Summary
Führten wir einseitige Halsschlagader Okklusion auf postnatale Tag 7-10 CD-1 Maus Welpen eine neonatale hypoxisch-ischämische (HI) Modell erstellt und untersucht die Auswirkungen der HI-Hirn-Trauma. Wir untersuchten neurologischen Funktionen in diesen Mäusen im Vergleich zu normalen Mäusen nicht betrieben.
Abstract
Wir einseitige Halsschlagader Okklusion auf CD-1 Mäusen zum Erstellen eines Neugeborenen hypoxisch-ischämische (HI) Modells durchgeführt und untersucht die Auswirkungen der Neugeborenen HI-Hirn-Trauma durch das Studium der neurologischen Funktionen in diesen Mäusen im Vergleich zu nicht betrieben (z.B. normale) Mäuse. Während des Studiums war Reis-Vannucci Methode zum Neugeborenen HI Hirnschäden bei postnatalen Tag 7-10 (P7-10) Mäusen zu induzieren. Die HI-Operation wurde auf die Welpen durch einseitige Halsschlagader Ligatur und Exposition gegenüber Hypoxie (8 % O2 und 92 % N2 für 90 min.) durchgeführt. Eine Woche nach der Operation die Geschädigten Gehirn wurden mit dem bloßen Auge durch den halbtransparenten Schädel ausgewertet und in Untergruppen anhand der ("keine kortikalen Verletzung" Gruppe) oder Abwesenheit ("kortikalen Verletzung" Gruppe) der kortikalen Verletzung kategorisiert wurden, wie eine Läsion in der rechten Hirnhälfte. In Woche 6, die folgenden neurologischen Tests wurden durchgeführt, um die kognitiven und motorischen Funktionen bewerten: passive Vermeidung Aufgabe (PAT), Leiter walking Test und Griff-Stärke-Test. Diese Verhaltensstörungen Tests sind hilfreich bei der Bestimmung der Auswirkungen des Neugeborenen HI-Hirn-Trauma und in anderen Mausmodellen neurodegenerativer Erkrankungen dienen. In dieser Studie zeigten Neugeborenen HI Gehirn Verletzungen Mäuse motorische Defizite, die rechte Hemisphäre Schaden entsprach. Die behavioral Testergebnisse sind relevant für die Defizite bei menschlichen Neugeborenen HI-Patienten wie Zerebralparese oder neonatale Schlaganfall-Patienten beobachtet. In dieser Studie war ein Maus-Modell der Neugeborenen HI-Hirn-Trauma gegründet und zeigte verschiedene Grade der motorischen Defizite und kognitiver Beeinträchtigung im Vergleich zu Mäusen nicht betrieben. Dieses Werk enthält grundlegende Informationen über die HI-Maus-Modell. MRT-Aufnahmen zeigen die unterschiedlichen Phänotypen, je nach Schwere der Schädigung des Gehirns durch motorischen und kognitiven Tests getrennt.
Introduction
Neonatale HI-Hirn-Trauma tritt während der frühen Kindheit (etwa zwei Patienten pro 1.000 Kinder)1,2,3,4,5. Studien zum Neugeborenen HI-Hirn-Trauma sind wichtig, und mit einer etablierten neonatale HI Gehirn Verletzungen Maus-Modell kann in Vivo präklinischen Forschung auf HI-Hirn-Trauma erleichtern.
Traditionelle HI-Modelle sind bei erwachsenen Ratten6verwendet. Für das Neugeborene-Modell ist die Reis-Vannucci Methode häufig auf P7 Ratten7,8verwendet. Jedoch, da Ratten und Mäuse etwas andere9,10, sind obwohl sie beide Nagetiere sind, führten wir eine modifizierte Methode der Reis-Vannucci auf CD 1 Welpen auf P7-10, basierend auf früheren Studien, die zeigten, dass P7-10 ist mit Unreife Oligodendrozyten, menschlichen Begriff P011,12entspricht. Die neonatale HI-Maus-Modell wird durch beide der Ligatur der einseitigen Halsschlagader und die Exposition der Mäuse gegenüber Hypoxie mit 8 % Sauerstoff in P7-10 Welpen hergestellt.
Die Mäuse ausgesetzt das Verfahren zeigten verschiedene Grade der Hirnläsionen im Bereich Posterolateral der rechten Hemisphäre. Ermittlung der kognitiven und motorischen Defiziten, Neurobehavioral Bewertungen basierend auf der PAT, wurden Leiter walking Test und Griff-Stärke-Test durchgeführt. Die Unterschiede zwischen nicht betrieben (z.B. normal) und HI-Mäuse wurden analysiert. Dieses Werk stellt grundlegende Informationen über die HI-Maus-Modell. Die MRT-Aufnahmen zeigen die verschiedenen Phänotypen, je nach schwere Gehirnschäden mit motorischen und kognitiven Tests getrennt.
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Protocol
Alle Tiere waren in einem standard Käfig (27 × 22,5 × 14 cm3) untergebracht, in einer Anlage von der Association for Assessment und Akkreditierung von Laboratory Animal Care (AAALAC) akkreditiert und Nahrung gegeben und Wasser Ad Libitum unter wechselnden 12 h hell/dunkel Zyklen. Die Autoren gefolgt Tierschutzbestimmungen und experimentelle Verfahren wurden genehmigt durch die institutionelle Animal Care und Nutzung Ausschuss der Yonsei University College of Medicine (IACUC Nr. 2010-0252; 2013-0220).
(1) Maus-Modell der Neugeborenen HI-Hirn-Trauma
- Die Welpen mit Isofluran zu betäuben.
- Legen Sie die Welpen (weniger als 5) in eine betäubende Box und schließen Sie den Deckel.
- Schalten Sie die betäubende System für ca. 15 min; passen Sie die Gas und Isofluran mit Hilfe einer Tabelle oben Anästhesiemaschine an. Passen Sie die Sauerstoff-Flowmeter bis 1,5 L/min. Einstellen der Isofluran Verdampfer auf ca. 3-5 % für die Induktion der Anästhesie.
- Stellen Sie nach 15 min Verdampfer Isoflurane auf 1-2 % für die Aufrechterhaltung der Narkose.
- Einen vollständig betäubten Welpen unter dem Mikroskop Dissektion (Bauch vor der Forscher) legen und mit Klebeband sichern.
- Machen Sie einen ~0.7-mm Schnitt in den Hals mit einer sterilisierten Schere.
- Sorgfältig entfernen Sie das Fettgewebe mit steriler Pinzette und setzen Sie die einseitige Recht Halsschlagader.
- Verbinden Sie die einseitige rechts Halsschlagader mit einer 5-0 resorbierbaren Naht.
- Der Schnitt in den Hals Naht mit 5: 0 Naht.
- Jeder Welpe in einer 37 ° C warmen hypoxischen Kammer für 1 h für die Wiederherstellung zu platzieren. Schließen Sie den Deckel nicht.
- 1 h nach der Operation, wenn die Welpen sind hellwach, Hypoxie Kammer Deckel schließen und verringern die Gaswerte um hypoxische Bedingungen (8 % O2 und 92 % N2) herzustellen.
- Kehren Sie nach 90 min von Hypoxie die Welpen zu ihren Käfigen.
- Eine Woche nach der HI-Hirn-Trauma, wiederholen Sie Schritt 1.
- Machen Sie nach der Narkose einen Schnitt in der Kopfhaut mit sterilisierten Schere und Pinzette, die Gehirn-Läsion im Bereich Posterolateral der rechten Hemisphäre zu identifizieren.
Hinweis: Diese Behandlung induziert Hypoxie in Welpen. Das Vorhandensein und das Ausmaß der Hirnschädigung in alle Mäuse wird visuell beurteilt, mit dem bloßen Auge durch den halbtransparenten Schädel. Bestimmt die Größe oder das Volumen der Verfärbung (d. h. die Gehirn-Läsion), sind Jungtiere in Gruppen eingeteilt. Wenn es keine sichtbaren kortikalen Verletzung gibt, ist die Maus in die Gruppe "keine kortikalen Verletzung" eingestuft. Ist eine sichtbare kortikale Verletzung (d. h. eine Läsion in der rechten Hemisphäre), wird die Maus in die Gruppe "kortikalen Verletzung" eingestuft. Da die Klassifizierung der Mäuse in Gruppen eine Woche nach der Operation erfolgt, können die Gruppierungen geändert werden, wenn die Morphologien der Gehirn-Proben zum Zeitpunkt der Opfer1,2,3klar definiert sind, 4.
- Machen Sie nach der Narkose einen Schnitt in der Kopfhaut mit sterilisierten Schere und Pinzette, die Gehirn-Läsion im Bereich Posterolateral der rechten Hemisphäre zu identifizieren.
Abbildung 1: Modellierung neonatale HI-Hirn-Trauma bei Mäusen.
(A) sieben Tage alte Maus Pup operiert, und die einseitige Recht Halsschlagader war ligiert. (B) Welpen wurden in einer Hypoxie Kammer für 90 min mit 8 % O2 und 92 % N2platziert. (C, D und E) Die Gehirne mit Neugeborenen HI Verletzung zeigte verschiedene schwere Schäden und kategorisiert wurden, basierend auf den Grad der Schädigung. In Woche 14 die Gehirn stammen, und die Läsionen wurden visualisiert. (C) Bild eines Gehirns, als ein "keine kortikalen Verletzung" eingestuft. Beide (D) und (E) wurden in der Gruppe "kortikalen Verletzung" eingeteilt. (F, G und H) Repräsentative MRI (c), (D) und (E) Mäuse, beziehungsweise. (F) der Schaden im Hippocampus ist mit einem gelben Pfeil, und Läsionen in der rechten Hemisphäre sind auch mit gelben Pfeilen (G und H) gekennzeichnet. Skalieren von Balken = 1 mm Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.
(2) Neugeborenen Verhaltens Tests
Hinweis: Hier die Verhaltensstörungen Tests wurden im Alter von 6 Wochen durchgeführt.
-
Passive Vermeidung Aufgabe.
Hinweis: Um Memory-Funktion basierend auf lernen und die Vermeidung von einen aversiven Reiz zu bewerten, sollte eine Zweikammer-Durchstieg PAT durchgeführten13,14,15,16.- Legen Sie eine Maus in hellen Abteil des Shuttle Plexiglasbox (41,5 × 21 × 35 cm3) von einem PAT Apparat.
- Nach 30 s, die Guillotine-Tür öffnen und erfassen die Latenzzeit für die Maus in den dunklen Raum zu bewegen (bis zu 300 s).
- Schließen Sie die Guillotine-Tür, wenn alle vier Gliedmaßen der Maus vollständig in den dunklen Raum sind.
- Elektrische Fuß Schock zu verwalten (0,5 mA) für 2 s und Rückkehr der Maus in seinem Käfig.
- Ersetzen Sie die Maus in die helle Kammer 24 h nach dem elektrischen Fuß Schock.
- Die Guillotine Tür 10 s zu öffnen, nachdem die Maus vollständig in die helle Kammer platziert ist, und notieren Sie die Wartezeit für die Maus in den dunklen Raum zu bewegen (bis zu 300 s).
-
Leiter-Gehtest.
Hinweis: Die Leiter Sprosse zu Fuß Aufgabe ermöglicht die Unterscheidung zwischen subtilen Störungen der motorischen Funktion durch die Kombination von qualitativen und quantitativen Analysen von qualifizierten zu Fuß17,18.- Schalten Sie eine Videokamera.
- Statt einer Maus im Feld Start der Leiter und sofort starten Sie die Aufnahme.
- Zeichnen Sie das Video, mit Schwerpunkt auf den Maus-Gliedmaßen.
- Beenden Sie die Aufnahme, wenn die Maus das letzte Element der Leiter berührt. Wiederholen Sie die hin- und Herbewegung Reise vier Mal.
- Die video-Aufnahme zu analysieren und manuell die Anzahl der Zettel jeden Vordergliedmaße wie folgt:
- Spielen Sie das Video auf einem Computer mit einer langsamen Geschwindigkeit Aufzeichnung (0,1 X) und die Schritte manuell zählen.
-
Griff-Stärke-Test.
Hinweis: Der Griff-Stärke-Test erfolgt mit einem Griff Stärke Meter, inklusive einer Gegentakt-DMS.- Befestigen Sie den Griff Stärke Apparat auf einer Acrylplatte.
- Legen Sie Mausklick auf die Acrylplatte und halten Sie seinen Schweif.
- Bewegen Sie die Hand hält das Heck, so dass die Maus erreichen und Griff der Metalldraht des Apparates.
- Lassen Sie mehrere Studien, bis die Maus greift ein dreieckiges Stück aus Metalldraht (2 mm Durchmesser); die Spitzenkraft wird in Gramm vom Gerät automatisch registriert.
Hinweis: Verwenden Sie die mittlere Spitzenkraft von drei Studien für Analyse19,20,21.
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Representative Results
Alle Daten sind als der Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwertes (SEM) ausgedrückt. Der Vergleich von Variablen zwischen den beiden Gruppen wurde durchgeführt mit einer unabhängigen oder gepaarten t-test auf SPSS-Statistik-Software. Ein p-Wert < 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen.
Die Gehirne mit Neugeborenen HI Verletzungen zeigten unterschiedliche schwere der Schäden und wurden entsprechend kategorisiert (Abbildung 1- E). Die Köpfe wurden in Woche 14, und die Läsionen wurden visualisiert. Abbildung 1 zeigt eine Gehirn klassifiziert als "keine kortikalen Verletzung" Gehirn, Abbildung 1 zeigt eine Gehirn, als eine leichte Verletzung eingestuft und Abbildung 1E zeigt eine stark beschädigte Gehirn. (D) Mild und (E) schwere Verletzungen wurden in die Gruppe "kortikalen Verletzung" eingestuft. Nach der Operation HI 13 Wochen alten Mäusen wurden mittels MRI abgebildet, und die Ergebnisse (Abb. 1F-H) sind repräsentative Bilder (C), (D) und (E) Verletzungen, beziehungsweise. Obwohl auf die Morphologie des Gehirns gab es keine signifikanten Läsion, zeigte die MRI-Bild hippocampal Verletzungen (Abb. 1F). Beschädigung des Hippocampus (Abbildung 1F, mit einem gelben Pfeil gekennzeichnet) ergibt sich etwas im Gehirn leicht verletzt. In einem stark beschädigten Gehirn verlor die Maus der rechten Hemisphäre (Abbildung 1 und H, mit einem gelben Pfeil gekennzeichnet).
Da die Gehirne mit HI Verletzungen hippocampal Verletzungen (Abb. 1F-H), zeigte die Mäuse mit HI Verletzung ausgestellt Speicher Defizite im Vergleich zu den normalen Mäusen. PAT ist eng mit hippocampal Beschädigung13,15,16,19. Abbildung 2 zeigt, dass die Mäuse mit HI Verletzung mehr kognitive Defizite als die normalen Mäuse13, hatte, wie Sie in der PAT (normale n = 10; HI n = 9). Ein statistisch signifikanter Unterschied wurde zwischen der Grundlinie und der 24-h-Speicher-Test bei normalen Mäusen beobachtet, wie in Abbildung 2A (*p = 0,003 basierend auf einer gepaarten t-test). Abbildung 2 b zeigt die Veränderungen der kognitiven Funktion bei den HI-Verletzung-Mäusen im Vergleich zu normalen Mäusen (Delta (Δ) ist der Unterschied zwischen Grundlinie und der 24-h-Test)13.
Da nur die rechte Hemisphäre beschädigt wurde, zeigte die neonatale HI Gehirn Verletzungen Mäuse hemiplegische motorische Funktionen. Der Unterschied in den Prozentsatz der rutscht auf die queren Sprossen der Leiter bezogen auf die Gesamtzahl der Schritte, die jeder Vorderbein wurde verwendet, um normale Mäuse mit Neugeborenen HI Gehirn Verletzungen Mäuse17,19vergleichen. Abbildung 3 zeigt, dass der Schlupfes der kontralateralen Vordergliedmaße bei HI Gehirn Verletzungen Mäusen deutlich höher als bei normalen Mäusen war (normale n = 19; Hallo n = 18; *p = 0,010 basierend auf einer unabhängigen t-test)22, aber keinen Unterschied in der ipsilateralen Vordergliedmaße beobachtet(p = 0.798 basierend auf einer unabhängigen t-test).
Darüber hinaus da die Griffkraft der motorische Kortex im Gehirn beteiligt sind, normal und kortikalen Verletzung Gruppen zeigten Unterschiede im Griff macht. Obwohl die Testergebnisse aus der Griffkraft zeigte keinen Unterschied zwischen dem normalen und keine kortikalen Verletzung Mäuse (Abbildung 4A; normal n = 4; keine kortikalen Verletzung n = 12), die Grafik zeigt, dass die Griff macht der kontralateralen Vorderbein deutlich wurde schwächer in der kortikalen Verletzung Mäuse als bei normalen Mäusen (Abbildung 4 b; normal n = 4; kortikalen Verletzung n = 36; *p = 0,036 basierend auf einer unabhängigen t-test)21,22,23.
Abbildung 2: PAT bei Neugeborenen HI-Hirn-Trauma und normalen Mäusen.
(A) die Latenzzeit im hellen Abteil wurde gemessen und verglichen zwischen Neugeborenen HI-Hirn-Trauma und normale Mäuse (n = 9 und n = 10, beziehungsweise). (B) die Messung zum Zeitpunkt der die Stromschläge galt der Grundlinie und Langzeitgedächtnis wurde 24 h nach dem Stromschlag ausgewertet. Delta (Δ) 24-h Latenz war der Unterschied zwischen der Funktion ausgewertet um 24 Uhr und an der Basislinie. p< 0,05; alle Daten sind als Mittelwert ± SEM ausgedrückt Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3: Vorderbein Schlupfes in der Ladder walking Test.
Die Preise der kontralateralen und ipsilateral Vordergliedmaße Schlupf zwischen dem normalen und HI Gehirn Verletzungen Mäuse bewertet wurden (n = 19 und n = 18, beziehungsweise). p< 0,05; alle Daten sind als Mittelwert ± SEM ausgedrückt Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4: Grip Stärketest bei Neugeborenen HI-Hirn-Trauma und normalen Mäusen.
Grip macht der kontralateralen Vorderbein wurde bewertet und im Vergleich zwischen normalen, nicht kortikalen Verletzung (A) und (B) kortikalen Verletzung Mäuse (n = 4, n = 12, n = 36). * p< 0,05; alle Daten sind als Mittelwert ± SEM ausgedrückt Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.
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Discussion
In dieser Studie wir induzierte HI-Hirn-Trauma in einer neonatalen P7-10 CD-1-Maus und die Gehirn-Läsion mit relevanten kognitiven und motorischen Defizite identifiziert. Während dieses Vorgangs kritisierte Okklusion der einseitigen rechten Halsschlagader. In diesem Schritt könnte die Arterie zerrissen und werden beschädigt. Die meisten Welpen, die eine Arterie Träne erlebt starb. Umgekehrt wenn Forscher ein weiteres Blut Vene statt der einseitigen Rechts Halsschlagader ligiert, das Gehirn der Pup wurde nur leicht beschädigt und konnten keine signifikanten Phänotyp24beobachtet werden.
In dieser Studie aufgrund von Schwankungen bei Mäusen und Läsion Volumen, die Gehirne wurden in mehrere Gruppen (Abbildung 1 C-H) kategorisiert. Mehrere Mäuse mit leicht verletzte Gehirne hatten Schäden nur im Hippocampus und nicht in der kortikalen Region (Abb. 1F)13. Umgekehrt, mehrere Mäuse mit stark beschädigte Köpfe waren verlorene die meisten der rechten Hemisphäre und die Rinde stark beschädigt (Abbildung 1 und H). Daher sollte die Größe der Läsion eine Woche nach der Prozedur19,25identifizieren. Da Gehirne mit MRT-Untersuchungen ausgewertet wurden, war die Bestimmung der Menge und Größe einer Läsion zuverlässiger. Wir empfehlen daher, dass Forscher die Gehirn mittels MRI, bewerten, obwohl Sichtprüfung mit bloßem Auge möglich ist.
Cerebralparese tritt häufig in der frühen Kindheit mit einer Inzidenzrate von ca. zwei Patienten pro 1.000 Kinder5. Da die Neugeborene HI-Maus-Modell eines repräsentativen Modells der Zerebralparese oder neonatale Strich4,11,26sein kann, kann die Basisinformationen aus dieser Studie in der präklinischen Forschung auf Infantile Zerebralparese verwendet werden oder neonatale Schlaganfall.
Neurobehavioral Bewertungen sind nützlich, die Phänotypen der kognitiven und motorischen Defiziten13zu identifizieren. Die Neurobehavioral Bewertungen eingeführt in dieser Studie sind auch anpassungsfähig und werden häufig verwendet für andere Neurodegenerative Erkrankungen, wie z. B. Huntington, Parkinson, und so weiter. Forscher sollten sich bewusst sein, dass während PAT, Themen einen elektrischen Schlag erhalten. Daher sollte PAT zuletzt durchgeführt werden, damit den elektrischen Schlag die anderen Verhaltensstörungen Bewertungen nicht beeinflusst.
Für weitere Studien müssen Forscher eine Schein-betrieben Gruppe im Vergleich zu der HI-Gruppe zu studieren. Für eine bestimmte Kontrollgruppe können Forscher machen einen Schnitt am Hals und in der Nähe des Schnittes ohne jede Arterie Ligatur. Um den HI-Betrieb zu imitieren, sollte diese Welpen in die Hypoxie Kammer, aber ohne Hypoxie, für die gleiche Menge an Zeit als ein HI-Gruppe vor der Rückgabe an ihren Käfigen gelegt werden.
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Disclosures
Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt.
Acknowledgments
Diese Studie wurde unterstützt durch Zuschüsse vom National Research Foundation (NRF-2014R1A2A1A11052042; 2015M3A9B4067068), das Ministerium für Wissenschaft und Technologie, Republik Korea, Koreanisch Health Technology R & D Projekt (HI16C1012), Ministerium für Gesundheit & Wohlfahrt, Republik Korea und dem "Dongwha" Faculty Research Assistance Program der Yonsei University College of Medicine (6-2016-0126).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Hypoxic chamber | Jeung Do Bio & Plant Co | Experimental Builder | |
| PAT apparatus | Jeung Do Bio & Plant Co | Experimental Builder | |
| The ladder rung walking | Jeung Do Bio & Plant Co | Experimental Builder | |
| SDI Grip Strength System | San Diego Instruments Inc. | ||
| Grip-Strength Meter | Ugo Basile | 47200 | |
| Harvard Apparatus Fluovac anesthetizing system | Harvard Apparatus | ||
| Anesthetizing box | acryl box | ||
| I-Fran Liquid (Isofluorane) | Hana Pharm. Co., Ltd. | General Anesthetics ( isoflurane 100ml) | |
| CD-1 mice | Orient Co., Ltd. | ||
| Blue Nylon Mono Non-Absorbbable suture 5-0 50cm | Ailee Co., Ltd. | NB 521 | |
| IBM SPSS Statistics | IBM | Ver. 23 |
References
- Yager, J. Y. Animal models of hypoxic-ischemic brain damage in the newborn. Semin Pediatr Neurol. 11 (1), 31-46 (2004).
- Vannucci, R. C., et al. Rat model of perinatal hypoxic-ischemic brain damage. J Neurosci Res. 55 (2), 158-163 (1999).
- Im, S. H., et al. Induction of striatal neurogenesis enhances functional recovery in an adult animal model of neonatal hypoxic-ischemic brain injury. Neuroscience. 169 (1), 259-268 (2010).
- Clowry, G. J., Basuodan, R., Chan, F. What are the Best Animal Models for Testing Early Intervention in Cerebral Palsy? Front Neurol. 5 (258), 1-17 (2014).
- Colver, A., Fairhurst, C., Pharoah, P. O. Cerebral palsy. Lancet. 383 (9924), 1240-1249 (2014).
- Levine, S. Anoxic-ischemic encephalopathy in rats. Am J Pathol. 36, 1-17 (1960).
- Rice 3rd, J. E., Vannucci, R. C., Brierley, J. B. The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat. Ann Neurol. 9 (2), 131-141 (1981).
- Lafemina, M. J., Sheldon, R. A., Ferriero, D. M. Acute hypoxia-ischemia results in hydrogen peroxide accumulation in neonatal but not adult mouse brain. Pediatr Res. 59 (5), 680-683 (2006).
- Brazel, C. Y., Rosti 3rd, R. T., Boyce, S., Rothstein, R. P., Levison, S. W. Perinatal hypoxia/ischemia damages and depletes progenitors from the mouse subventricular zone. Dev Neurosci. 26 (2-4), 266-274 (2004).
- Buono, K. D., et al. Mechanisms of mouse neural precursor expansion after neonatal hypoxia-ischemia. J Neurosci. 35 (23), 8855-8865 (2015).
- Rumajogee, P., Bregman, T., Miller, S. P., Yager, J. Y., Fehlings, M. G. Rodent Hypoxia-Ischemia Models for Cerebral Palsy Research: A Systematic Review. Front Neurol. 7 (57), 1-20 (2016).
- Hagberg, H., Peebles, D., Mallard, C. Models of white matter injury: comparison of infectious, hypoxic-ischemic, and excitotoxic insults. Ment Retard Dev Disabil Res Rev. 8 (1), 30-38 (2002).
- Wi, S., Yu, J. H., Kim, M., Cho, S. R. In Vivo Expression of Reprogramming Factors Increases Hippocampal Neurogenesis and Synaptic Plasticity in Chronic Hypoxic-Ischemic Brain Injury. Neural Plast. 2016 (2580837), 1-11 (2016).
- Lu, Y., Christian, K., Lu, B. BDNF: a key regulator for protein synthesis-dependent LTP and long-term memory? Neurobiol Learn Mem. 89 (3), 312-323 (2008).
- Manabe, T., et al. Facilitation of long-term potentiation and memory in mice lacking nociceptin receptors. Nature. 394 (6693), 577-581 (1998).
- Alonso, M., et al. BDNF-triggered events in the rat hippocampus are required for both short- and long-term memory formation. Hippocampus. 12 (4), 551-560 (2002).
- Seo, J. H., et al. In Situ Pluripotency Factor Expression Promotes Functional Recovery From Cerebral Ischemia. Mol Ther. 24 (9), 1538-1549 (2016).
- Kim, M. S., et al. Environmental enrichment enhances synaptic plasticity by internalization of striatal dopamine transporters. J Cereb Blood Flow Metab. 36 (12), 2122-2133 (2015).
- Lee, M. Y., et al. Alteration of synaptic activity-regulating genes underlying functional improvement by long-term exposure to an enriched environment in the adult brain. Neurorehabil Neural Repair. 27 (6), 561-574 (2013).
- Rha, D. W., et al. Effects of constraint-induced movement therapy on neurogenesis and functional recovery after early hypoxic-ischemic injury in mice. Dev Med Child Neurol. 53 (4), 327-333 (2011).
- Chong, H. J., Cho, S. R., Jeong, E., Kim, S. J. Finger exercise with keyboard playing in adults with cerebral palsy: A preliminary study. J Exerc Rehabil. 9 (4), 420-425 (2013).
- Chong, H. J., Cho, S. R., Kim, S. J. Hand rehabilitation using MIDI keyboard playing in adolescents with brain damage: a preliminary study. NeuroRehabilitation. 34 (1), 147-155 (2014).
- Seo, J. H., Yu, J. H., Suh, H., Kim, M. S., Cho, S. R. Fibroblast growth factor-2 induced by enriched environment enhances angiogenesis and motor function in chronic hypoxic-ischemic brain injury. PLoS One. 8 (9), e74405 (2013).
- Washington, P. M., et al. The effect of injury severity on behavior: a phenotypic study of cognitive and emotional deficits after mild, moderate, and severe controlled cortical impact injury in mice. J Neurotrauma. 29 (13), 2283-2296 (2012).
- Cho, S. R., et al. Astroglial Activation by an Enriched Environment after Transplantation of Mesenchymal Stem Cells Enhances Angiogenesis after Hypoxic-Ischemic Brain Injury. Int J Mol Sci. 17 (9), 1-15 (2016).
- Tsuji, M., et al. A novel reproducible model of neonatal stroke in mice: comparison with a hypoxia-ischemia model. Exp Neurol. 247, 218-225 (2013).
