Summary
Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Erfassung von Gehirn und Herz Bio-Signale bei Mäusen mit gleichzeitiger Video Elektroenzephalographie (EEG) und Elektrokardiographie (EKG). Wir beschreiben auch Methoden, um die daraus resultierende EEG-EKG-Aufnahmen für Anfälle, spektrale EEG, Herzfunktion und Herzfrequenz-Variabilität zu analysieren.
Abstract
Bei Epilepsie können Anfälle hervorrufen, Herzrhythmus-Störungen wie zum Beispiel Veränderungen der Herzfrequenz, Wärmeleitung Blöcke, Asystoles und Behandlung von Herzrhythmusstörungen, die potenziell plötzlicher unerwarteter Tod bei Epilepsie (bereits) erhöhen können. Elektroenzephalographie (EEG) und Elektrokardiographie (EKG) sind weit verbreitete klinische Diagnose-Tools für abnormale Gehirn und Herz Rhythmen bei Patienten zu überwachen. Hier ist eine Technik, um gleichzeitig, EEG und EKG bei Mäusen zu Maßnahme Verhalten, Gehirn und Herz Aktivitäten bzw. Videoaufnahmen beschrieben. Die hier beschriebene Technik nutzt ein tethered (d.h.verkabelt) Aufnahmekonfiguration in denen die implantierte Elektrode auf den Kopf der Maus fest verdrahtet, dem Kontrollgerät ist. Im Vergleich zu drahtlosen Telemetrie Aufzeichnungssysteme, besitzt die gefesselte Anordnung mehrere technische Vorteile wie eine größere mögliche Anzahl von Kanälen zur Aufnahme von EEG oder anderen Biopotentials; untere Elektrode Kosten; und größere Frequenzbandbreite (d.h., Sampling-Rate) Aufnahmen. Die Grundlagen dieser Technik können auch leicht angepasst werden bzw. andere Biosignalen wie Elektromyographie (EMG) oder Plethysmographie zur Beurteilung von Muskel und Atmungsaktivität, Aufnahme. Neben der Beschreibung der EEG-EKG-Aufnahmen durchführen, zeigen wir auch Methoden zur Quantifizierung der Ergebnisdaten für Anfälle, EEG-spektrale, Herzfunktion und Herzfrequenz-Variabilität, die wir zeigen an einem Beispiel-Experiment mit einer Maus mit Epilepsie durch Kcna1 gen löschen. Video-EEG-EKG-Überwachung in Mausmodellen der Epilepsie oder einer anderen neurologischen Erkrankung ist ein leistungsstarkes Tool um Dysfunktion auf der Ebene von Gehirn, Herz oder Gehirn-Herz Interaktionen zu identifizieren.
Introduction
Elektroenzephalographie (EEG) und Elektrokardiographie (EKG) sind leistungsfähige und am weitesten verbreiteten Techniken zur Bewertung von in Vivo Gehirn und Herzfunktion, beziehungsweise. EEG ist die Aufzeichnung der elektrischen Hirnaktivität durch das Anbringen der Elektroden auf der Kopfhaut1. Das Signal aufgezeichnet mit nicht-invasive EEG steht für Spannungsschwankungen aus aufintegrierten exzitatorischen und inhibitorischen postsynaptischen Potenziale vor allem durch kortikale pyramidale Neuronen1,2erzeugt. EEG ist der am häufigsten verwendeten neurodiagnostische-Test zur Beurteilung und Behandlung von Patienten mit Epilepsie3,4. Es ist besonders nützlich, wenn epileptische Anfälle, ohne offensichtliche krampfhaft Verhaltens Manifestationen, z. B. Abwesenheit Ergreifungen oder nicht-konvulsiver Status Epilepticus5,6 auftreten. Umgekehrt, nicht-Epilepsie zusammenhängende Bedingungen, die zu krampfartigen Episoden oder Verlust des Bewusstseins führen als epileptische Anfälle ohne Video-EEG Überwachung7diagnostiziert werden können. Neben seiner Nützlichkeit auf dem Gebiet der Epilepsie ist EEG auch abnormale Gehirnaktivität im Zusammenhang mit Schlafstörungen, Enzephalopathien und Gedächtnisstörungen zu erkennen sowie allgemeinen Anästhesie bei Operationen2 ergänzen weit verbreitet , 8 , 9.
Im Gegensatz zum EEG, ECG (oder EKG als es manchmal abgekürzt) ist die Aufzeichnung der elektrischen Aktivität des Herzens10. EKGs erfolgt in der Regel durch das Anbringen von Elektroden auf die Extremität Extremitäten und Brustwand, die ermöglicht die Erkennung von Spannungsänderungen, die vom Herzmuskel während jedes Herzzyklus Kontraktion und Entspannung10,11erzeugt. Die ECG Wellenform Hauptkomponenten einer normalen Herzzyklus gehören die P-Welle, QRS-Komplexes und der T-Welle, die Vorhofflimmern Depolarisation, ventrikulären Depolarisation und ventrikuläre Repolarisation, bzw.10, entsprechen 11. EKG-monitoring wird routinemäßig verwendet, um Herzrhythmusstörungen und Mängel der kardialen Wärmeleitung System12zu identifizieren. Bei Epilepsie-Patienten ist die Bedeutung des Einsatzes von ECG, um potenziell lebensbedrohliche Arrhythmien zu identifizieren verstärkt, da sie deutlich erhöhtes Risiko für plötzlichen Herztod, sowie plötzliche unerwartete Todesfälle bei Epilepsie13sind, 14,15.
Neben ihrer klinischen Anwendungen sind EEG und EKG-Aufnahmen ein unverzichtbares Instrument zur Identifizierung von Hirn und Herz Dysfunktion in Mausmodellen der Krankheit geworden. Obwohl traditionell diese Aufnahmen separat durchgeführt worden sind, beschreiben hier wir eine Technik, um Videos aufzunehmen, EEG und EKG gleichzeitig bei Mäusen. Die gleichzeitige Video-EEG-EKG-Methode hier nutzt eine gefesselte Aufnahmekonfiguration in denen die implantierte Elektrode auf den Kopf der Maus dem Kontrollgerät fest verdrahtet ist. In der Vergangenheit das angebunden oder verdrahtet, Konfiguration der Standard und wurde am häufigsten verwendete Methode für EEG-Ableitungen bei Mäusen; Allerdings drahtlose EEG-Telemetrie-Systeme haben auch vor kurzem entwickelt worden und gewinnt an Popularität16.
Im Vergleich zu EEG-Funksysteme, besitzt die gefesselte Anordnung einige technische Vorteile, die es, abhängig von der gewünschten Anwendung vorzuziehen machen können. Diese Vorteile sind eine größere Anzahl von Kanälen zur Aufnahme von EEG oder anderen Biopotentials; untere Elektrode Kosten; Elektrode Verfügbarkeit; weniger Anfälligkeit für signal-Verlust; und größere Frequenzbandbreite (i.e., Sampling-Rate) von Aufnahmen17. Richtig gemacht, die hier beschriebene tethered Aufnahmemethode ist in der Lage qualitativ hochwertige, artefaktfrei EEG und EKG Daten gleichzeitig, zusammen mit dem entsprechenden Video zur Überwachung von Verhalten. Diese EEG und EKG-Daten können dann abgebaut werden, um neuronale, kardiale zu identifizieren, oder Neurocardiac Anomalien wie Krampfanfälle, Veränderungen im EEG power-Spektrum, kardiale Wärmeleitung Blöcke (i.e., Herzschläge übersprungen), und Veränderungen in der Herzfrequenz-Variabilität. Um die Anwendung dieser EEG-EKG quantitative Methoden zu demonstrieren, präsentieren wir ein Beispiel-Experiment mit einem Kcna1 -Ko (- / -) Maus. Kcna1 - / - Mäusen fehlt Spannung gated Kv1.1 α-Untereinheiten und folglich weisen eine spontane Anfälle, kardialer Dysfunktion und vorzeitigen Tod, so dass sie ein ideales Modell für simultane EEG-EKG-Auswertung von schädlichen Epilepsie-assoziierten Neurocardiac Dysfunktion.
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Protocol
Alle experimentelle Verfahren sollte im Einklang mit den Leitlinien des National Institute of Health (NIH), durchgeführt, da von Ihrer Einrichtung institutionelle Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) genehmigt. Die wichtigsten chirurgischen Instrumente benötigt für dieses Protokoll sind in Abbildung 1dargestellt.
1. Vorbereitung der Elektrode für die Implantation
- Legen Sie die 10-Sockel weibliche Nanoconnector (dh, die Elektrode; Abbildung 2A) in einem Tabletop Schraubstock mit 10 Drähte nach oben und das schwarze Kabel in der Front. Mit feinen Pinzette, Klappen Sie die erste (schwarz) Draht nach rechts und die zweite (tan) auf der linken Seite. Als nächstes Falten Sie nach unten rot, Orange, blau und lila Adern abwechselnd rechts und links (Abb. 2 b). Schneiden Sie die gelb, grün, weiß und grau Drähte an der Basis ihrer Anlage.
- Zur Vorbereitung der ECG-Drähte verwenden Sie eine dauerhafte Markierung um Markierungen auf die violette Leitung bei ~3.2 bis ~3.5 cm von der Basis der Elektrode und das blaue Kabel am ~2.2 bis ~2.5 cm (Abbildung 2). Entfernen Sie die Elektrode aus dem Schraubstock und setzen Sie die silbernen Fäden zwischen den markierten Bereichen durch Entfernen der Isolierung auf der einen Seite des Kabels mit einer Skalpellklinge (Abb. 2D).
Hinweis: Schaben die Drähte sollten unter dem Mikroskop erfolgen. Vorsicht sollte verwendet werden, um sicherzustellen, dass die silbernen Fäden nicht beschädigt werden, da die Isolierung entfernt abgekratzt ist. - Legen Sie die Elektrode wieder in den Schraubstock. Befestigen Sie ein Stück doppelseitiges Klebeband, vorgeschnitten, die Länge und Breite der Elektrode an die Spitze der Drähte mit einer dünnen Schicht von Sekundenkleber.
Hinweis: Bevor das Band festhalten, werden Sie sicher, dass die Drähte, gerade herausragen, an den Seiten flach sind und nicht verdreht übereinander. - Schneiden Sie die Drähte mit der Tan und schwarzen Kabel schneiden die kürzeste für EEG in einem leicht v-förmige Winkel auf eine Länge von ca. 7-9 mm, verwendet werden. Schneiden Sie nicht die Drähte für EKG (Abb. 2E) verwendet werden.
- Verpacken und Sterilisieren der Elektrode für die spätere Verwendung.
2. Vorbereitung der Maus für die Chirurgie
- Wiegen Sie die Maus. Eine Dosis von 5 mg/kg von Carprofen subkutan zu injizieren (s.c.). Betäuben Sie das Tier mit einer intraperitonealen (i.p.) Injektion Maus Narkose Cocktail mit Ketamin (80 mg/kg), Xylazin (10 mg/kg) und Acepromazine (1 mg/kg).
- Sobald die Maus betäubt wird, gelten Sie eine dünne Linie von veterinärmedizinischen Augenheilkunde Salbe für jedes Auge. Mit einem Elektro-Trimmer Rasur zwei kleine Bereiche (~ 2 cm2) auf beiden Seiten des Rumpfes der Maus, implantiert, wo die ECG-Drähte werden entspricht (Abbildung 3A).
Hinweis: Der rasierte Bereich auf der rechten Seite sollte in etwa dorsolateralen Position direkt hinter das Recht "Achsel" des Tieres befinden. Auf der linken Seite sollte der rasierte Bereich in einer mehr ventrolateralen Ausrichtung entlang der Seite des Tieres, aber ca. 1 cm mehr posterior als den rasierten Bereich auf der rechten Seite (Abbildung 3A) befinden. - Entfernen Sie abgeschnittene Haare und reinigen Sie beide rasiert Bereiche mit einer Chlorhexidin-Lösung.
3. befestigen die Elektrode an den Schädel
- Platzieren Sie den Mauszeiger in die Bauchlage auf der Bühne des sezierenden Mikroskops und bestätigen Sie die ausreichende Tiefe der Narkose durch das Fehlen der Reflex-Zeh-Prise.
Hinweis: Die Schritte 3.2 bis 5.6 sollte mit Hilfe eines Mikroskops durchgeführt werden. - Halten Sie die Kopf stabil zwischen Daumen und Zeigefinger, Teil das Fell in der Mitte des Kopfes zwischen den Ohren, hinter den Augen mit einem Wattestäbchen nur in Alkohol (Abb. 3 b) getränkt.
Hinweis: Obwohl diese Operation mit aseptischen erfolgen sollte, ist es keine sterile Verfahren da die Kopfhaut kann nicht rasiert werden und die Maus während der Operation manipuliert werden muss. - Mit einem Skalpell, einen ~ 1 cm Mittellinie Einschnitt durch die Kopfhaut zwischen trennten sich Fell aus direkt vor den Ohren zwischen den Augen (Abbildung 3, D) einfach machen.
- Kratzen Sie mit entweder Seite des Skalpells oder ein Baumwolle-gespitzten Applikator, sanft die Schleimhaut auf der Oberseite des Schädels, bis der Knochen trocken erscheint.
- Zupfen Sie das Fell um den Umkreis des Schnittes bildet einen dünnen Rahmen der kahlen Haut. Entfernen Sie vorsichtig alle Fell, das in das OP-Feld mit einer Zange gefallen sein. Trocknen Sie die Oberfläche des Schädels mit einer sterilen Baumwolle Spitze Applikator, sanften Druck für einige Sekunden, wenn nötig.
- Bilden Sie vier Markierungen auf den Schädel mit einem sterilisierten permanent-Marker an den Standorten, wo der Grat Löcher werden, gebohrt (Abbildung 3E). Zwei Marken, eine auf jeder Seite die sagittale Naht anterior Bregma, vorderen ca. 4 mm und 5 mm seitlich, Bregma (über dem frontalen Kortex), für die Referenz und Boden Drähte zu platzieren. Legen Sie noch einmal zwei Mark, eine auf jeder Seite die sagittale Naht nach Bregma, hintere ca. 2 mm und 7 mm seitlich, Bregma (über Parietotemporal Kortex), für die zwei Drähte des EEG-Aufzeichnung.
Hinweis: Dies ist keine stereotaktische Chirurgie und die Abstände gegeben sind Näherungswerte, die abhängig von der Größe der Maus unterschiedlich sind. Stellen Sie sicher, dass die Löcher liegen weit genug seitlich an die Basis des das Implantat Elektrode problemlos die an der Mittellinie entlang die sagittale Naht (Abbildung 3F) angebracht werden. - Machen Sie mit einem sterilen Mikro Bohrer, kleinen Grat Löcher auf jede Marke mit einem Durchmesser von 0,8-mm-Bohrer.
- Üben Sie sanften Druck, während Bohrungen erstellen kleine Aussparungen an jeder Stelle gekennzeichnet. Bohren Sie durch den Schädel durch die Bohrkrone zu pulsieren, als das Loch nähert sich Fertigstellung, dass auf jeden Fall nicht zuviel Druck könnte zu durchdringen und das darunter liegende Gehirngewebe zu beschädigen.
- Nachdem alle Löcher gebohrt sind, wischen Sie die Fläche mit einem Baumwoll-gespitzten Applikator reinigen.
- Um die Elektrode an der Spitze des Schädels einhalten, entfernen Sie das Schutzpapier von doppelseitigen Klebebandes auf die Elektrode. Dünn auftragen von Sekundenkleber auf das Band. Mit einer Zange, entfernen Sie die Elektrode von der Schraubstock. Richten Sie es so, dass wenn entlang die sagittale Naht positioniert, die kürzere EEG-Drähte rostral sind und die längere ECG Drähte kaudalen.
- Halten Sie die Elektrode an den Schädel über die sagittale Naht zwischen den Löchern (Abbildung 3F).
Hinweis: Der Schädel muss für den Kleber auf die Elektrode Stick vollständig trocken sein. Achten Sie darauf, nicht die Grat-Löcher in den Schädel mit der Elektrode oder Kleber zu verdecken. - Halten Sie kurz, die Elektrode zur Adhäsion an den Schädel zu gewährleisten und dann lassen Sie den Kleber ca. 5-10 min trocknen lassen.
- Halten Sie die Elektrode an den Schädel über die sagittale Naht zwischen den Löchern (Abbildung 3F).
4. Implantation die Kabel für EKG
- Drehen Sie die Maus leicht auf der rechten Seite, während den Kopf aufrecht zu halten. Nehmen Sie den langen ECG-Draht auf der linken Seite und auf der Seite der Maus auf den rasierten Bereich auf der linken Seite zu erweitern. Visualisieren Sie, wo die freiliegende Draht positioniert wird, sobald es unter der Haut getunnelt ist.
Hinweis: Als Referenz, kann ein kleiner Fleck auf der Haut mit einem wasserfesten Stift erfolgen. - Mit einem Skalpell, machen Sie einen ~ 1 cm Schnitt in der Haut an der Stelle, wo der exponierten Draht positioniert wird. Halten Sie den Schnitt mit Adson Pinzette geöffnet, verwenden Sie Dumont Pinzetten, um die Haut um den Schnitt aus dem zugrunde liegenden Bindegewebe bilden eine Tasche für den Draht zu lösen. Beginnend bei der Schnitt-Website auf der Seite des Tieres, mit einem Stück sterile Polyethylen-Rohre (das vorbereitet hat, indem es ~ 6 cm in der Länge mit der Vorderkante abgeschrägt) subkutan tunnel bis die abgeschrägte Kante beendet der Schnitt auf dem Kopf wird (< C0 > Abbildung 4A, B).
- Feed des ECG-Drahtes durch die Schläuche mit Dumont Pinzette (Abbildung 4). Fassen Sie beim Entfernen der Schläuche die Elektrode Leitung mit Adson Pinzette, wie es den seitlichen Schnitt beendet. Ziehen Sie den Draht straff (Abbildung 4).
- Fixieren des ECG-Drahts durch Vernähen es auf das Gewebe unter der Haut mit 6-0 Nylon (Abb. 4E). Mit Zange und Olsen-Hegar Nadelhalter, gelten Sie eine Naht über die freiliegenden Fäden und eine weitere Naht, entweder vor oder nach der freigelegten Teil.
- Schneiden Sie den Draht Elektrode ca. 2-3 mm hinter die letzte Naht und stecken Sie das Ende in die Tasche der Haut vorher gebildet. Ziehen Sie die zwei Seiten des Schnittes zusammen und schließen mit einer Wunde-Clip mit Crile-Wood Nadelhalter (Abb. 4F) angewendet.
- Schalten Sie die Maus, so dass die Nase in die entgegengesetzte Richtung zeigt. Drehen Sie mit dem Kopf noch in der aufrechten Bauchlage die Maus leicht auf der linken Seite.
- Wiederholen Sie die obigen Schritte um den kontralateralen ECG-Draht zu platzieren.
Hinweis: Ungefähren Leine II EKG Aufnahmekonfiguration, das richtige EKG sollte Draht platziert werden, etwas mehr Rücken- und vorderen als der linken ECG-Draht, der etwas mehr ventralen und posterior sein sollte.
5. Implantation die Drähte für EEG
- Um die Drähte für EEG-Implantat, platzieren Sie den Mauszeiger in die Bauchlage und halten Sie die Kopfhaut Einschnitt mit Daumen und Zeigefinger der nichtdominanten Hand offen zu.
- Entfernen Sie mit der Pinzette alle Fell, das unter der Haut durch den Schlauch gezogen worden kann. Falls erforderlich, trocknen Sie den Schädel wieder mit einem Baumwoll-Kreissägeblätter-Applikator. Mit Dumont Pinzette, sorgfältig aushöhlen Sie und entfernen Sie alle Ablagerungen oder Blutgerinnsel, die möglicherweise in den Grat Löchern gesammelt haben.
- Beginnend mit dem am vorderen Loch auf der einen Seite, biegen Sie den Draht, der am nächsten an das Loch ist, so dass es direkt über dem Loch positioniert ist, aber noch nicht eingefügt. Fassen Sie das untere Ende des Drahtes und füttern sie möglichst waagerecht in das Loch bis ~ 2-3 mm des Drahtes ist unter dem Schädel (Abb. 5A).
Hinweis: Die Drähte sollten horizontal liegen zwischen dem Schädel und der Oberfläche des Gehirns. Die Kabel sollten nicht das Gehirn aufspießen. - Mit dem Ende des Drahtes in das Loch sicher sanft Umklappen des restlichen Teils des Drahtes so dass es flach auf dem Schädel liegt.
- Weiter auf die gleiche Weise mit den hinteren Draht auf der gleichen Seite. Wiederholen Sie für die vordere und hintere Kabel auf der anderen Seite (Abb. 5 b).
Hinweis: Die Draht-Konfiguration ist in Abbildung 5zusammengefasst.
6. schließen die Kopf-Schnitt mit Dental Zement
- Mischen Sie zwei Kugeln Polycarboxylatether Pulver mit ~ 5 Tropfen Polycarboxylatether. Rühren Sie die Mischung mit einem Zahnstocher zu einer Paste mit der gewünschten Viskosität.
Hinweis: Nachfolgende Schritte 6,2 bis 6,4 müssen schnell durchgeführt werden, da der dental Zement innerhalb von 1 min nach dem Mischen trocknet. - Nehmen Sie einen großen Tropfen von Zementleim mit dem Zahnstocher und wenden Sie an, um die Basis der Elektrode kaudal ab (Abb. 6A). Weiter um die Elektrode, so dass des Zements über die Drähte bilden eine Kappe um das Implantat (Abb. 6 b) abtropfen.
- Mit Dumont Pinzette, hochziehen Sie das Fell an den Kanten des Schnittes über die Zement-Kappe und Zusammendrücken Sie, wobei Sie darauf achten, nicht zu stören die Drähte unter implantiert. Drücken Sie das Fell in den Zement, mit Verschluss zu helfen.
- Versiegeln Sie den Einschnitt zwischen den Augen durch Verkleben das Fell mit dem dental Zement (Abbildung 6).
7. Beihilfe postoperative Erholung
- Platzieren Sie den Mauszeiger in einem leeren Käfig auf einem umlaufenden Wärmekissen. Überwachen Sie die Maus, bis es Bewusstsein gewinnt und sternalen liegen pflegen.
- Postoperativ, Haus der Maus einzeln in einem Käfig mit Essen Pellets und feuchtigkeitsspendende Gel auf den Boden des Käfigs gelegt. Oben den Käfig mit einem Mikro-Isolator-Deckel.
- Bei 24 h nach der Operation Injektion (s.c.) die Maus mit 5 mg/kg Carprofen.
- ≥ 48 h der postoperativen Erholung vor der Aufnahme zu ermöglichen.
8. Aufnahme EEG-EKG-Signale von einer kabelgebundenen Maus
- Übertragen Sie nach Erholung die implantierte Maus zu einer Aufnahme-Kammer mit transparenten Wänden, video-Überwachung zu erleichtern. An der Leine (d. h. "einstecken") die Maus (Abb. 7A), sanft, aber bestimmt halten Sie die Maus in der einen Hand während Sie mit der anderen Hand den 10-poligen (männlichen) Nanoconnector mit Guide Post in die Fassungen des EEG-EKG Elektroden Implantates (weiblich) auf der Maus Kopf einfügen.
- Die Verkabelung über die Kammer mit einer Haltestange zu sichern, stellen Sie sicher, gibt es genügend Spielraum in den Draht um die Maus, um frei zu bewegen, aber nicht so viel, dass die Verkabelung der Boden der Kammer zieht zu ermöglichen.
- Anschließen Sie die Verkabelung von der 10-poligen Nanoconnector an einer Aufnahmeeinheit Schnittstelle Signal Computer verbunden mit synchronisierten Video-Aufzeichnung, wie in Abbildung 7dargestellt.
- Legen Sie die Sampling-Raten für die Aufzeichnung zu ≥ 2 KHz für EKG und ≥ 500 Hz für EEG (d. h. mindestens zweimal die Häufigkeit, dass man interessiert sich studieren).
- Für eine optimale Darstellung der Signal-Spuren, gelten die folgenden Filter wie bisher18: 60-Hz-Notch-Filter für alle Daten, 75 Hz Low und 0,3 Hz Hochpass-Band Filter für EEG und eine 3-Hz High-Pass-Filter für EKG.
- Zeichnen Sie gleichzeitige Video und EEG-EKG (Abbildung 7 auf) und speichern Sie die digitalisierten Daten für offline-Analysen mit Signal-Processing-Software.
- Sobald die Aufnahmen abgeschlossen sind, sorgfältig die Maus aushängen und an seinem Hause Käfig zurück.
9. Analyse der EEG-Ableitungen
- Quantifizierung der Beschlagnahme analysieren.
- Überprüfen Sie die gesamte EEG-Aufzeichnung manuell identifizieren Beschlagnahme Episoden, definiert in diesem Modell als hoher Amplitude (mindestens zwei Mal die Baseline), rhythmische elektrographischen Entladungen größer als 5 s (Abb. 8A). Untersuchen Sie das Video, das entspricht die elektrographischen Anfälle, Beschlagnahme verbundenen Verhaltensweisen zu identifizieren.
- Um Beschlagnahme Frequenz (Anfälle/h) zu berechnen, teilen Sie die Anzahl der Anfälle durch die Gesamtzahl der Aufnahmezeit.
- Zum Berechnen der Dauer der Beschlagnahme messen Sie die verstrichene Zeit von Beginn der elektrographischen Beschlagnahme bis zur Einstellung der spiking (Abb. 8A).
- Zur Berechnung der Beschlagnahme Belastung, definiert als die Zeit, pro Stunde, Beschlagnahme Summe der Dauer der Beschlagnahme und dividieren Sie durch die gesamte Aufnahmezeit.
- Durchführen Sie spektrale Analyse von Pre- und Post-iktalen EEG.
- Wählen Sie ein 30-min (oder jede andere gewünschte Zeitdauer) Segment des Peri-iktalen EEG-Daten zentriert um die Beschlagnahme Episode untersucht werden. Exportieren Sie die raw-Daten (mit Filtereinstellungen entfernt), als eine ASCII-Datei oder eine andere Datei Typ kompatibel mit Power-Spektrum-Software.
- Konvertieren Sie die ASCII-Datei in eine Text-Datei mit einem einfachen Text-Editor-Anwendung.
- Öffnen Sie die resultierende Textdatei des Segments EEG in Power-Spektrum-Software und geben Sie die folgenden Einstellungen: "ignorieren Sie numerische Linien"; "Komma als Trennzeichen Daten"; und 1000 Hz Standard Sampling-Rate.
- Sobald das EEG-Signal in der Power-Spektrum-Software in seinem jeweiligen Kanal angezeigt wird, klicken Sie auf die Kanal-Drop-Down-Menü und wählen Sie "digitale Filter." Wenden Sie digitale Bandpass-Filter entsprechend den gewünschten Frequenzbereich analysiert werden.
- Öffnen Sie "Spektrumansicht" aus der Menüleiste zu, wählen Sie den entsprechenden EEG-Anzeige-Kanal analysiert werden, und klicken Sie dann auf "Einstellungen". Unter "Einstellungen" geben Sie die folgenden Parameter für das Spektrogramm und klicken Sie auf "Schließen", um das Spektrogramm (Abbildung 8) zu generieren: FFT-Größe: 8192, Datenfenster: Welch, Fenster überlappen: 93,75 %, Anzeigemodus: Leistungsdichte, Spektrogramm Farben: Regenbogen, Nein. Farben: 64, PSD Mittelung: 1, entfernen Sie Null Frequenzkomponente: als "on" aktiviert.
- Bedarf für optimale Visualisierung das Spektrogramm passen Sie die kolorimetrischen Skala an.
- Öffnen Sie "Analysis-Manager" aus der Menüleiste. Klicken Sie auf "+ neue Analyse" zwei Analysen (Analysis 1 und 2 Analyse), erstellen die Pre- und Post-iktalen EEG-Segmente zu analysierenden entsprechen wird. Geben Sie die gewünschte Pre- und Post-iktalen Segmente auf das Spektrogramm und verbinden sie mit Analysis 1 und Analyse 2, beziehungsweise.
Hinweis: Nur EEG-Daten ohne Rauschen und Artefakte betrachtet werden und Perioden von der EEG-Ableitungen mit bedeutende Artefakte aus der Analyse entfernt werden sollte. - Nachdem die Analyse Segmente erstellt wurden, öffnen Sie "Pad Datenansicht" aus der Menüleiste. Klicken Sie auf den entsprechenden EEG-Kanal öffnen Sie das Menü "Daten Pad Spalte Setup" für diesen Kanal.
- Wählen Sie im "Daten-Pad-Spalte Setup" die Option "Spektrum" und wählen Sie dann "Prozentsatz Gesamtleistung."
- Klicken Sie im "Daten-Pad Spalte-Setup" auf "Optionen" und geben Sie den Frequenzbereich untersucht werden. Klicken Sie auf "OK" in der "Spektrum Pad Datenoptionen" und im "Daten-Pad Spalte Setup", und die Prozentsatz (%) macht für den angegebenen Frequenzbereich erscheint in der Datenansicht Pad für das ausgewählte Analyse-Segment (z. B. Analysis 1 oder Analyse 2) gemäß der " Analysis-Manager. "
Hinweis: Die % macht, oder relative macht, jedes Band wird als Prozentsatz der spektralen Gesamtleistung innerhalb der spezifizierten Frequenzbereich ausgedrückt. - Wiederholen Sie die vorherigen Schritt für jedes Frequenzband analysiert werden.
Hinweis: Häufig verwendete Bereiche für die fünf wichtigsten EEG-Frequenzbänder18gehören: δ-Band = 0,5-3 Hz, -Band = 3,5-7 Hz, α-Band = 8-12 Hz, β-Band = 13-20 Hz und γ-Band = 21-50 Hz.
10. analysieren EKG-Aufzeichnungen
- Übersprungenen Herzschläge zu quantifizieren.
- Überprüfen Sie die gesamte EKG-Aufzeichnung manuell identifizieren übersprungenen Herzschläge, definiert als eine Verlängerung der RR-Intervall entspricht ≥ 1,5 Mal die vorherigen R-R Intervall, die oft mit der ventrikulären ein nicht durchgeführt P-Welle hinweisendes verbunden ist Conduction Block (Abbildung 9A).
- Um die Häufigkeit der übersprungenen Herzschläge pro Stunde zu berechnen, teilen Sie die Gesamtzahl der übersprungene Schläge während der Aufnahme-Session durch die Gesamtdauer der Aufnahme Stunden.
- Durchführen Sie Herzfrequenz-Variabilität (HRV)-Analyse.
- Ändern Sie in der Datenerfassungs-Software die Protokollierungseinstellungen in 1 Epoche für den ECG-Kanal. Parser-Segmente für die ECG-Aufnahmen zu erzeugen: ein 5-min-ECG segment alle 3 Stunden während der 12 Stunden Licht-Phase, für eine Gesamtmenge von 4 Segmente.
Hinweis: Die ECG-Aufnahmen für die Analyse ausgewählten sollte in Zeiten als das Tier ist stationär und die Daten sind frei von Bewegungsartefakten. - Erzeugen einer Tabelle der R-R Intervallwerte vom ausgewählten analysierte EKG Segmente durch Klicken auf "analysierte abgeleiteten Daten retten." Überprüfen Sie die Kalkulationstabelle für fehlende oder fehlerhafte Daten und entfernen Sie alle anderen numerischen Werte mit Ausnahme von R-R Intervalldaten. Speichern Sie diese modifizierte Arbeitsblatt als Text-Datei mit der Option "Registerkarte" getrennt."
- Öffnen Sie die Textdatei als benutzerdefinierte ASCII-Datei in der HRV-Software die folgende Optionen: Anzahl der Header-Zeilen angeben: 0, Spaltentrennzeichen: Tab / Raum, Datentyp: RR, Spalte Daten: 1, Data-Einheiten: ms und Zeit Indexspalte: keiner.
- Legen Sie die Optionen im Abschnitt "Einstellungen" des Menüs wie unten aufgeführt.
- Festlegen Sie Analyse-Optionen, wie bereits erwähnt. R-R Intervall detrending, detrending Methode: Smoothn Prioren, Glättung Parameter: 500, HRV Frequenz Bänder19, sehr niedrige Frequenz: 0-0,15 Hz, Niederfrequenz: 0,15-1,5 Hz und Hochfrequenz: 1,5-5 Hz
- Festlegen Sie erweiterte Einstellungen, wie bereits erwähnt. Spektrum-Schätzung-Optionen, Interpolation der RR-Serie: 20Hz, weist im Frequenzbereich: 500 Punkte/Hz, FFT-Spektrum mit Welchs Periodogramm Methoden, Fensterbreite: 32 s und Fenster überlappen: 50 %
- Führen Sie die HRV-Analyse um Domain Analyse Zeitwerte für meine RR, STD RR (d. h. SDNN), RMSSD und Frequenz-Domäne Analysewerte für HF-Leistung, LF macht und das Verhältnis von LF/HF-Leistung zu generieren. Falls gewünscht, werden speichern Sie die Ergebnisse als PDF-Datei.
- Ändern Sie in der Datenerfassungs-Software die Protokollierungseinstellungen in 1 Epoche für den ECG-Kanal. Parser-Segmente für die ECG-Aufnahmen zu erzeugen: ein 5-min-ECG segment alle 3 Stunden während der 12 Stunden Licht-Phase, für eine Gesamtmenge von 4 Segmente.
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Representative Results
Zur Demonstration, wie die Datenanalyse aus EEG-EKG-Aufzeichnungen, Neurocardiac Anomalien zu identifizieren, die Ergebnisse werden angezeigt für eine 24-h-EEG-EKG-Aufzeichnung von einem Kcna1–/– Maus (2 Monate alt). Diese mutierte Tiere, die an Spannung-gated Kv1.1 α-Untereinheiten, die durch das Kcna1 -Gen codiert konstruiert sind, sind ein häufig verwendete genetische Modell von Epilepsie, da sie zuverlässig und häufige generalisierten Stärkungsmittel-klonischen Anfall Tätigkeit Anfang aufweisen bei ca. 2-3 Wochen Alter20. Zusätzlich zu den spontanen Anfällen, Kcna1–/– Mäuse auch ausstellen, vorzeitigen Tod zeitgleich mit dem Beginn der Epilepsie sowie korreliert und Beschlagnahme-assoziierten kardialen Dysfunktion21, 22., Kcna1–/– Mäuse werden auch oft verwendet, um die mögliche pathophysiologische Prozesse zugrunde liegen plötzlich unerwarteter Tod bei Epilepsie (bereits), die häufigste Ursache für Epilepsie-bezogene Studie Sterblichkeit, die vermutlich im Zusammenhang mit der Beschlagnahme kardiorespiratorische Verhaftung durch, als der noch einbeziehen, verstanden schlecht Mechanismen23.
In diesem Experiment zeigte die EEG-Komponente der Aufnahmen aus der Kcna1–/– Maus häufige spontanen Anfällen, die in der Regel als eine erste große Spike bei Beschlagnahme Beginn, gefolgt von kurzen Spannung zu beobachten sind Depression, Übergang in hoher Amplitude Spick und beenden platzen Unterdrückung Muster (Abb. 8A). Verwenden das gleichzeitig aufgezeichnete Video, fanden diese elektrographischen Anfälle zusammenfallen mit Beschlagnahme-ähnliche Verhaltensweisen, gekennzeichnet durch Aufzucht und Vordergliedmaße Klonus, die anschließend in Ganzkörper-Tonikum-klonische Krämpfe entwickelt. Der Hinweis ist einer der Hauptvorteile des EEG "silent" elektrographischen Anfälle zu identifizieren, die nicht mit offensichtlichen Verhalten, was bedeutet, dass sie von einem Beobachter scoring Anfälle basierend auf Verhalten allein fehlen würde verbunden sind. Die Quantifizierung der Beschlagnahme Inzidenz in diesem bestimmten Kcna1–/– Maus ergab 15 Anfälle während der 24-h Aufzeichnungsdauer (Abbildung 8 b). Die Dauer der diese Anfälle durchschnittlich ~ 60 s, angefangen bei ca. 15-105 s (Abb. 8 b). Um relative spektrale Dichteanalyse der Pre- und Post-iktalen Periode zu demonstrieren, wurde ein Anfall von 80s Dauer für Auswertung über die Power-Spektrum-Software ausgewählt und ein Peri-iktalen Spektrogramm generiert (Abbildung 8). Die Post-iktale relative spektrale macht das Delta-Frequenzband wuchs um ca. 50 % im Vergleich zum Pre-iktalen Ausgangswert (Abbildung 8). Die Post-iktale relative macht der andere höhere EEG Frequenzbänder ausgestellt darüber hinaus entsprechende sinkt gegenüber dem Pre iktalen (Abbildung 8). Der Zuwachs an Post-iktalen Delta macht und die Rückgänge in Post-iktalen macht die anderen Bands sind kennzeichnend für EEG-Verlangsamung, ein Merkmal von langen, schweren Anfällen in diesem Modell im18.
Analyse der ECG-Komponente der Aufnahme von der Kcna1–/– -Maus, die Anzahl der übersprungenen interiktale Herzschläge manuell zählte wie oben beschrieben. Die Frequenz der übersprungenen Herzschläge in diesem Kcna1–/– Maus war 5,84/h (Tabelle 1), das ist eine > 5-fold Anstieg im Vergleich zum WT Mäuse in unserem vorherigen Studien18,21. Im EKG Kcna1–/– Mäuse, weisen übersprungenen Herzschläge oft eine P-Welle, die ein QRS-Komplex, nicht gefolgt ist, wie in Abbildung 9A, Angabe einer ventrikulären (AV) Conduction Block21gezeigt. Als nächstes wurde mit Hilfe der HRV-Software, HRV analysiert, um ein Maß für den Einfluss des autonomen Nervensystems auf die Herzfunktion in diesem Tier zur Verfügung zu stellen. Die folgenden Zeit Domäne Maßnahmen der HRV wurden berechnet, für die Kcna1–/– Maus: die Standardabweichung von der Beat-to-Beat-Intervallen (SDNN), die einen Index von autonomen Gesamtvariabilität; und das Root Mittel der Quadrate aufeinander folgenden Schlag-zu-Schlag-Unterschiede (RMSSD), das einen Index von parasympathetic Ton ist. 24 mit dem Signal Software generiert R-R Intervall Anschaffungswerte für Kcna1–/– Maus (Abbildung 9 b), berechnet die HRV-Software eine Herzfrequenz von 737 Schläge/min (Tabelle 1) , das ist ähnlich wie WT Mäuse in unserem vorherigen Studien18. Die SDNN und RMSSD Werte wurden berechnet, um 2,4 ms und 3,2 ms werden (Tabelle 1), das sind über 2 - bis 3 - fache höher als eine normale WT Maus18. Die erhöhte Zeit Domäne HRV Maßnahmen in diesem Kcna1–/– Maus erhöhte parasympathetic Ton zeigen, was darauf hindeutet anormale autonome Kontrolle des Herzens. Als nächstes wir HRV-Software verwendet, um die folgenden Werte der HRV im Frequenzbereich, berechnen die in Tabelle 1zusammengefasst werden: die niederfrequenten Strom Prozentsatz (LF); die hohe Frequenz macht Prozentsatz (HF); und die LF/HF-Ratio. Die HF-Komponenten werden gedacht, um parasympathischen Modulation widerspiegeln, während die LF-Komponenten gedacht werden, um zu reflektieren, dass eine Kombination von sympathischen und parasympathischen25beeinflusst. Die LF/HF-Ratio wird verwendet, um die relative Balance des sympathischen und parasympathischen Aktivität zu erfassen.
Zu guter Letzt können neben quantitativen Maßnahmen der neuronalen und kardiale Dysfunktion abzuleiten, die EEG-EKG-Aufnahmen auch qualitativ für die zeitliche Beziehung zwischen EEG und EKG Auffälligkeiten zu identifizieren potenzielle Neurocardiac Dysfunktion analysiert werden , wie bisher21,26. Zum Beispiel wenn Anfälle oder interiktale epileptiformen Entladungen im EEG identifiziert werden, kann das entsprechende EKG für kardiale Auffälligkeiten, wie Wärmeleitung Blöcke oder Herzrhythmusstörungen, die durch epileptische Hirnaktivität evoziert werden können eingesehen werden. In Kcna1–/– Mäuse, evozieren Anfälle manchmal Bradykardie oder Asystolie, die Letalität21,22fortschreiten kann. In einem anderen Epilepsie Modell auftreten Kcnq1 mutierte Maus, Wärmeleitung Blöcke und Asystoles gleichzeitig mit interiktale EEG-Ableitungen, was darauf hindeutet, dass sie eine Folge von pathologischen Neurocardiac Zusammenspiel26sind. So bieten simultane Aufnahmen von EEG und EKG ein vollständigeres Bild der Interaktion zwischen dem Gehirn und das Herz, das ist besonders wichtig bei Epilepsie, da Anfälle lebensgefährlichen kardialen Dysfunktion hervorrufen können.
Abbildung 1: Chirurgische Instrumente für das Verfahren erforderlichen. (1) chirurgische Klinge #15; (2) Skalpell Griff #3; (3) Adson Pinzette; (4) Olsen-Hegar Nadelhalter; (5) feine Schere; (6) Dumont #7 Zange; (7) Michel Wunde Clips; (8) Crile-Wood Nadelhalter; (9) Mikro Bohrer mit 0,8 mm; Elektro-Trimmer (10) . Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2: Vorbereitung der Elektrodendurchmessers für die Implantation. (A) Beispiel für eine 10-Sockel weibliche Nanoconnector (d. h. Elektrode). (B) die Elektrode in die Tischplatte Schraubstock mit den Drähten für EEG und EKG eingepflanzt werden umgeklappt. Die Kabelfarben sind angegeben. Die restlichen Drähte, die oben genannt sind, werden abgeschnitten. Der Inset zeigt eine vergrößerte Ansicht der die Drähte aus der Elektrode. (C) markieren den blauen Draht der ECG um anzugeben, wo die Isolierung abzustreifen. (D) mittels einer Skalpellklinge die Kabelisolierung enthüllt die silbernen Fäden im Inneren abzustreifen. (E) die endgültige Konfiguration der vorbereitete Elektrode, zeigt die getrimmte EEG Drähte und die abgespeckte ECG Drähte mit dem Klebeband oben eingehalten werden. Der Inset zeigt eine vergrößerte Ansicht des Klebebandes und die Drähte aus der Elektrode. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3. Chirurgische Befestigung der Elektroden an den Schädel. (A) Beispiel für eine Maus mit den Seiten rasiert (durch Pfeile angedeutet) für EKG Draht Implantation. (B) Abschied des Fells zwischen den Augen und Ohren einen Weg für Schnitt machen. (C) mittels Skalpell einen Kopfhaut-Schnitt zu machen. (D) der Kopfhaut Einschnitt. (E) Beispiel für die vier Markierungen auf den Schädel verwendet, um Bohrungen zu zeigen. (F) Platzierung der Elektroden auf dem Schädel nach dem Bohren der Löcher Grat. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4. Tunnelbau und Implantation der ECG Drähte. (A) Beispiel für ein Polyethylen-Rohr, das auf etwa 6 cm geschnitten und an einem Ende zur subkutanen Tunnel Erleichterung abgeschrägt wurde. (B) Tunneling subkutan mit dem Polyethylen-Rohr am seitlichen Schnitt Standort ab. (C) Fütterung des ECG-Drahts von der Elektrode am Kopf durch das Rohr. (D) ziehen den Draht straff nach dem Entfernen der Röhre. (E) zuweisen einer Naht unisoliert freigelegten Teil des ECG Drahtes um es auf das darunter liegende Gewebe zu fixieren. (F) Schließung der Seite Schnitt mit einer Wunde-Clip. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 5. Implantation die EEG-Drähte. (A) greifen das rote Kabel des EEG und horizontal in den Grat Loch in den Schädel, folgende Platzierung des schwarzen Erdungskabel. (B) die endgültige Konfiguration der Nanoconnector und Drähte, die nach der Implantation. (C) schematische anzeigen Platzierung der bilateralen EEG und EKG Kabel, sowie Referenz (REF) und Erde (GND) Drähte. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 6. Schließen den Kopf Schnitt. (A) Anwendung der zahnärztlichen Zement um die Basis der Elektrode kaudal beginnend und Rostral voran. (B) Beispiel für die dental Zement Kappe rund um die gesamte Nanoconnector und Drähte, unmittelbar vor der endgültigen Schließung des Schnittes. (C) Beispiel für die endgültige versiegelten Schnitt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 7. Aufzeichnung von video-EEG-EKG-Signale. (A) Beispiel einer kabelgebundenen Maus während einer Aufnahme. (B) Schaltplan zeigt die Konfiguration für das System in Vivo tethered-Video-EEG-EKG-Aufzeichnung. Die Verdrahtung von einem 10-poligen männlichen Nanoconnector, die Stecker in die weibliche Nanoconnector auf dem Schädel eingepflanzt ist an weibliche 1,5 mm Kabel gelötet, die ein 12-Kanal isoliert Bio-Potenzial-Pod-Schnittstelle verbunden sind. Diese Hülse wird dann über ein serial-Link-Kabel mit einen digitalen Kommunikations-Modul (DCOM), verknüpft die Übertragungen Daten Schnittstelle Aufnahmeeinheit ein Signal (ACQ) digitalisiert, die mit einem Desktop-Computer mit Datenerfassungs-Software verbunden ist. Video ist auch gleichzeitig mit einer Videokamera Netzwerk außerhalb des positioniert und angrenzend an den Käfig erwor- Die Kamera ist an den Computer über eine Stromversorgung über Ethernet-smart Switch verbunden. (C) repräsentative Spuren des typischen EEG und EKG signal-Daten mit den folgenden Filtern angewendet: 60-Hz-Kerbe, 75 Hz Low-0,3 Hz Hochpass-Bandfilter für EEG; und ein 3-Hz High-Pass-Filter für EKG. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 8: Analyse der EEG-Signale. (A) ein EEG-Ablaufverfolgung zeigt einen repräsentativen spontanen Anfall in einem Kcna1–/– Maus. ()B) Grundstück von Zeitdauern jeder Anfall beobachtet während der 24-h-Aufnahme-Session in der Kcna1–/– Maus. Die Balken entsprechen den Mittelwert ± Standardabweichung. (C) Peri-iktalen Spektrogramm zeigt die Frequenz und Leistungsdichte, vor, während und nach der repräsentativen Machtergreifung. (D) Vergleich der relativen Leistung in jedem Frequenzband EEG während der Pre- und Post-iktalen zeigt eine Zunahme der relativen Delta macht und sinkt in Theta, Alpha, Beta und Gamma macht. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 9. Analyse der ECG Signale. (A) eine Probe ECG Spur von einer Kcna1–/– Maus zeigt normale Sinusrhythmus vor einer ventrikulären Wärmeleitung-Block, der manifestiert sich als eine P-Welle, der nicht von einem QRS gefolgt Komplex. R-R Intervall, P-Welle und QRS-Komplex sind als Referenz gekennzeichnet. ()B) einem repräsentativen Grundstück einer R-R Intervall Serie entnommen die EKG-Aufzeichnung von der Kcna1–/– Maus zeigen die Schwankungen in der Zeit zwischen Schlägen. Die rote Linie zeigt die niedrige Frequenz Trend-Komponenten, die aus der R-R-Intervall-Serie nach detrending entfernt bekommen. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
| Herzschläge übersprungen / h | Herzfrequenz-Variabilität (HRV) | |||||
| Zeitbereich | Frequenzbereich | |||||
| HR | SDNN | RMSSD | LF | HF | LF/HF-ratio | |
| (Schläge/min) | (ms) | (ms) | (%) | (%) | ||
| 5.84 | 736.8 | 2.4 | 3.2 | 52,27 | 46,38 | 1,127 |
Tabelle 1. Quantifizierung der übersprungenen Herz schlägt, Herzfrequenz (HF) und Herzfrequenz-Variabilität (HRV) in einer Kcna1–/– Maus. Die folgenden Zeit Domäne Maßnahmen der HRV gegeben: Standardabweichung der Beat-to-Beat-Intervallen (SDNN) und die Wurzel Mittel der Quadrate aufeinander folgenden Schlag-zu-Schlag-Unterschiede (RMSSD). Im Frequenzbereich, HRV Folgendes gezeigt werden: Niederfrequenz macht Prozentsatz (LF %); Hochfrequenz Strom Prozentsatz (HF %); und das Verhältnis von niederfrequenten Leistung anzutreiben Hochfrequenz (LF/HF-Ratio).
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Discussion
EEG-EKG Aufnahmen in hoher Qualität zu erhalten, die frei von Artefakten sind, sollten alle Vorsichtsmaßnahmen getroffen werden, um Abbau oder Lockerung von implantierten Elektrode und Leitungen zu verhindern. Ein EEG Kopf Implantat locker wird, werden der Draht Kontakte mit dem Gehirn führt zu verminderter Signal Amplituden beeinträchtigen. Lockere Implantate oder schlechten Draht Kontakte kann auch Verzerrung der elektrischen Signale, Einführung von Bewegungsartefakten und Hintergrundgeräusche zu den Aufnahmen. Um zu verhindern, mögliche Lockerung des Implantats Kopf, gelten Sie eine großzügige Menge von dental Zement um die Basis des Implantats beim Schließen des Kopfhaut Schnittes um maximale Festigkeit und Haftung zu gewährleisten. Auch sollte darauf geachtet werden, um vollständige Entfernung von Pelzen aus dem Schädel zu gewährleisten, da Fell Reste können dazu führen, dass postoperative Entzündungen führen zu Schwellungen rund um das Implantat und vorzeitige Ablösung Implantat. Im Laufe der Zeit haben den Kopf Implantate das Potenzial, durch den Stress mit wiederholten und Ausstecken des Tieres zu lösen. Daher, wenn möglich, versuchen Sie, die Anzahl der Wiederholungen zu minimieren, die das Tier angeschlossen/unplugged durch die Durchführung einzelner langer Dauer Aufnahmen, anstatt mehrere Aufnahmen von kurzer Dauer ist. Eine weitere mögliche Quelle von postoperativen Implantat Schaden und anschließende Tier Verletzungen ist Körperkontakt zwischen dem Implantat und dem Wiretop in das Tier nach Hause Käfig. Um den Bedarf an Wiretops, Nahrung zu beseitigen können Pellets und feuchtigkeitsspendende Gel auf dem Boden platziert werden. Zu guter Letzt sollte um die Integrität der ECG führt zu erhalten, Handhabung des Tieres, vor allem an den Seiten des Körpers minimiert werden wo die ECG Drähte laufen.
Zusätzlich zum Abbau der Implantat oder Draht Kontakte ist eine weitere mögliche Komplikation der gefesselte Aufnahmekonfiguration die Möglichkeit des Tieres immer getrennt (d.h., unplugged oder hakte) während eines Experimentes führt um zu Verlust zu signalisieren. Distanz kann besonders problematisch für Mäuse, die schweren krampfhafte Anfälle mit laufen und springen zu erleben. Um die Wahrscheinlichkeit, dass die Maus immer getrennt zu minimieren, optimieren Sie die Höhe der Flaute in den Draht-Tether-Gurt. Die besten Drahtlänge ist normalerweise ein Gleichgewicht zwischen bietet genug Spielraum für das Tier zu allen Ecken des Käfigs zu erkunden, aber nicht so wenig, dass gibt es unnötige Spannung in den Drähten, die Ablösung fördern könnte. Bei der Bestimmung der optimalen Drahtlänge, sicherzustellen, dass es nicht so viel Spielraum, dass die Maus leicht auf dem Draht kauen kann, was zu Signalverlust führen kann, wenn das Kabel beschädigt ist. Mit Elektrode Nanoconnector Implantate mit mindestens 10-Drähte (z. B. 10-Pin-Sockel/Paare) ist auch wichtig, um zusätzliche Stabilität auf die gefesselte Verbindung als Nanoconnectors mit weniger als 10-Drähte sind in der Regel häufiger aushängen. Um die Wahrscheinlichkeit, dass das Tier immer getrennt weiter zu reduzieren, kann dieses Protokoll leicht geändert werden, indem Sie die Drähte von der Maus Kopf auf einen niedrigen Drehmoment Kommutator über die Aufnahme Kammer aufgehängt. Der Kommutator funktioniert durch drehen die Maus bewegt, die Anhäufung der Torsionssteifigkeit Belastung in den Draht, wodurch verhindert, dass die Maus ausstecken zu entlasten.
Die große Stärke dieses tethered Video-EEG-EKG-Protokolls ist die Möglichkeit, die Methode für zusätzliche Anwendungen zu ändern. Wie hier beschrieben, sind nur sechs von den verfügbar zehn Elektrodenleitungen genutzt. Die restlichen vier Drähte könnte jedoch auch implantiert werden, wie eine zusätzliche vier EEG führt um zu besser räumlichen Auflösung der Aktivität des Gehirns zu bieten. Alternativ konnten zwei der ungenutzte Leitungen vernäht in die Muskulatur des Halses aufzuzeichnende Elektromyogramm (EMG), stellt ein Maß für die Muskelaktivität, die in Kombination mit EEG wichtig ist für die Bestimmung der Standby-Status. Eine andere mögliche Änderung wäre das Tier in einer Ganzkörper-Plethysmographie Kammer zu erfassen, die den Draht-Tether-Gurt angepasst ist. In Plethysmographie kleine Druckänderungen mit Inspiration und Ablauf sind Atemwegserkrankungen Wellenformen umgebaut. Durch den Einbau von Plethysmographie, deshalb technisch möglich, eine gleichzeitige Aufnahme von Videos, EEG, EKG, EMG und Atmung, die eine Auslesen der Verhalten und Gehirn, Herz, Muskeln und Lunge Aktivitäten darstellen würde. Solche umfassenden in Vivo physiologische Aufnahmen sind nahezu unmöglich in der Telemetrie Systeme von heute machen die gefesselten Ansatz beschrieben hier ein besonders leistungsfähiges Werkzeug für gleichzeitige Abfrage von mehreren Biosignalen bei Mäusen.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde unterstützt von Citizens United für die Forschung bei Epilepsie (Grant-Nummer 35489); die National Institutes of Health (Zuschuss Zahlen R01NS100954, R01NS099188); und Louisiana State University Health Sciences Center Malcolm Feist Postdoctoral Fellow.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| VistaVision stereozoom dissecting microscope | VWR | ||
| Dolan-Jenner MI-150 microscopy illuminator, with ring light | VWR | MI-150RL | |
| CS Series scale | Ohaus | CS200 | for weighing animal |
| T/Pump professional | Stryker | recirculating water heat pad system | |
| Ideal Micro Drill | Roboz Surgical Instruments | RS-6300 | |
| Ideal Micro Drill Burr Set | Cell Point Scientific | 60-1000 | only need the 0.8-mm size |
| electric trimmer | Wahl | 9962 | mini clipper |
| tabletop vise | Eclipse Tools | PD-372 | PD-372 Mini-tabletop suction vise |
| fine scissors | Fine Science Tools | 14058-11 | ToughCut, Straight, Sharp/Sharp, 11.5 cm |
| Crile-Wood needle holder | Fine Science Tools | 12003-15 | Straight, Serrated, 15 cm, with lock - For applying wound clips |
| Dumont #7 forceps | Fine Science Tools | 11297-00 | Standard Tips, Curved, Dumostar, 11.5 cm |
| Adson forceps | Fine Science Tools | 11006-12 | Serrated, Straight, 12 cm |
| Olsen-Hegar needle holder with suture cutter | Fine Science Tools | 12002-12 | Straight, Serrated, 12 cm, with lock |
| scalpel handle #3 | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| surgical blades #15 | Havel's | FHS15 | |
| 6-0 surgical suture | Unify | S-N618R13 | non-absorbable, monofilament, black |
| gauze sponges | Coviden | 2346 | 12 ply, 7.6 cm x 7.6 cm |
| cotton-tipped swabs | Constix | SC-9 | 15.2-cm total length |
| super glue | Loctite | LOC1364076 | gel control |
| Michel wound clips, 7.5mm | Kent Scientific | INS700750 | |
| polycarboxylate dental cement kit | Prime-dent | 010-036 | Type 1 fine grain |
| tuberculin syringe | BD | 309623 | |
| polyethylene tubing | Intramedic | 427431 | PE160, 1.143 mm (ID) x 1.575 mm (OD) |
| chlorhexidine | Sigma-Aldrich | C9394 | |
| ethanol | Sigma-Aldrich | E7023-500ML | |
| Puralube vet ointment | Dechra Veterinary Products | opthalamic eye ointment | |
| mouse anesthetic cocktail | Ketamine (80 mg/kg), Xylazine (10 mg/kg), and Acepromazine (1 mg/kg) | ||
| carprofen | Rimadyl (trade name) | ||
| HydroGel | ClearH20 | 70-01-5022 | hydrating gel; 56-g cups |
| Ponemah software | Data Sciences International | data acquisition and analysis software; version 5.2 or greater with Electrocardiogram Module | |
| 7700 Digital Signal conditioner | Data Sciences International | ||
| 12 Channel Isolated Bio-potential Pod | Data Sciences International | ||
| fish tank | Topfin | for use as recording chamber; 20.8 gallon aquarium; 40.8 cm (L) X 21.3 cm (W) X 25.5 cm (H) | |
| Digital Communication Module (DCOM) | Data Sciences International | 13-7715-70 | |
| 12 Channel Isolated Bio-potential Pod | Data Sciences International | 12-7770-BIO12 | |
| serial link cable | Data Sciences International | J03557-20 | connects DCOM to bio-potential pod |
| Acquisition Interface (ACQ-7700USB) | Data Sciences International | PNM-P3P-7002 | |
| network video camera | Axis Communications | P1343, day/night capability | |
| 8-Port Gigabit Smart Switch | Cisco | SG200-08 | 8-port gigabit ethernet swith with 4 power over ethernet supported ports (Cisco Small Business 200 Series) |
| 10-pin male nanoconnector with guide post hole | Omnetics | NPS-10-WD-30.0-C-G | electrode for implantation on the mouse head |
| 10-socket female nanoconnector with guide post | Omnetics | NSS-10-WD-2.0-C-G | connector for electrode implant |
| 1.5-mm female touchproof connector cables | PlasticsOne | 441 | 1 signal, gold-plated; for connecting the wiring from the head-mount implant to the bio-potential pod |
| soldering iron | Weller | WESD51 BUNDLE | digital soldering station |
| solder | Bernzomatic | 327797 | lead free, silver bearing, acid flux core solder |
| heat shrink tubing | URBEST | collection of tubing with 1.5- to 10-mm internal diameters | |
| heat gun | Dewalt | D26960 | |
| mounting tape (double-sided) | 3M Scotch | MMM114 | 114/DC Heavy Duty Mounting Tape, 2.54 cm x 1.27 m |
| desktop computer | Dell | recommended minimum requirements: 3rd Gen Intel Core i7-3770 processor with HD4000 graphics; 4 GB RAM, 1 GB AMD Radeon HD 7570 video card; 1 TB hard drive; Windows 7 OS | |
| permanent marker | Sharpie | 37001 | black color, ultra fine point |
| toothpicks | for mixing and applying the polycarboxylate dental cement | ||
| LabChart Pro software | ADInstruments | power spectrum software; version 8.1.3 or greater | |
| Kubios HRV software | Univ. of Eastern Finland | HRV analysis software; version 2.2 | |
| Notepad | Microsoft | simple text editor software |
References
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