Summary
Células exibir diferentes morfologias e estabelecer uma variedade de interações com seus vizinhos. Este protocolo descreve como para revelar a morfologia das células únicas e para investigar a interação célula-célula, usando o sistema de expressão Gal4/UAS bem estabelecido.
Abstract
Células exibem morfologias diferentes e complexas relações anatômicas. Como as células interagem com seus vizinhos? Que as interações diferem entre tipos de células, ou mesmo dentro de um determinado tipo? Quais os tipos de regras espaciais que eles seguem? As respostas a essas perguntas fundamentais na vivo foram dificultadas até agora por falta de ferramentas para a rotulagem de célula única de alta resolução. Aqui, um protocolo detalhado para atingir células única com uma técnica de FlpOut MultiColor (MCFO) é fornecido. Esse método se baseia em três diferentemente marcados repórteres (HA, bandeira e V5) sob controle UAS que são mantidos em silêncio por um terminador transcricional ladeado por dois sites FRT (FRT-paragem-FRT). Uma onda de choque do calor induz a expressão de um calor induzida por choque Flp recombinase, que aleatoriamente elimina as fitas FRT-FRT-paragem em células individuais: expressão ocorre apenas em células que expressam também um driver GAL4. Isto leva a uma matriz de cores diferentes células de um tipo de célula dado que permite a visualização da morfologia das células individuais em alta resolução. Como exemplo, a técnica MCFO pode ser combinada com drivers de GAL4 gliais específicos para visualizar as morfologias dos diferentes subtipos gliais no cérebro adulto drosófila .
Introduction
Glia, a população de células não-neuronais do sistema nervoso (NS), foram por muito tempo acreditou que fornecem uma estrutura estática de neurônios e, portanto, não foram estudados em detalhe. No entanto, em humanos, glia constituem a grande maioria das células no NS (~ 90%) e caem em várias categorias diferentes, incluindo astrócitos, oligodendrócitos, micróglia e células de Schwann. Em Drosophila, glia constituem cerca de 10% das células da NS. Curiosamente, suas morfologias e funções são muito semelhantes aos encontrados em vertebrados1,2. Suas morfologias incluem a barreira hemato - encefálica (BBB) formando epitélios, ensheathing e células astrocyte.
O sistema nervoso central de Drosophila (CNS) é composto das seguintes estruturas principais: regiões do córtex que contêm os corpos celulares neuronais; neuropils que abrigar conexões sinápticas; intervalos de axônio de pequenos e grandes que se conectar a diferentes neuropiles; nervos periféricos que conectam os músculos e órgãos sensoriais com o CNS (Figura 1). Glia encontram-se associados com todas estas estruturas anatômicas: glia Cortex (CG) nas regiões corticais, como astrocyte glia (AIG) e ensheathing glia (EG) nas regiões neuropile, ensheathing glia também estão associados com intervalos de axônio central e periférico nervos (EGN) e finalmente, duas folha-como glia, glia perineurial (PG) e subperineurial (SPG), que juntos formam uma camada contígua que cobre o NS inteiro (Figura 2).
Estudos anteriores mostraram que glia desempenham papéis importantes no desenvolvimento do NS; monitorar os números de celular neuronal por reagir a circula sistemicamente insulin-como peptides, fornecem suporte trófico para os neurônios, tais como o transporte do lactato astrocyte-neurônio e eliminar os neurônios morrendo por fagocitose3,4 , 5 , 6. no NS maduro, glia manter o BBB, ocupam os neurotransmissores e manter a homeostase iónica, atuam como as principais células do sistema imunológico da ns, desde que os macrófagos não podem violar o BBB e modulam a atividade sináptica, bem como comportamento animal6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11.
Se os diferentes subtipos gliais executam funções especializadas permanece uma importante questão em aberto. No entanto, uma análise sistemática de todo o genoma da glia, especialmente no adulto, é dificultada pela falta de ferramentas genéticas adequadas para sua manipulação. Aqui, um método que permite a caracterização eficiente e fácil de formas de célula para estudar interações célula-célula complexo é apresentado. Esta técnica foi aplicada para caracterizar a morfologia dos diferentes subtipos gliais no cérebro adulto Drosophila , mas, dependendo do driver específico GAL4 usado, isso poderia ser adaptado para estudar neurônios12,13 , qualquer tipo de entrelaçamento de células e em princípio qualquer tecido em qualquer fase do desenvolvimento.
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Protocol
1. moscas preparando-se para experiências MultiColor FlpOut (MCFO)
Nota: técnica de The MCFO refere-se a uma versão modificada da excisão de gaveta mediada por Flp parada chamado (FlpOut). Transgénicas MCFO moscas carregam um promotor de choque térmico (hsp)-recombinase Flp e repórteres diferentes sob UAS controlam. Cada repórter consiste de um backbone comum de um myristoylated (myr) super pasta verde proteína fluorescente (sfGFP), no quais 10 cópias de uma marca de epítopo (EG., HA, bandeira ou V5) foram inseridos. As proteínas não-fluorescente resultantes são nomeadas " monstro de espaguete GFPs " (smGFPs) 14 e podem ser detectados usando anticorpos específicos contra as tags epítopo diferente.
- Cruz voa com o hsp-Flp (hsp-Flp; 10XUAS-FRT-stop-FRT-myr-smGFP-HA,10XUAS-FRT-stop-FRT-myr-smGFP-FLAG, 10XUAS-FRT-stop-FRT-myr-smGFP-V5) e a gaveta MCFO para as glia GAL4 motorista linhas apropriadas (veja a tabela de materiais) .
- Como o hsp já está ativo a 25 ° C e poucas células podem sofrer recombinação, levando a uma rotulagem inespecíficos, configurar cruzes a 18 ° C para evitar a leakiness do sistema. Espere cerca de 20 dias a 18 ° C para obter a geração F1. Após o calor choque (consulte a etapa 2), manter as moscas a 25 ° C ( Figura 3).
2. Choque de calor
Nota: dependendo do local de inserção, a eficiência de hsp-Flp pode diferir; portanto, o tempo de choque do calor ideal tem que ser otimizado. Para este protocolo, foi usado um estoque de mosca MCFO no qual o hsp-Flp foi inserido no cromossomo X (veja a Tabela de materiais).
- Transferência a descendência da Cruz na etapa 1.1 (moscas de geração F1, 3-4 dias de idade) em novos frascos contendo alimento e calor chocá-los a 37 ° C em banho-maria.
Nota: O jovens moscas (1-2 dias de idade) são muito sensíveis ao choque térmico. Espere 1 ou 2 dias antes de realizar o choque térmico a fim de reduzir a mortalidade causada pelo tratamento. Uso alguns da geração F1 voa como um controle, sem choque térmico. - Durante o choque de calor, manter moscas em frascos normais com alimentos para diminuir a taxa de mortalidade induzida por estresse. Coloque as fêmeas e os machos em frascos separados.
- Certifique-se de mergulhar o frasco inteiro na água, certifique-se de um choque de calor homogêneo. Use um choque de 5-8 min como ponto de partida adequado para a rotulagem esparsas de células da glia com muitas linhas de motorista GAL4; a duração do choque deve ser otimizada para cada motorista e experiência (tempos de choque de calor mais curtos ou mais longos podem ser necessários).
- Após o choque de calor, colocar os frascos horizontalmente no banco por alguns minutos para permitir que as moscas para se recuperar do choque e calor.
Nota: Não é necessário mudar os frascos. - Manter as moscas a 25 ° C e dissecar (consulte a etapa 3 e 4)-2 ou mais dias após o choque do calor para expressão ideal repórter.
3. Preparação de dissecação e soluções
- o dia da dissecação, preparar solução fresca de fixador em 200 tubos PCR µ l misturando 180 µ l de meio de cultura celular S2 com 20 µ l de 20% paraformaldeído (PFA) para obter uma solução PFA de 2%. Manter a solução fixador no gelo antes e durante a dissecção.
Cuidado: PFA é tóxico e deve ser manuseado com cuidado.
Nota: Misturar 160 µ l de meio de cultura celular S2 com 40 µ l de 20% paraformaldeído (PFA) em um tubo de 200 µ l do PCR para preparar uma solução PFA 4% em vez de uma solução de 2%. - Usar um tubo de PCR por genótipo com um máximo de 8-10 cérebros pelo tubo para obter melhores resultados de coloração.
- Prepara o cérebro adulto solução de lavagem: albumina de soro bovino 0,5%, 0,5% Triton X-100 em PBS.
Nota: Dependendo da mancha, uma solução que contém 1% Triton X-100 pode ser necessários. Uma maior concentração de Triton X-100 aumenta a penetração do anticorpo nos tecidos e é necessário para as regiões de mancha que jazem profundamente dentro do tecido (por exemplo, regiões de sináptica no cérebro adulto Drosophila). - Preparar a solução de bloqueio: soro de cabra normal de 3%, 3% de soro de burro normal e 0,5% Triton X-100 em PBS.
- o cérebro de um adulto lavar a solução e a solução de bloqueio pode ser armazenado a 4 ° C por algumas semanas.
- Colocar a placa de vidro de poços de depressão profunda no gelo e encha cada um bem com as seguintes soluções: uma com etanol a 70%, um com PBS e outra com meio de cultura celular S2.
4. Adulto dissecação cerebral
- posicionar um 3cm dissecando o prato no palco de um estereomicroscópio e preenchê-lo com meio de cultura celular S2 frio. Realizar todas as dissecções neste meio para garantir que o tecido permaneça saudável durante o processo de dissecação.
Nota: Use um dissecação prato forrado com vários milímetros de silicone preto que fornece um contraste de bons antecedentes (nas imagens) e preservar a pinça durante a dissecção. - Anestesiar as moscas do genótipo desejado com CO 2.
- Com fórceps, pegue a voar pelas asas e lave-o em álcool etílico frio de 70% por 30 s, então com PBS frio para adicional de 30 s.
- Transferir a mosca para a bem de depressão profunda que é preenchida com meio de cultura celular S2.
- Repita o mesmo procedimento para todas as moscas com o mesmo genótipo e mantê-las em meio de cultura celular S2 frio até dissection, que vai preservar o tecido.
Nota: Anestesiar apenas o número de moscas que pode ser dissecado em um período de cerca de 30 min. longos períodos de incubação em meio de cultura celular S2 pode danificar o tecido. - Pegar mosca com fórceps e, sob um estereomicroscópio, submergir a voar em meio de cultura celular S2.
- Separar a cabeça do resto do corpo. Descartar o corpo e manter a cabeça submergida em meio de cultura celular de S2. É extremamente importante manter a cabeça com fórceps para toda a duração da dissecação. Se a cabeça começa a flutuar, será difícil para recuperá-lo sem danificar o tecido.
- Começar a dissecação por arrancar um olho, enquanto segura a cabeça pelo menos um fórceps em todos os momentos. Certifique-se de que a ponta da pinça é logo abaixo da retina para evitar danificar o tecido por baixo. Puxe para fora o outro olho e começar a remover a cutícula, até o cérebro aparece.
- Remover todo tecido traqueal e cutícula ao redor do cérebro até o tecido parece limpo. Certifique-se de remover todo o tecido traqueal em torno do cérebro para obter melhores resultados de coloração; os tecidos agora estão prontos para ser corrigido e manchada.
- Manter o meio de cultura de células de todos os cérebros dissecados em S2 frio antes de transferi-los para a solução PFA fim de vez a etapa de fixação.
5. Cérebro adulto de coloração
< ol>Nota: Os tempos de incubação podem variar dependendo do tipo de anticorpo usado. Incubação do tempo pode ser necessária.
- Para a rotulagem dos três marcadores MCFO, incubar o cérebro com anti-HA (1: 500), anti-FLAG (epítopo DYKDDDDK) (1: 100) e os anticorpos primários de anti-V5. Anticorpos conjugados diretamente de
- primária poderiam ser usados em vez da combinação normal primária + secundária (ex., anti-549 V5:DyLight (1: 200)). Neste caso, tratar os anticorpos conjugados diretamente como anticorpos secundários.
Nota: Para cada genótipo, manter um pouco de cérebro como controles para verificar a especificidade da coloração. Pular a incubação do anticorpo primário e ir diretamente para a próxima etapa.
Nota: exemplos de anticorpos apropriados: AlexaFluor 488 (1: 250), anti-549 V5:DyLight (1: 200) e DyLight 647 (1: 100)-conjugados anticorpos.
6. Montagem de cérebros para a imagem latente
espaçador- Trim uma imagem para o tamanho adequado, com uma tesoura. Para a microscopia de alta resolução, sanduíche do espaçador de espécime e imagem latente entre as lamelas de vidro dois.
Nota: Imagem latente de espaçadores é fina (0,12 mm de espessura) adesivos espaçadores que descascam e grudar lâminas lamelas ou microscópio, permitindo a montagem de espécimes sem compressão. - Usando fórceps, remova o revestimento adesivo de um piso e aplicar o espaçador, o lado adesivo para baixo, sobre a superfície de uma lamela de vidro (22 x 60 mm). Aplicar 10 µ l de meio de montagem a uma lamela de vidro novo.
- Com um P10 pipeta, transferir o cérebro de tubo de 200 µ l para a lamela, junto à gota de meio de montagem. Juntamente com os tecidos, transferir alguns PBS para manter o cérebro em solução.
- Com um P10 pipeta, mover o cérebro da PBS para a gota de meio de montagem a tentar limitar a quantidade de PBS. Transferi as amostras em meio de montagem a lamela com o espaçador de imagem. Use bastante meios de montagem para cobrir o espécime.
- Remover o outro revestimento adesivo do lado superior do espaçador e adicionar uma lamela de vidro em cima dos espécimes. Com a ponta de uma pinça, aplique uma ligeira pressão sobre a área adesiva para selar. A imagem montados tecidos imediatamente ou armazenar os slides a-20 ° C para posterior análise.
7. Aquisição de imagem
- adquirir pilhas de imagens confocal de fluorescência usando um microscópio confocal com um 40 X (at = 1.2, imersão de água) objectivo ou 63 X (nd = 1,4, imersão de óleo) objectivo (tamanho do pixel = 1.024 x 1.024 no plano XY; Distância entre duas seções confocal = 0,5 µm). Ajustar o ganho do detetor e deslocamento em cada canal de forma que nenhum pixels saturados e valores zero pixel estão presente nas imagens; Isto evita a perda de informações e garante o uso da gama dinâmica plena do detector.
Nota: Desde que a imagem em 3D é demorada, as medições podem ser automatizadas pela verificação de amostras múltiplas em paralelo em diferentes locais. Para evitar a evaporação, com o objectivo de imersão de água, usar meio de imersão de óleo especial com índice de refração n = 1,33. - Processar as pilhas confocal para projeções de densidade máxima, alterações na matiz de canal e ajuste de brilho e contraste usando qualquer software de análise de imagem padrão (veja a Tabela de materiais).
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Representative Results
Esta seção ilustra exemplos de resultados que podem ser obtidos usando a técnica MCFO no cérebro adulto drosófila . A Figura 3 mostra um esquema do método. Três diferentemente a membrana-tag repórteres (myr-smGFP-HA, myr-smGFP-bandeira e myr-smGFP-V5) sob controle UAS são mantidos em silêncio por um terminador transcricional ladeado por dois sites FRT (FRT-paragem-FRT). Uma onda de choque do calor induz a expressão de recombinase de Flp que aleatoriamente elimina as fitas FRT-FRT-paragem em células individuais. Isto leva a uma matriz de cores diferentes células de um tipo de determinada célula, especificado pelo GAL4 driver usado.
Geral, sete cores são possíveis. Figura 4 e Figura 5 mostram as única morfologias das células EG e ALG no lóbulo da antena drosófila (AL), respectivamente. Aumentando o tempo de choque do calor induz a um aumento da quantidade de pilhas etiquetadas, dependendo do tipo de driver de GAL4, portanto uma otimização inicial do protocolo de choque térmico é necessária. A Figura 6 mostra a rotulagem do EG no lobo óptico drosófila (OL), com repórteres MCFO único.
Figura 1: Anatomia do adulto Drosophila NS. As regiões corticais (pontilhadas áreas cinzentas) contêm todos os neuronal e a maior parte dos corpos de células gliais, enquanto as regiões de neuropile (áreas azuis) contêm as conexões sinápticas. Regiões do trato (azul escuro) se conectar a diferentes neuropiles. Esta figura foi modificada de et al . Kremer (2017) 18. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: subtipos gliais genéricos na drosófila CNS. Um repórter de membrana-tag GFP (UAS-mCD8-GFP) conduzido por drivers específicos de GAL4 permite a visualização dos cinco subtipos gliais genéricos (PG: perineurial glia, SPG: subperineurial glia, CG: glia do córtex, ALG: astrocyte-como glia e EG: ensheathing glia). As regiões de neurópilo (áreas magenta) são detectadas com o marcador pré-sináptica NC82 (BRUCHPILOT). No fundo, a contagem de células para os diferentes subtipos gliais também é mostradas. Barra de escala = 100 µm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: esquema de cruzamento para a técnica MCFO. Diagrama esquemático da técnica MCFO. Homozygousvirgins carregando o hsp-Flp (hsp-Flp; 10XUAS-FRT-stop-FRT-myr-smGFP-HA,10XUAS-FRT-stop-FRT-myr-smGFP-FLAG, 10XUAS-FRT-stop-FRT-myr-smGFP-V5) e a gaveta MCFO são cruzados com específica homozigoto GAL4 machos de motorista. A geração F1 é então calor chocado. De acordo com o número de fitas FRT-paragem-FRT aleatoriamente, retirados os repórteres, sete cores diferentes são possíveis. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: morfologia de ensheathing glia (EG) no lóbulo da antena (AL). Confocal z-pilhas de Drosophila AL depois de imunocoloração de wholemount. (A) morfologia de AL detectado com o marcador pré-sináptica NC82 (BRUCHPILOT). (B-D) Rotulagem estocástica de EGcells induzida por aumentar os tempos de choque de calor: 8 min (B), 8,5 min (C) e 10 min (D). O take EG em muitos formas e tamanhos diferentes, como eles ensheath a superfície de vizinhas a Al EG células cobrir áreas distintas mas parcialmente interdigitate nas regiões de contato. Barra de escala = 20 µm. HA: hemaglutinina de gripe humana. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: morfologia de astrocyte-como glia (AIG) no lóbulo da antena (AL). Confocal z-pilhas de Drosophila AL depois de imunocoloração de wholemount. (A) morfologia da AL detectado com o marcador pré-sináptica NC82 (BRUCHPILOT). (B-D) Rotulagem estocástica de células ALG induzida por aumentar os tempos de choque de calor: 8 min (B), (C) de 10 min e 15 min (D). ALG mostrar tamanho variável e morfologias cobrem mas em grande parte não-sobreposição de áreas. Barra de escala = 20 µm. HA: hemaglutinina de gripe humana. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: morfologia das ensheathing glia (EG) no lobo óptico (OL). Confocal z-pilhas de Drosophila OL depois imunocoloração de wholemount. (A-C) MCFO rotulagem com três repórteres de paragem-gaveta com HA, bandeira e V5 myr-smGFPs. FLP recombinase foi induzido por um choque de calor de 10 min a 37 ° C. (A-C) Repórteres MCFO individuais e mesclagem (D) são mostrados. Barra de escala = 20 µm. HA: hemaglutinina de gripe humana. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Este protocolo descreve um método fácil e eficiente para estudar a morfologia dos diferentes tipos de células dentro de um tecido de interesse em alta resolução. Com a técnica MCFO, vários repórteres com epítopo diferente tags são usados em combinação para a rotulagem estocástico multicolor (Figura 2). Semelhante a outros métodos, como Brainbow/Flybow15,16,17, MCFO aumenta a diversidade de rótulo através de coexpression marcador, permitindo a visualização dos limites da célula para estudos de interação célula-célula. Por exemplo, com três repórteres, sete combinações possíveis de marcador são possíveis. Em comparação com anteriores métodos de rotulagem, a técnica MCFO mostra um controle mais preciso e fácil da célula rotulagem densidade17: moscas Flybow 1.0 expressam um marcador padrão que torna única célula rotulagem mais difícil; Flybow 2.0 moscas exigem a expressão de dois diferentes Flp recombinases, tornando o sistema mais complicado.
Dependendo do driver específico GAL4 usado, a técnica MCFO pode ser adaptada para estudar qualquer tecido em qualquer fase do desenvolvimento. Aqui, a técnica tem sido aplicada para caracterizar a morfologia dos subtipos genéricos gliais no cérebro adulto drosófila em alta resolução. A rotulagem multicolor de células única permite a visualização dos limites diferentes e ajuda a compreender, por exemplo, a interação espacial entre duas células adjacentes; Além do PNG e SPG células, que são significadas epitélios de forma, todos os outros subtipos gliais mostram lado a lado, é eles minimizam o contato com seus vizinhos gliais, maximizando o contato com o compartimento neuronal envelopado (corpo celular, axônios e dendritos, e sinapses). Todos mandam bem processos lamellipodial ou filopodial não só em sua vizinhança local, mas também em ambiente distante18.
Para o sucesso do presente protocolo, é crucial para trás moscas a 18 ° C para evitar leakiness no sistema. Quando dissecação e ao longo de todo o processo de coloração, é importante evitar qualquer dano ao tecido para obter melhores resultados de coloração. Finalmente, dois aspectos técnicos devem ser considerados: o tempo de choque do calor define a quantidade de células em que são expressas as marcas. Um choque de calor curto conduzirá a rotulagem de algumas células, enquanto um choque de calor longa irá induzir a expressão de marcas em muitas células até o caso extremo em que todas as fitas de FRT-paragem-FRT são retiradas os repórteres, em todas as células. Neste caso, apenas uma cor (a fusão das três marcas epítopo) estará presente, impedindo a visualização de morfologias de célula única. O tempo de choque do calor varia dependendo do local de inserção da hsp-Flp e o driver de GAL4, portanto, um passo inicial de otimização pode ser necessário. A expressão do marcador é aleatória e não pode ser alvo de uma subpopulação específica de células, conduzido pelo motorista GAL4. Dentro de uma célula, diferentes etiquetas podem ser expressa permitindo a mancha do anticorpo de vizinhos células com cores diferentes. No entanto, ocasionalmente, mais do que uma marca é expressa em uma célula, levando a sobreposição das duas cores.
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Disclosures
Nenhum dos autores tem interesses concorrentes ou conflitantes.
Acknowledgments
Os autores agradecer Arnim Jenett Aljoscha Nern e outros membros do laboratório Rubin para aconselhamento e partilha de reagentes inéditos e Janelia voar luz equipe do projeto para a geração de imagens confocal. Os autores também agradecer aos membros do laboratório Gália para comentários sobre o manuscrito.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Water bath | Grant | GD100 | |
| PCR tubes | Sarstedt | 72.737.002 | |
| Forceps | Dumont | 11251-20 | |
| Dissecting dish 30 mm x 12 mmm | Electron Microscopy Sciences | 70543-30 | Glass dissection dish |
| Pyrex 3 Depression Glass Spot Plate | Corning | 7223-34 | Glass dissection plates |
| Sylgard Black | SYLGARD, Sigma-Aldrich | 805998 | home made with charcoal |
| ExpressFive S2 cell culture medium | Invitrogen | 10486-025 | |
| 20% PFA | Electron Microscopy Sciences | 15713 | |
| Triton X-100 | Roth | 3051.3 | |
| Normal goat serum | Jackson Laboratories | 005-000-121 | |
| Normal donkey serum | Jackson Laboratories | 017-000-121 | |
| Bovine Serum Albumin | Sigma | A9647 | |
| Rabbit HA-tag | Cell Signaling | C29F4 | Primary antibody, dilution 1:500 |
| Rat FLAG-tag | Novus Biologicals | NBP1-06712 | Primary antibody, dilution 1:100 |
| Mouse V5-tag:DyLight 549 | AdSerotec | 0411 | Conjugated antibody, dilution 1:200 |
| anti-rabbit AlexaFluor 488 | Invitrogen | A11034 | Secondary antibody, dilution 1:250 |
| anti-rat DyLight 647 | Jackson Laboratories | 712-605-153 | Secondary antibody, dilution 1:100 |
| Vecta Shield | Vector Laboratories | H-1000 | |
| SlowFate Gold | Invitrogen | S36937 | |
| Secure Seal Spacer | Grace Biolabs | Contact company for ordering | |
| Microscope cover glass 22 X 60 mm | Marienfeld | 101152 | |
| Microscope cover glass 22 x 22 mm | Roth | H874 | |
| Stereo Microscope, Leica MZ6 | Leica | ||
| Confocal laser scanning microscope LSM710 | Zeiss | ||
| Immersol | Zeiss | 518 F | Immersion oil for fluorescence-microscopy, halogen free |
| Immersol | Zeiss | W 2010 | Immersion fluid for water-immersion objectives, halogen free |
| R56F03-GAL4 (EG) | Bloomington Stock Center | 39157 | GAL4 driver |
| R86E01-GAL4 (ALG) | Bloomington Stock Center | 45914 | GAL4 driver |
| hspFlpPestOpt; UAS-FRT-stop-FRT-myr-smGFP-HA, UAS-FRT-stop-FRT-myr-smGFP-FLAG, UAS-FRT-stop-FRT-myr-smGFP-V5 | Bloomington Stock Center | 64085 | UAS reporter (https://bdscweb.webtest.iu.edu/stock/misc/mcfo.php) |
| Fiji (Image J) | Image analysis software | ||
| Multi Time Macro | Zeiss | Software for automated scanning |
References
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