Summary
Qui, presentiamo un protocollo per registrare il cervello e cuore bio segnali nei topi utilizzando il video simultanei, l'elettroencefalografia (EEG) ed elettrocardiografia (ECG). Descriviamo anche metodi per analizzare le registrazioni di EEG-ECG risultante per i grippaggi, potenza spettrale EEG, funzione cardiaca e variabilità della frequenza cardiaca.
Abstract
Nell'epilessia, convulsioni possono evocare disturbi del ritmo cardiaco come cambiamenti di frequenza cardiaca, blocchi di conduzione, Asistolie e aritmie, che possono potenzialmente aumentare il rischio della morte inattesa improvvisa nell'epilessia (SUDEP). L'elettroencefalografia (EEG) ed elettrocardiogramma (ECG) sono ampiamente usati strumenti diagnostici clinici per il monitoraggio cerebrale anormale e ritmi cardiaci nei pazienti. Qui, una tecnica per registrare simultaneamente video, ECG e EEG nei topi per comportamento di misurazione, cervello e attività cardiaca, rispettivamente, è descritta. La tecnica descritta nel presente documento utilizza un tethered (cioè, cablato) configurazione di registrazione in cui l'elettrodo impiantato sulla testa del mouse è hard-wired all'apparecchio di controllo. Rispetto ai sistemi di registrazione di telemetria wireless, la disposizione tethered possiede diversi vantaggi tecnici come ad esempio un maggior numero possibile di canali per la registrazione EEG o altri biopotentials; minori costi di elettrodo; e una maggiore frequenza di banda (cioè, frequenza di campionamento) delle registrazioni. Le basi di questa tecnica possono anche essere facilmente modificate per ospitare la registrazione altri BCI, ad esempio l'elettromiografia (EMG) o pletismografia per la valutazione del muscolo e l'attività respiratoria, rispettivamente. Oltre a descrivere come eseguire le registrazioni di EEG-ECG, dettagliamo anche metodi per quantificare i dati risultanti per i grippaggi, potenza spettrale EEG, funzione cardiaca e variabilità della frequenza cardiaca, che dimostriamo in un esperimento di esempio utilizzando un mouse con epilessia a causa di omissione del gene Kcna1 . Video-EEG-ECG monitoraggio in modelli murini di epilessia o altre malattie neurologiche fornisce un potente strumento per identificare la disfunzione a livello del cervello, cuore o interazioni cervello-cuore.
Introduction
L'elettroencefalografia (EEG) ed elettrocardiogramma (ECG) sono tecniche potenti e ampiamente utilizzati per la valutazione in vivo del cervello e funzione cardiaca, rispettivamente. EEG è la registrazione dell'attività elettrica cerebrale collegando gli elettrodi al cuoio capelluto1. Il segnale registrato con EEG non invasiva rappresenta le fluttuazioni di tensione derivanti da potenziali postsinaptici eccitatori ed inibitori compiuti generati principalmente da neuroni piramidali corticali1,2. EEG è la prova più comune neurodiagnostic per valutazione e gestione dei pazienti con epilessia3,4. È particolarmente utile quando i grippaggi epilettici si verificano senza evidenti manifestazioni comportamentali convulsive, quali i grippaggi di assenza o stato non-convulsivo epilettico5,6. Al contrario, l'epilessia non correlate a condizioni che portano a episodi convulsivi o perdita di coscienza possono essere mal diagnosticate come crisi epilettiche senza monitoraggio video-EEG7. Oltre alla sua utilità nel campo dell'epilessia, EEG è anche ampiamente usato per rilevare l'attività anormale del cervello associate a disturbi del sonno, encefalopatie e disturbi della memoria, come pure per integrare l'anestesia generale durante interventi chirurgici2 , 8 , 9.
A differenza di EEG, ECG (o EKG come esso è a volte abbreviato) è la registrazione dell'attività elettrica del cuore10. Gli ECG sono di solito eseguiti collegando gli elettrodi alle estremità degli arti e della parete toracica, che consente di rilevare i cambiamenti di tensione generati dal miocardio durante ogni ciclo cardiaco di contrazione e rilassamento10,11. I componenti principali di forma d'onda ECG di un normale ciclo cardiaco includono l'onda P, complesso QRS e l'onda T, che corrisponde alla depolarizzazione atriale, ventricolare depolarizzazione e ripolarizzazione ventricolare, rispettivamente10, 11. monitoraggio ECG è usata ordinariamente per identificare le aritmia cardiache e difetti del sistema cardiaco di conduzione12. Fra i pazienti di epilessia, l'importanza dell'utilizzo di ECG per identificare potenzialmente life-threatening aritmia è amplificato dal momento che sono al rischio significativamente aumentato di arresto cardiaco improvviso, come pure la morte inattesa improvvisa nell'epilessia13, 14,15.
Oltre alle loro applicazioni cliniche, registrazioni ECG e di EEG sono diventati uno strumento indispensabile per l'identificazione di disfunzione del cervello e cuore in modelli murini di malattia. Anche se tradizionalmente queste registrazioni sono state eseguite separatamente, qui descriviamo una tecnica per ECG, EEG e registrare video contemporaneamente in topi. Il metodo simultaneo di video-EEG-ECG dettagliato qui utilizza una configurazione di registrazione legato in cui l'elettrodo impiantato sulla testa del mouse è hard-wired all'apparecchio di controllo. Storicamente, questo legato, o cablato, configurazione è stato lo standard e più estesamente usato metodo per le registrazioni di EEG nei topi; Tuttavia, sistemi di telemetria wireless EEG sono stati sviluppati recentemente e stanno guadagnando nella popolarità16.
Rispetto ai sistemi wireless di EEG, la disposizione tethered possiede diversi vantaggi tecnici che possono rendere preferibile a seconda dell'applicazione desiderata. Tali vantaggi includono un numero maggiore di canali per la registrazione EEG o altri biopotentials; minori costi di elettrodo; disponibilità di elettrodo; meno suscettibilità per segnalare la perdita; e una maggiore larghezza di banda di frequenza (cioè., frequenza di campionamento) di registrazioni17. Fatto correttamente, il metodo di registrazione legato qui descritto è in grado di fornire alta qualità, priva di artefatti, ECG e di EEG dati contemporaneamente, insieme al video corrispondente per il monitoraggio del comportamento. Questi dati ECG e di EEG quindi possono essere estratta per identificare neurali, cardiache, o neurocardiac le anomalie quali i grippaggi, cambiamenti nel EEG di potenza dello spettro, blocchi di conduzione cardiaca (cioè., saltato battiti cardiaci) e cambiamenti nella variabilità di frequenza cardiaca. Per illustrare l'applicazione di questi metodi quantitativi di EEG-ECG, presentiamo un esperimento di esempio utilizzando un knockout Kcna1 (- / -) del mouse. Kcna1 topi - / - mancano tensione-gated KV 1.1 subunità α e di conseguenza presentano crisi epilettiche spontanee, disfunzione cardiaca e morte prematura, che li rende un modello ideale per la valutazione simultanea di EEG-ECG di deleteri associata a epilessia disfunzione neurocardiac.
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Protocol
Tutte le procedure sperimentali devono avvenire conformemente agli orientamenti di istituti nazionali di salute (NIH), come approvato dal vostro ente istituzionale Animal Care ed uso Committee (IACUC). I principali strumenti chirurgici necessari per questo protocollo sono mostrati nella Figura 1.
1. preparazione dell'elettrodo per l'impianto
- Posizionare il 10-presa femmina nanoconnector (cioè, l'elettrodo; Figura 2A) in una morsa da tavolo con 10 fili rivolto verso l'alto e il filo nero nella parte anteriore. Utilizzando una pinzetta, piegare verso il basso il primo filo (nero) a destra e il secondo filo (tan) a sinistra. Poi piegare verso il basso il rosso, fili di arancione, blu e viola alternando destra e sinistra (Figura 2B). Tagliare i fili gialli, verdi, bianchi e grigi alla base del loro attaccamento.
- Per preparare i cavi ECG, è necessario utilizzare un pennarello indelebile per fare segni sul filo viola a ~3.2 cm e ~3.5 cm dalla base dell'elettrodo e il filo blu al ~2.2 cm e ~2.5 cm (Figura 2). Togliere l'elettrodo dalla morsa ed esporre i filamenti d'argento tra le aree contrassegnate mettendo a nudo l'isolamento su un lato del filo con un bisturi (Figura 2D).
Nota: Raschiare i fili dovrebbe essere fatto sotto il microscopio. Deve essere usata cautela affinché che i filamenti d'argento non siano danneggiati come l'isolamento è raschiato via. - Posizionare l'elettrodo torna nella morsa. Apporre un pezzo di nastro biadesivo montaggio, pretagliato per la lunghezza e la larghezza dell'elettrodo, alla parte superiore dei cavi utilizzando un sottile strato di colla.
Nota: Prima di aderire il nastro, essere sicuri che i fili sono trovandosi pianamente, sporgenti ai lati e non attorcigliate uno sopra l'altro. - Tagliare i fili da utilizzare per EEG con un angolo leggermente a forma di V per una lunghezza di circa 7-9 mm, con l'abbronzatura e fili neri tagliati il più breve. Non tagliare i fili da utilizzare per ECG (Figura 2E).
- Pacchetto e sterilizzare l'elettrodo per un uso successivo.
2. preparare il Mouse per chirurgia
- Pesare il mouse. Iniettare una dose di 5 mg/kg di Carprofen per via sottocutanea (s.c.). Anestetizzare l'animale con un'iniezione intraperitoneale (i.p.) di Mouse anestetico Cocktail contenenti ketamina (80 mg/kg), xilazina (10 mg/kg) e acepromazina (1 mg/kg).
- Una volta che il mouse diventa anestetizzato, applicare una linea sottile di pomata oftalmica veterinaria per ogni occhio. Utilizzando un trimmer elettrico, Rasatura due piccole aree (~ 2 cm2) su entrambi i lati del tronco del mouse, corrispondente a dove i cavi ECG sarà impiantato (Figura 3A).
Nota: La zona rasata sul lato destro dovrebbe trovarsi in una posizione circa dorsolateral appena dietro il diritto "ascella" dell'animale. Sul lato sinistro, zona rasata dovrebbe trovarsi in un orientamento più ventrolateral lungo il lato dell'animale, ma circa 1 cm più posteriore rispetto all'area rasata sul lato destro (Figura 3A). - Rimuovere i capelli tagliati e pulire entrambe le aree rasate con una soluzione di clorexidina.
3. fissaggio dell'elettrodo al cranio
- Posizionare il mouse nella posizione incline sul palco del microscopio per dissezione e confermare la profondità adeguata dell'anestesia per l'assenza del riflesso del toe-pizzico.
Nota: Passaggi 3.2 a 5,6 dovrebbero essere fatto con l'aiuto di un microscopio. - Tenendo la testa costante tra il pollice e l'indice, parte la pelliccia giù il centro della testa tra le orecchie appena dietro gli occhi con un batuffolo di cotone imbevuto di alcool (Figura 3B).
Nota: Sebbene questo intervento dovrebbe essere fatto con una tecnica asettica, non è una procedura sterile poiché il cuoio capelluto non può essere rasato e il mouse deve essere manipolato durante l'intervento chirurgico. - Usando un bisturi, fare un'incisione del midline ~ 1 cm attraverso il cuoio capelluto tra la pelliccia parted da solo davanti alle orecchie solo tra gli occhi (Figura 3, D).
- Utilizzando il lato del bisturi o un applicatore con punta di cotone, raschiare delicatamente la membrana del muco sulla cima del cranio fino a quando l'osso appare asciutto.
- Cogliere la pelliccia intorno al perimetro dell'incisione formando un sottile bordo di pelle calvo. Rimuovere con cura qualsiasi pelliccia che potrebbe essere caduto nel campo chirurgico con un paio di pinze. Asciugare la superficie del cranio con un applicatore sterile con punta in cotone, applicando leggera pressione per alcuni secondi, se necessario.
- Fare quattro segni sul cranio con un pennarello indelebile sterilizzato presso i siti dove i fori della bava sarà forato (Figura 3E). Posizionare due marchi, uno su ogni lato della sutura sagittale anteriore al bregma, anteriore di circa 4 mm e 5 mm laterale al bregma (sopra corteccia frontale), per i fili di riferimento e terra. Posto un altro due marchi, uno su ogni lato della sutura sagittale posteriore di bregma, posteriore di circa 2 mm e 7 mm laterale al bregma (sopra corteccia parietotemporal), per i due fili di registrazione EEG.
Nota: Non si tratta di una chirurgia stereotassica e le distanze di cui sono approssimazioni che varieranno a seconda delle dimensioni del mouse. Accertarsi che i fori siano posizionati abbastanza lontano lateralmente per accogliere comodamente alla base dell'impianto di elettrodi che dovrà essere apposta al midline lungo la sutura sagittale (Figura 3F). - Utilizzando una micro punta sterile, fare piccoli fori alle ogni contrassegno con una punta di diametro 0,8 mm.
- Applicare una leggera pressione mentre foratura per creare piccole nicchie a ciascuno contrassegnato spot. Forare il cranio di pulsare la punta del trapano, come il foro si avvicina al completamento, facendo attenzione a non esercitare troppa pressione, che potrebbe portare a penetrare e danneggiare il tessuto cerebrale sottostante.
- Dopo che tutti i fori, pulire la zona con un applicatore con punta di cotone.
- Per aderire l'elettrodo alla parte superiore del cranio, rimuovere la protezione dal nastro biadesivo montaggio sull'elettrodo di carta. Applicare un sottile strato di colla sul nastro. Utilizzando un paio di pinze, togliere l'elettrodo dalla morsa. Orientatela tale che, quando posizionate lungo la sutura sagittale, i fili più brevi di EEG sono rostrali e i più lunghi fili di ECG sono caudali.
- Rispettare l'elettrodo al cranio sopra la sutura sagittale tra i fori (Figura 3F).
Nota: Il cranio deve essere completamente asciutto per la colla sull'elettrodo a bastone. Essere sicuri di non occludere i fori della bava nel cranio con l'elettrodo o la colla. - Brevemente, tenere l'elettrodo in posizione per garantire adesione al cranio e quindi consentire la colla si asciughi per 5-10 min.
- Rispettare l'elettrodo al cranio sopra la sutura sagittale tra i fori (Figura 3F).
4. l'impianto i cavi per ECG
- Ruotare il mouse leggermente sul suo lato destro, mantenendo la testa dritta. Prendere il lungo filo di ECG sul lato sinistro e si estende lungo il lato del mouse per zona rasata sul lato sinistro. Visualizzare dove sarà posizionato il filo esposto una volta esso è tunneled sotto la pelle.
Nota: Per riferimento, può essere fatto un piccolo segno sulla pelle con un pennarello indelebile. - Usando un bisturi, praticare un'incisione di ~ 1 cm nella pelle in corrispondenza della posizione dove verrà posizionato il filo esposto. Tenendo l'incisione aperta con forcipe Adson, utilizzare forcipe Dumont per allentare la pelle intorno l'incisione dal tessuto connettivo sottostante per formare una tasca per il filo. All'inizio il sito di incisione sul lato dell'animale, tunnel per via sottocutanea con un pezzo di tubo in polietilene sterile (che è stato preparato tagliandolo a ~ 6 cm di lunghezza con bordo smussato) fino a quando il bordo smussato si chiude l'incisione fatta sulla testa (< C0 > figura 4A, B).
- Alimentare il filo di ECG attraverso il tubo usando il forcipe Dumont (Figura 4). Durante la rimozione del tubo, è possibile afferrare il filo elettrodo con Adson da come esce l'incisione laterale. Tirare il filo teso (Figura 4).
- Fissare il cavo ECG suturando esso al tessuto sotto la pelle con Nylon 6-0 (Figura 4E). Con pinze e porta aghi Olsen-Hegar, applicare una sutura sopra i filamenti esposti e un'altra sutura prima o dopo la parte esposta.
- Tagliare il filo elettrodo circa 2-3 mm oltre l'ultima sutura e infilare l'estremità nella tasca di pelle formato precedentemente. Tirare insieme i due lati dell'incisione e chiudere con una clip di ferita applicato utilizzando porta aghi Crile-Wood (Figura 4F).
- Girare il mouse in modo che il naso è rivolta in direzione opposta. Con la testa ancora in posizione prona in posizione verticale, ruotare il mouse leggermente sul suo lato sinistro.
- Ripetere i passaggi precedenti per posizionare il filo di ECG controlaterale.
Nota: Per approssimare un piombo Configurazione registrazione di ECG II, l'ECG destra filo deve essere posizionato leggermente più dorsale ed anteriore di cavo del cavo ECG sinistra, che dovrebbe essere leggermente più ventrale e posteriore.
5. impiantare i fili per EEG
- Per impiantare i fili per EEG, posizionare il mouse Appartamento in posizione prona e tenere l'incisione di cuoio capelluto aperta con il pollice e l'indice della mano non dominante.
- Con una pinza, rimuovere qualsiasi pelliccia che stato tirato sotto la pelle della tubatura di. Se necessario, asciugare di nuovo il cranio con un applicatore con punta di cotone. Usando il forcipe Dumont, attentamente scoop e rimuovere eventuali detriti o coaguli di sangue che possono essere raccolte nei fori della bava.
- A partire con il foro più anteriore su un lato, piegate il filo che è più vicino a quel buco in modo che esso è posizionato direttamente sopra il foro ma non ancora inserita. Afferrare l'estremità inferiore del filo e alimentarlo più orizzontale possibile nel foro fino a ~ 2-3 mm del filo è sotto il cranio (Figura 5A).
Nota: I cavi devono giacere orizzontalmente tra il cranio e la superficie del cervello. I fili non dovrebbero impalare il cervello. - Con la fine del filo sicuro nel foro, delicatamente piegare verso il basso la parte rimanente del filo affinché si trova piatto contro il cranio.
- Continuare nello stesso modo con il filo posteriore sullo stesso lato. Ripetere per i cavi anteriori e posteriori sul lato opposto (figura 5B).
Nota: La configurazione di filo è illustrata nella Figura 5.
6. chiudere l'incisione di testa con cemento dentale
- Due misurini di polvere policarbossilato con ~ 5 gocce di liquido policarbossilato. Mescolare il composto con uno stuzzicadenti per fare una pasta con la viscosità desiderata.
Nota: I passaggi successivi 6.2-6.4 devono essere fatta rapidamente quanto il cemento dentale si asciuga entro 1 min dopo la miscelazione. - Pick up una grande goccia di pasta di cemento con lo stuzzicadenti e applicarlo intorno alla base dell'elettrodo inizio caudalmente (Figura 6A). Continuare intorno all'elettrodo consentendo al cemento a gocciolare sopra i fili formando un tappo attorno all'impianto (Figura 6B).
- Usando il forcipe Dumont, tirare la pelliccia ai bordi dell'incisione su sopra il tappo di cemento e premere insieme, facendo attenzione a non disturbare i fili impiantati sotto. Premere il tasto la pelliccia nel cemento per aiutare con chiusura.
- Sigillare l'incisione tra gli occhi da incollaggio la pelliccia con il cemento dentale (Figura 6).
7. favorire il recupero post-chirurgico
- Posizionare il mouse in una gabbia vuota su un pad termico circolanti. Monitorare il mouse finché riprende conoscenza e può mantenere il decubito sternale.
- Cappetta, casa del mouse singolarmente in una gabbia con gel idratante e palline dell'alimento posto al piano della gabbia. Home page la gabbia con un coperchio di micro-isolatore.
- Alla post-chirurgia 24h, iniettare (s.c.) il mouse con 5 mg/kg Carprofen.
- Consentire ≥ 48h di recupero post-chirurgico prima della registrazione.
8. registrazione EEG-ECG segnali da un Mouse Tethered
- A seguito del recupero, trasferire il mouse impiantato una camera di registrazione con pareti trasparenti per facilitare il controllo dei video. A tether (cioè, "plug in") il mouse (figura 7A), delicatamente ma con fermezza tenere il mouse in una mano mentre con l'altra mano per inserire il nanoconnector di 10 pin (maschio) con guida post nelle prese dell'impianto di elettrodi di EEG-ECG (femmina) sulla testa del mouse.
- Fissare il cablaggio sopra la camera attraverso un'asta di supporto, garantire c'è sufficiente margine di flessibilità nel filo per consentire il mouse per muoversi liberamente ma non così tanto che il cablaggio trascina al piano della camera.
- Collegare il cablaggio dalla nanoconnector a 10 pin per un'unità di interfaccia di acquisizione segnale computer connesso con video sincronizzato registrazione come raffigurato in figura 7B.
- Impostare le frequenze di campionamento per la registrazione deve essere ≥ 2 KHz per ECG e ≥ 500 Hz per EEG (cioè, almeno due volte la frequenza che si è interessata a studiare).
- Per una visione ottimale delle tracce segnale, applicare i seguenti filtri come fatto in precedenza18: un filtro notch di 60 Hz per tutti i dati, un filtro passa-alto banda basso e 0.3 Hz-75Hz per EEG e un filtro passa-alto 3-Hz per ECG.
- Registrare video simultanei ed EEG-ECG (Figura 7) e salvare i dati digitalizzati per analisi non in linea con software di elaborazione del segnale.
- Una volta completate le registrazioni, attentamente sganciare il mouse e restituirlo alla sua gabbia a casa.
9. analizzare le registrazioni di EEG
- Eseguire l'analisi di quantificazione del sequestro.
- Ispezionare visivamente l'intera registrazione EEG per identificare manualmente gli episodi di sequestro, definiti in questo modello come alto-ampiezza (almeno due volte la linea di base), scarichi elettrografici ritmici della durata superiore a 5 s (Figura 8A). Esaminare il video che corrisponde ai grippaggi elettrografici per identificare comportamenti associati a sequestro.
- Per calcolare la frequenza di sequestro (convulsioni/h), dividere il numero dei sequestri per il numero totale di ore di registrazione.
- Per calcolare la durata del sequestro, è possibile misurare il tempo trascorso dall'inizio della crisi elettrografica fino alla cessazione di spiking (Figura 8A).
- Per calcolare l'onere di sequestro, definito come il tempo trascorso, cogliendo ogni ora, somma delle durate di sequestro e dividere per le ore di registrazione complessiva.
- Eseguire l'analisi spettrale di pre- e post-ictal EEG.
- Selezionare un 30 min (o qualsiasi altra durata di tempo desiderato) segmento di peri-ictal EEG dati da meravigliarsi se l'episodio di sequestro deve essere esaminato. Esportare i dati grezzi (con le impostazioni di filtro rimosse) come un file di dati ASCII o alcuni altri file tipo compatibili con il software di spettro di potenza.
- Convertire il file ASCII in un file di testo utilizzando un'applicazione di editor di testo semplice.
- Aprire il file di testo risultante del segmento EEG nel potere spettro software e specificare le seguenti impostazioni: "Ignora linee non numerici"; "virgola come delimitatore di dati"; e 1000 Hz frequenza di campionamento predefinita.
- Una volta che il segnale EEG apparirà nel software di spettro di potenza nel suo rispettivo canale, fare clic sul menu a discesa canale e selezionare "filtro digitale." Applicare filtri passa-banda digitale corrispondente all'intervallo di frequenza desiderata per essere analizzati.
- Aprire "Vista spettro" dal pannello dei menu, selezionare l'apposito canale di visualizzazione EEG da analizzare e quindi fare clic su "Impostazioni". Sotto "Impostazioni", specificare i seguenti parametri per lo spettrogramma e fare clic su "Chiudi" per generare lo spettrogramma (Figura 8): dimensione FFT: 8192, finestra dati: Welch, sovrapposizione di finestra: 93,75%, modalità di visualizzazione: densità di potenza, spettrogramma colori: arcobaleno, Lol di colori: 64, con una media di PSD: 1, componente di frequenza Rimuovi zero: controllato come "on".
- Regolare la scala colorimetrica per una visualizzazione ottimale di spettrogramma.
- Aprire "Analysis Manager" dal menu pannello. Fare clic su "+ nuova analisi" per creare due analisi (analisi 1 e analisi 2), che corrisponderanno ai segmenti pre- e post-ictal EEG per essere analizzati. Specificare i segmenti desiderati di pre- e post-convulsiva su spettrogramma e associarli con analisi 1 e analisi 2, rispettivamente.
Nota: Solo i dati EEG senza rumore e artefatti dovrebbero essere considerati e periodi delle registrazioni EEG con manufatti significativi dovrebbero essere rimossa dall'analisi. - Una volta creati i segmenti di analisi, è possibile aprire "Visualizzazione dati Pad" dal menu del pannello. Fare clic sul relativo canale EEG per aprire il menu "Dati Pad colonna Setup" per quel canale.
- In "Installazione di colonna di Data Pad", selezionare l'opzione per "Spettro" e poi selezionare "Percentuale totale potenza."
- In "Dati Pad colonna Setup", fare clic su "Opzioni" e specificare l'intervallo di frequenza da esaminare. Fare clic su "OK" in "Opzioni di rilievo dati spettro" e nel "Dati Pad colonna Setup", e il potere di percentuale (%) per la banda di frequenza specificata verrà visualizzati nella visualizzazione dati Pad per il segmento di analisi selezionata (cioè, analisi 1 o 2 analisi) come specificato nella " Analysis Manager. "
Nota: La % di potenza, o potere relativo, di ogni banda è espresso come percentuale della potenza spettrale totale all'interno della gamma di frequenza specificata. - Ripetere il passaggio precedente per ogni banda di frequenza da analizzare.
Nota: Spesso utilizzato gamme per le cinque bande di frequenza EEG principali includono18: δ-banda = 0,5-3 Hz, - band = 3,5-7 Hz, α-banda = 8-12 Hz, β-banda = 13-20 Hz e γ-band = 21-50 Hz.
10. analizzando le registrazioni ECG
- Quantificare i battiti cardiaci saltato.
- Ispezionare visivamente l'intera registrazione ECG per identificare manualmente i battiti cardiaci saltato, definiti come un prolungamento dell'intervallo RR pari intervallo ≥ 1,5 volte il precedente R-R, che è associata spesso con un indicativo di onda P non condotta di atrioventricolare blocchetto di conduzione (Figura 9A).
- Per calcolare la frequenza dei battiti cardiaci saltato all'ora, dividere il numero totale di battiti saltati durante la sessione di registrazione per la durata totale di ore di registrazione.
- Eseguire analisi di variabilità (HRV) di frequenza cardiaca.
- Nel software di acquisizione dati, è necessario modificare le impostazioni di registrazione per 1 epoca per il canale di ECG. Generare i segmenti di parser per le registrazioni ECG: un ECG 5-min segmento ogni 3 ore durante il periodo di luce-fase di 12 ore, per un totale di 4 segmenti.
Nota: Le registrazioni ECG selezionate per l'analisi dovrebbero essere durante i periodi quando l'animale è fermo e i dati sono liberi di artefatti di movimento. - Generare un foglio di calcolo dei valori di intervallo di R-R da ECG analizzato selezionato segmenti facendo clic su "Salva dati analizzati derivati". Esaminare il foglio di calcolo per eventuali dati mancanti o dati danneggiati e rimuovere tutti gli altri valori numerici, ad eccezione di dati di intervallo di R-R. Salvare questo foglio di lavoro modificato come un file di testo selezionando l'opzione per "delimitato da tabulazione."
- Aprire il file di testo come un file ASCII personalizzato nel software HRV, specificare le seguente opzioni: numero di righe di intestazione: 0, separatore di colonna: scheda / spazio, tipo di dati: RR, colonna di dati: 1, unità di dati: ms e la colonna di indice di tempo: nessuno.
- Nella sezione preferenze del menu, impostare le opzioni come descritto di seguito.
- Impostare le opzioni di analisi come accennato. Intervallo di R-R detrending, detrending metodo: smoothn priori, lisciatura parametro: 500, HRV frequenza bande19, frequenza molto bassa: 0-0,15 Hz, bassa frequenza: 0.15-1.5 Hz e ad alta frequenza: 1.5-5 Hz
- Configurare le impostazioni avanzate come accennato. Opzioni di stima dello spettro, interpolazione di RR serie: 20Hz, punti nel dominio della frequenza: 500 punti/Hz, spettro FFT utilizzando metodi di Welchs periodogramma, Larghezza finestra: 32s e sovrapposizione di finestra: 50%
- Eseguite l'analisi HRV per generare valori di analisi del dominio di tempo per dire RR, RR STD (cioè, SDNN), i valori di analisi dominio RMSSD e frequenza per potenza HF, LF potenza e il rapporto di potenza LF/HF. Se lo si desidera, è possibile salvare i risultati come file PDF.
- Nel software di acquisizione dati, è necessario modificare le impostazioni di registrazione per 1 epoca per il canale di ECG. Generare i segmenti di parser per le registrazioni ECG: un ECG 5-min segmento ogni 3 ore durante il periodo di luce-fase di 12 ore, per un totale di 4 segmenti.
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Representative Results
Per illustrare come analizzare i dati di registrazioni di EEG-ECG per identificare le anomalie neurocardiac, i risultati vengono visualizzati per una registrazione EEG-ECG 24-h di un Kcna1–del mouse/– (2 mesi). Questi animali mutanti, che sono progettati per mancanza tensione-gated KV 1.1 α-subunità codificata dal gene Kcna1 , sono frequentemente usato modello genetico di epilessia, poiché esibiscono inizio attività affidabile e frequenti grippaggio tonico-clonic generalizzato a circa 2-3 settimane di età20. In aggiunta ai sequestri spontanei, Kcna1–/– topi mostrano anche la morte prematura in coincidenza con l'esordio dell'epilessia, così come interictal e disfunzione cardiaca associato sequestro21, 22. Pertanto, Kcna1–/– topi sono spesso utilizzati per studiare i potenziali processi patofisiologici alla base la morte inattesa improvvisa nell'epilessia (SUDEP), la principale causa di epilessia-relativi mortalità, che è creduta per comprendere la relazione con il sequestro di arresto cardiorespiratorio, a partire da ancora, capito male meccanismi23.
In questo esperimento, la componente di EEG delle registrazioni da Kcna1–/– del mouse ha mostrato frequenti grippaggi spontanei che si osservano in genere come un grande sovraccarico iniziale all'inizio di grippaggio seguita da breve tensione depressione, transitioning alta ampiezza spiking e terminante con raffica modelli di soppressione (Figura 8A). Utilizzando il video registrato contemporaneamente, questi grippaggi elettrografici sono stati trovati in concomitanza con il grippaggio-come comportamenti, caratterizzati da clono allevamento e degli arti anteriori, che successivamente ha sviluppato le convulsioni tonico-clonic pieno-corpo. Di nota, uno dei principali vantaggi di EEG è la capacità di identificare i grippaggi elettrografici "silenziosi" che non sono associati a comportamenti evidenti, che significa che sarebbe saltati da un osservatore segnando i grippaggi basati sul comportamento da solo. La quantificazione dell'incidenza di grippaggio in questo particolare Kcna1–/– del mouse ha rivelato 15 sequestri durante il periodo di 24-ore di registrazione (Figura 8B). La durata di questi grippaggi una media di ~ 60 s, che vanno da circa 15-105 s (Figura 8B). Per dimostrare l'analisi della densità spettrale relativa del periodo pre- e post-convulsiva, un sequestro della durata di 80-s è stato selezionato per la valutazione utilizzando il software di spettro di potenza e uno spettrogramma peri-ictale generati (Figura 8). Il post-convulsiva spettrale relativa della banda di frequenza di delta è stato aumentato di ~ 50% rispetto alla linea di base pre-ictal (Figura 8). Inoltre, il potere relativo post-convulsiva gli altri superiori EEG delle bande di frequenza hanno esibito le diminuzioni corrispondente rispetto al periodo pre-ictal (Figura 8). L'aumento nell'alimentazione post-convulsiva delta e le diminuzioni in post-convulsiva potere delle altre bande sono indicativi di EEG rallentando, una caratteristica delle crisi lunghe e severe in questo modello18.
Analizzando il componente di ECG della registrazione da Kcna1–/– mouse, il numero di battiti cardiaci saltato interictal è stato contato manualmente come descritto in precedenza. La frequenza dei battiti cardiaci saltato in questo Kcna1–/– del mouse era 5,84/h (tabella 1), che è un > aumento di 5 volte rispetto ai topi WT nella nostra precedente studi18,21. Nell'ECG di Kcna1–/– topi, battiti cardiaci saltato spesso mostrano un'onda P non è seguita da un QRS complesso, come mostrato in Figura 9A, che indica un blocco di conduzione di atrioventricolare (AV)21. Successivamente, utilizzando il software HRV, HRV è stato analizzato per fornire una misura dell'influenza del sistema nervoso autonomo sulla funzione cardiaca in questo animale. Le seguenti misure di dominio di tempo di HRV sono state calcolate per il Kcna1–del mouse/– : la deviazione standard degli intervalli beat-to-beat (SDNN), che è un indice della variabilità totale autonoma; e quadratico medio delle successive beat-to-beat differenze (RMSSD), che è un indice del tono parasimpatico. 24 utilizzando i segnale acquisizione software-R-R intervallo valori generati per il Kcna1–/– del mouse (figura 9B), il software HRV calcola una frequenza cardiaca di 737 battiti/min (tabella 1) , che è simile ai topi WT in nostri studi precedenti18. Sono stati calcolati i valori SDNN e RMSSD a 2,4 ms e ms 3,2, rispettivamente (tabella 1), che sono circa 2 - 3 volte superiore a un normale WT mouse18. Il tempo elevato indicano misure HRV di dominio in questo Kcna1–del mouse/– aumento del tono parasimpatico, suggerendo controllo autonomo anormale del cuore. Successivamente, abbiamo utilizzato il software HRV per calcolare i seguenti valori di HRV nel dominio della frequenza, che sono riassunti nella tabella 1: la percentuale di potenza di bassa frequenza (LF); la percentuale di potenza ad alta frequenza (HF); e il rapporto LF/HF. I componenti di HF sono pensati per riflettere la modulazione parasimpatica, considerando che i componenti di LF sono pensati per riflettere che una combinazione di simpatici e parasimpatici influenze25. Il rapporto LF/HF viene utilizzato per acquisire il relativo equilibrio di attività parasimpatica e simpatica.
Infine, oltre alla derivazione misure quantitative di disfunzione neurale e cardiaca, le registrazioni di EEG-ECG possono anche essere analizzate qualitativamente per il rapporto temporale fra le anomalie di ECG e di EEG per identificare potenziali neurocardiac disfunzione , come fatto in precedenza21,26. Ad esempio, quando i grippaggi o gli scarichi epileptiform interictal sono identificati nel EEG, ECG corrispondente possono essere ispezionate per le anomalie cardiache, come blocchi di conduzione o aritmia, che possono essere evocate dall'attività del cervello epilettico. Kcna1–/– topi, grippaggi rievocano talvolta bradicardia o asistolia che può progredire a letalità21,22. In un altro modello di epilessia, il topo mutante Kcnq1 , blocchi di conduzione e Asistolie si verificano in concomitanza con gli scarichi interictal di EEG, suggerendo che esse rappresentino una conseguenza patologica neurocardiac interazione26. Così, le registrazioni simultanee di EEG ed ECG forniscono un quadro più completo dell'interazione tra il cervello e il cuore, che è particolarmente importante nell'epilessia poiché i grippaggi possono evocare disfunzione cardiaca potenzialmente letale.
Figura 1. Strumenti chirurgici necessari per la procedura. (1) lama chirurgica #15; manico per bisturi (2) #3; Adson da (3) ; (4) Olsen-Hegar porta aghi; (5) ottimi forbici; Forcipe di Dumont n. 7 (6) ; (7) Michel ferita clip; Porta-aghi Crile-Wood (8) ; (9) micro trapano con punta di 0,8 mm; Tagliabordi elettrico (10) . Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2. Preparazione dell'elettrodo per l'impianto. (A) esempio di un 10-presa femmina nanoconnector (cioè, elettrodo). (B) l'elettrodo nella morsa da tavolo con i fili per essere impiantati per ECG e di EEG piegati verso il basso. I colori dei fili sono indicati. I fili rimanenti, che sono rivolte verso l'alto, saranno tagliati fuori. L'inserto mostra una vista ingrandita dei fili che fuoriescono l'elettrodo. (C) marcatura cavo ECG blu per indicare dove di togliere l'isolamento. (D) usando un bisturi di togliere l'isolamento dei fili rivelando i filamenti d'argento all'interno. (E) la configurazione finale dell'elettrodo preparato, mostrando l'EEG profilati cavi e i fili di ECG spogliati con il nastro di montaggio aderito alla parte superiore. L'inserto mostra una vista ingrandita del nastro di montaggio e i fili che fuoriescono l'elettrodo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3. Allegato chirurgica dell'elettrodo al cranio. (A) esempio di un mouse con i lati rasati (indicato dalle frecce) per ECG filo l'impianto. (B) divisione della pelliccia tra gli occhi e le orecchie a fare un percorso per incisione. (C) usando un bisturi per fare un'incisione del cuoio capelluto. (D) l'incisione del cuoio capelluto. (E) esempio di quattro marchi sul cranio utilizzato per indicare siti trapano. (F) posizionamento dell'elettrodo sul cranio dopo aver praticato i fori della bava. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4. Tunneling e l'impianto dei cavi ECG. (A) esempio di un tubo di polietilene che è stato tagliato a circa 6 cm e smussato su un'estremità per facilitare sottocutaneo di tunneling. Tunneling (B) per via sottocutanea con il tubo di polietilene inizio presso il sito di incisione laterale. (C) il cavo di ECG di alimentazione dall'elettrodo sulla testa attraverso il tubo. (D) tirando il filo teso dopo la rimozione del tubo. (E) l'applicazione di una sutura per la parte esposta non isolata del cavo ECG per tenerlo in posizione sul tessuto sottostante. (F) chiusura dell'incisione laterale con una clip di ferita. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5. Impiantare i fili di EEG. (A) afferrare il filo rosso di EEG e alimentandola orizzontalmente nel foro della bava nel cranio, dopo la disposizione del nero filo di terra. (B) la configurazione finale del nanoconnector e fili dopo l'impianto. Massa (GND) cavi e fili di visualizzando schematici (C) posizionamento del EEG bilaterale ed ECG, così come di riferimento (REF). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Nella figura 6. L'incisione testa di chiusura. (A) applicazione del cemento dentale intorno alla base dell'elettrodo inizio caudalmente e procedendo rostralmente. (B) esempio del tappo di cemento dentale che circondano l'intera nanoconnector e fili, immediatamente prima della chiusura definitiva dell'incisione. (C) esempio dell'incisione sigillato finale. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 7. Registrazione di segnali video EEG-ECG. (A) esempio di un legato del mouse durante la registrazione. Schema (B) Mostra la configurazione di apparecchiature per il sistema di registrazione video-EEG-ECG in vivo legato. Il cablaggio da un 10-pin maschio nanoconnector, che inserisce la femmina nanoconnector impiantato sul cranio, è saldato alla cavi femminile 1,5 mm, che sono collegati a un'interfaccia di 12 canali isolato bio-potenziale pod. Questo pod è quindi collegato tramite un cavo di collegamento seriale ad un modulo di comunicazione digitale (DCOM), digitalizzato che trasferisce i dati ad un'unità di interfaccia di acquisizione di segnale (ACQ) che è collegato a un computer desktop con software di acquisizione dati. Video viene acquisito anche contemporaneamente utilizzando una videocamera di rete posizionata di fuori di ed adiacente alla gabbia. La fotocamera è collegata al computer tramite un potere sopra Ethernet switch intelligente. (C) rappresentante tracce di ECG e di EEG tipico segnale dati con i seguenti filtri applicati: tacca di 60 Hz, 75 Hz bassa e 0.3 Hz passa alto banda filtri per EEG; e un filtro passa-alto 3-Hz per ECG. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 8. Analisi dei segnali EEG. Traccia di un EEG (A) con un rappresentanza grippaggio spontaneo in un Kcna1–/– mouse. (B) trama le durate di tempo di ogni grippaggio osservato durante la sessione di registrazione 24-h al Kcna1–/– mouse. Il bar corrispondono alla media ± deviazione standard. (C) Peri-ictale spettrogramma mostrando la densità di alimentazione e frequenza prima, durante e dopo il grippaggio rappresentativo. (D) confronto tra il potere relativo a ciascuna banda di frequenza di EEG durante i periodi pre- e post-convulsiva rivela un aumento di potenza relativa delta e diminuisce in theta, alfa, beta e gamma potenza. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Nella figura 9. Analisi di segnali ECG. (A) una traccia ECG esempio da un Kcna1–/– mouse Mostra ritmo sinusale normale precede un blocco di conduzione atrioventricolare, che si manifesta come un'onda P non è seguita da un QRS complesso. Un onda P, complesso QRS e intervallo di R-R sono etichettati per riferimento. (B) un terreno rappresentativo di una serie di intervalli R-R ottenuti dalla registrazione ECG della Kcna1–/– mouse mostrando le fluttuazioni nel tempo tra i battiti. La linea rossa indica la bassa frequenza componenti di tendenza che ottenere rimosso dalla serie di intervallo di R-R seguendo detrending. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Saltato il cuore batte / h | Variabilità della frequenza cardiaca (HRV) | |||||
| Dominio del tempo | Dominio della frequenza | |||||
| HR | SDNN | RMSSD | LF | HF | Rapporto LF/HF | |
| (battiti/min) | (ms) | (ms) | (%) | (%) | ||
| 5,84 | 736.8 | 2.4 | 3.2 | 52.27 | 46,38 | 1.127 |
Tabella 1. Quantificazione del cuore saltato batte, frequenza cardiaca (HR) e la variabilità della frequenza cardiaca (HRV) in un Kcna1–/– mouse. Sono date le seguenti misure di dominio di tempo di HRV: deviazione standard degli intervalli beat-to-beat (SDNN) e il medio quadrato della radice delle differenze successive di beat-to-beat (RMSSD). Nel dominio della frequenza, le seguenti misure HRV sono illustrate: percentuale di potenza di bassa frequenza (LF %); percentuale di potenza ad alta frequenza (HF %); e il rapporto di potere di bassa frequenza di potenza ad alta frequenza (rapporto LF/HF).
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Discussion
Per ottenere registrazioni di EEG-ECG di alta qualità che sia esente da artefatti, dovrebbero essere prese tutte le precauzioni per prevenire la degradazione o allentamento dell'elettrodo impiantato e fili. Come un impianto per testa del EEG si allenta, dei contatti dei fili con il cervello si degrada leader per le ampiezze in diminuzione del segnale. Gli impianti allentati o povero filo contatti possono anche causare distorsione dei segnali elettrici, introducendo artefatti di movimento e rumore di fondo per le registrazioni. Per evitare potenziali allentamento dell'impianto testa, applicare una generosa quantità di cemento dentale intorno alla base dell'impianto quando si chiude l'incisione del cuoio capelluto per garantire la massima resistenza e adesione. Dovrebbe anche prestare attenzione a garantire la rimozione completa della pelliccia dal cranio, poiché i resti pelliccia possono causare infiammazione post-chirurgica portando a gonfiore intorno all'impianto e prematuro distacco dell'impianto. Nel corso del tempo, gli impianti di testa hanno il potenziale per allentare a causa dello stress connesso con ripetute collegare e scollegare dell'animale. Pertanto, se possibile, tentare di ridurre al minimo il numero di volte che l'animale è collegato/scollegato effettuando registrazioni di lunga durata singolo piuttosto che le registrazioni multiple di breve durata. Un'altra fonte potenziale di danno postsurgical implantare e conseguente pregiudizio animale è contatto fisico tra l'impianto e il wiretop in gabbia dell'animale a casa. Per eliminare la necessità di wiretops, cibo pellet e gel idratante può essere posto al piano gabbia. Infine, per mantenere l'integrità dei cavi ECG, dovrebbe essere minimizzati manipolazione dell'animale, soprattutto lungo i lati del corpo dove eseguono i cavi ECG.
In aggiunta alla degradazione dei contatti dell'impianto o filo, un'altra complicazione potenziale di una configurazione di registrazione tethered è la possibilità dell'animale staccato (cioè, scollegato o sganciato) durante un esperimento che conduce alla perdita del segnale. Distacco può essere particolarmente fastidioso per i topi che sperimentano gravi crisi convulsive con in esecuzione e rimbalzare. Per ridurre al minimo la probabilità del mouse staccato, ottimizzare il margine di flessibilità nella lombata di filo. La lunghezza di filo migliore è di solito un equilibrio tra fornire abbastanza margine di flessibilità per l'animale esplorare tutti gli angoli della gabbia ma non così poco che c'è inutile tensione dei fili che potrebbero favorire il distacco. Nel determinare la lunghezza del filo ottimale, assicurarsi che non c'è molto margine di flessibilità che il mouse può masticare prontamente sul filo, che può portare a perdita di segnale se il filo è rotto. Utilizzando elettrodi nanoconnector impianti con almeno 10-fili (cioè, 10-pin presa coppie) è anche importante per fornire maggiore stabilità alla connessione cablata, come nanoconnectors con meno di 10-fili tendono a sganciare più frequentemente. Per ridurre ulteriormente la probabilità dell'animale staccato, questo protocollo può essere modificato facilmente collegando i fili dalla testa del mouse a un commutatore di basso-coppia di torsione sospeso sopra la camera di registrazione. Il commutatore funziona ruotando come il mouse si muove alleviare l'accumulo di tensione torsionale nel filo, impedendo così il mouse da scollegare.
Un punto di forza di questo protocollo di video-EEG-ECG tethered è la capacità di modificare il metodo per ulteriori applicazioni. Come descritto qui, soltanto sei dei cavi degli dieci elettrodi disponibili sono utilizzate. Tuttavia, i restanti quattro fili potrebbero essere impiantati anche come un EEG quattro ulteriori conduce per fornire la migliore risoluzione spaziale dell'attività cerebrale. In alternativa, due dei fili inutilizzati potrebbe essere suturato nei muscoli del collo per registrare l'elettromiogramma (EMG), che fornisce una misura dell'attività muscolare che, in combinazione con EEG, è importante per determinare lo stato di sonno/veglia. Un'altra modifica possibile sarebbe quella di registrare l'animale in una camera di pletismografia del corpo intero che è modificata per accogliere il tether filo. Pletismografia, pressione piccole modifiche associate con ispirazione e scadenza sono convertiti in forme d'onda respiratorie. Di conseguenza, incorporando pletismografia, è tecnicamente possibile ottenere una registrazione simultanea di video, EEG, ECG, EMG e la respirazione, che rappresenterebbe una lettura delle attività comportamento e cervello, cuore, muscolo e del polmone. Tali registrazioni fisiologiche completa in vivo sono praticamente impossibili nella telemetria sistemi di oggi rendendo l'approccio legato qui descritto uno strumento particolarmente potente per l'interrogazione simultanea di più BCI in topi.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato supportato da cittadini Uniti per la ricerca nell'epilessia (concessione numero 35489); il National Institutes of Health (concedere numeri R01NS100954, R01NS099188); e una borsa di studio post-dottorato di Louisiana State University Health Sciences Center Malcolm Feist.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| VistaVision stereozoom dissecting microscope | VWR | ||
| Dolan-Jenner MI-150 microscopy illuminator, with ring light | VWR | MI-150RL | |
| CS Series scale | Ohaus | CS200 | for weighing animal |
| T/Pump professional | Stryker | recirculating water heat pad system | |
| Ideal Micro Drill | Roboz Surgical Instruments | RS-6300 | |
| Ideal Micro Drill Burr Set | Cell Point Scientific | 60-1000 | only need the 0.8-mm size |
| electric trimmer | Wahl | 9962 | mini clipper |
| tabletop vise | Eclipse Tools | PD-372 | PD-372 Mini-tabletop suction vise |
| fine scissors | Fine Science Tools | 14058-11 | ToughCut, Straight, Sharp/Sharp, 11.5 cm |
| Crile-Wood needle holder | Fine Science Tools | 12003-15 | Straight, Serrated, 15 cm, with lock - For applying wound clips |
| Dumont #7 forceps | Fine Science Tools | 11297-00 | Standard Tips, Curved, Dumostar, 11.5 cm |
| Adson forceps | Fine Science Tools | 11006-12 | Serrated, Straight, 12 cm |
| Olsen-Hegar needle holder with suture cutter | Fine Science Tools | 12002-12 | Straight, Serrated, 12 cm, with lock |
| scalpel handle #3 | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| surgical blades #15 | Havel's | FHS15 | |
| 6-0 surgical suture | Unify | S-N618R13 | non-absorbable, monofilament, black |
| gauze sponges | Coviden | 2346 | 12 ply, 7.6 cm x 7.6 cm |
| cotton-tipped swabs | Constix | SC-9 | 15.2-cm total length |
| super glue | Loctite | LOC1364076 | gel control |
| Michel wound clips, 7.5mm | Kent Scientific | INS700750 | |
| polycarboxylate dental cement kit | Prime-dent | 010-036 | Type 1 fine grain |
| tuberculin syringe | BD | 309623 | |
| polyethylene tubing | Intramedic | 427431 | PE160, 1.143 mm (ID) x 1.575 mm (OD) |
| chlorhexidine | Sigma-Aldrich | C9394 | |
| ethanol | Sigma-Aldrich | E7023-500ML | |
| Puralube vet ointment | Dechra Veterinary Products | opthalamic eye ointment | |
| mouse anesthetic cocktail | Ketamine (80 mg/kg), Xylazine (10 mg/kg), and Acepromazine (1 mg/kg) | ||
| carprofen | Rimadyl (trade name) | ||
| HydroGel | ClearH20 | 70-01-5022 | hydrating gel; 56-g cups |
| Ponemah software | Data Sciences International | data acquisition and analysis software; version 5.2 or greater with Electrocardiogram Module | |
| 7700 Digital Signal conditioner | Data Sciences International | ||
| 12 Channel Isolated Bio-potential Pod | Data Sciences International | ||
| fish tank | Topfin | for use as recording chamber; 20.8 gallon aquarium; 40.8 cm (L) X 21.3 cm (W) X 25.5 cm (H) | |
| Digital Communication Module (DCOM) | Data Sciences International | 13-7715-70 | |
| 12 Channel Isolated Bio-potential Pod | Data Sciences International | 12-7770-BIO12 | |
| serial link cable | Data Sciences International | J03557-20 | connects DCOM to bio-potential pod |
| Acquisition Interface (ACQ-7700USB) | Data Sciences International | PNM-P3P-7002 | |
| network video camera | Axis Communications | P1343, day/night capability | |
| 8-Port Gigabit Smart Switch | Cisco | SG200-08 | 8-port gigabit ethernet swith with 4 power over ethernet supported ports (Cisco Small Business 200 Series) |
| 10-pin male nanoconnector with guide post hole | Omnetics | NPS-10-WD-30.0-C-G | electrode for implantation on the mouse head |
| 10-socket female nanoconnector with guide post | Omnetics | NSS-10-WD-2.0-C-G | connector for electrode implant |
| 1.5-mm female touchproof connector cables | PlasticsOne | 441 | 1 signal, gold-plated; for connecting the wiring from the head-mount implant to the bio-potential pod |
| soldering iron | Weller | WESD51 BUNDLE | digital soldering station |
| solder | Bernzomatic | 327797 | lead free, silver bearing, acid flux core solder |
| heat shrink tubing | URBEST | collection of tubing with 1.5- to 10-mm internal diameters | |
| heat gun | Dewalt | D26960 | |
| mounting tape (double-sided) | 3M Scotch | MMM114 | 114/DC Heavy Duty Mounting Tape, 2.54 cm x 1.27 m |
| desktop computer | Dell | recommended minimum requirements: 3rd Gen Intel Core i7-3770 processor with HD4000 graphics; 4 GB RAM, 1 GB AMD Radeon HD 7570 video card; 1 TB hard drive; Windows 7 OS | |
| permanent marker | Sharpie | 37001 | black color, ultra fine point |
| toothpicks | for mixing and applying the polycarboxylate dental cement | ||
| LabChart Pro software | ADInstruments | power spectrum software; version 8.1.3 or greater | |
| Kubios HRV software | Univ. of Eastern Finland | HRV analysis software; version 2.2 | |
| Notepad | Microsoft | simple text editor software |
References
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