Summary
La pérdida de colonias de abejas representa un desafío para los servicios de polinización de cultivos. Las prácticas actuales de protección de los polinizadores justifican un enfoque alternativo para minimizar el contacto de las abejas melíferas con los plaguicidas dañinos usando químicos repelentes. Aquí, proporcionamos métodos detallados para un protocolo de rastreo visual para detectar impedimentos para las abejas.
Abstract
La abeja melífera europea, Apis mellifera L. , es un polinizador económico y agrícola importante que genera miles de millones de dólares anualmente. El número de colonias de abejas ha ido disminuyendo en los Estados Unidos y en muchos países europeos desde 1947. Varios factores juegan un papel en esta disminución, incluida la exposición no intencional de las abejas melíferas a los plaguicidas. El desarrollo de nuevos métodos y regulaciones se justifica para reducir la exposición de los pesticidas a estos polinizadores. Un enfoque es el uso de químicos repelentes que disuaden a las abejas melíferas de un cultivo recientemente tratado con pesticidas. Aquí, describimos un protocolo para discernir la disuasión de las abejas de miel expuestas a ciertas sustancias químicas repelentes. Los recogedores de abejas se recolectan y pasan hambre durante la noche en una incubadora 15 h antes de la prueba. Las abejas individuales se colocan en placas de Petri que tienen un cubo de azúcar-agarosa (tratamiento de control) o un cubo de azúcar-compuesto de agarosa (tratamiento repelente) colocado enA la mitad del plato. La placa de Petri sirve como la arena que se coloca debajo de una cámara en una caja ligera para registrar las actividades de la locomotora de la abeja de la miel usando software que sigue del vídeo. Se analizaron un total de 8 tratamientos de control y 8 repelentes durante un periodo de 10 min con cada tratamiento se duplicó con nuevas abejas melíferas. Aquí, demostramos que las abejas melíferas se disuaden de los cubos de azúcar-agarosa con un tratamiento compuesto, mientras que las abejas se atraen a los cubos de azúcar-agarosa sin un compuesto añadido.
Introduction
La abeja europea, Apis melliferaL. , Es un insecto económico y agrícola importante que proporciona servicios de polinización que se valoran en más de $ 200 mil millones en todo el mundo 1 . En los Estados Unidos y Europa, el número de colonias de abejas ha ido disminuyendo. Los Estados Unidos han perdido ca. El 60% de las colonias de abejas melíferas administradas desde 1947-2008, mientras que Europa ha perdido ca. 27% desde 1961-2007 2 , 3 . Hay una serie de factores que podrían ser responsables del aumento del número de pérdidas de colonias, incluyendo pero no limitado a, infestaciones de parásitos, infecciones de patógenos, prácticas apícolas y uso de pesticidas 2 - 4 .
Las abejas pueden estar expuestas a pesticidas a través de dos vías principales. La exposición a plaguicidas fuera de la colmena puede ocurrir cuando los individuos que buscan alimento entran en contacto con cultivos queHan sido rociados con productos químicos para protegerlos de las plagas. La exposición a plaguicidas dentro de la colmena puede ocurrir cuando los apicultores utilizan productos químicos para controlar plagas y patógenos en la colmena, como ácaros, bacterias y microsporidios 4 . Se han identificado residuos de plaguicidas en muestras de cera, polen y abejas de miel de 24 colmenares de Estados Unidos y Canadá 5 , 6 . Los efectos del contacto de los plaguicidas con las abejas de miel incluyen la toxicidad aguda, así como los efectos subletales como la parálisis, la desorientación y los cambios de comportamiento y salud 1 , 7 . Dado que la agricultura moderna requiere el uso de plaguicidas para mantener un alto rendimiento de los cultivos, estos productos químicos seguirán siendo utilizados en el futuro 2 . Para proteger mejor a las abejas de la exposición a los plaguicidas, es necesario elaborar nuevos protocolos y reglamentos 5 .Un posible enfoque para la protección es el uso de repelentes para reducir la exposición de las abejas melíferas a los pesticidas mientras se busca alimentos.
Los repelentes de insectos (RI) se han utilizado típicamente como medidas de protección contra las mordeduras personales contra los vectores de enfermedades de los artrópodos 8 . El IR más utilizado y exitoso, desarrollado hace más de 60 años, es DEET 8 , 9 . Se considera que es el estándar de oro para las pruebas de repelencia de insectos y es utilizado por la Organización Mundial de la Salud y la Agencia de Protección Ambiental como un control positivo para el nuevo repelente de selección [ 10] . Además, se ha encontrado que el DEET dispersa las abejas de la miel de una amenaza a su colonia 11 . Los atributos actuales asociados con los RI personales incluyen: (1) efecto duradero contra un amplio número de artrópodos; (2) no irritante para el usuario cuando se aplica a la piel o la ropa; (3) inodoro oOlor agradable; (4) ningún efecto en la ropa; (5) ninguna apariencia aceitosa cuando se aplica a la piel y para soportar sudor, lavado y limpieza por el usuario; (6) ningún efecto sobre los plásticos de uso común; Y (7) químicamente estables y asequibles para un uso generalizado 12 . Un repelente utilizado para las abejas de miel sólo necesitaría algunos de estos atributos tales como efectos duraderos, no irritante para los aplicadores, olor inodoro o agradable, químicamente estable y asequible para su uso generalizado, y no tóxico para las abejas melíferas. Sin embargo, antes de explorar estos atributos en profundidad, se necesita un método para seleccionar compuestos para la repelencia / disuasión de una manera de alto rendimiento. Aquí, describimos un protocolo para un ensayo de laboratorio para detectar compuestos para la disuasión de las abejas, un paso importante para determinar la repelencia. El siguiente protocolo se modifica a partir de un estudio previo que describe un método de seguimiento visual para evaluar los efectos subletales de los plaguicidas sobre las abejas mieleras 13 . HoweEste protocolo difiere en que está diseñado para medir los efectos de los repelentes candidatos que podrían disuadir a las abejas de la miel de los cultivos tratados con pesticidas. No hay protocolos recomendados para las pruebas de laboratorio de disuasivos químicos para las abejas melíferas y, por lo tanto, este protocolo proporciona un enfoque sencillo para la detección de dichos compuestos.
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Protocol
1. Preparar cubos de azúcar-agarosa
- Se pesan 8 g de azúcar y se colocan en un matraz Erlenmeyer de 50 ml.
- Llenar el matraz Erlenmeyer con 20 ml de agua desionizada. Disolver el azúcar haciendo girar el frasco.
- Pesar 170 mg de agarosa y añadirlo a la solución de azúcar.
- Calentar la solución de azúcar-agarosa en un microondas en la parte superior durante 25 s. Disolver la agarosa en la solución de azúcar.
- Dejar enfriar el frasco y la solución de azúcar-agarosa.
NOTA: El frasco debe estar frío al tacto, pero no permita que la solución se solidifique.- Para preparar un cubo de azúcar-agarosa para el tratamiento de control, vierta la solución de azúcar-agarosa semi-enfriada en un molde para pesar el barco.
NOTA: El molde del barco de pesaje tiene las dimensiones 1,5 x 1,5 x 0,3 cm 3 . - Para preparar un cubo de compuesto azúcar-agarosa para el tratamiento repelente, añada la cantidad deseada de compuesto a la disolución semi-enfriada ( por ejemplo , 1% de DEET en sUgar-agarosa (v / v)). Remueva el matraz para mezclar en el compuesto y luego vierta la solución en un molde de barco de pesaje.
NOTA: Se prepararán ocho moldes de control y ocho moldes de prueba en este punto. Los moldes de control no contienen repelente.
- Para preparar un cubo de azúcar-agarosa para el tratamiento de control, vierta la solución de azúcar-agarosa semi-enfriada en un molde para pesar el barco.
- Enfriar los cubos de azúcar-agarosa en los moldes en un refrigerador durante 5-10 min. Retire los cubos de azúcar-agarosa solidificados de los moldes del barco de pesada y colóquelos en un recipiente de plástico con una toalla de papel humedecida.
- Coloque los recipientes en un refrigerador para el almacenamiento. Los cubos de azúcar-agarosa deben usarse dentro de los 7 días de preparación.
2. Programación del Software de Seguimiento de Video y Configuración Experimental
- En Configuración del experimento en la barra Explorador de experimentos (en el software de seguimiento, vea la Tabla de materiales), que se encuentra a la izquierda de la pantalla, asegúrese de que la cámara correcta está seleccionada y de que la grabación de video está centrada en las arenas de la placa de petri.
- Si la grabación de vídeo necesita estar centrada, vaya a los ajustes de la cámara y bajo los controles AOI y seleccione las opciones central X y Y central.
- En Configuración de experimentos, cambie el número de arenas a 16. En Funciones de seguimiento, seleccione Detección de punto central.
- Seleccione Ajustes de Arena para configurar el área deseada para el ensayo.
- Coloque las 16 placas de Petri en un patrón de 4 x 4 encima de una caja de luz, colocada debajo de la cámara ( Figura 1 ).
NOTA: Estos platos se utilizan para crear la arena de grabación y están vacíos.
- Coloque las 16 placas de Petri en un patrón de 4 x 4 encima de una caja de luz, colocada debajo de la cámara ( Figura 1 ).
Figura 1: Disposición de la placa de Petri en la caja de luz. Las placas de Petri se disponen en un bloque de 4 x 4 en la parte superior de la caja de luz. Esta disposición facilita la identificación de los tratamientos de control y repelentes para el vProtocolo de seguimiento. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
- En la Configuración de la Arena, use el botón de fondo de agarre, ubicado en el panel de herramientas del lado derecho, para tomar una foto de las 16 placas de Petri. Esto se utilizará como la plantilla para configurar la arena.
- Seleccione "Crear elipse" en la barra de herramientas en la parte superior de la pantalla de configuración de Arena y crear un círculo que coincida con el diámetro de una de las placas de Petri en la imagen agarrada. Coloque el marcador Arena 1 en el círculo ( Figura 2 ).
Figura 2: Captura de pantalla de la configuración de Arena de software de seguimiento visual. La observación de rayas diagonales dentro del círculo proporciona la confirmación del área de detección en el círculo. UN Se proporciona un marcador de zona 1 para cada cuadrado y define la zona objetivo para cada placa de Petri. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
- Seleccione "Grupo de Zona 1" ubicado bajo Arena 1 en el panel de herramientas del lado derecho. Seleccione "Crear Rectángulo" en la barra de herramientas en la parte superior de la pantalla. Cree un cuadrado de 30 x 30 píxeles usando esto y luego colóquelo en el centro del círculo que se creó en el paso anterior. Seleccione "Agregar zona" de la barra de herramientas superior y luego haga clic en el centro del cuadrado. Mueva el marcador de la Zona 1 de modo que esté en el cuadrado.
NOTA: El cuadrado creado es la zona de alimentación y no es un requisito que la zona de alimentación sea exactamente del mismo tamaño que la lista, siempre y cuando sea ligeramente mayor que el cubo de azúcar-agarosa.
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Figura 3: Captura de pantalla de Completed Arena Settings. Los ajustes de arena completados deben parecerse a este ejemplo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
- Seleccione "Arena 1" en el panel de herramientas del lado derecho y luego haga clic en el escenario completo duplicado. En el menú desplegable, seleccione "Todas las demás arenas" y haga clic en Aceptar. Mueva las configuraciones duplicadas de arena a las placas petri restantes en la imagen agarrada (Figura 3).
- Seleccione "Arena 1" y luego seleccione "Calibrar Escala" en la barra de herramientas superior. Dibuje la línea de calibración a través del diámetro de la placa de Petri Arena 1. Cambiar la medida del diámetro a 9 cm (diámetro de las placas de Petri que se utilizan). Seleccione "Validate Arena Settings" en el panel de herramientas de la derecha.
- Seleccione "Configuración de detección "en la barra de control de la izquierda.
- Seleccione "Ajustes de detección 1" y luego seleccione "Escala de grises" en el menú desplegable ubicado en la caja de herramientas del lado derecho. Bajo detección, establezca el rango para que sea 0 a 83 ( Figura 4A ).
- Haga clic con el botón derecho en "Configuración de detección" y realice una nueva configuración denominada "Configuración de detección 2". Asegúrese de que "Gray Scaling" aún esté seleccionado, pero no cambie los otros parámetros.
NOTA: Habrá grandes círculos amarillos en la ventana de video sobre los arenas. Esto ayudará a disponer las placas Petri en las posiciones correctas antes de la grabación ( Figura 4B ).
Figura 4: Captura de pantalla de los ajustes de detección 1 y 2. ( A ) Muestra cómo se verá la arena con la escala de gris corregidaMiel abeja objeto en una placa de Petri. ( B ) Muestra el área de detección de arena para que el posicionamiento de las placas de petri pueda hacerse entre ensayos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
- Seleccione "Trial List" en el Explorador Experimental y haga clic en "Add Variable" en la barra de herramientas superior. Nombre la variable definida por el usuario como "Tratamiento". Seleccione la barra desplegable "Valores predefinidos" en la columna de tratamiento definida por el usuario y agregue C (control) y T (tratamiento) como Valores predefinidos. Seleccione el botón "Agregar ensayos" situado en la barra de herramientas superior. Añada dos ensayos, luego para cada arena seleccione si se trata de un campo de control (C) o arena de tratamiento (T) ( Figura 5 ).
FiGure 5: Captura de pantalla de la lista de ensayos. El etiquetado de los arenas correctamente es importante aquí, ya que el programa utiliza la información aquí para separar los datos para analizarlos estadísticamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
- Seleccione "Perfil de datos" en el panel Explorador de experimentos. En la columna de la izquierda, seleccione "Tratamiento" ubicado bajo el encabezado "Variables independientes definidas por el usuario". Esto agregará un cuadro "Filtro" en el área con el diagrama de flujo. Seleccione "C" en el cuadro emergente y luego coloque el filtro recién creado entre el cuadro "Inicio" y el cuadro "Resultado 1". Las flechas del diagrama de flujo deben ajustarse para que apunten desde el cuadro de inicio al filtro y finalmente al resultado 1.
- Repita el paso 2.12, sin embargo esta vez seleccione "T" para el filtro y luego seleccione"Resultado" en la sección "Elementos comunes". Mueva los cuadros recién creados al área del diagrama de flujo y conecte las casillas con flechas ( Figura 6 ).
Figura 6: Captura de pantalla del perfil de datos. Esto muestra cómo se debe configurar el diagrama de flujo para obtener la separación apropiada en el análisis estadístico. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
- Guarda el archivo.
3. Recoge a las personas que son abejas
- Póngase ropa de protección y seleccione una colmena para recolectar abejas melíferas (sobre todo forrajeras).
- Retire la cubierta exterior e interior de la colmena. Utilice una herramienta de colmena para seleccionar un marco del cuerpo de colmena superior que no contenga cría.Levante suavemente el marco fuera de la caja de la colmena.
- Inspeccione el marco para la reina de la abeja de la miel. Si ella no está allí, barrer a los trabajadores de la abeja de la miel desde el marco en un contenedor para el transporte. Recoja suficientes individuos para poder ejecutar dos ensayos completos para cada compuesto que se va a analizar (se utilizan 16 individuos por ensayo con controles).
NOTA: Los individuos recolectados deben ser principalmente buscadores; Sin embargo, puede haber otras personas de edad como las abejas enfermeras incluidas en la colección. - Tome nota de la hora en que las abejas fueron removidas. Colóquelas en una caja de plástico de 9 cm x 7 cm x 9 cm que contenga agujeros de aire y colóquelas en una incubadora a 32 ° C y 70% de humedad relativa.
- Morir de hambre las abejas por 15 h.
NOTA: Esto suele funcionar mejor si las abejas se recogen la noche anterior a la prueba.
4. Realizar un ensayo de seguimiento visual
- Inicie el programa de seguimiento visual y abra elD archivo experimental que se creó para este ensayo.
- Seleccione "Ajustes de detección 2".
- Coloque los cubos de azúcar-agarosa de control en los centros de 8 de las 16 placas de Petri. Repita este proceso con los cubos de azúcar-agarosa-compuesto (disuasivo) en los 8 platos restantes.
- Use una pinza para quitar una sola abeja de la caja de plástico y colóquela en una de las placas de Petri de control.
- Repita el paso 4.4 para las restantes 15 placas de Petri.
- Coloque todos los platos en la caja de luz y colocarlos de modo que las áreas de detección de arena (que se muestran en la pantalla de la computadora cuando se selecciona la detección 2) encajen en cada una de las arenas de la placa de Petri. Ilumine la caja de luz desde abajo por una serie de luces LED establecidas en el espectro rojo. Rodeó toda la caja y la cámara con una hoja de plástico negro para eliminar la luz externa y reducir las sombras dentro de las arenas.
- Después de haber fijado las placas de petri, asegúrese de que "Ajustes de detección 1" sea elSeleccionado.
NOTA: En este punto, el software de rastreo visual debe recoger sólo las abejas melíferas dentro de las arenas de la placa Petri. - Seleccione "Adquisición" en el Explorador de experimentos. Pulse el botón verde "Iniciar prueba" situado en el cuadro emergente Control de adquisición de la derecha para comenzar la grabación.
- Ejecute el ensayo durante 10 minutos y luego haga clic en el botón rojo "Stop Trial" en el cuadro popup Control de adquisición para detener la grabación.
- Retire los individuos de las placas de petri y colóquelos en un recipiente separado para que no se prueben dos veces.
- Repita los pasos 4.4-4.10 para la segunda prueba en el mismo compuesto.
NOTA: Este método puede ser modificado para aumentar el número de abejas por tratamiento según lo necesite el usuario. - Seleccione Estadísticas en el Explorador de experimentos y, a continuación, haga clic en calcular.
- Exportar los datos a un software de gestor de datos y luego analizar los datos de importancia mediante el uso de un one-wAy de la varianza con el post-test de Tukey, y una prueba t no pareada usando el programa de software estadístico preferido.
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Representative Results
Se desarrolló un protocolo de seguimiento visual para registrar la cantidad de tiempo que las abejas de miel pasaron en una zona objetivo con azúcar-agarosa (tratamiento de control) o cubo de azúcar-compuesto de agarosa (tratamiento disuasorio). El tiempo registrado se analizó utilizando un programa de software estadístico y el tiempo medio invertido ± error estándar en la zona objetivo se indica como un gráfico de barras. En este protocolo se utilizó el DEET, el patrón oro para pruebas de repelencia de insectos / disuasión, como control positivo. Las abejas de miel suministradas con un cubo de azúcar-agarosa (control negativo) pasaron 343 ± 26 s en la zona objetivo, mientras que las abejas de miel con un azúcar-agarosa-DEET (repelente) pasaron 16 ± 4 s en la zona objetivo. ). DEET redujo significativamente la cantidad de tiempo que pasan las abejas melíferas en la zona objetivo por ca. 95% comparado con el del tratamiento de control.
Los compuestos que eran de interés para determinar la disuasión a las abejas de miel se examinaron a continuación a través de este protocolo. La Figura 8A representa un compuesto que no disuade a las abejas melíferas de la fuente de alimento en la zona diana. El tiempo medio empleado por las abejas melíferas en la zona objetivo en platos de control fue de aprox. 352 ± 60 s, en comparación con ca. 282 ± 43 s para las abejas melíferas en placas petri que tenían cubos de azúcar-agarosa infundidos con el compuesto A. La Figura 8B representa un compuesto distinto de DEET que tiene efectos de disuasión similares sobre las abejas individuales. Las abejas de miel dentro de las placas de petri de control permanecieron en la zona diana durante un tiempo medio de aprox. 493 ± 31 s, en comparación con ca. 23 ± 3 s para las abejas melíferas en placas petri que contenían un cubo de azúcar-agarosa infundido con el compuesto B. Estos resultados validan el uso de este protocolo para el cribado de disuasivos químicos para abejas melíferas. Antes de ejecutar este protocolo con compuestos de interés, puedeSer necesario realizar un ensayo de tiempo-curso para determinar la cantidad de tiempo de hambre para las abejas de la miel.
Figura 7: Resultados de ejemplo del software de seguimiento visual Protocolo de disuasión Control positivo DEET. Las abejas se recogen de una colmena por la noche y se registra el tiempo de remoción. A continuación, se transfieren a un recipiente de plástico que contiene agujeros de aire. La caja se coloca en un incubador ajustado a 32 ° C y se mantiene durante una noche durante 15 h. A la mañana siguiente, los individuos se colocan en placas petri que contienen un cubo de control de azúcar-agarosa o un cubo de azúcar-agarosa infundido con DEET. Entonces se ejecuta el protocolo de disuasión descrito. Los resultados mostrados en esta figura son típicos para el estándar de repelencia de oro-DEET. De esta figura vemos que la cantidad promedio de tiempo que una abeja muerta de hambre pasará en la alimentación zUna con un cubo de control (aproximadamente 343 s) es significativamente mayor (P <0,0001) que el tiempo promedio que un individuo gasta en la zona de alimentación con un cubo impregnado con DEET (aproximadamente 16 s). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8: Resultados de ejemplo de los compuestos probados con software de seguimiento visual. ( A ) Los datos que muestran el tiempo medio empleado por los individuos en la zona objetivo en platos de control (aproximadamente 352 s) no es significativamente diferente del tiempo medio empleado en la zona diana en las placas ensayadas con el compuesto A ( aproximadamente 282 s ). ( B ) Representa los datos que muestran diferencias significativas en el tiempo medio gastado en la zona objetivo entre el cachorro de controlEs ( aproximadamente 493 s) y cubos infundidos con el compuesto B ( aproximadamente 23 s). Se realizó una prueba t no emparejada para determinar la significancia (P <0,0001; DF 15). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Este protocolo de rastreo visual proporciona un enfoque sencillo para detectar disuasiones químicas para las abejas de la miel de una manera relativamente rápida y fácil. No existen protocolos recomendados para las pruebas de laboratorio de disuasivos químicos para las abejas melíferas. Los estudios previos semi- y de campo completo han examinado los repelentes de abejas 14 , 15 ; Sin embargo, los protocolos descritos consumen mucho tiempo, requieren mucho trabajo y requieren recursos adicionales de la instalación fuera de un laboratorio general. Este protocolo se diseñó como una evaluación previa de los disuasivos químicos antes de la prueba semi- o completa de tales compuestos con abejas melíferas.
Hay desafíos cuando se examina individualmente a evaluar los disuasivos químicos para abejas de miel fuera de la colmena. Por ejemplo, las abejas melíferas son insectos sociales que dependen de las feromonas dentro de la colmena que afectan el comportamiento 14 . Este protocolo requiereRes el uso de individuos que ya no reciben señales de feromonas, además de la inanición. Se requiere hambre para estandarizar las respuestas de alimentación de las abejas individuales. El tiempo de inanición se determinó mediante un estudio de 24 horas. Cabe señalar que el hambre puede tener efectos perjudiciales sobre las abejas individuales. Por ejemplo, las abejas se vuelven letárgicas a las 18 h después de la recolección de la colmena. Sobre la base de estas observaciones, las abejas de la miel se privó de 15 h después de la recolección de la colmena.
Los pasos críticos involucrados con este protocolo para evitar la selección sin éxito incluyen: (1) realizar las pruebas después de al menos 12 h de hambre; (2) evitar la realización de pruebas después de la inanición excede de 18-19 h, ya que esto disminuye el vigor de la abeja; (3) reemplazar a los individuos de control por cada ensayo; Y (4) manejar la luz externa y controlar las sombras dentro de las arenas. Además, las placas de Petri deben ser reemplazadas antes de cribar un nuevo compuesto scReen Ocasionalmente, una abeja defecará dentro de la placa de Petri durante la grabación. Esto por lo general no interfiere con la grabación o recopilación de datos. Todas las placas de Petri deben ser lavadas a fondo después de cada pantalla para eliminar la azúcar-agarosa y residuos de compuestos, así como las heces de miel de abeja.
Este protocolo está diseñado principalmente para detectar compuestos para disuadir a las abejas melíferas, pero puede adaptarse fácilmente para discernir la disuasión en otras especies de insectos. Una ventaja importante de usar el software de seguimiento visual Es que hace una grabación completa de video para la proyección de cada compuesto. Si hay una necesidad de revisar y analizar cada grabación, el investigador puede seleccionar el archivo de interés y conducir rápidamente la pantalla de nuevo con los mismos o nuevos parámetros. El software de rastreo visual también tiene la capacidad de detectar insectos individuales más pequeños que una abeja de miel. Sin embargo, esto puede requerir un campo de visión reducido para el campo de la cámara y menos arenaS para ser grabados en una sola pantalla. La fuerza de este protocolo es la capacidad de examinar los compuestos en cuestión de minutos para efectos disuasivos en un laboratorio. Como tal, el tiempo y el dinero podrían ahorrarse reduciendo una biblioteca compuesta de interés a un número selecto de candidatos para las pruebas de campo.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Nos gustaría agradecer al Dr. Thomas Kuhar por el uso del software y equipo de seguimiento visual. Damos las gracias a James Wilson y Scott O'Neal por su asistencia técnica.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 50 mL Erlenmeyer flask | Kimax | 26500-50 | used for making the sugar/agarose cubes |
| Sugar | Kroger | any similar product will sufffice | |
| Deionized water | acquired in house | ||
| Agarose | Apex | 20-102 | used for making the sugar/agarose cubes |
| Mold for agarose cubes (Weigh Boat) | any mold that will provide the researcher with a 1.5 cm x 1.5 cm x 0.3 cm sugar/agarose cube will suffice | ||
| EthoVision XT | Noldus | visual tracking software | |
| 633 nm LEDs | Cyron | HTP904E | These lights were placed into a constructed light box to illuminate the arenas from below. The box was a simple wooden structure with a frosted plastic/plexi glass cover that allowed the light to disperse upwards without any glare. |
| Laptop or PC | Dell | Inspiron One 2305 | necessary for video tracking software. Any pc device capable of runnin tbe visual tracking software will suffice |
| Bee Keeping protective clothing | Dadant & Sons Inc | V0126 | any protective hood and jacket will suffice |
| Hive tool | Dadant & Sons Inc | M00757 | used to open honey bee hive |
| Container for honey bees | any container suitable for housing and storing honey bees will suffice | ||
| Featherweight forceps narrow tip | Bioquip | 4748 | used to select individual honey bees |
| 9 cm (diameter) Petri dish | Fisher Scientific | S01778 | arena used to contain individual honey bees during video tracking |
| Recording Device (Camera) | Basler | acA-1300-60gm | any device that can record the subject clearly and transfer the file to a computer will suffice |
| GraphPad Prism | Graphpad | any statistical software package will suffice |
References
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