Summary
A avaliação do desenvolvimento do tecido no calo de fratura durante a cicatrização de osso endocondral é essencial para monitorar o processo de cicatrização. Aqui, nós relatamos o uso de uma ressonância magnética (MRI)-fixador externo compatível para o fêmur do mouse para permitir MRI varreduras durante a regeneração óssea em ratos.
Abstract
Endocondral fratura cura é um processo complexo que envolve o desenvolvimento de tecido fibroso, cartilaginoso e ósseo no calo de fratura. A quantidade de tecidos diferentes em calo ósseo fornece informações importantes sobre a fratura cura progresso. Disponível na vivo técnicas para monitorar longitudinalmente o desenvolvimento de tecido de calo em estudos pré-clínicos consolidação da fratura, utilizando pequenos animais incluem radiografia digital e imagem latente de µCT. No entanto, ambas as técnicas só são capazes de distinguir entre o tecido mineralizado e não-mineralizado. Por conseguinte, é impossível discriminar cartilagem de tecido fibroso. Em contraste, ressonância magnética (MRI) visualiza estruturas anatômicas com base no seu teor de água e, portanto, pode ser capaz de identificar canaliza o tecido mole e cartilagem no calo de fratura. Aqui, nós relatamos o uso do fixador externo compatível com o MRI para o fêmur do mouse para permitir ressonâncias durante a regeneração óssea em ratos. Os experimentos demonstraram que o fixador externo e um dispositivo de fixação feito por permitam ressonâncias repetitivas, possibilitando assim a análise longitudinal do desenvolvimento do tecido de calo de fratura.
Introduction
Consolidação da fratura secundária é a forma mais comum de consolidação óssea. É um processo complexo, imitando a aspectos específicos da32,1,do ossificação endocondral ontogenic. O hematoma de fratura precoce consiste predominantemente de células do sistema imunológico, granulação e tecido fibroso. Tensão de oxigênio de baixa e altas tensões biomecânicas dificultam a diferenciação osteoblástica na gap da fratura, mas promovem a diferenciação de células progenitoras em condrócitos4,5,6. Essas células começam a proliferar no local da lesão para formar uma matriz cartilaginosa, fornecendo estabilidade inicial do osso fraturado. Durante a maturação do calo, condrócitos se tornar hipertróficas, passam por apoptose, ou trans-se diferenciar em osteoblastos. Neovascularização na zona de transição de cartilagem-de-osso fornece níveis elevados de oxigênio, permitindo a formação de tecido ósseo,7. Depois da ponte óssea do fosso de fratura, estabilidade biomecânica é aumentada e osteoclástica remodelação do calo externo fratura ocorre para ganhar óssea fisiológica contorno e estrutura3. Portanto, a quantidade de tecido fibroso, cartilaginoso e ósseo no calo de fratura fornece informações importantes sobre a processo de consolidação. Perturbado ou retardado cura torna-se visível por alterações do desenvolvimento do tecido de calo tanto em humanos e ratos8,9,10,11. Disponível na vivo técnicas para monitorar longitudinalmente o desenvolvimento de tecido calo ósseo em fratura pré-clínicos cura estudos utilizando pequenos animais incluem radiografia digital e µCT de imagem12,13. No entanto, ambas as técnicas só são capazes de discriminar entre o tecido mineralizado e não-mineralizado. Em contraste, ressonância fornece contraste excelente de tecidos moles e, portanto, pode ser capaz de identificar os tecidos moles e cartilagem no calo de fratura.
Trabalhos anteriores mostraram resultados promissores para post mortem MRI em camundongos com fraturas articulares14 e na vivo MRI em ratos durante intramembranosa defeito ósseo-cura15. No entanto, ambos os estudos também declarou limitada contraste espacial, resolução e tecido. Nós anteriormente demonstrou a viabilidade da RM de alta resolução na vivo para avaliação longitudinal da formação de calo macio durante fratura endocondral murino16de cura. Aqui, nós relatamos o protocolo para o uso de fixador externo compatível com o MRI para osteotomia de fêmur em ratos a fim de monitorar o desenvolvimento de tecido calo longitudinalmente durante a fratura endocondral, processo de cura. O projeto de um dispositivo de montagem sob medida para a inserção do fixador externo assegurado uma posição padronizada durante as varreduras repetidas.
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Protocol
animal todos os experimentos cumprimento de regulamentos internacionais para o cuidado e o uso de animais de laboratório e foram aprovados pelas autoridades reguladoras regionais (n. º 1250, Regierungspräsidium Tübingen, Alemanha). Todos os ratos foram mantidos em grupos de dois a cinco animais por gaiola a luz 14-h, 10 h a escuro ritmo circadiano com água e alimentos fornecidos ad libitum.
1. preparação do Material cirúrgico e pré-tratamento dos ratos
- esterilize tudo cirúrgico material. Use uma temperatura de autoclave de 120-135 ° C por 20-30 min do tempo de esterilização.
- Compra C57BL/6 ratos ou camundongos de outra estirpe, que têm entre 19-35 g de peso corporal. Siga o cuidado animal apropriado e protocolos experimentais em conformidade com as diretrizes nacionais que é aprovado pelo investigador ' s cuidados institucionais do Animal e Comissão de utilização. Permitir um mínimo de 7 dias o período de aclimatação antes de iniciar o procedimento.
- Fornecer analgesia para todos os mouses através da água potável, um dia antes da cirurgia até o dia em terceiro pós-operatório.
2. Procedimento cirúrgico e a aplicação de fixador externo
- lugar o mouse em um tubo preloaded com 5-7% de isoflurano e 60 mL/min de oxigênio. Após a perda de reflexos posturais, remover o mouse do tubo de indução da anestesia e manter a anestesia através de uma máscara de inalação, fornecendo oxigênio isoflurano e 60 mL/min de 1-3%.
- Monitor a respiração padrão e cerva pata reflexo durante a anestesia. Certifique-se de que a taxa de respiração é cerca de 100 ciclos/min e o reflexo da pata traseira está ausente.
Nota: A quantidade de gás necessário é dependente da idade, sexo, peso corporal e estirpe do mouse.
- Monitor a respiração padrão e cerva pata reflexo durante a anestesia. Certifique-se de que a taxa de respiração é cerca de 100 ciclos/min e o reflexo da pata traseira está ausente.
- Antes da cirurgia, injetar o mouse com uma dose única de antibióticos por via subcutânea (Clindamicina, 45 mg/kg). Além disso, para a manutenção do equilíbrio fisiológico fluido, injetar o mouse com um depósito de fluido subcutâneo de soro fisiológico 500 µ l (0,9% NaCl).
- Para evitar corneal secagem, aplica pomada para os olhos de rato. Coloque o mouse sobre uma placa de aquecimento a 37 ° C durante a anestesia e procedimento cirúrgico para manter fisiológica de temperatura corporal.
- Remover a pele da extremidade direita de hind e esfregue a área cirúrgica com um desinfectante à base de álcool. Cobrir a pata traseira direita com uma pequena parte de uma luva estéril para evitar áreas não esterilizadas. Desinfecte o membro posterior direito três vezes. Coloque um pano estéril sobre o mouse todo exceto para a área cirúrgica.
- Entalha a pele de aproximadamente 1 cm no sentido longitudinal ao longo da parte anterior do fêmur direito com um bisturi. Separe sem rodeios o m. bíceps femoral e o m. vasto lateral com pinças e tesoura micro. Corte o lado de origem do tendão o trocânter do fêmur com uma tesoura micro para permitir o livre acesso à parte ântero-lateral do osso. Certifique-se de que o nervo ciático é preservado.
- Posicionar o fixador externo (rigidez axial de N/mm 3, Figura 1 A) paralelo ao fêmur. Perfurar os furos através do córtex com uma broca de 0.45 mm e coloque a cerâmica pinos de montagem para os furos manualmente. Comece com o pino mais proximal, seguido pelo pino mais distal e os dois pinos no meio.
- Certifique-se que não há nenhuma tensão, compressão ou tensão de cisalhamento no fixador durante o procedimento de montagem, caso contrário, o fosso de osteotomia alcançado não serão suficiente devido ao relaxamento do fixador.
- Umidificar o osso com uma pequena quantidade de NaCl estéril para evitar a desidratação durante o processo de serragem.
- Criar uma osteotomia de 0.4 mm através do osso inteiro entre os dois pinos internos usando uma serra de fio de gigli de 0,4 mm.
Nota: Opcionalmente, uma serra oscilatória micro pode ser usada para criar a osteotomia. Certifique-se de evitar qualquer metais microplaquetas da Serra na área da osteotomia. - Liberar o gap de osteotomia cuidadosamente com 2 mL de NaCl estéril para remover fragmentos de ossos, entre os dois córtices fraturados.
- Adaptar os músculos por meio de uma sutura contínua com uma sutura absorvível (ver Tabela de materiais). Então, adapte a pele usando interrompidas suturas não-absorvíveis (ver Tabela de materiais). Para evitar ferimento morder, não coloque a sutura na parte cranial da ferida.
Nota: Não use cola de pele ou clipes desde ratos, geralmente, removê-lo da ferida causando mais danos à pele. - Limpar a área cirúrgica com um desinfetante e posicione o mouse em sua gaiola. Monitor, mouse e abastecimento calor suficiente (por exemplo, pela luz infravermelha) até que ele é totalmente desperto. monitorar o peso corporal, ingestão de alimentos e água após a cirurgia para Certifica-se de que o animal não é de dor e angústia. Proporcionar uma anestesia para todos os mouses através da água potável até o dia em terceiro pós-operatório.
Nota: Os ratos podem ser alojados em grupos de até quatro animais. - Monitorar o mouse ' atividade nos dias 1 a 5, após a cirurgia. Durante esse tempo, o rato deve suportar o peso sobre o membro operado. Caso contrário, o mouse deve ser excluído da análise adicional.
3. Procedimento de MRI e análise de imagens
- prévio para o MRI varredura procedimento, anestesiar o mouse de acordo com o protocolo em passos 2.1 e 2.3 e manter a taxa respiratória cerca de 100 ciclos/min. inserir o fixador externo na extremidade direita do hind do rato com cuidado em um dispositivo de montagem sob medida ( Figura 1 B, C).
- Certifique-se de evitar flexão ou compressão do fixador durante esta etapa, já que isto pode interferir com a consolidação da fratura.
Nota: As ressonâncias podem efectuar-se logo em 3 dias após a cirurgia, dependendo do cuidado animal e protocolo experimental.
- Certifique-se de evitar flexão ou compressão do fixador durante esta etapa, já que isto pode interferir com a consolidação da fratura.
- Coloque o mouse sobre um suporte de temperatura controlada para introdução no aparelho MRI. Conecte o dispositivo de montagem rígida para a bobina de cabeça de quatro elementos.
- Dados de MRI adquirir usando um sistema dedicado de MRI pequeno-animal alto-campo operando em 11,7 T.
Nota: geometria de aquisição de dados The MRI é alinhada com o osso fêmur, ortogonalmente aos parafusos.- Adquirir dados aplicando uma próton-densidade suprimido por gordura multi-slice TSE sequência (PD-TSE) usando parâmetros de aquisição: eco/repetição tempo TE = 5.8 ms/TR = 2.500 ms, resolução Δr = 52 × 52 × 350 µm³, campo de visão (FOV) = 20 × 20 mm ² e Δω de largura de banda = 150 KHz.
- Nota: O tempo de aquisição total para 22 fatias é 36 min.
- Abrir os dados adquiridos com software de análise de imagem. Digite o tamanho de voxel como 0,05 x 0,05 x 0,35 mm 3. Segmente os tecidos diferentes no calo de fratura (osso, cartilagem, tecido fibroso ou da medula óssea) com base na sua intensidade com limiarização semi-automática como segue.
- Clique o " editar novo rótulo de campo ", clique " adicionar Material " e renomear o material para " do calo ". Distinguir a área de calo os tecidos circundantes baseada o sinal hipo-intensa o periósteo que usa o " Lasso " ferramenta.
- Clique " adicionar ao material ". Clique " adicionar Material " e renomeie o material para " cartilagem ". A cartilagem do segmento usando o " limiar " ferramenta e " selecione apenas atual material " de " do calo ". Clique " cartilagem " e " adicionar ao material ". Repita essas etapas com " osso " e " de tecido fibroso/medula óssea ".
- Gerar reconstruções 3D dos fêmures fraturados baseadas nos dados de segmentação do tecido usando software de análise de imagem. Clique " gerar superfície ", aplicar " nenhum " para " tipo de suavização de " e clique em " vista de superfície ".
Nota: Muito pequenas, hipertenso áreas circundantes do ptDS dos córtices fraturados são prováveis ser artefatos devido a transição do ossudo para tecidos moles. Essas áreas devem ser excluídas de uma análise mais aprofundada. Hyper-intensas áreas no meio da fratura do calo durante a fase de endocondral de fratura cura representam tecido cartilaginoso. Áreas de hipo-intensa no calo de fratura distal da gap osteotomia na fase de ossificação endocondral e áreas com a mesma intensidade em todo o calo de fratura toda em estágios de cura mais tarde representam tecido recém-formado do calo ósseo. Embora estas áreas têm um sinal hipo-intensa, a intensidade de sinal do osso maduro (córtex) é ainda menor. Após limiarização a intensidade de sinal para o tecido ósseo e tecido cartilaginoso no calo de fratura, marca o restante tecido como a medula óssea e tecido fibroso. São valores para segmentação de tecido: tecido ósseo (incluindo tecido de calo ósseo, osso trabecular e córtex maduro) é segmentado dentro do intervalo de 1-3.3 (intensidade de sinal normalizado para córtex maduro), medula óssea/fibroso tecido dentro do intervalo de 3.4-5.4, e tecido cartilaginoso calo dentro do intervalo de 5.5-6.2. - Se necessário, repita a varredura de MRI longitudinalmente durante o processo de consolidação da fratura. Para monitorar o desenvolvimento do calo cartilaginoso, digitalizar os ratos nos dias 10, 14 e 21 após a cirurgia.
Nota: Os pontos de tempo podem depender o protocolo experimental e cuidado animal.
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Representative Results
Em primeiro lugar, o sucesso do procedimento cirúrgico pode ser confirmado pela análise das varreduras de MRI (ver exemplo na Figura 2). Todos os quatro pinos deverá situar-se no meio da diáfise femoral. O tamanho da lacuna a osteotomia deve ser entre 0.3-0.5 mm. Se o tamanho da lacuna osteotomia varia muito desses valores, o mouse deve ser excluído uma análise mais aprofundada.
Em segundo lugar, a avaliação dos exames longitudinais durante a fratura processo no mesmo animal de cura fornece informações sobre desenvolvimento de tecido de calo. Se os ratos são verificados no dia 10, 14 e 21 (ver exemplo na Figura 3), o tecido cartilaginoso é visível no meio do calo de fratura no dia 10 (área de cartilagem relativo = 30,8%) e dia 14 (área de cartilagem relativo = 29.0%) e diminui até dia 21, após cirurgia (área de cartilagem relativo = 10,5%) (Figura 3). Tecido ósseo é visível na periferia do calo de fratura no dia 10 (área óssea relativa = 7,2%), aumenta até dia 14 (área óssea relativa = 15,6%), e corpo ponte ocorre até dia 21 (área óssea relativa = 45,7%).
Em terceiro lugar, após a segmentação dos diferentes tecidos no calo de fratura usando software de análise de imagem, imagens em 3D do fêmur fraturado e o calo de fratura podem ser geradas. No exemplo mostrado na Figura 4, um fêmur inteiro digitalizados no dia 26 após fratura é exibida. Córtex maduro é marcado em cinza, os pinos cerâmicos são marcados em amarelo, calos moles está marcado em verde, tecido cartilaginoso é marcado em vermelho e tecido de calo ósseo é marcado em roxo.
Figura 1 : Fixador externo com pinos de montagem cerâmica e dispositivo de fixação de MRI. (A), o corpo de plástico de fixador externo é mostrado, assim como os quatro pinos de montagem de cerâmica que são compatíveis para ressonâncias. Barra de escala: 1 cm. (B) o auxiliado por computador desenho do dispositivo de fixação feito sob medida para inserção do fixador externo durante as varreduras de MRI é mostrada. O fixador externo no fêmur direito do mouse é inserido o alívio do dispositivo de fixação. Em seguida, o dispositivo é ligado a bobina de cabeça de quatro elementos antes da digitalização. Barra de escala: 0,4 cm. (C) rato colocado no dispositivo de fixação (azul), anexado à bobina de cabeça de 4 elementos (branco). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 : Imagens de ressonância magnética PD-TSE de um fêmur fraturado 3 dias após a cirurgia. Uma fatia central de um fêmur fraturado digitalizado no 3º dia após a cirurgia é mostrada. BM: da medula óssea; B: osso; FX: lacuna fratura. Barra de escala: 0,5 mm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 : Acompanhamento longitudinal do desenvolvimento de calo de fratura usando a técnica de MRI. Centrais fatias MRI do fêmur fraturado... de um rato digitalizados no (A) dia 10, (B) dia 14 e (C) dia 21 após cirurgia são exibidos. Tecido cartilaginoso Hyper-intensa é visível no meio do calo de fratura no dia 10 e dia 14 e diminui até dia 21 após a cirurgia. Tecido ósseo hipo-intensa é visível na periferia do calo de fratura no dia 10, aumenta até dia 14, e corpo ponte ocorre até dia 21. BM: da medula óssea; CG: tecido cartilaginoso; B: tecido ósseo. Barra de escala: 0,5 mm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 : Reconstrução 3D de um fêmur fraturado digitalizados no dia 26, após a cirurgia. Córtex maduro é marcado em cinza, os pinos cerâmicos são marcados em amarelo, calos moles está marcado em verde, tecido cartilaginoso é marcado em vermelho e tecido de calo ósseo é marcado em roxo. A imagem foi gerada usando software de análise de imagem. Barra de escala: 0,4 mm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Modificações e solução de problemas:
O principal objetivo deste estudo foi descrever um protocolo para o uso de fixador externo compatível com o MRI para osteotomia do fêmur no mouse com a capacidade de monitorar o desenvolvimento de tecido calo longitudinalmente durante o processo de consolidação da fratura endocondral. O projeto de um dispositivo de montagem sob medida para a inserção do fixador externo assegurado uma posição padronizada durante as varreduras repetidas. Segmentação de tecido semiautomática permite a análise das quantidades de tecido fibroso, cartilaginoso e ósseo no calo de fratura. Além disso, reconstruções 3D das imagens MRI permitem a visualização da fratura endocondral processo em cada rato individual de cura.
Passos críticos dentro do protocolo:
Os passos mais críticos do procedimento cirúrgico usando o fixador externo compatível com o MRI são: (1) evitar qualquer dano ao nervo ciático durante a cirurgia, caso contrário o mouse não será capaz de urso de peso dentro de 5 dias após a osteotomia e devem ser excluído da uma análise mais aprofundada. (2) Evite tensão, compressão ou cisalhamento salientar o fixador durante o processo de montagem, caso contrário a lacuna de osteotomia não terá um tamanho padronizado e forma. Além disso, certifique-se de montar o fixador externo paralelo ao eixo longitudinal do fêmur, garantindo uma fixação estável da osteotomia. (3) Evite metais microplaquetas da serra se usar um fio de gigli vi, desde que aqueles irão interferir com o MRI varredura procedimento.
As etapas mais críticas do MRI varredura procedimento são: (1) Certifique-se de evitar flexão ou compressão do fixador durante a inserção e remoção do dispositivo de fixação, como isso pode interferir com a consolidação da fratura. (2) assegurar o controle de temperatura adequada durante o processo de digitalização para manter a temperatura corporal fisiológico.
Importância no que diz respeito a métodos existentes e as limitações da técnica:
Estudos anteriores mostraram resultados promissores para post-mortem Ressonância em camundongos com fraturas articulares14 e na vivo MRI em camundongos com intramembranosa-defeitom ósseo cura15. No entanto, ambos os estudos também declarou limitada contraste espacial, resolução e tecido. Temos demonstrado anteriormente a viabilidade e a precisão de alta resolução na vivo MRI para análise longitudinal do soft formação durante o início de calos e intermediário fases de fratura cicatrização em ratos, comparando a nova técnica de MRI com o padrões de ouro µCT e Histomorfometria16. No entanto, nós também achamos que a resolução espacial da RM é significativamente menor do que a resolução do µCT ex vivo . Esta é uma clara limitação da técnica MRI quando comparado aos concorrentes técnicas, incluindo ex vivo , mas também na vivo µCT.
Aplicações futuras:
Perspectivas futuras para o uso da RM durante estudos murino de consolidação da fratura são: (1) combinação de ressonâncias com o uso de agentes de contraste para medir o fluxo de sangue através do membro lesionado. (2) combinação de MRI e PET scans, bem como a rotulagem de células com superparamagnético partículas de óxido de ferro para celular de tráfico experimentos17,18,19,20.
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Disclosures
O autor Romano Matthys é um empregado da RISystem AG Davos, Suíça, que produz os implantes e instrumentos específicos utilizados neste artigo do implante. Todos os outros autores têm sem interesses financeiros concorrentes.
Acknowledgments
Agradecemos Sevil Essig, Stefanie Schroth, Verena Fischer, Katja Prystaz, Yvonne Hägele e Anne Subgang excelente suporte técnico. Agradecemos também a Fundação de pesquisa alemã (CRC1149, INST40/499-1) e a Alemanha AO Trauma Foundation para financiamento deste estudo.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anaesthesia tube | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-ANA-TUB-Mouse | |
| Anaesthetic machine | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-GME-MA | |
| Artery forceps | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH104R | |
| Autoclave | Systec, Wettenberg, Germany | DX-150 | |
| Autoclaving packaging | Stericlin, Feuchtwangen, Germany | 2301-04/06/10/12/16 | |
| Avizo software | FEI, Burlington, USA | - | Version 8.0.1 |
| BioSpec 117/16 magnetic resonance imaging system | Bruker Biospin, Ettlingen, Germany | 117/16 | |
| Bulldog clamp | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH 021R | |
| Carbon steel scalpel no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BA211/215 | |
| Ceramic mounting pin 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS691490 | |
| Clindamycin (300 mg / 2ml) | Ratiopharm, Ulm, Germany | - | |
| Dressing forceps 115 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD210R | |
| Dressing forceps 130 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD025R | |
| Drill bit coated 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS820420 | |
| Durogrip needle holder 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BM024R | |
| Foliodrape | Hartmann, Heidenheim, Germany | 2513026 | |
| Frekaderm | Fresenius, Bad Homburg, Germany | 4928211 | |
| Gigli saw 0.44 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.590.110.25 | |
| Hand drill | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.390.130-01 | |
| Heating plate | FMI, Seeheim, Germany | IOW-3704 | |
| Hygonorm gloves | Hygi, Telgte, Germany | 2706 | |
| Isoflurane | Abbot, London, UK | Forene | |
| Micro forceps 155 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD343R | |
| Micro scissors 120 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | FD013R | |
| Mouse FixEx L 0.7 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.611.300-10 | |
| Needle case for drills | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BL911R | |
| Needle holder | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB078R | |
| Octenisept | Schülke, Norderstedt, Germany | 121403 | |
| Osirix software | Pixmeo SARL, Bernex, Switzerland | - | Version 4.0 |
| Oxygen, medical grade | MTI, Ulm, Germany | - | |
| Resolon 5/0 | Resorba, Nürnberg, Germany | 88143 | |
| Saline 0.9% | Braun, Melsungen, Germany | 3570350 | |
| Scalpel handle 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB073R | |
| Scissors 150 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BC006R | |
| Sealer for autoclave packaging | Hawo GmbH, Obrigheim, Germany | HM500 | |
| Sterican 27 G | Braun, Melsungen, Germany | 4657705 | |
| Sterile surgical blades no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB511/515 | |
| Surgical gloves | Hartmann, Heidenheim, Germany | Peha-micron 9425712 | |
| Surgical light | Maquet SA, Ardon, France | Blue line 80 | |
| Syringes 5 ml | Braun, Melsungen, Germany | Injekt 4606051V | |
| Tissue forceps 80 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | OC091R | |
| Tramadol 25 mg/l | Grünenthal, Aachen, Germany | 100mg/ml | |
| Vasofix Safety | Braun, Melsungen, Germany | 4268113S-01 | |
| Vicryl 5-0 | Ethicon, Norderstedt, Germany | V30371 | |
| Visdisic eye ointment | Bausch & Lomb, Berlin, Germany | 3099559 |
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