Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Cancer Research

来自沙柯玛患者衍生异种移植物的肿瘤启动细胞的分离和表征

doi: 10.3791/57011 Published: June 13, 2019

Summary

我们描述了通过荧光活性细胞分类,使用人类白细胞抗原-1(HLA-1)作为阴性标记,从人类肉瘤患者衍生的异种移植物分离肿瘤启动细胞的详细方案,以及进一步的验证和这些HLA-1阴性肿瘤启动细胞的表征。

Abstract

在过去十年中,越来越多的证据支持了肿瘤启动细胞(TICs)的存在和重要性。这些TICs已被证明负责肿瘤的启动,转移和耐药性。因此,除了当前的化疗策略外,开发特定的 TIC 靶向治疗非常重要,这些策略主要侧重于大部分非 TIC。为了进一步理解TCS恶性肿瘤背后的机制,我们描述了一种在人肉瘤中分离和表征TCS的方法。本文中,我们展示了一个详细的方案,用于生成人类肉瘤的患者衍生异种移植物(PDX),并使用人类白细胞抗原I(HLA-1)作为阴性标记物,通过荧光活性细胞分类(FACS)分离TFC。此外,我们描述了如何对这些TTC进行功能特征表征,包括球形测定和肿瘤形成测定,并诱导沿分因途径分化。PDX TTC 的分离和表征为发现潜在的靶向治疗试剂提供了线索。此外,越来越多的证据表明,该协议可进一步扩展,以分离和表征TCS从其他类型的人类癌症。

Introduction

在过去十年中,越来越多的证据支持了人类癌症的肿瘤细胞内异质性。与正常组织类似,癌症组织由小亚群的TCS(也称为癌症干细胞)组成,具有肿瘤形成能力;同时,大部分癌细胞表现出分化的表型2。这些TTC表现出干细胞状的特性,包括干细胞标记的表达和自我更新和不对称细胞分裂的能力,因此,可以启动细胞异质肿瘤3的形成。最近的研究表明,TCS不仅负责肿瘤的启动,而且还与肿瘤侵略性4,转移5和耐药性6相关。因此,了解 TTC 的生物学非常重要,因此,制定针对这些 TIC 的特定治疗策略。

基于FACS的方法已经用于识别使用TCS标记的TCS,包括CD133、CD24和CD441。这些标记大部分也表达在正常干细胞7。但是,这些标记没有单独标记 TFC。这些分子在TCS恶性作用尚不清楚。例如,CD133可以经常通过DNA甲基化灭活,因此,这种肿瘤间异质性可能使这些标记8的准确性。ALDH1是一个标记,也功能,以保持TICs9的茎。它似乎更有效地识别乳腺癌TCS,但在其他肿瘤类型9中仍然值得怀疑。一些信号通路在干细胞生物学中起着重要的作用,包括Wnt(无翼相关整合位点)、TGF-+(转化生长因子β)和Hedgehog1。但很难证明这些途径是特定于TIC的,并且使用这些途径的活性从原发性肿瘤中分离TCS。因此,迫切需要一种可靠的新型TIC标记。

人类MHCI类,也称为HLA-1,是一种细胞表面蛋白,在几乎所有核细胞中表达10。HLA-1的作用是抗原,呈现CD8 T细胞10特别识别的分子。当癌细胞通过HLA-1产生肿瘤抗原时,CD8 T细胞的细胞毒性作用可以激活。因此,癌细胞细胞表面缺乏HLA-1可导致细胞毒性CD8 T细胞的免疫逃逸。HLA-1的降量在不同类型的人类癌症中已有所描述,并且与预后差、转移和耐药性11相关。我们已经表明,在细胞表面的HLA-1表达的丢失可用于识别肉瘤中的TCS,以及前列腺癌6,12。

在这里,我们描述了一个详细的协议,用HLA-1作为负标记,将TCS与人肉瘤PDX分离,并进一步验证和描述这些HLA-1阴性TTC。

Protocol

这里讨论的所有小鼠实验协议均符合机构指南,并经西奈山医疗中心机构人类研究伦理委员会和动物护理与使用委员会批准。

1. 沙瘤组织样本和PDX形成的处理

  1. 根据机构审查委员会批准的协议,让病理学服务人员从手术标本中制备肉瘤样本,并立即将每个样本放在100毫米培养皿的冰上。
  2. 将样品放入15 mL聚苯乙烯锥形管中,内附6 mL的冷罗斯威尔公园纪念研究所(RPMI)1640培养基,辅以10%胎儿牛血清(FBS)和1%青霉素/链霉素。立即处理组织样本。
  3. (可选)仅对于骨肉瘤,请按照以下步骤操作,对于软组织肉瘤,可以跳过这些步骤。
    1. 使用手术刀将组织切成 20 mm3件。将组织片转移到含有3 mL胶原酶溶液的15 mL管中(RPMI 1640,含有1mg/mL胶原酶)。
    2. 将管子在37°C下放入水浴中30分钟。
    3. 彻底涡旋管,然后,加入3 mL的RPMI 1640补充10%FBS,以中和胶原酶活性。
    4. 在室温下在350 x g下离心5分钟。拆下上清液。
  4. 在无菌生物安全柜中工作,将组织样本放入 100 mm 培养皿中。向组织添加500 μL无菌1x磷酸盐缓冲盐水(PBS)。使用无菌手术刀,机械地将组织三聚成小块,直到没有可见的组织片大于 0.1 mm。
  5. 将 500 μL 细胞悬浮液转移到 35 μm 细胞过滤器中,用 50 mL 聚苯乙烯管收集过滤的悬浮液。将这个50 mL聚苯乙烯管与细胞悬浮液放在冰上。
  6. 向组织再添加500μL的PBS。第二次三聚,通过细胞过滤器转移悬浮液,并将其收集到同一个50 mL管中。
  7. 重复这些步骤(步骤1.5~1.6),直到组织部分完全分离,通常为6x - 8x。
  8. 在室温下,在350 x g下通过离心将细胞悬浮液进行10分钟。丢弃上清液,使用5 mL的溶血缓冲液(0.15 M NH4Cl、10 mM KHCO3和 0.1 mM EDTA)重新悬浮颗粒,并在室温下孵育溶液 5 分钟以去除红血球。
  9. 在室温下在350 x g下离心5分钟,并去除溶性缓冲液。用 5 mL 的 PBS 清洗颗粒。在 350 x g下再次离心 5 分钟,并去除上清液。
  10. 用1 mL的PBS重新悬浮颗粒,并使用血细胞计或任何其他替代方法计算可行的细胞数。在200μL的PBS中,将细胞稀释至1 x 107细胞的最终浓度。将细胞悬架留在冰上。
  11. 将地下室膜基质留在冰上,使其融化。在200μL细胞悬浮液中加入200μL的基底膜基质。轻轻混合并保持在冰上。
  12. 皮下注入细胞悬浮液:基底膜基质(1:1)混合物到两个NOD scid伽马(NSG)小鼠到它们的侧翼。每次注射使用200μL。
  13. 通过检查小鼠的注射部位每周 2 次来监控 PDX 形成。当肿瘤直径达到1厘米时,去除肿瘤异种移植物。

2. FACS 从 PDX 分离肿瘤启动细胞

  1. 手术从小鼠中取出PDX,如前12所述。
  2. 把肿瘤切成两半用4%的甲醛在一夜之间修复一半的异种移植物。这是用于组织学分析。处理上文所述组织的另一半(步骤1.3~1.8),以获得肿瘤细胞悬浮液。
  3. 用PBS重新悬浮颗粒,并计算可行的细胞数。
  4. 在PBS中稀释细胞悬浮液,补充5%FBS,浓度为2 x 106细胞/mL。将细胞悬浮液留在冰上30分钟,将细胞悬浮液分成两管。分别用同位素控制和抗体标记管。注意每个管中的细胞数。
  5. 通过稀释与PBS补充5%FBS(1:250)的抗体,制备2xHLA-1-PE抗体。在相同条件下稀释负等型对照抗体。将"抗体"管中的细胞悬浮液与稀释的抗体(1:1)混合,使最终抗体稀释1:500。将"同位素控制"管中的细胞悬浮液与同位素控制(1:1)混合。将细胞悬浮液放在冰上90分钟。
  6. 在4°C下在350 x g下离心5分钟,并去除上清液。加入10 mL的PBS来洗净颗粒2倍。
  7. 向 PBS 中加入 4',6-二酰胺-2-苯胺醇 (DAPI),最终浓度为 10 μg/mL。将此 DAPI 溶液添加到细胞颗粒中,使细胞悬浮量为 107细胞/mL(使用步骤 2.4 中的细胞编号)。
  8. 通过 35 μm 滤网盖将电池悬浮液过滤到 12 mm x 75 mm 聚苯乙烯管中。
  9. 使用流式细胞计对HLA-1阴性TIC子群进行排序。门活细胞(DAPI阴性),收集HLA-1阴性和阳性亚群到两个15 mL收集管,每个包含4 mL的RPMI 1640培养基。

3. 肿瘤启动细胞的特性

  1. 沙球的形成
    1. 使用α-MEM细胞培养基培养基使肉球生长介质。添加补充剂,使最终浓度的B-27补充剂(1x),N2补充剂(1x),基本成纤维细胞生长因子(bFGF)(20纳克/mL),表皮生长因子(EGF)(20纳克/mL)和青霉素/链霉素(100 IU/mL)。使用前使用 0.2 μm 细胞培养过滤器过滤介质。
    2. 从步骤2.9对已排序的HLA-1阴性和-正亚群进行计数,并计算每个子群的细胞数。
    3. 将1.5 x106个细胞稀释成15 mL的肉球生长培养基,使细胞稀释1 x 105细胞/mL。
    4. 用新鲜的肉球生长培养基连续稀释细胞,使每个细胞稀释15 mL,分别10 4、103和102个细胞/mL。然后,准备四个96孔超低附着细胞培养板,每个用于细胞稀释。
    5. 将100 μ0 μL细胞悬浮液从10个5细胞/mL稀释转移到第一个96孔超低附着细胞培养板的每个孔。此板每个孔有 104个单元。
    6. 使用其他三个96孔超低附着细胞培养板进行其他三个细胞稀释:10 4,103和102细胞/mL。将100μL的细胞悬浮液转移到96孔超低附着细胞培养板的每个孔。这三个培养板分别有1000个细胞/孔、100个细胞/孔和10个细胞/孔。
    7. 将板放入37°C,5%CO2细胞培养箱。
    8. 每三天向细胞培养基(最终浓度为20纳克/mL)中直接加入新的bFGF和EGF,而不改变培养基以避免在悬浮培养中丢失的细胞。
    9. 使用光学显微镜,每天监测沙球的形成,持续三周,如图2A所示。
    10. 三周后,计算HLA-1阴性细胞和HLA-1阳性细胞每个细胞稀释的沙球阳性井数和肉球阴性孔数。
    11. 基于泊森概率分布13计算球形细胞频率。将HLA-1阴性TTC与HLA-1阳性散装电池进行比较。
  2. 连续稀释肿瘤形成测定
    1. 从步骤 2.9 计算 HLA-1 阴性和-正子群。
    2. 用PBS对细胞进行连续稀释,浓度为10 6、10 5、104和103细胞/mL。在10只小鼠的肿瘤形成中,使用每个稀释1mL。
    3. 将1 mL的基底膜基质添加到每个稀释剂(1:1)的1 mL细胞悬浮液中。将每种混合物的 2 mL 放在冰上。
    4. 皮下注入200 μL的细胞:基底膜基质混合物到NGS小鼠的侧翼,使用HLA-1负细胞为一个侧翼和HLA-1阳性细胞为同一小鼠的另一侧翼。对于每个稀释,使用10个小鼠。使用带针头的25G注射器进行注射。
    5. 根据肿瘤生长速度,监测小鼠的肿瘤形成四到八周。
    6. 根据不同输入细胞数的肿瘤形成百分比计算肿瘤启动细胞频率。将HLA-1阴性TTC与HLA-1阳性散装电池进行比较。
  3. 沿中位路径的诱导分化
    1. 使用在前面的步骤(步骤 3.1.9)中形成的肉球体。将肉球转移到新的 6 孔板。培养含有2.5 mL α-MEM的肉球,辅以10%FBS,让细胞附着在培养板表面。
    2. 附件两天后,将培养基从α-MEM(辅以10%FBS)切换到1:1的α-MEM混合物,辅以10%FBS和人类间质干细胞(hMSC)生长培养基。
    3. 两天后,切换到完成 hMSC 增长介质。
    4. 当细胞达到90%的汇合时,吸出hMSC培养基并添加分化介质。对于骨质分化,添加骨质分化介质(hMSC生长介质,辅以10 nM地塞米松、5 mM β-糖酸磷酸、50μg/mL-抗坏血酸和10 mM氯化锂)。对于脂质分化,添加脂细胞分化介质(hMSC生长介质,辅以0.5 μM地塞米松、0.5μM异丁基乙烷和50μM英美沙辛)。
    5. 每三天更换一次分化介质。
    6. 三到四周后,停止分化,用PBS清洗细胞。然后,吸出PBS,向细胞中加入2 mL的10%形式,以进行固定。让细胞在室温下坐45分钟。用去离子水清洗它们。细胞现在已准备好用于阿利扎林红S染色(步骤3.3.6.1)或油红O染色(步骤3.3.6.2)。
      1. 要检测骨质分化,执行阿利扎林红S染色。吸水,并加入2 mL的Alizarin红S工作溶液(2%阿利扎林红S,pH 6.0)到细胞,并让他们坐5分钟染色。用去离子水清洗细胞,并在微观上观察反应。
      2. 要检测异基因分化,执行油红 O 染色。
        1. 制作油红色 O 溶液。通过在 100 mL 异丙醇中加入 300 mg 的油红 O 粉末,准备库存溶液。
        2. 在使用前 2 小时内,将三部分 (30 mL) 油红 O 库存溶液与两个脱离子水的两部分 (20 mL) 混合。在室温下让混合物坐10分钟。
        3. 使用前使用过滤工作解决方案。
        4. 从步骤 3.3.6 制备的细胞中取出水。加入2 mL的60%异丙醇,覆盖细胞单层和细胞坐2分钟。
        5. 去除异丙醇,并添加2 mL的油红O工作溶液。在室温下让细胞坐5分钟。
        6. 用去离子水冲洗细胞,并在光学显微镜下观察反应。

Representative Results

人类肉瘤PDX被生成并染色。利用HLA-1抗体进行免疫组织化学,表明肿瘤内异质性。异种移植由两个不同的亚种群组成,即HLA-1正和负(图1A)12。肉瘤PDX表现出组织学与父母原发性肿瘤的相似性(图1A)。Sarcoma PDX TTC 被 FACS 隔离。使用双排序方法,HLA-1阴性细胞从亲子细胞群(图1B)12中高度丰富。

干细胞中表达的基因(例如,Oct4、Nanog 和 Myc)与HLA-1阳性细胞相比,在分离的HLA-1阴性细胞中表达高度(图1C)。Sox-9,一种在其它癌症干细胞(如乳腺癌)中发挥重要作用的发育基因,在HLA-1阴性细胞中特别表达(图1D)。

为了验证分离的HLA-1阴性亚群,进行了肉球形成测定,以检查细胞的自我更新能力。HLA-1阴性细胞能够形成球体,初始输入至10个细胞(图1E)12。为了检查肿瘤形成能力,进行了序列稀释肿瘤形成测定。相同数量的HLA-1阴性和阳性细胞被分皮注射到同一小鼠的每个侧翼。HLA-1阴性细胞表现出显著较高的肿瘤形成能力(图1F)12,而由HLA-1阴性和阳性亚群形成的异种移植物为细胞异质肿瘤(图1H)。

我们对分离的HLA-1阴性TICs12进行了基因表达分析。与正常中相细胞分化相关的基因在TICs12中升高。因此,我们还测试了HLA-1 TTC是否可以诱导到终端分化,并导致肿瘤形成能力下降。结果表明,HLA-1阴性细胞可诱导沿脂原和成骨途径进行分化,并表现出强油红O和阿利扎林红S染色(图1G)。相反,HLA-1阳性细胞在相同条件下不会分化。因此,这些结果表明一种有前途的差别化治疗策略,可用于靶向肉瘤TICs。

Figure 1
图1:从肿瘤内异质肉瘤PDX分离HLA-1阴性细胞。(A) HLA-1阴性细胞(箭头)通过免疫组织化学(IHC)在人类肉瘤的不同亚型中被发现。(a 和 b)清除细胞肉瘤。(c 和 d)多形脂质肉瘤。(e 和 f)平滑肌 肉瘤。(g 和 h)恶性外周神经护套肿瘤。(i 和 j)脂肉瘤,未另行说明。(k 和 l)去分化脂肉瘤。刻度条 = 100 μm. (B) Sarcoma PDX 在组织学上与亲子肿瘤(血氧林和欧辛 [H&E] 染色)相似,并且 IHC 在 HLA-1 表达中表现出细胞异质性。这里显示了肉瘤PDX的代表性图片,包括透明细胞肉瘤(CCS)、去分化软骨肉瘤(DCS)和去分化脂肉瘤(DDL)。比例尺 = 100 μm. (C) HLA-1阴性细胞的亚群通过流动细胞学用双排序方法分离。从上到下:第一排序,第二排序,纯度检查。分离的HLA-1阴性细胞和HLA-1阳性细胞进行后续功能分析,包括肿瘤形成测定。这个数字的结果来自上一份出版物12。请点击此处查看此图的较大版本。

Figure 2
图2:按功能测定对HLA-1阴性TPAC的表征。(A) 球形形成测定表明,只有10个HLA-1阴性细胞能够形成肉瘤球体.左图:肉瘤球体的代表性图片。右:球形频率;均值 = SD. 刻度条 = 100 μm (B) 从肉瘤 PDX 分离的 HLA-1 阴性细胞是高度肿瘤性的。这里显示了由DDL的HLA-1阴性和阳性细胞形成的肿瘤的代表性图片。将一千个HLA-1阴性和HLA-1阳性DDL细胞注入同一小鼠的单独侧翼。(C) 与HLA-1阳性细胞相比,在HLA-1阴性细胞中,干细胞基因的mRNA水平Oct4、Nanog和Myc在更高的水平上表达。 数据表示平均值 = SD (n = 5)。(D) 油红O和阿利扎林红S的强烈正染色显示了沿从肉瘤TICs诱导的脂原和成骨途径的终端分化。(E) HLA-1免疫染色由HLA-1阳性(左)和阴性(右)亚群形成的PDX。刻度条 = 100 μm。这个数字的结果来自上一份出版物12。请点击此处查看此图的较大版本。

Discussion

有几个关键步骤限制了该协议的成功,从人类肉瘤PDX分离和表征肿瘤启动细胞。 人类肉瘤包括许多不同的亚型。我们观察到PDX的形成高度依赖于肉瘤亚型。临床侵略性肉瘤与组织学未分化表型(例如,胸腔未分化肉瘤[成功率100%,n = 2],去分化脂肉瘤[成功率100%,n = 2]和丝状肉瘤 | 成功率 100%,n = 3°) 具有高 PDX 形成的成功率。 同时,具有分化表型(例如,分化良好的脂质瘤[成功率 0%,n = 3])的肉瘤显示较低的PDX 形成率。与恶性程度较低的分化亚型相比,肿瘤启动细胞可能以更高的百分比存在于更多的恶性亚型中。此外,我们建议在一天内完成肿瘤启动细胞分离程序,无需停止任何停止,以尽量减少任何细胞活力损失。

我们已经发现HLA-1阴性细胞广泛存在于人类肉瘤中。但是HLA-1阴性细胞的百分比在不同的患者样本中可能有所不同。通过这种方法,我们成功地从HLA-1阴性细胞的样本中分离出肿瘤启动细胞,范围从小于0.5%到超过30%12。通过球形形成和肿瘤形成测定来表征HLA-1阴性细胞,以确认分离的HLA-1阴性细胞的肿瘤启动细胞特性非常重要。

但是,此处介绍的协议也有局限性。以往的数据表明,HLA-1表达是表观调控的,这与HLA-1表达在同一肿瘤12内的细胞异质性的观察是一致的。在肉瘤和其他癌症类型中检测到HLA-1基因组突变。HLA-1基因突变可能导致整个肿瘤细胞表面的HLA-1完全丧失,或表达非功能性突变的HLA-1。在这两种情况下,HLA-1 的负性不能用于识别肿瘤内的 TCS。

利用HLA-1作为负标记,我们成功地从各种人类肉瘤亚型中分离出TIC,并通过功能分析验证了结果。因此,我们能够进行分子研究,包括对TICs的基因表达分析,以开发针对这些TICs的特定治疗。

Disclosures

作者没有什么可透露的。

Acknowledgments

这项研究得到了NCI-P01-CA087497(C.C.-C.C.)的支持。 和 D.H.)和 NIH-U 54-0OD020353(到 C.C.、D.H.和 J.D.-D.),安捷伦思想领袖奖(授予 C.C.-C.)和马特尔基金会(授予 C.C.-C.和 J.D.-D.)。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.2 μm cell culture filter ThermoFisher 450-0020
100 mm Petri dish Falcon 353003
15 mL conical tube Falcon 352196
35 μm cell strainer Falcon 352340
50 mL polystyrene tube Falcon 352070
96-well ultra-low attachment cell culture plate Corning 7007
Alizarin Red S Sigma-Aldrich A5533
B-27 Gibco 08-0085SA
bFGF Invitrogen PHG0021
dexamethasone Sigma-Aldrich D4902
EGF Invitrogen PHG0311
HLA-1-PE antibody Abcam ab43545
hMSC growth medium ATCC PCS-500-030
indomethacin Sigma-Aldrich I7378
isobutylmethylxanthine Sigma-Aldrich I5879
isopropanol Sigma-Aldrich W292907
Isotype Control Antibody Abcam ab103534
L-ascorbic acid Sigma-Aldrich A5960
lithium chloride Sigma-Aldrich 62476
Matrigel basement membrane matrix Corning 354230
MEM Alpha Gibco 12571-063
N2 Gibco 17502-048
NSG mice The Jackson Lab 005557
Oil Red O Sigma-Aldrich O0625
PBS Corning 21-040-CM
penicillin/streptomycin Gibco 15140-122
RPMI 1640 Gibco 11875-093
Syringe with needle BD 309626
β-glycerophosphate Sigma-Aldrich G9422

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Medema, J. Cancer stem cells: the challenges ahead. Nature Cell Biology. 15, (4), 338-344 (2013).
  2. Jordan, C., Guzman, M., Noble, M. Cancer stem cells. The New England Journal of Medicine. 355, (12), 1253-1261 (2006).
  3. Jordan, C. Cancer stem cells: controversial or just misunderstood? Cell Stem Cell. 4, (3), 203-205 (2009).
  4. Bapat, S., Mali, A., Koppikar, C., Kurrey, N. Stem and progenitor-like cells contribute to the aggressive behavior of human epithelial ovarian cancer. Cancer Research. 65, (8), 3025-3029 (2005).
  5. Charafe-Jauffret, E. Breast cancer cell lines contain functional cancer stem cells with metastatic capacity and a distinct molecular signature. Cancer Research. 69, (4), 1302-1313 (2009).
  6. Domingo-Domenech, J., et al. Suppression of acquired docetaxel resistance in prostate cancer through depletion of notch- and hedgehog-dependent tumor-initiating cells. Cancer Cell. 22, (3), 373-388 (2012).
  7. Reya, T., Morrison, S., Clarke, M., Weissman, I. Stem cells, cancer, and cancer stem cells. Nature. 414, (6859), 105-111 (2001).
  8. Yi, J., et al. Abnormal DNA methylation of CD133 in colorectal and glioblastoma tumors. Cancer Research. 68, (19), 8094-8103 (2008).
  9. Ginestier, C., et al. ALDH1 is a marker of normal and malignant human mammary stem cells and a predictor of poor clinical outcome. Cell Stem Cell. 1, (5), 555-567 (2007).
  10. Garrido, F., et al. Natural history of HLA expression during tumour development. Immunology Today. 14, (10), 491-499 (1993).
  11. Chang, C. C., Campoli, M., Ferrone, S. Classical and nonclassical HLA class I antigen and NK cell-activating ligand changes in malignant cells: current challenges and future directions. Advances in Cancer Research. 93, 189-234 (2005).
  12. Han, D., et al. Targeting sarcoma tumor-initiating cells through differentiation therapy. Stem Cell Research. 21, 117-123 (2017).
  13. Hu, Y., Smyth, G. K. ELDA: Extreme limiting dilution analysis for comparing depleted and enriched populations in stem cell and other assays. Journal of Immunology. 347, 70-78 (2009).
来自沙柯玛患者衍生异种移植物的肿瘤启动细胞的分离和表征
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Han, D., Rodriguez-Bravo, V., Izadmehr, S., Domingo-Domenech, J., Cordon-Cardo, C. Isolation and Characterization of Tumor-initiating Cells from Sarcoma Patient-derived Xenografts. J. Vis. Exp. (148), e57011, doi:10.3791/57011 (2019).More

Han, D., Rodriguez-Bravo, V., Izadmehr, S., Domingo-Domenech, J., Cordon-Cardo, C. Isolation and Characterization of Tumor-initiating Cells from Sarcoma Patient-derived Xenografts. J. Vis. Exp. (148), e57011, doi:10.3791/57011 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter