and research designs. Siemionow, M. Z. , Springer - Verlag. Ch. 1-7 3-67 (2015).
- Petry, J. J., Wortham, K. A. The anatomy of the epigastric flap in the experimental rat. Plast Reconstr Surg. 74 (3), 410-413 (1984).
- Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. 6, Springer-Verlag. Ch. 6 111-114 (2004).
- Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14 (6), 420-423 (1993).
- Tonken, H. P., et al. Microvascular transplant of the gastrocnemius muscle in rats. Microsurgery. 14 (2), 120-124 (1993).
- Miyamoto, S., et al. Free pectoral skin flap in the rat based on the long thoracic vessels: a new flap model for experimental study and microsurgical training. Ann Plast Surg. 61 (2), 209-214 (2008).
- Nasir, S., Aydin, A., Kayikcioglu, A., Sokmensuer, C., Cobaner, A. New experimental composite flap model in rats: gluteus maximus-tensor fascia lata osteomuscle flap. Microsurgery. 23 (6), 582-588 (2003).
- Coskunfirat, O. K., Islamoglu, K., Ozgentas, H. E. Posterior thigh perforator-based flap: a new experimental model in rats. Ann Plast Surg. 48 (3), 286-291 (2002).
- Ozkan, O., et al. A new flap model in rats: iliac osteomusculocutaneous flap. Ann Plast Surg. 47 (2), 161-167 (2001).
- Padubidri, A. N., Browne, E. Modification in flap design of the epigastric artery flap in rats--a new experimental flap model. Ann Plast Surg. 39 (5), 500-504 (1997).
- Strauch, B., Murray, D. E. Transfer of composite graft with immediate suture anastomosis of its vascular pedicle measuring less than 1 mm. in external diameter using microsurgical techniques. Plast Reconstr Surg. 40 (4), 325-329 (1967).
- Green, C. E. Anatomy of the Rat. First edn. , Hafner Publishing Company. 124-153 (1968).
- Greene, E. C. Anatomy of the rat. , Hafner. New York. (1959).
- Langworthy, O. R. A morphological study of the panniculus carnosus and its genetical relationship to the pectoral musculature in rodents. Am J Anat. 35 (2), 283-302 (1925).
- Popesko, P., Ratjová, V., Horák, J. A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, Saunders. 13-104 (1992).
- Brown, S. H., Banuelos, K., Ward, S. R., Lieber, R. L. Architectural and morphological assessment of rat abdominal wall muscles: comparison for use as a human model. J Anat. 217 (3), 196-202 (2010).
- Harder, Y., et al. Ischemic tissue injury in the dorsal skinfold chamber of the mouse: a skin flap model to investigate acute persistent ischemia. J Vis Exp. (93), e51900 (2014).
- Cox, G. W., Runnels, S., Hsu, H. S., Das, S. K. A comparison of heparinised saline irrigation solutions in a model of microvascular thrombosis. Br J Plast Surg. 45 (5), 345-348 (1992).
- Gurunluoglu, R., Siemionow, M. Z. Plastic and Reconstructive Surgery: Experimental models and research designs. Siemionow, M. Z. , Spronger. Ch. 6 53-62 (2015).
- Nasir, S. Plast Reconstr Surg. , Springer. 227-236 (2015).
- Parsa, F. D., Spira, M. Evaluation of anastomotic techniques in the experimental transfer of free skin flaps. Plast Reconstr Surg. 63 (5), 696-699 (1979).
- Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The Rat Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A True Myocutaneous Flap Model. Ann Plast Surg. 31 (4), 352-357 (1993).
- Özkan, Ö, et al. A new flap model in rats: iliac osteomusculocutaneous flap. Ann Plast Surg. 47 (2), 161-167 (2001).
- Ozkan, O., Koshima, I., Gonda, K. A supermicrosurgical flap model in the rat: a free true abdominal perforator flap with a short pedicle. Plast Reconstr Surg. 117 (2), 479-485 (2006).
- Dorsett-Martin, W. A. Rat models of skin wound healing: a review. Wound Repair Regen. 12 (6), 591-599 (2004).
- Ghali, S., et al. Treating chronic wound infections with genetically modified free flaps. Plast Reconstr Surg. 123 (4), 1157-1168 (2009).
