Summary
Descriviamo un multimodali non invasive imaging approccio basato su Micro-CT e fluorescenza molecolare tomografia per valutazione longitudinale del modello di fibrosi del polmone del topo indotto mediante instillazione intratracheale doppia di bleomicina.
Abstract
Fibrosi polmonare idiopatica (IPF) è una malattia polmonare mortale caratterizzata dalla distruzione progressiva e irreversibile dell'architettura polmonare, che provoca il deterioramento significativo nella funzione polmonare e la successiva morte da guasto respiratorio.
La patogenesi della IPF in modelli sperimentali animali è stata indotta tramite la somministrazione di bleomicina. In questo studio, indaghiamo su un modello di topo IPF-come indotto da un'instillazione di bleomicina endotracheale doppia. Valutazioni istologiche standard usate per lo studio della fibrosi polmonare sono procedure invasive terminale. L'obiettivo di questo lavoro è quello di monitorare la fibrosi polmonare attraverso tecniche di imaging non invasive come tomografia molecolare fluorescente (FMT) e Micro-CT. Queste due tecnologie convalidate con i risultati di istologia potrebbero rappresentare un rivoluzionario approccio funzionale per tempo reale il monitoraggio non invasivo della progressione e della severità di malattia IPF. La fusione di diversi approcci rappresenta un ulteriore passo avanti per la comprensione della malattia IPF, dove gli eventi molecolari che si verificano in una condizione patologica possono essere osservati con FMT e i successivi cambiamenti anatomici possono essere monitorati da Micro-CT.
Introduction
Fibrosi polmonare idiopatica (IPF) è l'affezione polmonare cronica con progressiva diminuzione delle funzioni polmonari che purtroppo è spesso fatale entro quattro anni dalla diagnosi1. Le caratteristiche principali di IPF sono deposizione di matrice extracellulare e la proliferazione dei fibroblasti, ma la patogenesi non è ancora pienamente compreso. L'ipotesi più sostenuto è che i cicli multipli di lesioni polmonari causano la distruzione delle cellule epiteliali alveolari che conduce alla alterazione della proliferazione ciclo delle cellule mesenchimali, esagerato accumulo di fibroblasti e miofibroblasti, e produzione aumentata della matrice. Mediatori coinvolti in questi processi come metalloproteinasi della matrice (MMPs) sono stati trovati dysregulated nello sviluppo di fibrosi IPF umano o in modelli animali indotta da bleomicina. La produzione di MMP incontrollata conduce ad una deposizione di collagene sbilanciato all'interno dell'interstizio del polmone e dello spazio alveolare, imitante la ferita anormale riparazione1,2.
Uno dei principali ostacoli per drogare scoperta e sviluppo è la disponibilità di modelli murini accessibile che imitano la patogenesi umana e il fenotipo della malattia. Diversi agenti sono stati usati per indurre fibrosi polmonare in modelli animali: danni di irradiazione, la somministrazione di amianto e silice, somministrazione di citochine fibrinogenic e bleomicina3,4; Tuttavia la bleomicina è il più usato in topi, ratti, cavie, criceti, conigli5 o in animali di grossa taglia (primati non umani, cavalli, cani e ruminanti)6,7. Bleomicina è un antibiotico fatto dal batterio Streptomyces verticillus8 e viene utilizzato come un agente anti-cancro9. La fibrosi polmonare è un comune effetto collaterale del farmaco e per questo motivo, è usato nei modelli animali sperimentali per indurre fibrosi polmonare.
Nei modelli di fibrosi polmonare indotta da bleomicina, le lesioni fibrotiche verificano 14-21 giorni dopo la somministrazione di bleomicina. Nei lavori presentati, abbiamo usato un nuovo protocollo per indurre fibrosi polmonare in topi mediante instillazione intratracheale doppia bleomicina. Modello del topo di bleomicina è richiede molto tempo perché i nuovi farmaci devono essere valutati su lesioni fibrotiche stabilite e testato per distinguere i loro effetti anti-fibrotici da effetti antinfiammatori.
Biochimici determinazione del contenuto di collagene, morphometrical e analisi istologica erano basati su analisi di post mortem, limitando la possibilità di seguire la patogenesi della malattia nello stesso animale. Anche se questi parametri sono stati considerati un gold standard per la valutazione della fibrosi, non fornire qualsiasi distribuzione temporale o spaziale della lesione fibrotica e precludono un modo per indagare il processo di progressione di malattia. 10
Recentemente, sono state applicate tecnologie di imaging non invasivo monitor vie respiratorie che ritoccano, infiammazione e progressione della fibrosi in modelli murini: Imaging a risonanza magnetica (MRI), tomografia del calcolatore Micro (Micro-CT), fluorescenza molecolare Tomografia (FMT) e bioluminescenti (BLI)11,12,13,14,15,16,17,18,19 ,20,21. Noi proponiamo un approccio di imaging non invasivo per monitorare longitudinalmente la progressione della fibrosi polmonare da FMT e Micro-CT a diversi intervalli di tempo dopo un bleomicina sfida22.
Molte vie sono coinvolti nella creazione e sviluppo di fibrosi, e non si sa molto. Solo una più profonda comprensione di questi processi potrebbe tradurre a più bersagli farmacologici che possono trasferire in clinica. La possibilità di monitorare longitudinalmente l'attivazione MMP tramite tomografia molecolare fluorescenza accoppiata alla rilevazione di cambiamenti parenchimatica del polmone da Micro-CT potrebbe essere utilizzata in futuro per accedere la risposta clinica al trattamento.
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Protocol
Tutti gli esperimenti sugli animali descritti nel presente documento sono stati approvati dal Comitato intramurale di benessere degli animali per la sperimentazione animale di Chiesi Farmaceutici ed ERASMUS MC sotto numero di protocollo: EMC 3349 (138-14-07) conforme alle europee direttiva 2010/63 UE, Italiano d. Lgs 26/2014 e la rivista "Guida per la cura e uso di animali da laboratorio"23.
Nota: Prima dell'uso, topi inbred femminili di C57Bl/6 (7-8 settimane) sono stati acclimatati per almeno 7 giorni per le condizioni locali Vivario (temperatura ambiente: 20-24 ° C, umidità: 40-70%; ciclo luce-buio di 12 h), avendo libero accesso al cibo del roditore standard e acqua del rubinetto addolcita.
1. intratracheale trattamento dei topi con bleomicina
- Preparare l'attrezzatura per l'instillazione endotracheale12,13,14.
- Mettere i topi in camera di anestetico collegata a un vaporizzatore di isoflurane fissato a 2,5% mescolato con ossigeno. Verifica per la profondità dell'anestesia dalla mancanza di una risposta di punta-pizzico. L'effetto dell'anestesia si è verificato dopo 3-5 min.
- Posizionare il mouse anestetizzato sulla piattaforma intubazione, appeso da suoi incisivi collocati sul filo.
- Attivare il laringoscopio, prendere un paio di pinze si è conclusa smussate e utilizzare il forcipe o suggerimento di laringoscopio per aprire delicatamente la bocca.
- Tirare fuori la linguetta e tenerlo al lato con il forcipe. Inserire la lama del laringoscopio verso la parte posteriore della bocca fino a quando non viene visualizzato all'apertura della trachea e mantenere il laringoscopio in luogo.
- Con l'altra mano, inserire il tubo di mandata collegato all'estremità del tubo PE nella trachea, ruotare la valvola a tre vie. Consegnare 50 µ l di bleomicina (0.020 µ g/topo). Dopo l'instillazione, rimuovere rapidamente il tubo dalla trachea per evitare il soffocamento. Tenere i topi in posizione verticale per pochi secondi.
- Amministrare la bleomicina vari al giorno 0 e ripetere al giorno 4 (Figura 1).
- Rimuovere il mouse dalla piattaforma intubazione e monitorare il mouse per 30 minuti (il tempo necessario per recuperare completamente dall'anestesia).
- Eseguire in vivo imaging dei polmoni di topi da FMT e Micro-CT dopo instillazione di bleomicina doppia al giorno 7, 14 e 21.
2. in vivo Imaging di fluorescenza molecolare tomografia
Nota: In anticipo, preparare una soluzione stock fresca di 6 nmol/mL di MMP fluorescente substrato sensibile 680 in soluzione fisiologica (sodio cloruro 0,9%) e archivio protetto dalla luce a 4 ° C prima dell'uso. È stabile fino a 6 mesi a 4 ° C. Consentire MMP imaging agente stabilizzare a temperatura ambiente prima di iniettare in animali.
-
Sonda di iniezione
- Preparare l'attrezzatura per l'iniezione endovenosa della soluzione sonda MMP. Pre-riscaldare l'acqua a 50 ° C per riscaldare la coda di topo.
- Per afferrare saldamente la collottola del mouse, prendilo per la coda e consentirle di afferrare il coperchio di gabbia. Tenendo i mouse attraverso le spalle dell'animale, mettere la coda in un bicchiere di acqua tiepida, per 4 alla massima ferita termica 8 s per prevenire lesioni termiche alla pelle della coda. Controllare le vene gonfiore per più facile visualizzazione ed inserimento dell'ago.
- Durante la procedura di iniezione, messo i topi in un dispositivo di ritenuta in plastica per tenerlo fermo e tirare la coda attraverso un apposito foro nella parte posteriore. Trovare le due vene caudale su entrambi i lati della coda; non l'arteria sul lato inferiore della coda.
- Inserire l'ago (26G) della siringa 1 mL nella vena. Se l'ago è posizionato correttamente, iniezione sarà facile e la soluzione della sonda fluirà nel recipiente.
- Iniettare la soluzione di sonda MMP a 10 mL/kg.
- Smaltire l'ago.
Nota: Il punto ottimale di tempo imaging è 24 h dopo l'iniezione di sonda MMP perché è il tempo richiesto dalla sonda deve essere attivato. Se vengono eseguiti studi longitudinali, il tempo di re-iniezione ottimale è 7 giorni, che permette per la distanza completa dell'agente dal mouse.
-
Formazione immagine FMT
Nota: Prima di iniziare, rimuovere sempre la pelliccia su ed intorno alle zone dell'animale che sono essere imaged, in questo caso il petto, per evitare la dispersione e l'assorbimento nel tessuto.- Per anestetizzare il mouse, metterlo nella camera anestetico e girare il quadrante di isoflurane al 2,5% per induzione e 2% per la manutenzione.
- Inizializzare il software di acquisizione dati e aprire un nuovo studio nel database per l'esperimento.
- Prima di iniziare l'imaging con FMT, trasferire il mouse nel cassetto imaging. Posizionare il mouse anestetizzato nel mezzo di cassette per utilizzare in modo ottimale il campo di vista di FMT di imaging. Proteggere i topi, piatto e delicatamente compresso contro entrambe le finestre della cassetta imaging. Regolare l'altezza di manopole della cassetta e quindi farla scorrere nell'alloggiamento.
- Clicca sull' oggetto nella finestra scansione e fare clic su Anteprima per vedere l'immagine dal vivo.
- Disegnare la regione di scansione sufficientemente grande in modo che dei tessuti che circondano l'area prevista di fluorescenza sono catturato. Compreso un totale di scansione 25 punti garanzie della regione polmonare sarà totalmente digitalizzata.
- Una volta che il ROI è disegnato, in primo luogo fare clic su Aggiungi alla coda di ricostruzione e quindi fare clic su Scan per realizzare l'immagine del mouse. Assicurarsi che il laser corretto a 680 nm è selezionata.
- Quando viene completata l'acquisizione dell'immagine, posizionare il mouse indietro nella sua gabbia. Sia sicuro che completamente recupera dall'anestesia.
- Quantificare i picomoli di fluorescenza nella finestra di analisi del software di analisi utilizzando lo strumento ROI e ridurre il ROI intorno a 700-800 mm3 sul segnale proveniente dalla regione del polmone. Fare attenzione a escludere il segnale del fegato. Copiare il ROI su altri soggetti per averli simili in dimensione e regolare la loro posizione in ogni immagine animale.
- Esportare le immagini come file jpg.
3. in Vivo Imaging dal Micro-CT
Attenzione: Prima di iniziare, rimuovere sempre qualsiasi metallo gioielli o oggetti di metallo vicino l'area di imaging, per evitare la dispersione di raggi x.
Nota: Fibrosi polmonare indotta da radiazioni è che un'individuazione comune durante la radiazione indotta del polmone lesioni24. Micro-CT derivato indici né i risultati istologici associati a fibrosi del polmone erano presenti nei topi di controllo trattati salino il giorno 21 sottoposto a Micro-CT quattro sessioni di imaging, che indica che la dose di raggi x consegnato agli animali durante la Micro-CT gli esami non era sufficiente per influenzare i risultati.
- Accendere il Micro-CT premendo il pulsante verde di alimentazione e avviare il software per scaldare la sorgente di raggi x. Utilizzare il foro piccolo e il letto animale per topi di imaging.
- Creare il database facendo clic su nuovo database per una nuova e costruire il browser basato sul numero di topi nell'esperimento, o fare clic sul collegamento a database esistente per salvare i dati a uno creato in precedenza.
- Prima di iniziare la scansione, selezionare i parametri di acquisizione nella finestra di controllo del software: tensione di tubo di raggi x, 90 kV; Corrente del tubo di raggi x CT, 160 µA; Vivere attuale, tubo a raggi x 80 µA; FOV, 36 mm; Nessuna tecnica gating; Risoluzione di scansione elevata tecnica, 4 min.
- Anestetizzare i topi da inalazione di 3% isoflurane e metterli sul letto inserito nel foro con un cono di naso permettendo un rifornimento costante di anestetico. Immobilizzare le zampe dei topi con nastro sul letto per consentire al petto di essere esposti.
- Far scorrere la porta strumenti e attivare la Modalità Live per vedere la posizione del mouse in tempo reale premendo il tasto di acquisizione. Spostare il letto animale per allineare il petto con il campo visivo (FOV) utilizzando i pulsanti situati direttamente sullo strumento CT. Centro la scansione del mouse; in caso contrario regolare la posizione con le frecce destra e sinistra, che si trova sullo strumento CT.
- Confermare la posizione ottimale letto ruotando il cavalletto selezionando 90 ° e facendo clic su imposta. Assicurarsi che la regione di immagine è completamente dentro il FOV.
- Non applicare alcuna tecnica gating e avviare la scansione facendo clic sul pulsante di esplorazione di CT . Fare clic su Sì per il messaggio che informa che la sorgente di raggi x si accende.
Nota: Una volta che i raggi x sono attivati, si illuminerà la spia arancione sulla parte superiore dello strumento e la porta scorrevole sarà Impossibile aprire per la sicurezza dell'operatore. Quando la scansione è terminata, appare una nuova finestra del software visualizzatore 2D mostrando il transaxial, coronale e sagittale fetta della ricostruzione. - Controllare la qualità dell'immagine ed essere sicuri di non avere immagini dai movimenti a causa del basso livello di anestesia sfocate. Se necessario, ripetere la scansione.
- Mettete gli animali in gabbia ed essere sicuri che riprendersi completamente da anestesia.
4. lavaggio broncoalveolare
- Anestetizzare gli animali con 3% isoflurane e sacrificio da spurgo dall'aorta addominale.
- Usare le forbici per esporre la gabbia toracica e del collo. Quindi esporre la trachea e praticare una piccola incisione per consentire la procedura di BAL deve essere eseguito con un tubo di lavaggio 21-manometro collegato a una siringa da 1 mL senza ago. Prestare attenzione a non tagliare attraverso la trachea.
- Per eseguire il BAL, riempire la siringa da 1 mL senza ago con 0,6 mL di soluzione sterile [di 10 x Hank equilibrata soluzione salina (HBSS); l'acido etilendiamminotetracetico 100mm (EDTA); 1 millimetro di acido 4-(2-hydroxy-ethyl)-1-piperazineethansulphonic (HEPES); distillato acqua].
- Inserire il tubo di lavaggio nell'incisione nella trachea e iniettare lentamente e aspirare la soluzione 3 volte, soffermandosi sul terzo ritiro per consentire la raccolta ottima di BALF per la successiva analisi.
5. istologia e istomorfometria
- Esporre e rimuovere i polmoni, li gonfiare con una cannula attraverso la trachea da infusione delicata con 0,6 mL di formalina neutra tamponata al 10% e conservare i campioni a temperatura ambiente per 24 h.
- Disidratare campioni attraverso diversi passaggi in aumento delle concentrazioni di soluzioni di alcool (etanolo al 60% per 1 h, etanolo al 70% per 1 h, 90% di etanolo per 1 h, etanolo al 95% per 2 h ed etanolo al 100% per 2 h) utilizzando un processatore automatico.
- Posizionare gli esemplari in xilene per 2 h per renderli traslucido. Alla fine di disidratazione, infiltrarsi campioni in paraffina a 60 ° C per 3 h e incorporarli nel processore automatizzato.
- Ottenere 5 µm spessore sezioni seriale utilizzando un microtomo rotativo.
- Deparaffinizzare e reidratare diapositive nei gradi discendenti di etanolo e macchia con Trichrome di Masson utilizzando un processatore automatico.
- Concentrarsi sulle fette di polmone, scansione a 20 ingrandimenti utilizzando un scanner per diapositive e catturare le immagini digitali delle sezioni del polmone intero utilizzando il software di visualizzazione con una risoluzione di 451 nm/pixel manualmente.
- Morfologicamente valutare danno polmonare fibrotica dai parametri semi-quantitativa e quantitativi come segue:
- Determinare il Punteggio di Ashcroft. Semiquantitativo di grado i cambiamenti morfologici in sezioni del polmone secondo la scala definita da Ashcroft10 modificati da Hübner et al. 25 uso il sistema di 0-8 Punteggio per valutare tutto il parenchima nelle sezioni del polmone.
- Determinare il contenuto di collagene. Quantificare il grado di fibrosi10,25 dal software di analisi di immagine microscopio. Selezionare casualmente tre ROIs a 10 ingrandimenti, per ogni diapositiva. Standardizzazione delle impostazioni di soglia di colore, di rilevare il collagene come area verde tinto.
- Determinare l'Area di aria alveolare. Quantificare la zona di aria alveolare come parametro indiretto della fibrosi10,25. Attraverso gli stessi software e ROIs applicato per la frazione di fibrosi, rilevare l'area di aria all'interno il ROIs utilizzando una soglia di bianca.
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Representative Results
La risoluzione spontanea delle lesioni fibrosi polmonare osservati tre settimane dopo la somministrazione di bleomicina singolo e moderati cambiamenti strutturali evidenziano i limiti di questo modello. Solo trattamento preventivo potrebbe essere effettuato dovuto la stretta finestra terapeutica che non rappresentano la pratica clinica17.
Qui, dimostriamo che il nostro protocollo di instillazione intratracheale doppia bleomicina è in grado di sviluppare duraturo fibrosi polmonare in topi18. Il disegno sperimentale è mostrato nella Figura 119,20,21. L'obiettivo di questo studio è quello di guardare la progressione di fibrosi polmonare in topi con tecnologie di imaging non invasivo. Bleomicina è stato somministrato due volte al vari (ai giorni 0 e 4; 1 mg/kg di bleomicina in 50 µ l in ogni occasione). Dodici topi per ogni gruppo sono stati vari sfidato con lo stesso volume del veicolo solo allo stesso tempo come il gruppo di bleomicina da utilizzare come controllo. Per la valutazione della fibrosi, un'analisi semi-quantitativa istologica era fatto sulla Ashcroft base sistema di punteggio. 10
Nel presente lavoro, abbiamo valutato lo sviluppo di fibrosi polmonare nel modello del topo indotta da bleomicina utilizzando tecnologie Micro-CT e FMT in combinazione con l'istologia classica. La natura non invasiva di tecnologie di imaging rappresenta un valore reale per valutazione preclinica di progressione di fibrosi polmonare e l'accordo trovato con l'istologia è un ottimo passo. Micro-CT imaging potrebbe giocare un ruolo importante nella quantificazione dei cambiamenti parenchimatica del polmone a causa di lesioni fibrotiche longitudinalmente.
Immagini di istologia della bleomicina ha curato il gruppo ha mostrato un modello pronunciato di fibrosi a partire dal giorno 7, principalmente come singole masse fibrotiche e progredito al giorno 14 ai conglomerati confluenti di collagene sostitutivo e rimase inalterata fino al giorno 21 ( Figure 2A - 2C). Trattamento della bleomicina indotto da infiammazione polmonare (Figura 3A), dove il numero di WBC era significativamente più alto in BALF dei topi di bleomicina trattato a 7, 14 e 21 giorni rispetto al gruppo di veicolo. Interessante, le frazioni dei linfociti e monociti inoltre sono state aumentate in ogni momento di campionamento (figure 3B-3C); al contrario, è stato osservato un aumento significativo della frazione del neutrofilo al giorno 7 (Figura 3D).
In questo studio, Micro-CT è stato utilizzato per monitorare i cambiamenti di parenchima polmonare longitudinalmente. Progressivi cambiamenti anatomici dell'architettura del polmone in diversi momenti di osservazione rispetto al basale sono chiaramente visibili nelle proiezioni di Micro-CT (figure 4A-4B). Il raggio delle vie aeree nella parte distale dell'albero bronchiale (figure 5A e 5C)19,20,21 e la percentuale di fibrosi polmonare totale (figure 5B e 5D) potrebbe quantificare la progressione di fibrosi. La quantificazione di percentuale di fibrosi nel gruppo di trattamento di bleomicina al giorno 7(Figura 5)è stato leggermente sopravvalutata se paragonato al gol di istologia. Questo potrebbe essere spiegato da una doppia reazione dell'inizio di infiammazione e di fibrosi, rendendo difficile distinguere tra i due sintomi. Il raggio delle vie aeree e la percentuale di fibrosi sono stati selezionati dall'elaborazione di immagini delle proiezioni Micro-CT per la quantificazione dei cambiamenti parenchimatici (Figure 5c-5d) del polmone19,20,21 . Questi parametri di Micro-CT sono molto bene in accordo con i risultati istologici, come mostrato nelle Figure 2A/2C.
Micro-CT imaging direttamente riflette le modifiche patologiche e terapeutiche del parenchima polmonare e FMT tecnologia fornito informazioni quantitative più legati all'espressione della proteina voluto IPF. Per questo studio, abbiamo scelto una sonda MMP basata sulla sua rilevanza per IPF e abbiamo trovato specifica attivazione di MMP in bleomicina trattato topi (Figura 6)18. È stato studiato il ruolo delle MMPs iniettando veicolo o bleomicina topi trattati con sonde fluorescenti attivabile MMP intervalli di tempo selezionati. Ventiquattro ore dopo l'iniezione, i topi erano imaged di FMT rivelando che topi fibrotici possono attivare la sonda fluorescente specifico di MMP in vivo (figure 6A-6D)18 ed ex vivo (Figura 6E)18 .
Figura 1 : Allestimento sperimentale per fibrosi polmonare indotta da bleomicina mouse. Topi femminili C57BL/6 avevano una soluzione salina o bleomicina instillato vari in due occasioni, giorno 0 e 4. Topi erano imaged tramite un dispositivo di Micro-CT al basale (giorno 0), 7, 14 e 21 giorni. Gruppi di 12 topi sono stati sacrificati a 7, 14 e 21 giorni e i loro polmoni sono stati valutati per la deposizione di collagene correlare i risultati istologici con immagini ottenute da µCT. Questa figura è stata modificata dal articolo pubblicato21. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: corso di tempo l'analisi istologica di bleomicina indotto da fibrosi polmonare in topi.
(A) quantificazione della fibrosi polmonare da Ashcroft Punteggio ottenuto entrambi veicolo o bleomicina topi trattati in diversi momenti. L'esperimento fu ripetuto tre volte, e ogni punto rappresenta la media ± SEM di 12 animali. L'analisi statistica è stata effettuata mediante ANOVA seguita da test di Tukey. * p < 0,05; * * p < 0.01.
(B) Ashcroft distribuzione di frequenza di Punteggio assegnata nelle sottocategorie di lieve, moderate e grave.
(C) istologia rappresentativo di Masson Trichome macchiato bleomicina sezioni per vari doppia instillati di mouse del polmone o salini topi trattati alle 7, 14 e 21 giorni dopo il trattamento (ingrandimento 10x, scala bar 200 µm). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: corso di tempo di infiltrazione cellulare in BALF di bleomicina indotto da fibrosi polmonare in topi.
(A) numero di WBC, monociti (B) , (C) linfociti e neutrofili (D) . Cellule che si trovano in BALF sono stati espressi come numero di cellule * 103/µL. L'esperimento fu ripetuto tre volte, e ogni punto rappresenta la media ± SEM di 9 animali. L'analisi statistica è stata effettuata mediante ANOVA seguita da test di Dunnett. * p < 0,05; * * p < 0.01. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4 : Topi trattati longitudinale Micro-CT imaging le proiezioni di fibrosi polmonare indotta da bleomicina e veicolo. (A) Micro-CT, bleomicina trattato ed (B) Micro-CT, salino mouse trattato Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5 : Vie respiratorie, fibrosi polmonare lobi quantificazione e segmentazione basata su formazione immagine ripetuta di Micro-CT.
(A) Airways sono stati divisi in una parte centrale e distale. (B) la parte distale delle vie aeree è il tratto intrapolmonare utilizzato per identificare e diviso in lobi del polmone come: diritto cranico lobo (RCrL), lobo centrale di destra (RMdL), destra caudale del lobo (RCdL), diritto accessorio lobo (RAC) e del polmone di sinistra (LL). (C) raggio delle vie respiratorie e (D) quantificazione di fibrosi polmonare totale veicolo o bleomicina topi trattati in diversi momenti. Ogni punto rappresenta la media ± SEM di 5 animali, per un totale di 30 topi. L'analisi statistica è stata effettuata mediante ANOVA seguita da test di Dunnett. * p < 0,05; * * p < 0.01. Questa figura è stata modificata dal articolo pubblicato21. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura . 6. tempo corso di segnale di fluorescenza misurata da FMT inbleomycin indotto da topi di fibrosi polmonare. In vivo (A e B) ed ex vivo FMT (C e D) immagini rappresentative dei topi iniettati con sonda MMP trattati con veicolo o con bleomicina. (E) l'importo totale del segnale di fluorescenza del polmone è stato calcolato automaticamente dal software immagine FMT. L'esperimento fu ripetuto tre volte, e ogni punto rappresenta la media ± deviazione standard di 9 animali. L'analisi statistica è stata effettuata mediante ANOVA seguita da test di Dunnett. * p < 0,05; * * p < 0.01. Questa figura è stata modificata dal articolo pubblicato18. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Nonostante molti gruppi di ricerca incentrati sullo sviluppo di nuovi farmaci per il trattamento di IPF, al momento solo due sono disponibili per i pazienti. C'è un urgente bisogno di mediche per trovare più efficaci terapie7 perché solo polmone transplantationis in grado di prolungare la sopravvivenza di 4-5 anni26. Prerequisito essenziale per la medicina traslazionale e lo sviluppo di nuovi farmaci è la disponibilità di un modello animale che imita le caratteristiche di IPF e in cui gli studi interventistici sono predittivi di successo nella clinica. Tuttavia, l'utilità dei modelli animali fibrosi polmonare esistente è ancora discutibile27. Sviluppiamo un nuovo modello murino di fibrosi del polmone che richiede una doppia instillazione di bleomicina come descritto in Figura 118. Tecnologie di imaging sono potenti strumenti per visualizzare la progressione della malattia e la risposta farmacologica al trattamento. Questo modello animale meglio si ricapitola le caratteristiche umane di IPF e tecnologie non invasive potrebbero creare un bridge tra impostazioni precliniche e clinica pratica27.
Tuttavia, per ottenere dati affidabili e riproducibili, alcuni passaggi sono cruciali. L'instillazione intratracheale deve essere eseguita quando i topi sono completamente anestetizzati, utilizzando una procedura standardizzata. Micro-CT acquisizione richiede un monitoraggio molto preciso dell'anestesia, perché le proiezioni di CT sono gated dalla frequenza respiratoria. Prima di formazione immagine, controllare che i topi hanno la stessa profondità dell'anestesia. Un passo molto importante per imaging ottico di FMT è depilazione. Prima di iniziare, rimuovere sempre la pelliccia sul e intorno al petto, per evitare la dispersione e l'assorbimento nel tessuto. L'iniezione della sonda deve essere corretto dal peso del corpo dell'animale.
La possibilità di studiare e quantificare una specifica lettura molecolare con cambiamenti anatomici nei topi stessi intervalli di tempo differenti rappresenta un enorme passo nello sviluppo di comprensione fibrosi, un evidente anticipo per funzionale nonché farmacologico studi.
Questo approccio di imaging di multimodal è uno strumento intelligente per valutare l'efficacia dei farmaci, fornendo molte più informazioni rispetto alla valutazione del terminale, traducendo in un più efficiente processo di rilevamento di droga.
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Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere nessun interessi concorrenti.
Acknowledgments
Gli autori vorrei ringraziare Dr. Daniela Pompilio e Roberta Ciccimarra per assistenza tecnica.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| FMT 2500 Fluorescence Tomography System | Perkin Elmer Inc. | Experimental Builder | |
| MMPsense 680 | Perkin Elmer Inc. | NEV10126 | Protect from light, store the probe at 4 °C |
| TrueQuant software | Perkin Elmer Inc. | ||
| Female inbred C57BL/6 | San Pietro NatisoneHorst, The Netherlands (UD), | Prior to use, animals were acclimatized for at least 5 days to the local vivarium conditions | |
| Isoflurane | ESTEVE spa | 571329.8 | Do not inhale |
| Automated cell counter | Dasit XT 1800J | Experimental Builder | |
| Saline Solution, 0.9% Sodium Chloride (NaCl) | Eurospital | 15A2807 | |
| Quantum FX Micro-CT scanner | Perkin Elmer Inc. | ||
| Bleomycin sulphate from Streptomyces Verticillus | Sigma | B2434 | |
| Automatic tissue Processor | ATP700 Histo-Line Laboratories | ATP700 | |
| Embedding system | EG 1160 Leica Biosystems | EG 1160 | |
| Rotary microtome | Slee Cut 6062 | ||
| Digital slide scanner | NanoZoomer S60, Hamamatsu Photonics | ||
| NIS-AR image analysis software | Nikon | ||
| Masson’s Trichrome Staining | Histo-Line Laboratories | ||
| 10% neutral-buffered formalin | Sigma | HT5012-1CS | |
| Penn-century model DP-4M Dry power insufflator | Penn-century | DPM-EXT | |
| PE190 micro medical tubing | 2biological instruments snc | BB31695-PE/8 | |
| Syringe without needle 5 mL | Terumo | SS*05SE1 | Cut the boards of the piston by scissors |
| Hamilton 0.10 mL (model 1710) | Gastight | 81022 | |
| Discofix 3-way Stopcock | Braun | 4095111 | |
| Syringe with needle 1 mL | Pic solution | 3,071,260,300,320 | Use without needle |
| Plastic feeding tubes 18 ga x 50 mm | 2biological instruments snc | FTP-18-50 | Cut obliquely the tip |
References
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- Wynn, T. A., Ramalingam, T. R. Mechanisms of fibrosis: therapeutic translation for fibrotic disease. Nat. Med. 18 (7), 1028-1040 (2012).
- Moore, B. B. Animal models of fibrotic lung disease. Am J Respir Cell Mol Biol. 49 (2), 167-179 (2013).
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