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Immunology and Infection

Preparazione della ghiandola salivare sottomandibolare murino per microscopia Intravital verticale

doi: 10.3791/57283 Published: May 7, 2018
* These authors contributed equally

Summary

Descriviamo un protocollo per esporre chirurgicamente e di stabilizzare la ghiandola salivare sottomandibolare murina per videomicroscopia imaging utilizzando la microscopia intravital in posizione verticale. Questo protocollo è facilmente adattabile ad altre ghiandole esocrine della testa e collo regione dei topi e altri piccoli roditori.

Abstract

Ghiandola salivare sottomandibolare (SMG) è uno dei tre ghiandole salivari maggiori ed è di interesse per molti diversi campi della ricerca biologica, tra cui immunologia, oncologia, odontoiatria e biologia cellulare. La SMG è una ghiandola esocrina composto da cellule epiteliali secretive, miofibroblasti, cellule endoteliali, nervi e matrice extracellulare. Processi dinamici cellulari nel ratto e topo SMG precedentemente sono stato ripreso, principalmente utilizzando invertito sistemi multi-fotone microscopio. Qui, descriviamo un semplice protocollo per la preparazione chirurgica e la stabilizzazione di SMG murino in topi anestetizzati per in vivo imaging con sistemi di microscopio verticale multi-fotone. Presentiamo insiemi di immagine videomicroscopia rappresentativa di endogeno e trasferiti passivamente cellule fluorescenti, tra cui l'etichettatura dei vasi sanguigni o condotti salivari e generazione di seconda armonica di visualizzare collagene fibrillare. In somma, il nostro protocollo consente preparazione chirurgica delle ghiandole salivari del mouse nei sistemi di microscopia in posizione verticale, che sono comunemente usati per l'imaging intravital nel campo dell'immunologia.

Introduction

Saliva è secreta dalle ghiandole esocrine per lubrificare il cibo, proteggere le superfici mucose del tratto orale e per fornire gli enzimi digestivi, nonché sostanze antimicrobiche1,2. Oltre alle ghiandole salivari minori sparpagliate nel submucosa orale, ci sono tre insiemi bilaterale delle ghiandole importanti identificate come parotidea, sublingual e sottomandibolare, in base alla loro posizione1,2. Cellule epiteliali a forma di piramide, organizzati in boccetta-a forma di sacs (acini) o demilunes che sono circondati dalle cellule myoepithelial e una membrana dello scantinato, secernono i componenti sierose e mucose di saliva1. Il luminal spazio stretto degli scarichi dei acini nei dotti intercalate, che uniscono nei condotti striati, fino a quando finalmente si uniscono in un unico dotto escretore1. Il dotto escretore principale della SMG è chiamato dotto di Wharton (WD) e si apre nella caruncola sublingual3,4. Il vano epiteliale SMG rappresenta pertanto una struttura altamente arborized con collettore terminale endpoint, simile ad un fascio di uva1,5,6. L'interstizio SMG è composto da vasi sanguigni e linfatici, incorporati nel tessuto connettivo7 contenente nervi parasimpatici8 e matrice extracellulare5. Ghiandole salivari normali umani e roditori contengono anche cellule T, macrofagi e cellule dendritiche9, così come le cellule di plasma che secernono immunoglobuline A (IgA) in saliva9,10. Grazie alle sue molteplici funzioni nella salute e nella malattia, il SMG è un argomento di interesse per molti campi della ricerca biologica, tra cui odontoiatria4, immunologia11, oncologia12,8di fisiologia e biologia cellulare 3.

Imaging dei processi cellulari dinamici e interazioni è un potente strumento nella ricerca biologica13,14. Lo sviluppo del tessuto profondo imaging e innovazioni inmicroscopes basato su ottica non lineare (NLO), che si basano su scattering o assorbimento di fotoni più dal campione, ha permesso di esaminare direttamente i processi cellulari in tessuti complessi13 ,15. Assorbimento di fotoni più implica la distribuzione dell'energia di eccitazione totale dai fotoni di bassa energia, quali eccitazione fluoroforo confini per il piano focale e permette così la più profonda penetrazione del tessuto con ridotta photodamage e rumore da fuori fuoco eccitazione13,15. Questo principio è impiegato da microscopia del due-fotone (14) e consente per l'imaging di fluorescenza esemplari nelle profondità di fino a 1 mm15,16. Mentre commercialmente disponibili 14 configurazioni sono diventati facile da usare e affidabile, la grande sfida per l'imaging di videomicroscopia è attentamente esporre e stabilizzare l'organo bersaglio dei topi anestetizzati, soprattutto per l'imaging delle serie di lasso di tempo. Diversi metodi per la correzione digitale deriva dopo acquisizione dati sono stati pubblicati17,18 e recentemente abbiamo sviluppato "VivoFollow", un sistema di correzione automatica, che contrasta il tessuto lento deriva in tempo reale utilizzando un computerizzato fase19. Tuttavia, è ancora fondamentale per alta qualità delle immagini per ridurre al minimo movimento del tessuto, particolarmente veloci movimenti provocati dal respiro o battito cardiaco19. Procedure di preparazione e di stabilizzazione sono state pubblicate per gli organi multipli, compreso il midollo spinale20, fegato21, pelle22, polmone23e linfonodo24. Inoltre, modelli per l'imaging della ghiandola salivaria del ratto sono stati sviluppati3,25 e ulteriormente raffinato per l'imaging videomicroscopia ad alta risoluzione di murino che SMG su misura per un microscopio invertito installazione26, 27 , 28.

Qui, presentiamo un protocollo pratico ed adattabile per videomicroscopia imaging di SMG murino usando la microscopia non lineare verticale, che è comunemente usata per l'imaging intravital nel campo dell'immunologia. A tal fine, abbiamo modificato una fase di immobilizzazione ampiamente autonomo utilizzata per preparazioni popliteal di linfonodo.

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Protocol

Tutto il lavoro animale è stato approvato dal Comitato cantonale per la sperimentazione animale e condotto secondo le linee guida federali.

1. anestetizzare il Mouse

  1. Indossare indumenti protettivi, camice e guanti.
  2. Mescolare la ketamina, xilazina e soluzione fisiologica per una lavoro di concentrazione di 20 mg/mL e 1 mg/mL, rispettivamente. Iniettare lo stock di lavoro intraperitonealmente (i.p.) a 8-10 µ l/g del mouse. Posizionare il mouse indietro nella gabbia.
    Nota: Questo protocollo è stato testato per topi maschi e femmine di 40-week-old 6 con uno sfondo di C57BL/6.
  3. Preparare la soluzione di acepromazina a 2,5 mg/mL e iniettare 30 µ l i.p., 15 min dopo l'iniezione di ketamina-xilazina (75 µ g/topo).
  4. Dopo 5-15 minuti, controllare un'adeguata anestesia e analgesia controllando per i riflessi, ad es., riflesso di ritiro della zampa o riflesso corneale.
  5. Controllo per riflessi circa ogni 30 minuti durante tutta la durata dell'esperimento. Iniettare per via sottocutanea chetamina/xilazina a 1,5 µ l/g di mouse, ogni 60 min o versioni precedenti se i riflessi sono positivi.
    Nota: Anestesia inalazione come isoflurano non può essere utilizzato con questo protocollo, a causa della fissazione del mouse.

2. rimuovere il pelo dall'Area di lavoro

  1. Utilizzare un rasoio elettrico per radere una zona che si espande all'incirca da 5 mm caudale della bocca verso le zampe anteriori, che si estende oltre le ganasce verso entrambe le orecchie.
  2. Applicare crema depilatoria sulla zona rasata con un batuffolo di cotone. Attentamente e accuratamente rimuovere dopo 3 min., per esempio, strofinando con tessuti bagnati.

3. Fissare il Mouse sul palco

Nota: Questo protocollo utilizza un palco su misura (Figura 1) dotato di due supporti regolabili per vetrini coprioggetto (uno fissato sul palco con una vite, l'altro fissato in modo permanente su di esso); bar regolabile orecchio stereotassica; una stringa che può essere serrata con una vite; un metallo liberamente regolabile riscaldamento anello; e una zona rialzata designato per posizionare il torso del mouse. Questa fase viene modificata da una fase di popliteal di linfonodo, con un titolare di stereotactic aggiunto e un supporto per lo slittamento di copertura inferiore che tiene il SMG esteriorizzato. Piani dettagliati o citazioni dello stage sono disponibili su richiesta.

  1. Preparare la fase rimuovendo i titolari per l'anello di riscaldamento e il titolare di slittamento del coperchio rimovibile. Allentare le viti dei titolari del bar dell'orecchio e del titolare fisso vetrini coprioggetto. Nastro un pezzo di garza al centro dell'area del palco, che serve come lettiera per il mouse.
  2. Utilizzare colla (Vedi Tabella materiali) per fissare un vetro di copertura del diametro di 20 mm verso l'alto di un supporto metallico cilindrico (questo sarà il vetro di copertura inferiore). Incollare un vetro di copertura di 25 mm sul fondo del piatto di metallo titolare (questo sarà il vetro di copertura superiore). Assicurarsi che i vetri di copertura si sovrappongono circa 2-3 mm con supporti in metallo e che il resto del vetro rimane privo di grasso e colla.
  3. Posizionare il mouse sulla relativa parte posteriore sulla garza, perpendicolare alla stringa allungata, con la testa centrata tra le barre dell'orecchio.
  4. Fissare l'estremità superiore del mouse sul palco con nastro chirurgico.
  5. Successivamente, collegare la stringa in incisivi anteriori e serrare la mascella fino a una posizione orizzontale. Utilizzare un forcipe curvo angolato leggermente tirare fuori la lingua dalla bocca, che facilita la respirazione.
  6. Strettamente, ma non con forza, tirare la coda e con nastro adesivo sul palco.
  7. Allineare le barre di orecchio per raggiungere un angolo di circa 30° tra il bar e il bordo del palco. Per garantire questo angolo, utilizzare un righello di triangolo per tracciare un angolo di 30° destra e sinistra su un foglio di carta e posizionare la fase trasparente sulla carta per allineare i possessori di conseguenza.
  8. Difficoltà la mascella tra le barre di orecchio spostando contemporaneamente la barra destra e sinistra verso l'interno fino a quando la mascella è immotile e serrare le viti. Osservare il movimento del torace prima, durante e dopo la correzione della mascella. Ridotto o assente respirazione indica che le barre siano fissate al collo, non l'osso della mascella; in questo caso, ripetere la procedura di fissaggio immediatamente.
  9. Fornire il riscaldamento al mouse, ad esempio, inserendo una lampada di riscaldamento nelle vicinanze e/o un rilievo di riscaldamento sotto il palco.

4. esposizione chirurgica della ghiandola salivaria utilizzando un microscopio stereoscopico

Nota: Le operazioni seguenti richiedono l'uso di un stereomicroscopio, una pinzetta e forbici chirurgiche. Poiché la procedura è terminale, non è necessario mantenere le condizioni di esercizio sterile. Strumenti puliti di etanolo è sufficiente.

  1. Individuare la posizione approssimativa del lobo SMG destra cercando un lieve rigonfiamento della pelle circa 15 mm caudale della bocca e mediale di 5 mm della linea della mascella. Sollevare una piega di pelle piccolo nel centro del rigonfiamento e tagliare per creare e apertura di circa 5 mm di lunghezza.
  2. Applicare immediatamente un anello 4 mm-alta di grasso per vuoto sulla pelle che circonda il taglio. (Utilizzare una siringa riempita di grasso vuoto con ago ipodermico 25g smussata).
  3. Riempire l'anello di grasso con soluzione fisiologica per garantire che il tessuto rimane umido durante l'operazione.
  4. Sotto lo stereomicroscopio, distruggere il tessuto connettivo utilizzando la seguente procedura: utilizzare un forcipe fine per tenere saldamente un pezzo di tessuto connettivo direttamente collegato a SMG e utilizzare una pinza seconda per tirare il tessuto connettivo distale fino a quando non si rompe. Garantire che alcuni tessuto connettivo rimangono collegata con il SMG; Questo è auspicabile poiché permette la gestione. Non toccare la ghiandola stessa con il forcipe, dal momento che questo causerà lo spurgo.
  5. Ripetere questo movimento di interrompere prima del tessuto connettivo in cima la ghiandola, quindi sul lato mediale (tra il lobo destro e sinistro del SMG). Non separare la sublinguale dalla ghiandola sottomandibolare.
  6. Continuare a rimuovere il tessuto connettivo laterale in senso antiorario attorno la SMG (mediale alla caudale, a distale, rostrale).
  7. Assicurare che il rifornimento di sangue, vasi linfatici efferenti e del dotto salivare, che sono tutti situati in un pacco presso il sito cranico della ghiandola, non sono rotti.
  8. Una volta che il tessuto connettivo laterale è interrotto, è possibile utilizzare pinze per tirare il tessuto connettivo attaccato all'estremità caudale della SMG verso l'alto per sollevare l'estremità caudale del SMG. Distruggere il tessuto connettivo sotto il lobo SMG, a partire dalla caudale e lo spostamento verso la fine rostrale.
  9. Continuare finché non viene rimosso il tessuto connettivo a tutti i siti di SMG (escluso il sito rostrale con alimentazione/scarico principali vasi sanguigni e il WD).

5. fissaggio della ghiandola

  1. Confermare che l'anello di grasso che tiene la soluzione salina è di almeno 4 mm in alto e non perdendo (Vedi punto 4.2).
  2. Installare il coperchio inferiore in vetro (Vedi punto 3.2) collegando la barra di metallo al suo supporto regolabile in altezza. Assicurarsi che il titolare di vetrini coprioggetto è regolato nella posizione massima e non toccare l'anello di grasso quando collegato alla fase. Posizionare il titolare dalla direzione caudale ad un angolo di circa 60° per il mouse, con il vetrino coprioggetto che copre circa due terzi (parti caudale e distale) del lobo esposto. Abbassare il vetro di copertura fino a quando entra in contatto con la ghiandola.
  3. Completare l'anello di grasso sopra il vetro di copertura per formare un nuovo serbatoio di soluzione fisiologica.
  4. Estrarre con cautela il lobo SMG in cima il coprioggetto con il forcipe, solo toccando il tessuto connettivo collegato ad esso (l'organo possa essere capovolte con il sito di fondo rivolto verso l'alto).
  5. Assicurarsi che l'anello di grasso ha un'altezza anche di almeno 4 mm e non ci siano perdite. Se necessario, ricarica il serbatoio salino utilizzando un 30 G siringa riempita con soluzione fisiologica.
  6. Garantire che il titolare di vetro di copertura per il vetro di copertura superiore è nella sua posizione massima. Utilizzare la vite per fissare il supporto metallico con il vetro di copertura superiore di 25 mm al titolare. Utilizzare le viti regolabili del titolare per posizionare il vetro di copertura, in modo che il SMG è centrato in pieno.
  7. Utilizzare le viti del supporto regolabile per abbassare il vetro di copertura superiore fino a quando si mette direttamente in contatto il SMG. Osservare la forma e la colorazione della ghiandola durante questo passaggio. Se l'area della superficie della ghiandola appare più grande, o la colorazione cambia (per esempio dal rosa al bianco), immediatamente mettere il vetro di copertura per una posizione più alta per alleviare la pressione sul SMG.
  8. Controllare il serbatoio soluzione fisiologica per perdite cercando di bolle d'aria e/o gocce di soluzione fisiologica all'esterno del serbatoio. Se viene rilevata una bolla di aria o di perdita, rimuovere vetrini coprioggetto sia tutto grasso e ricominciare dal punto 2.
  9. Vite chiuse tutte le viti di fissaggio.

6. Fissare l'anello di riscaldamento e la sonda di temperatura

  1. Inserire una sonda di temperatura nel serbatoio e posizionarlo vicino alla ghiandola, quindi il filo della sonda alla fase del nastro.
  2. Applicare un anello di grasso per lo slittamento di copertura superiore con la SMG nel centro (il diametro dell'anello grasso deve corrispondere al diametro dell'anello di riscaldamento). Posizionare l'anello di riscaldamento sopra il vetrino coprioggetto e sigillare con del grasso. Il tubo di anello di riscaldamento alla fase del nastro.

7. imaging

Nota: Utilizziamo un sistema di microscopio a due fotoni verticale dotato di un Laser sintonizzabile in Ti:Sa e un microscopio a fluorescenza con obiettivi di acqua-immersione X 20 o 25 X. Correzione in tempo reale di tessuto deriva durante l'acquisizione può essere implementato utilizzando una fase automatizzata e VivoFollow19. Questo migliora la stabilità dell'acquisizione delle immagini, ma non è obbligatorio.

  1. Accendere il sistema di microscopia in posizione verticale, utilizzando un apposito software fornito dal produttore del microscopio. Sintonizzare il Laser Ti:Sa a una lunghezza d'onda di eccitazione 780-900 nm.
  2. Collegare il tubo di riscaldamento sul ring di riscaldamento. Una pompa peristaltica acqua circola acqua calda (riscaldata immergendo la parte del tubo in un bagno di acqua di 80° C) attraverso l'anello per scaldare il SMG.
  3. Collegare la sonda di temperatura ad un termometro digitale. Regolare la velocità della pompa peristaltica, se la temperatura è non tra 35-39 ° C. Più velocemente la pompa funziona, caldo ottiene l'oggetto e viceversa.
  4. Prima di iniziare l'acquisizione di immagini, eseguire un controllo visivo della velocità di flusso di sangue. Controllare attentamente il passaggio dei leucociti attraverso i capillari sottili o tramite l'iniezione di destrano fluorescente.
    Nota: Per via endovenosa iniettato destrano fluorescente si riempirà immediatamente fuori l'intero sistema vascolare SMG quando il flusso sanguigno è fisiologico. Questo è praticamente sempre il caso in questa procedura.
  5. Per seguire le cellule immuni, profondità imaging è in genere tra 20-150 µm sotto la superficie del SMG identificato dal segnale di generazione di armoniche 2nd . Pile di registrare immagini di 150-300 µm di campo con risoluzione pixel di circa 512 x 512 o superiore e z-profondità di 20-60 µm con spaziatura di 2-4 µm tra immagini. Ripetere ogni 20-30 secondi acquisizione dello stack per una durata complessiva di 20-60 min.
  6. Utilizzare il termometro digitale per controllare i livelli di temperatura minima e massima dopo acquisizione di sequenza di una sola immagine. Scartare la sequenza di immagini, se il valore minimo o massimo non è nella gamma di 37 ± 2 ° C. Riempire l'acqua per immersione dell'obiettivo tra sequenze di immagini.
  7. Alla fine della sessione di imaging, eutanasia i topi di CO2 asfissia nell'ambito dell'anestesia.
    Nota: Questo è in accordo con le linee guida federali svizzere della sperimentazione animale; altre linee guida per l'eutanasia potrebbe applicare altrove.

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Representative Results

Questo protocollo permette la formazione immagine di quasi l'intero lato dorsale o ventrale del SMG. Il campo visivo in genere include anche ghiandola salivaria sublingual, che differisce leggermente da SMG in composizione cellulare4. Entrambe le ghiandole sono incapsulate dal collagene fibrillare e suddiviso in lobi. La maggior parte delle 14 sistemi possono produrre un'immagine privo di etichetta collagene fibrillare misurando il segnale armonico 2nd , ma solitamente molecole fluorescenti sono necessari per la visualizzazione delle strutture cellulare e subcellulare. Ad esempio, espressione ubiquitaria transgenico della proteina fluorescente verde (GFP) in combinazione con il segnale armonico 2nd è sufficiente per identificare i acini, dotti e vasi sanguigni nel SMG per le loro caratteristiche morfologiche. Questa configurazione può essere utilizzata per osservare transgenici marcatori fluorescenti con espressione specifica del tipo di cella per identificare sottogruppi di cella specifica. La figura 2 Mostra una rete ofCOL1A1-GFP reporter-esprimendo fibroblasto-come le cellule del tessuto connettivo. Anche mostrato sono i vasi sanguigni, etichettati da iniezione endovenosa di un colorante fluorescente accoppiato ad alto peso molecolare destrano. Il vano luminal dei condotti può anche essere etichettato (Figura 3) quando il colorante viene iniettato il WD29retrogradually.

Figure 1
Figura 1 : Su misura fase. (un e un *) due titolari liberamente regolabili per vetrini coprioggetto; bar regolabile orecchio stereotassica (b e b *); (c) una stringa che può essere serrata con una vite; (d) un metallo liberamente regolabile riscaldamento anello; (e) ha sollevato la zona designata per posizionare il torso del mouse. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2 : Sistema vascolare indicatore (rosso) e rete di cellule esprimenti COL1A1-GFP (green). Sistema vascolare etichettati per iniezione endovenosa del coniugato Texas Red-destrano (MW 70 kDa). Collagene fibrillare tra due lobi sono visualizzata come il segnale armonico 2nd (blu). Viene mostrato una singola z-proiezione di 15 immagini impilate con 47 µm profondità. Barra della scala = 40 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3 : Luminal condotto con l'etichetta dopo l'iniezione di WD. Vasi sanguigni etichettati con 70 kDa-MW Texas Red-destrano (rosso), condotto lume etichettati con cascata blu-destrano (bianco; 10 kDa MW) tramite iniezione retrograda attraverso il WD e passivamente trasferiti GFP+ CD8+ T cellule (verde) nel SMG. Mostrato è una singola z-proiezione di 27 immagini impilate con profondità di 50 µm. Barra della scala = 40 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Discussion

Questo protocollo offre un approccio diretto per l'imaging in vivo di murine ghiandole salivarie sottomandibolari e sublinguale usando la microscopia non lineare verticale spesso utilizzata nel campo dell'immunologia. Il metodo può essere adattato per l'imaging di altre ghiandole esocrine della regione del collo e della testa. Per esempio, il nostro laboratorio ha eseguito imaging della ghiandola lacrimale in modo analogo (non mostrato).

Rimuovendo il tessuto connettivo intorno la SMG è la fase più critica del presente protocollo, poiché possono verificarsi danni ai tessuti accidentale. Danni per il rifornimento di sangue principale di SMG richiedono immediata cessazione dell'esperimento, poiché il tessuto SMG diventerà ipossico. Se è danneggiato il tessuto SMG stesso, emorragia in genere si ferma naturalmente di coagulazione. Tuttavia, occorre considerare che il pregiudizio innesca l'infiammazione sterile e30, che potrebbe influenzare la lettura sperimentale di rilascio di citochine proinfiammatorie. Una complicazione più comune, ma meno critica durante la microchirurgia sono perdite nel serbatoio soluzione fisiologica. Per ridurre al minimo il verificarsi di perdite, sempre applicare grasso a pelle asciutta e senza peli. Patching una perdita è solitamente inutile: invece, rimuovere tutto il grasso, pulire la pelle con un batuffolo di cotone asciutto e riapplicare da zero.

Durante la formazione immagine, una temperatura vicina alla temperatura fisiologica del corpo deve essere mantenuta (circa 37 ° C per maschio e femmina C567BL/6 topi31). Poiché sia ipo - e ipertermia alterare sangue flusso32,33, funzione fisiologica di SMG non può presumere in quelle condizioni. Tuttavia, abbiamo non osservato alcuna differenza nel flusso sanguigno o motilità delle cellule T durante piccole (± 2 ° C), transitorio (< 5 min) deviazioni dalla temperatura ottimale.

Ridurre al minimo movimento del tessuto è essenziale per la buona qualità delle immagini. Diversi tipi di movimento del tessuto indesiderati possono verificarsi e hanno cause tipiche che possono subire la risoluzione dei problemi. In primo luogo, continuo xyz-drift è solitamente causato da SMG lentamente alla deriva nella sua posizione originale attraverso tessuto connettivo associato. Questo succede se il vetro di copertura inferiore è stato installato troppo alto, o il tessuto connettivo intorno la SMG non era completamente interrotte. In secondo luogo, lento e continuo z-drift può verificarsi se la temperatura è instabile. In questo caso attentamente regolare il riscaldamento e attendere che la temperatura stabile, a circa 15 min prima di formazione immagine. Infine, palpitazione tessuto moto avviene quando la camera Salina non è sigillata ermeticamente. La pressione si accumula e rilascia in camera salina con ogni ciclo di respirazione. In combinazione con perdite o bolle d'aria, questo porta a palpitazione flussi fluidi, che traducono direttamente al tessuto SMG. In questo caso, rimontaggio del coprioggetto e Camera Salina è la soluzione più affidabile.

La massima profondità di imaging dipende dalla lunghezza d'onda di eccitazione utilizzato e fluorophores impiegato. Come praticamente tutte le impostazioni dell'imaging videomicroscopia, coloranti rosso-spostato o proteine fluorescenti che possono essere eccitate con lunghezze d'onda lunghe (900-1.100 nm) permette per tessuti più profondi di imaging di coloranti verdi ed eccitazione più brevi lunghezze d'onda.

il SMG è stato utilizzato come organo di modello per endo - ed esocitosi e membrana rimodellamento3,27,28, infezione34, autoimmunità11e tumore biologia12. Permette ulteriormente molte forme di manipolazione: coloranti, composti farmacologici e gli anticorpi possono essere consegnati alla ghiandola attraverso il flusso sanguigno. In alternativa, il SMG possono essere mirate direttamente tramite l'inserimento di una canula di WD, che è stato usato per trasportare virus11, destrani3, DNA25, coloranti29o agenti farmacologici3.

Il campo di imaging videomicroscopia continua a trarre profitto da un crescente toolbox di genetica e biochimica fluorescente tecniche di etichettatura. I progressi in ingegneria genetica offrono mouse linee e linee cellulari con sofisticati marcatori fluorescenti. Esempi recenti includono etichettatura dei sottoinsiemi delle cellule specifiche (CD11c+ cellule35) o proteine citoscheletriche dinamici (Lifeact36), fotoconvertibile marcatori per cella di rilevamento 37e reporter in tempo reale del nucleare traslocazione (NFAT38) o segnalazione39calcio. Altre applicazioni possono utilizzare sonde fluorescenti biochimici, che evidenziano specifici compartimenti subcellulari (come il DNA binding 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) o membrana lipofilico coloranti). La microscopia NLO moderna offre molte soluzioni possibili per meglio rispondere alle domande sperimentale. Per esempio, multiplex due fotoni imaging è stato sviluppato per aumentare fortemente la velocità di acquisizione massimo40. Altre tecniche offrono privo di etichetta multiphoton imaging, generazione di seconda o terza armonica segnali15, oppure misurando le vibrazioni di risonanza caratteristica di molecole (coerente anti-Stokes Raman scattering)41. Così, quando le procedure praticabile per l'esposizione del tessuto e la stabilizzazione sono disponibili, i limiti del disegno sperimentale per lo più sono impostati per lo sperimentatore risorse e creatività.

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Disclosures

Conflitti di interesse non dichiarati.

Acknowledgments

Questo lavoro è stato finanziato dalla Fondazione nazionale svizzero (SNF) progetto grant 31003A_135649, 31003A_153457 e 31003A_172994 (a JVS) e Leopoldina nell'Unione fraterna LPDS 2011-16 (BS). Questo lavoro ha avvantaggiato da configurazioni ottiche del "Microscopia Imaging Center" (MIC) dell'Università di Berna.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Narketan 10 %  (Ketamine) 20ml (100 mg/ml) Vetoquinol 3605877535982
Rompun 2% (Xylazine) 25 ml (20 mg/ml) Bayer 680538150144
Saline NaCl 0.9% B. Braun 3535789
Prequillan 1% (Acepromazine) 10 ml (10 mg/ml) Fatro 6805671900029
Electric shaver Wahl 9818L or similar
Hair removal cream Veet 4002448090656
Durapore Surgical tape (2.5 cm x 9.1 m and 1.25 cm x 9.1 m) Durapore (3M) 1538-1
Durapore Surgical tape (2.5 cm x 9.1 m and 1.25 cm x 9.1 m) Durapore (3M) 1538-0
Super glue Ultra gel, instantaneous glue Pattex, Henkel 4015000415040
Microscope cover glass slides 20 mm and 22 mm Menzel-Gläser 631-1343/ 631-1344
Grease for laboratories 60 g glisseal N Borer (VWR supplier) DECO514215.00-CA15
Surgical scissors Fine Science Tools (F.S.T ) 14090-09 or similar
Fine Forceps Fine Science Tools (F.S.T ) 11252-20 or similar
Cotton swab Migros 617027988254 or similar
Gauze Gazin 5 x 5 cm Lohmann and Rauscher 18500 or similar
Stereomicroscope Leica MZ16 or similar
Texas Red dextran 70kDa  Molecular Probes D1864
Cascade Blue dextran 10kDa invitrogen D1976
Two-photon system LaVision Biotec TrimScope I and II or similar
XLUMPLANFL 20x/0.95 W objective Olympus n/a or other water immersion objective 
Digital thermometer Fluke 95969077651

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Preparazione della ghiandola salivare sottomandibolare murino per microscopia Intravital verticale
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Ficht, X., Thelen, F., Stolp, B., Stein, J. V. Preparation of Murine Submandibular Salivary Gland for Upright Intravital Microscopy. J. Vis. Exp. (135), e57283, doi:10.3791/57283 (2018).More

Ficht, X., Thelen, F., Stolp, B., Stein, J. V. Preparation of Murine Submandibular Salivary Gland for Upright Intravital Microscopy. J. Vis. Exp. (135), e57283, doi:10.3791/57283 (2018).

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