Introduction
在组织工程和生物传感，控制在微米尺度的蛋白质和细胞的空间组织的能力，已成为在过去的四十年里1，2，3越来越重要。蛋白质和细胞的精确空间组织已经允许研究者检查包含相似或不同类型的细胞，以引导细胞生长，和固定生物分子的生物传感器4，5，6，7，8的制造电池和基板之间的相互作用， 9。
图案蛋白目前的方法包括光图案和微接触印刷。光图案利用其在暴露交联ULTR光敏材料紫色（UV）光。冲着光掩模（由透明区域的较深区域，以防止UV光透射）的UV光使在随后可被用于生物材料或电池10，11的后续附着特定区域交联。虽然这种方案是非常准确的，并允许培养表面的地形的精确控制，它是有限的，可以通过UV辐射12被图案化UV敏感的生物分子。微接触印刷是形成图案的特定蛋白质13,14的另一种流行的方法。在该方法中，聚二甲基硅氧烷（PDMS）印模与多种表面改性试剂中所选择的生物分子基底的溶液中浸泡前处理。它然后轻轻按压到玻璃盖玻片或其它表面从而“冲压”的生物分子上的培养物表面。何wever，冲压仅限于可以的PDMS压模15传送以及生物分子的润湿性的表面的材料的类型。
细胞的直接图案化可以更加困难，并依赖于复杂的方法，例如可切换基板，基于模版的方法，或图案形成具有特定细胞粘附分子16,17。这些方法是在自己的能力图案细胞由于缺乏兼容细胞粘附基底的限制，该方法的不相容性与敏感的生物细胞和约束，不一致性在再现图案化，并且该过程的复杂性工作。例如，与可切换的基板，定制基材需要被设计为每一个细胞类型，在暴露于切换它们遵守特定的细胞类型，而不降解到UV光和热在过程17使用的，< SUP类=“外部参照”> 18，19，20。基于模板图案的方法是在自己的能力格局细胞多才多艺的;然而，它难以制造的PDMS模具在使用16，21中的适当的厚度。细胞进入的PDMS微流体通道的直接注射有一些优点，如：1）缓解微流体通道的制造和2），用于许多不同的细胞和基质的适宜性。然而，在注射过程中空气气泡捕捉由于PDMS的不使用等离子体清洗，或其他方法来减少气泡的疏水性的普遍问题，使得难以一致地创建在玻璃或塑料表面21图案化的细胞。
这项工作扩展了毛细管微模塑22，23，小姑娘=“外部参照”> 24，25，26，并报告给注射蛋白质和细胞悬液到微通道的方法。此处所使用的方法展示衬底的图案化和特定细胞类型的直接和间接的构图。该技术克服了PDMS的疏水性高，并采取的PDMS 27的透气性的优点消除气泡的任一底物或细胞注射期间的存在。本文证明了具有几种不同的底物和细胞类型的使用的技术的。本文还使用常规的光刻法以及一种简单和低成本的粘合带的方法在资源有用有限设置28个 ，29突出的模具的制造中用于软光刻。
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Protocol
注意：使用前请咨询所有相关的材料安全数据表（MSDS）。一些在该协议中使用的化学品是有毒和致癌性。使用有毒或酸/碱材料时，请使用所有适当安全操作规范（通风橱，手套箱）和个人防护装备（护目镜，手套，实验室外套，全长裤，封闭趾鞋）。
1.制造主模具软光刻使用光刻
- 绘制使用计算机辅助设计（CAD）绘图工具的微通道的布局。
- 使用激光掩膜写入空白掩模板打印的布局。
- 冲洗用丙酮随后异丙醇和干燥用氮气气枪一个4英寸的硅晶片，以确保没有溶剂残留在晶片上。
- 通过在200℃下烘烤的热板上进行5分钟脱水晶片。
- 选择设计的微通道的所需高度的负光致抗蚀剂。 F或者例如，使用负光致抗蚀剂的SU-8 50具有50μm的高度，以获得微通道。
- 允许晶片冷却至室温，然后对齐晶片上旋涂器的卡盘。
- 分配负光致抗蚀剂4毫升（毫升/英寸直径晶片的1）到晶片的中心。
- 旋涂在晶片用旋涂器的两步旋转循环。首先，应用500rpm的传播周期以100rpm / s的的10秒的加速度。然后应用2000 rpm的旋转周期为300转/秒2的加速度为30秒，以获得在晶片上的光刻胶的一个50微米的涂层。
- 软烘烤在根据制造商的指示在热板上两个步骤的晶片。对于光致抗蚀剂50μm的涂层，第一预烘烤在65℃下进行6分钟的晶片，然后立即斜坡上升的热板温度进行后烘烤在95℃下将晶片20分钟。
- 允许晶片冷却到室温，然后装入晶圆上光刻阶段。
- 使用掩模对准对准晶片上的掩模，并在为146秒的1.5毫瓦/厘米2的强度曝光晶片于UV光（根据制造商的说明）应用220毫焦耳的总UV剂量/ cm 2的所需一50微米厚的一层光刻胶。
- 在热板上曝光后烘烤应用于晶片在两个步骤。对于光致抗蚀剂的一个50微米的涂层，第一预烘烤在65℃下将晶片1分钟，并立即斜坡上升的热板温度进行后烘焙它在95℃下5分钟。
- 在SU-8开发者淹没晶圆并轻轻晃动，直到特点成为晶圆上明确的发展晶圆英寸制定为50微米厚的光刻胶〜6分钟的片。
- 冲洗掉多余的开发商用异丙醇和乙醇，然后用干燥氮气气枪晶圆。
- 硬烤在硅晶片上的热板上在150℃下进行15分钟。
- 放置晶片与硅烷化剂的25微升干燥器十三氟-1,1,2,2-四氢辛基-1-三氯硅烷。
注：硅烷化剂具有腐蚀性，因此应在酸/碱通风橱中使用，配备适当的个人防护设备（防护眼镜，手套，实验室外套，全长裤，封闭趾鞋）。 - 施加真空5分钟，并暴露所述晶片的硅烷30分钟的蒸汽而不释放真空。
- 转移晶片到适当大小的培养皿。
2.制造主模具软光刻使用胶带
- 绘制使用CAD绘图工具的微通道的布局，并打印在白纸上的绘图。
- 清洁载玻片大到足以容纳用异丙醇设计，然后干燥用空气枪的幻灯片。
- 安装胶带到清洁玻片。要小心，不要捕获任何气泡。
- 大盘的GLA侧面SS拨动到纸上的设计，与磁带的一面朝上。
- 使用手术刀使用的纸张设计作为参考，以削减在载玻片磁带，然后从载玻片上的不需要的区域剥离胶带。
- 冲洗用异丙醇载玻片，然后干燥用空气枪。烘烤在烘箱载玻片在65℃下30分钟。
- 在磁带轻轻摇动用橡胶辊以除去气泡并允许滑动冷却到室温。
3. PDMS设备的软光刻制造
- 混合的PDMS弹性体及其固化剂以10：1的比例（重量：重量），充分搅拌该混合物剧烈，然后将其放入一个真空室脱气混合物直至没有气泡出现在混合物中。
- 倒入混合物到硅烷化硅模具或胶带铸型在培养皿以获得〜2毫米的PDMS厚层和脱气，直至所有的气泡消失。
- 固化的PDMS在烘箱在65℃下2小时。
- 用手术刀切割PDMS层从功能至少5mm远，然后剥离使用镊子模具中的固化的PDMS。
- 冲与1毫米活检单个入口孔的任何地方打孔的微通道，优选在微通道的一个网络的端部如在图2a可见和4b。
- 请用胶带蒙上除去吸附到设备上的灰尘颗粒的PDMS。通过用70％乙醇，随后通过无菌去离子（DI）水的溶液冲洗消毒的PDMS微通道装置（PDMS铸），并暴露于紫外线30分钟。
- 保持无菌PDMS设备在无菌培养皿直至使用。
4.基材图案
- 放置用镊子投无菌的PDMS上的无菌玻璃盖玻片或培养皿并使用镊子的顶端施加轻柔的压力。
注：PDMS投使得保形，但与GL可逆密封屁股盖玻片或培养皿中不使用任何粘合剂形成微通道。 - 放置一个微滴 - 上完全覆盖入口孔的入口处的底物溶液（20 40微升）。图案聚-D-赖氨酸（PDL）通过在微通道的入口放置的PDL的20微升液滴在四硼酸钠缓冲液中。
- 把培养皿在〜254 mmHgA的真空（相当于容纳在生物实验室真空）10分钟，并观察空气流出通道中的气泡的形式。
- 释放真空并观察流入微通道的底物溶液。
- 在孵育底物附着在适当的条件下菜。 见表1和表 2的培养条件（这些取决于在基片上）。对于PDL图案，在37℃孵育1小时。
- 用无菌镊子小心地剥去PDMS邮票，用去离子水洗涤三次对玻璃盖玻片的格局。 1％的牛血清白蛋白（BSA）溶液添加到培养皿，以覆盖盘或玻璃盖玻片并孵育过夜，在37℃。
注意：这将减少在未涂覆区域的非特异性粘附。 - 吸掉1％BSA的溶液中，将图案化衬底，现在可以使用了。
5.细胞间接图案
- 制备在无血清培养基中的细胞悬浮液。细胞类型和细胞密度都列于表1。
- 将细胞悬浮液添加到该图案化的培养皿和完全淹没在细胞悬浮液中的图案化区域。
- 孵育在37℃的培养皿中15分钟的培养箱，以允许细胞附着到图案化衬底。
- 吸从培养皿多余的细胞悬浮液，并用磷酸盐缓冲盐水（PBS）洗涤所述图案化的细胞三次，同时轻轻10秒摇动以除去未附着的细胞。
- 添加一个ppropriate培养基到图案化的细胞培养物，并在CO 2培养箱中孵育该图案化细胞在37℃。
6.细胞直接图案
注意：此技术是在步骤5。然而，在步骤5中描述的，不同的是间接细胞图案的替代，在该技术的细胞上具有或不具有底物涂层的组织培养表面图案化。
- 通过用乙醇接着DI水中70％的溶液冲洗消毒微流体装置。
- 过夜浸泡装置在1％BSA的溶液中，以防止细胞粘附到PDMS。
- 干燥设备在室温和其附加到组织培养处理的培养皿底部。
- 制备在无血清培养基中的细胞悬浮液。细胞类型和细胞密度都列于表2中 。
- 放置一个微滴 - 细胞悬浮液（4 8微升），足以填满微通道，在入口完全覆盖入口孔。
- 把培养皿在真空10分钟，并观察空气流出通道中的气泡的形式。释放真空并观察流入微通道中的细胞悬浮液。
- 孵化培养皿在培养箱，以促进细胞粘附根据培养条件（取决于细胞类型图案化的）在表2中提及。添加PBS的培养皿浸没PDMS设备。
- 皮尔的PDMS小心掉培养皿中用镊子和用PBS洗模式。细胞培养基添加到培养皿，然后将细胞培养物在孵化器。
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Representative Results
此方法允许蛋白质和使用具有尺寸小至10微米的和可用的设备中几乎所有的生物实验室死胡同微流体通道，一旦母模是由细胞的间接形成图案的图案形成。这种技术可以使用传统的软光刻法，或用胶带的制造（ 图1）28，29中创建的PDMS微流体通道创建的PDMS微流体通道被利用。之前我们已经证实在神经元细胞在光感受器4，30轴突导向的评价间接图形使用这个程序，而现在已经证明了它的使用在一些额外的细胞类型不同的历史背景的。图案上的聚-D-赖氨酸（PDL）未成熟神经元和层粘连蛋白表面展示一般adherencE要沿PDL和层粘连蛋白的条纹（ 图3A）的图案化的区域和生长。 C2C12成肌细胞系也附着到图案化区域和展示的融合到多核肌管（ 图3B）。我们还适于这种技术为直接细胞图案化，与图4中的成纤维细胞可见。如先前报道，这种直接的细胞图案化方法显示对细胞的存活30没有不利的影响。导致所述细胞类型的成功的直接或间接的图案化的变量列于表1和2。因此，在未来，研究人员可以利用这种技术来图案细胞，并发现与它们的特定的图案形成的现象。
图1：软石印模具的制作。左：光刻ÿ过程。 SU-8是旋涂到硅晶片上，暴露于UV辐射，显影，从而除去过量的SU-8。右：胶带制造工艺。胶带附接至一个干净的载玻片，切割用解剖刀和多余的磁带被小心除去。 PDMS铸然后使用软光刻每个模具制造。 请点击此处查看该图的放大版本。
图2：PDMS设备为基材图案的例子。 （ 一 ）PDMS微流体投与用于基板的微流体图案形成进气口。入口在微通道的一端冲压出。 （b）根据相差显微镜所看到微流体通道。微流体通道15毫米长，20微米宽，一个d。通过200微米分离。图2是再现从IOP出版许可。保留所有权利。30。 请点击此处查看该图的放大版本。
图3：间接细胞图案。 （ 一 ）真空辅助蛋白图案化工艺。的PDMS微流体通道装置被附接至培养皿，底物溶液被装入入口，真空简要施加到腔室和释放，PDMS设备被去除，图案被洗涤，准备使用。 （ 二 ）胚胎皮质的大鼠神经元接种到具有图案化PDL和层粘连蛋白底物的盖玻片。 （ 三 ）C2C12成肌细胞株生长在图案的PDL和层粘连蛋白。图3a和3c重放用对ermission从IOP出版。保留所有权利。30。 请点击此处查看该图的放大版本。
图4：直接细胞图案。 （A - C）通过直接细胞图案图案的成纤维细胞。 （ 一 ）的微流体通道装置使用胶带光刻制造。 （b）使用真空辅助的构图技术与成纤维细胞悬浮液充填后的微流体通道。 （ 三 ）除去的微流体装置的后成纤维细胞。 （ 四 ）的微流体图案形成后的成纤维细胞的钙黄绿素-AM染色。微流控图案后成纤维细胞（E）相衬图像。 （F - 摹 。30。 请点击此处查看该图的放大版本。
| 间接细胞图案 | 基质 | 蛋白质的培养条件 | 细胞密度 | 细胞粘附时间 |
| PC12 | 胶原1 | 在50℃下1小时 | 5×10 6 / mL的 | 在37℃下1小时 |
| 成纤维细胞 | 胶原1 | 在50℃下1小时 | 5×10 6 / mL的 | 在37℃下1小时 |
| C2C12 | PDL +层粘连蛋白 | 在37℃下1小时，洗净的PBS，过夜，在37℃ | 2×10 6 / mL的 | 在37℃下15分钟 |
| 未成熟神经元 | PDL +层粘连蛋白 | 在37℃下1小时，洗净的PBS，过夜，在37℃ | 2×10 6 / mL的 | 在37℃下15分钟 |
| 蝾螈视网膜神经 | SAL-1 | 过夜在10℃下 | N / A | 在10℃下1小时 |
表1：间接细胞图案条件。的培养条件，例如作为底物的类型，时间，温度，和细胞密度为典型细胞类型列表。研究人员应该优化自己的模式和基底细胞类型的孵化条件。 SAL-1是用于生长蝾视网膜神经细胞的抗体衬底。
| 直接细胞图案 | 基质 | 细胞密度 | 细胞粘附时间 |
| PC12 | 胶原1 | 6×10 6 / mL的 | 在37℃下1小时 |
| 成纤维细胞 | 胶原1 | 6×10 6 / mL的 | 在37℃下1小时 |
| C2C12 | PDL +层粘连蛋白 | 2×10 6 / mL的 | 在37℃下15分钟 |
| 未成熟神经元 | PDL +层粘连蛋白 | 2×10 6 / mL的 | 在37℃下15分钟 |
| 蝾螈视网膜神经 | SAL-1 | N / A | 在10℃下1小时 |
表2：直接细胞图案条件。的培养条件如温度，时间，和典型的细胞类型的细胞密度列表。研究人员应该优化培养条件为他们自己的模型细胞类型。
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Discussion
而常规的光刻是用于创建模具软光刻，设备，材料，和需要使用传统的光刻技术的良好建立的技术是不容易获得的大多数实验室。对于没有访问这些资源的实验室，我们已经提出了胶带制造为具有相对简单的功能，对于微流体装置产生的模具的方法。这种方法允许任何实验室创建和利用用于研究目的使用现成的工具微流体装置。粘合带的方法可以用低成本的桌面乙烯基切刀31得到改善。桌面乙烯基切刀可能增加可重复性，分辨率，以及布局的复杂性。每个选项，传统的光刻，桌面切割机，或胶带制作有不同的能力和局限和研究人员必须仔细考虑哪一种方法就足够了他们的需求。
在固化的PDMS，二甲基硅氧烷的长聚合物链构成的晶格，纳米多孔结构，其创建了可填充有空气分子27空的区域。这种透气性物业的关键是我们的填充微流体通道的方法。当置于低压环境，空气分子从PDMS散装材料以及微通道本身25除去。当与PDMS然后暴露于大气压力下，PDMS散装材料和微通道保持一个负压力一段时间25％，30。这种负压抽吸液体进入微自动填充微流体通道。这种负压继续吸引液体进入通道，直到大部分PDMS与大气的压力达到平衡。
这种真空辅助技术允许patterni特定蛋白质和底物的纳克到生长衬底。在这项研究中，我们能够图案几种不同的底物和细胞类型都直接和间接地（ 表1和2）。然而，实验者可能需要测试不同的孵育时间，细胞密度，或播种媒体为他们特定的细胞类型。这些变量可能涉及到的任何细胞或基底的坚持它被放置在表面上的先天能力。例如，这里C2C12细胞所需的播种介质使用无血清培养基的含2％马血清培养细胞在DMEM之前。此外，条件可能会有所不同基于玻璃盖玻片或塑料培养皿是否被图案化。这里，既行之有效以允许各种细胞类型的特定图案。
其中一个同时利用这种技术，我们有最初的担忧是如何暴露在真空可能会影响细胞活力。这项研究和previous研究，但是，应当减轻这些关切，因为我们已经表明，真空不大于多种细胞30的任何影响。 Wang 等人。以前使用的脱气不可逆转密封微腔加载HeLa细胞32。其他研究已经使用真空辅助细胞接种于多种细胞类型，包括人类干细胞，粘附和非粘附细胞，和人仓鼠杂交细胞系（A L）细胞加载到微流体通道33。此外，其他研究人员已经经受细胞更大的真空压力相比目前的研究很少，以对细胞33没有明显的影响。从微通道除去空气的过程中形成的气泡趋向于聚集的悬浮液入口处的液滴的表面上。往往这些气泡不会破裂，由于悬浮液的表面张力。我们没有OBSERV编在细胞存活率明显减少由于气泡。此外，具有钙荧光素-AM的实验并没有建议在细胞活力显著下降。正因为如此，我们还没有仔细研究细胞死亡特别是由于气泡。
以前试图图案基底或细胞通常存在弊端，如在微流体器件的形成气泡。空气气泡的形成使得难以容易地和有效地注入液体不使用的设备或不在大多数实验室可用的材料。例如，以前的方法所利用的使用等离子体处理或电晕处理，以降低PDMS微通道15，34的疏水性。虽然有效，等离子和电晕表面不在大多数实验室容易获得。在这个协议中，我们证明能力图案细胞和基材简单地使用普通labora保守党真空。使用粘合带的制造技术，该方法可以利用在几乎任何实验室建立的PDMS微流体通道到图案基底或细胞。
为了图案底物或细胞与真空图案形成协议，几个步骤是成功图案形成至关重要。首先，为了制造粘合带主，胶带必须完全附着到玻璃载玻片和无气泡。气泡削弱带与载玻片之间的粘合和固化后的PDMS剥离胶带铸型可能导致磁带被剥离。此外，气泡会歪曲引起通道的表面是不平坦的微流体通道的几何形状。为了使从SU-8模具铸PDMS的SU-8模具必须与PDMS浇注前硅烷化。这一步骤是在防止PDMS的SU-8模具的永久粘结的PDMS固化后的关键。此前形密封在PDMS微流体通道，以盖玻片或塑料培养皿时，PDMS必须清除所有的灰尘颗粒。这些颗粒可以防止PDMS和玻璃之间的共形密封的形成，从而防止细胞或衬底的注入微流体通道。如在上述协议规定，清洁用胶粘带的PDMS通道是附着在微通道到盖玻片或塑料培养皿之前的关键。最后，将器件置于真空室中之后，真空必须轻轻释放，以防止从入口孔基体或细胞溶液液滴的位移。
如果没有观察到流体流入微流体通道，有可能是在这将防止液体流入通道的微流体通道泄漏。除去PDMS压模，干燥和清洁，然后重复该技术的步骤4，5，或6。如果溶液不流入RELE后所述微通道真空日月光，确保解决方案已完全覆盖了微通道的入口。这可以通过吹打的解决方案上下了几次，而把它在进风孔来完成。如果基板，注入微通道之后，不附着于玻璃，评估和确定所需使用的基材的最佳培养条件。如果删除从玻璃表面或塑料培养皿中投的PDMS导致图案细胞或基底被破坏，使用更薄的PDMS演员，淹没投在PBS或媒体的PDMS，慢慢地，轻轻地撕下从玻璃铸PDMS或塑料表面用小镊子。
最后，BSA可以是递减要么无图案的玻璃或塑料表面的细胞的非特异性粘附的关键。 BSA的通常用作在western印迹，免疫染色，以及其它分子生物学技术的封闭试剂。其他研究人员也利用它间接或直接图案化的协议，以减少非特异性细胞粘附35，36，37。我们发现用BSA衬底的该培养是必要的大多数细胞类型中，除了蝾视网膜细胞。这可能是因为在衬底的更专门的性质（抗体称为萨尔-1），使用以及由该细胞类型38中的普遍缺乏细胞粘附的。在我们的手中，BSA也没有明显降低细胞的粘附到图案化地区，主要服务以减少非特异粘附。
虽然这种方法被设计成通用的，在其应用到不同的衬底和细胞类型灵活，有几个限制这个协议和兼容细胞和衬底。因为图案化的细胞在表面上的性质的，这种技术可以应用细胞类型被限制为寿本身这是适合于任何图案化的协议，如那些能与更有限的细胞与细胞接触，以及生存是指能在较低的细胞接种浓度存活的细胞。例如，一个潜在的应用是酵母细胞为原子力显微镜（AFM）39的图案化。虽然我们已经测试了许多不同的细胞底物，其他基材可以不与该特定的技术例如那些形成三维凝胶工作。此时，如果凝胶适当地形成并保持图案形成后的玻璃盖玻片或塑料培养皿的表面上，我们还没有检查。这种技术能够图案复杂的形状和大面积的。然而，它可以在不相互连接的微通道不是图案个别分开形状的阵列。在没有相互连接的微通道，每个单独的形状将需要其自己的入口使得技术繁琐。尽管我们没有注意到P中的任何非均匀性atterning蛋白质，细胞的所述微通道内形成图案的分布可以是不均匀的。此非均匀性可能是由于细胞的细胞悬浮液，几何形状和微通道的尺寸，和细胞悬浮液的粘度的随机分布。
在将来，这种技术可应用于其它类型的衬底和细胞。例如，三维凝胶如基底膜基质或胶原支架可潜在地使用的PDMS微流体通道图案和形成。通过注入水凝胶到微流体装置中，所述水凝胶可以采取微流体装置的形状，并能够形成复杂的图案而无需使用三维打印机或其他技术。这将允许快速创建使用现成的工具和微流体装置的结构支架。
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Acknowledgments
本研究经费是由新泽西州委员会脊髓研究（NJCSCR）（以FHK）提供，授予CSCR14IRG005（到BLF），美国国立卫生研究院授予R15NS087501（以CHC），和FM柯比基金会（以ETA）。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CorelDRAW X4 CAD Drawing Tools | Corel Corporation, Canada | X4 Version 14.0.0.701 | CAD tool used to draw the layout of the microfluidic device |
| Laser Printer HP | Hewlett Packard, CA | 1739629 | Used to print the layout of microfluidic device for adhesive tape technique |
| Bel-Art Dessicator | Fisher Scientific, MA | 08-594-16B | Used to degass the PDMS mixture |
| Adhesive Scotch Tape | 3M Product, MN | Tape 600 | Used to fabricate adhesive tape Master |
| PDMS Sylgard 184 | Dow Corning, MI | 1064291 | Casting polymer |
| Petri Dish | Fisher Scientific, MA | 08-772-23 | Used to keep the mold to cast with PDMS |
| Stainless steel Scalpel (#3) with blade (# 11) | Feather Safety Razor Co. Ltd. Japan | 2976#11 | Used to cut the PDMS |
| Tweezers | Ted Pella, CA | 5627-07 | Used to handle the PDMS cast during peeling |
| Glass slides | Fisher Scientific, MA | 12-546-2 | Used as surface to pattern the Substrate |
| Glass slides | Fisher Scientific, MA | 12-544-4 | Used as surface to pattern the Substrate |
| Rubber Roller | Dick Blick Art Materials, IL | 40104-1004 | Used to attach adhesive tape on glass without trapping air bubbles |
| Laser Mask Writer | Heidelberg Instruments, Germany | DWL66fs | Used to fabricate quartz mask used in photolithography fabrication process |
| EVG Mask Aligner (Photolithography UV exposure tool) | EV Group, Germany | EVG 620T(B) | Used to expose the photoresist to UV light |
| Spin Coater Headway | Headway Research Inc, TX | PWM32-PS-CB15PL | Used to spin coat the photoresist on silicon wafer |
| Photoresists SU-8 50 | MicroChem, MA | Y131269 | Negative photoresist used for mold fabrication |
| SU-8 Devloper | MicroChem, MA | Y020100 | Photoresist developer |
| Tridecafluoro-1,1,2,2-Tetrahydrooctyl-1-Trichlorosilane | UCT Specialties, PA | T2492-KG | Coat mold to avoid PDMS adhesion |
| Isopropanol | Sigma-Aldrich, MO | 190764 | Cleaning Solvent |
| Ethanol | Sigma-Aldrich, MO | 24102 | Sterilization Solvent |
| Poly-D-Lysine hydrobromide (PDL) | Sigma-Aldrich, MO | P0899-10MG | PDL solution is made at 0.1 mg/mL in Sodium Tetraborate Buffer |
| Laminin | Sigma-Aldrich, MO | L2020 | Laminin aliquoted into 10 µL aliquots and diluted to 20 µg/µL in PBS prior to use |
| BSA | Fisher Scientific, MA | BP1605100 | Cell culture |
| C2C12 Myoblast cell lline | ATCC, VA | CRL-1722 | Used to demonstrate C2C12 patterning |
| PC12 Cell Line | ATCC, VA | CRL-1721 | Used to demonstrate PC12 patterning |
| Collagen type 1, rat tail | BD Biosciences | 40236 | Cell culture |
| DMEM | GIBCO, MA | 11965-084 | Cell culture |
| Horse Serum, heat inactivated | Fisher Scientific, MA | 26050-070 | Cell culture |
| Phalloidin-tetramethylrhodamine B isothiocyanate (TRITC) | Sigma-Aldrich, MO | P1951 | To label cells |
| Calcein-AM live dead cell Assay kit | Invitrogen, MA | L-3224 | Cell viability Assay |
| Biopsy Hole Punch | Ted Pella, CA | 15110-10 | Punched hole in PDMS |
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