Vidéo-EEG-ECG simultané de surveillance afin d’identifier la dysfonction Neurocardiac dans des modèles murins de l’épilepsie

Summary

Nous présentons ici un protocole pour enregistrer le cerveau et coeur bio signaux chez les souris en utilisant la vidéo simultané, électroencéphalographie (EEG) et Électrocardiographie (ECG). Nous décrivons également des méthodes pour analyser les enregistrements EEG-ECG qui en résulte pour les saisies, puissance spectrale EEG, la fonction cardiaque et variabilité de fréquence cardiaque.

Abstract

Dans l’épilepsie, convulsions peuvent évoquer des troubles du rythme cardiaque tels que les variations du rythme cardiaque, des blocs de conduction, asystoles et arythmies, qui peuvent potentiellement augmenter le risque de la mort subite inattendue dans l’épilepsie (MSIE). Électrocardiographie (ECG) et l’électroencéphalographie (EEG) sont des outils de diagnostic cliniques largement utilisés pour surveiller anormale du cerveau et des rythmes cardiaques chez les patients. Ici, on décrit une technique pour enregistrer simultanément vidéo, EEG et un électrocardiogramme chez les souris au comportement de mesure, le cerveau et activités cardiaques, respectivement. La technique décrite ici utilise un captif (c.-à-d.filaire) enregistrement de configuration dans laquelle l’électrode implantée sur la tête de la souris est câblé à l’appareil de contrôle. Par rapport à la télémétrie sans fil systèmes d’enregistrement, l’arrangement captif possède plusieurs avantages techniques comme un plus grand nombre possible de canaux pour l’enregistrement EEG ou autres biopotentiels ; réduire les coûts électrode ; et une plus grande bande passante (c.-à-d., fréquence d’échantillonnage) d’enregistrements. Les bases de cette technique peuvent également être facilement modifiées pour tenir compte d’enregistrement autre unité, tels que l’électromyographie (EMG) ou la pléthysmographie pour évaluation de muscle et l’activité respiratoire, respectivement. En plus de décrire comment effectuer les enregistrements EEG-ECG, nous détaillons également des méthodes pour quantifier les données obtenues pour les saisies, EEG spectrale d’énergie, la fonction cardiaque et la variabilité de fréquence cardiaque, qui nous montrent dans une expérience d’exemple à l’aide d’une souris avec épilepsie en raison de la délétion du gène Kcna1 . Vidéo-EEG-ECG de surveillance dans des modèles murins d’épilepsie ou d’autres maladies neurologiques fournit un outil puissant pour identifier un dysfonctionnement au niveau du cerveau, cœur ou les interactions de cerveau-cœur.

Introduction

Électroencéphalographie (EEG) et Électrocardiographie (ECG) sont des techniques puissantes et largement utilisés pour l’évaluation in vivo de cerveau et la fonction cardiaque, respectivement. EEG est l’enregistrement de l’activité électrique cérébrale en attachant des électrodes sur le cuir chevelu¹. Le signal enregistré avec EEG non invasif représente les fluctuations de la tension résultant de la somme potentiels postsynaptiques excitateurs et inhibiteurs générées principalement par les neurones pyramidaux du cortex^1,2. EEG est le plus commun test diagnostique pour évaluer et gérer les patients atteints d’épilepsie^3,4. Il est particulièrement utile lorsque des crises d’épilepsie se produisent sans manifestations comportementales convulsives évidentes, telles que les crises d’absence ou de non convulsif état de mal épileptique^5,6. À l’inverse, non-épilepsie associés conditions qui mènent à des épisodes convulsifs ou perte de conscience peuvent être diagnostiquée à tort comme des crises d’épilepsie sans surveillance vidéo-EEG⁷. En plus de son utilité dans le domaine de l’épilepsie, EEG est également largement utilisé pour détecter l’activité anormale du cerveau associée aux troubles du sommeil, troubles de la mémoire et transmissibles, ainsi que de compléter l’anesthésie générale pendant les chirurgies^{2 , 8 , 9}.

Contrairement à l’EEG, ECG (ou EKG telle qu’elle est parfois abrégé) est l’enregistrement de l’activité électrique du coeur¹⁰. ECG est généralement effectués en attachant des électrodes aux extrémités de la branche et la paroi thoracique, qui permet de détecter les variations de la tension générée par le myocarde au cours de chaque cycle cardiaque de la contraction et la relaxation de^10,11. Les principaux composants de forme d’onde ECG d’un cycle cardiaque normal comprennent l’onde P, le complexe QRS et l’onde T, qui correspond à la dépolarisation auriculaire, ventriculaire dépolarisation et la repolarisation ventriculaire, respectivement^{10, 11}. monitoring ECG est couramment utilisé pour identifier des arythmies cardiaques et des anomalies de la conduction cardiaque système¹². Chez les patients épileptiques, l’importance d’utiliser des ECG pour identifier les arythmies potentiellement mortelle est amplifié car ils courent un risque considérablement accru d’arrêt cardiaque, mais aussi la mort subite inattendue dans l’épilepsie^{13, 14,15}.

En plus de leurs applications cliniques, enregistrements EEG et ECG sont devenues un outil indispensable pour l’identification des dysfonctionnement de cerveau et le coeur dans des modèles murins de la maladie. Bien que traditionnellement ces enregistrements ont été effectués séparément, nous décrivons ici une technique pour ECG, EEG et enregistrer des vidéos en même temps chez la souris. La méthode simultanée de vidéo-EEG-ECG détaillée ici utilise une configuration d’enregistrement captif dans laquelle l’électrode implantée sur la tête de la souris est câblé à l’appareil de contrôle. Historiquement, cela attachés ou câblé, configuration a été la norme et plus largement utilisé de méthode pour les enregistrements EEG chez la souris ; Cependant, des systèmes de télémétrie EEG sans fil ont également été développés récemment et gagnent en popularité,¹⁶.

Par rapport aux systèmes EEG sans fil, l’arrangement captif possède plusieurs avantages techniques qu’il peuvent être préférable selon l’application désirée. Ces avantages comprennent un plus grand nombre de canaux pour l’enregistrement EEG ou autres biopotentiels ; réduire les coûts électrode ; disponibilité de l’électrode ; moins de susceptibilité pour signaler la perte ; et une plus grande bande passante (i.e., taux d’échantillonnage) d’enregistrements¹⁷. Fait correctement, la méthode d’enregistrement captif décrite ici est capable de fournir de haute qualité, sans artefact EEG et ECG données simultanément, ainsi que la vidéo correspondante pour la surveillance comportementale. Ces données EEG et ECG peuvent alors être exploitées afin d’identifier les neurones, cardiaque, ou neurocardiac anomalies telles que des saisies, des changements dans l’EEG de puissance du spectre, les blocs de conduction cardiaque (i.e., ignoré des battements cardiaques) et les changements dans la variabilité du rythme cardiaque. Pour illustrer l’application de ces méthodes quantitatives de l’EEG-ECG, nous présentons une expérience d’exemple à l’aide d’un masquage de Kcna1 (- / -) souris. Kcna1 souris ^{- / -} manquent de voltage-dépendants Kv1.1 sous-unités α et présentent par conséquent saisies spontanées, une dysfonction cardiaque et une mort prématurée, ce qui les rend un modèle idéal pour l’évaluation simultanée de EEG-ECG de délétères associés à l’épilepsie dysfonction neurocardiac.

Protocol

Toutes les procédures expérimentales devraient être effectués conformément aux directives de la National Institutes of Health (NIH), approuvé par votre établissement animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC). Les principaux outils chirurgicaux nécessaires à ce protocole sont indiquées à la Figure 1.

1. préparation des électrodes à Implantation

1. Placez le nanoconnector femelle 10-socket (c’est à dire, l’électrode ; Figure 2 a) dans un étau de table avec les 10 fils vers le haut et le fil noir sur le devant. À l’aide de pinces fines, rabattez le premier fil (noir) à droite et le deuxième fil (tan) vers la gauche. Ensuite rabattre le rouge, fils de bleu et violet orange, alternant droit et gauche (Figure 2 b). Couper les fils jaunes, verts, blancs et gris à la base de leur attachement.
2. Pour préparer les fils de l’ECG, utilisez un marqueur permanent pour faire des marques sur le fil violet à ~3.2 et ~3.5 cm de la base de l’électrode et le fil bleu à ~2.2 et ~2.5 cm (Figure 2). Enlever l’électrode de l’étau et exposer les filaments d’argent entre les points marqués en dénudant l’isolant sur un côté du fil avec une lame de bistouri Swann-Morton (Figure 2D).
   NOTE : Racler les fils doit être fait sous le microscope. Mise en garde devrait servir à s’assurer que les filaments d’argent ne sont pas endommagés, car l’isolation est raclée.
3. Placer l’électrode dans l’étau. Apposer un morceau de ruban double face de fixation, découpe à la longueur et la largeur de l’électrode, vers le haut des fils à l’aide d’une fine couche de colle.
   Remarque : Avant de coller la bande, s’assurer que les fils sont couchés plats, sortait tout droit sur les côtés et pas tordus sur un autre.
4. Coupez les fils à utiliser pour l’EEG un angle légèrement en forme de V avec une longueur d’environ 7-9 mm, avec les fils beige et noirs, coupés le plus court. Ne pas couper les fils à utiliser pour ECG (Figure 2E).
5. Emballez et stériliser l’électrode pour une utilisation ultérieure.

2. préparer la souris pour la chirurgie

1. Peser la souris. Injecter une dose de 5 mg/kg de Carprofen par voie sous-cutanée (s.c.). Anesthésier l’animal avec une injection intrapéritonéale (i.p.) de souris Cocktail anesthésique contenant Xylazine (10 mg/kg), la kétamine (80 mg/kg) et Acepromazine (1 mg/kg).
2. Une fois que la souris devient anesthésiée, appliquer une fine ligne de pommade ophtalmique vétérinaire à chaque œil. À l’aide d’un coupe-bordures électrique, rasage deux petites zones (~ 2 cm²) sur les deux côtés du tronc de la souris, correspondant à où les fils de l’ECG sera implanté (Figure 3 a).
   Remarque : La zone rasée sur le côté droit doit se trouver dans une position approximativement dorsolatéral juste derrière le droit « aisselle » de l’animal. Sur le côté gauche, la zone rasée doit se trouver dans une orientation plus ventrolatérale le long du côté de l’animal, mais environ 1 cm de plus postérieure que la zone rasée sur le côté droit (Figure 3 a).
3. Enlever les cheveux taillé et nettoyer les deux zones rasées avec une solution de chlorhexidine.

3. Fixez l’électrode sur le crâne

1. Placez votre souris en décubitus ventral sur la scène du microscope à dissection et confirmer la profondeur adéquate de l’anesthésie par l’absence du réflexe orteil-pincement.
   Remarque : Les mesures 3,2 à 5,6 devraient être prises à l’aide d’un microscope.
2. En tenant la tête stable entre le pouce et l’index, partie de la fourrure au milieu de la tête entre les oreilles, juste derrière les yeux avec un coton tige imbibé d’alcool (Figure 3 b).
   Remarque : Bien que cette chirurgie doit être fait avec une technique aseptique, il n’est pas une procédure stérile puisque le cuir chevelu ne peut pas être rasé et la souris doivent avoir été manipulée au cours de la chirurgie.
3. À l’aide d’un scalpel, faites une incision médiane de ~ 1 cm à travers le cuir chevelu entre la fourrure parted partir juste devant les oreilles juste entre les yeux (Figure 3, D).
   1. L’aide du côté du scalpel ou un coton-tige, grattez légèrement la membrane de mucus sur le dessus du crâne jusqu'à l’OS semble sec.
   2. Plumer la fourrure autour du périmètre de l’incision, formant une fine bordure de peau chauve. Retirer soigneusement toute fourrure qui peut sont tombées dans le domaine chirurgical avec une paire de pinces. Sécher la surface du crâne avec un applicateur de coton-tige stérile, exerçant une pression modérée pendant plusieurs secondes, si nécessaire.
4. Faire quatre marques sur le crâne avec un marqueur permanent stérilisé dans les sites où les trous de bavures seront percés (Figure 3E). Placer deux points, un de chaque côté de la suture sagittale antérieur bregma, antérieure d’environ 4 mm et 5 mm latéral à bregma (au-dessus de cortex frontal), pour les fils de référence et de la terre. Placez un autre deux points, un de chaque côté de la suture sagittale postérieure au bregma, postérieur d’environ 2 mm et 7 mm latéral à bregma (au-dessus de cortex parietotemporal), pour les deux fils de l’enregistrement de l’EEG.
   NOTE : Ce n’est pas une chirurgie stéréotaxique et les distances fournies sont des approximations qui varieront selon la taille de la souris. Veiller à ce que les trous sont placés assez loin latéralement pour accueillir facilement la base de l’implant de l’électrode qui sera apposé à la ligne médiane le long de la suture sagittale (Figure 3F).
5. À l’aide d’une perceuse micro stérile, faites des trous de petites meules à chaque marque avec une mèche d’ø 0,8 mm.
   1. Appliquez une légère pression pendant que le forage pour créer de petites niches à chaque endroit repéré. Percer le crâne de la foret des impulsions lorsque le trou est presque terminé, étant sûr de ne pas appliquer trop de pression, qui pourrait conduire à pénétrer et endommager le tissu cérébral sous-jacent.
   2. Après que tous les trous sont percés, essuyez la zone avec un coton-tige.
6. Qu’elle respecte l’électrode vers le haut du crâne, retirez la pellicule protectrice de la bande de montage double face sur l’électrode. Appliquer une fine couche de colle sur la bande. À l’aide d’une paire de pinces, retirer les électrodes de l’étau. Orientez-le telle que, lorsque positionné le long de la suture sagittale, les fils d’EEG plus courtes sont rostrales et les fils de ECG plus sont caudales.
   1. Respecter l’électrode sur le crâne au fil de la suture sagittale entre les trous (Figure 3F).
      Remarque : Le crâne doit être complètement sec pour la colle sur l’électrode à coller. Être sûr de ne pas obstruer les trous de bavures dans le crâne avec l’électrode ou de la colle.
   2. En bref, tenir l’électrode en place pour assurer l’adhérence sur le crâne, puis laissez la colle sécher pendant 5-10 min.

4. implantation des fils pour ECG

1. Faire pivoter la souris légèrement sur le côté droit tout en gardant la tête droite. Prendre le long fil ECG sur le côté gauche et l’étendre sur le côté de la zone rasée sur le côté gauche de la souris. Visualiser où le fil dénudé sera placé une fois qu’il est envoyé par tunnel sous la peau.
   Remarque : Pour référence, une petite marque peut se reporter sur la peau avec un marqueur permanent.
2. À l’aide d’un scalpel, faire une incision de ~ 1 cm dans la peau à l’endroit où sera positionné le fil dénudé. Tout en maintenant l’incision ouverte avec une pince Adson, utilisez pince Dumont pour desserrer la peau autour de l’incision du tissu conjonctif sous-jacent pour former une poche pour le fil. À partir du site d’incision sur le côté de l’animal, par voie sous-cutanée tunnel avec un morceau de tube de polyéthylène stériles (qui a été préparé en le coupant à environ 6 cm de longueur avec le bord biseauté) jusqu'à ce que le bord biseauté quitte l’incision faite sur la tête (< C0 > Figure 4 a, B).
3. Nourrir le fil de l’ECG dans le tube à l’aide de pinces Dumont (Figure 4). Tout en retirant le tube, saisir le fil électrode avec une pince Adson lorsqu’il quitte l’incision latérale. Tirez le fil tendu (Figure 4).
4. Fixer le fil ECG par il suture des tissus sous la peau avec du Nylon 6-0 (Figure 4E). À l’aide de forceps et Olsen-Hegar porte-aiguilles, appliquer une suture sur les filaments exposées et suture une autre avant ou après la partie exposée.
5. Coupez le fil électrode environ 2-3 mm après la dernière suture et rentrez la fin dans la poche de peau formée précédemment. Rassembler les deux parties de l’incision et fermer avec une pince de plaie appliquée à l’aide de porte-aiguilles Crile-bois (Figure 4F).
6. Tourner la souris de sorte que le nez soit dirigé dans la direction opposée. La tête toujours en position couchée debout, faites tourner la souris légèrement sur le côté gauche.
7. Répétez les étapes ci-dessus pour placer le fil ECG controlatéral.
   Remarque : Pour se rapprocher d’une avance de configuration d’enregistrement ECG II, l’ECG droite fil doit être placé légèrement plus antérieur que le gauche fil ECG, qui devrait être un peu plus ventrale et postérieur et dorsales.

5. implantation des fils pour EEG

1. Pour implanter les fils pour EEG, placez la souris plate en position couchée et tenez l’incision du cuir chevelu ouvert avec le pouce et l’index de la main non dominante.
2. Avec une pince, retirer toute fourrure qui peut avoir été tiré sous la peau par le tube. Si nécessaire, sécher à nouveau le crâne avec un coton-tige. À l’aide de pinces Dumont, soigneusement évider les et enlever tout débris ou des caillots de sang qui aurait pu s’accumuler dans les trous de burr.
3. Commençant par le trou plus antérieur d’un côté, plier le fil qui est plus proche de ce trou, il est placé directement au-dessus de l’orifice, mais pas encore inséré. Saisir l’extrémité inférieure du fil et de le nourrir aussi horizontale que possible dans le trou jusqu'à ~ 2-3 mm du fil est sous le crâne (Figure 5 a).
   Remarque : Les câbles doivent être horizontalement entre le crâne et la surface du cerveau. Les fils ne devraient pas empaler le cerveau.
4. Avec l’extrémité du fil sécurisé dans le trou, incorporer délicatement vers le bas de la portion restante du fil afin qu’il se trouve à plat contre le crâne.
5. Continuer de la même manière avec le fil postérieur du même côté. Répétez pour les fils antérieurs et postérieurs de l’autre côté (Figure 5 b).
   Remarque : La configuration du fil est résumée dans la Figure 5.

6. fermer l’Incision de la tête avec du ciment dentaire

1. Mélanger deux cuillères de poudre de polycarboxylate ~ 5 gouttes de liquide polycarboxylate. Agiter le mélange avec un cure-dent pour faire une pâte avec la viscosité voulue.
   NOTE : 6.2 à 6.4 les étapes suivantes doivent être effectuées rapidement puisque le ciment dentaire sèche dans 1 min après le mélange.
2. Ramasser une grosse goutte de pâte de ciment avec le cure-dent et appliquez-le autour de la base de l’électrode commençant en direction caudale (Figure 6 a). Continuer autour de l’électrode de sorte que le ciment au goutte à goutte sur les fils formant un capuchon autour de l’implant (Figure 6 b).
3. À l’aide de pinces Dumont, tirer la fourrure sur les bords de l’incision vers le haut sur le bouchon de ciment et pressez ensemble, en faisant attention à ne pas déranger les fils implantés sous. Appuyez sur la fourrure haut dans le ciment pour aider à la fermeture.
4. Sceller l’incision entre les yeux par collage de la fourrure avec du ciment dentaire (Figure 6).

7. aider à la récupération après une chirurgie

1. Placez votre souris dans une cage vide sur une bouillote circulants. Contrôler la souris jusqu'à ce qu’il reprend conscience et peut maintenir décubitus sternal.
2. Postopératoire, maison la souris individuellement dans une cage avec les boulettes et gel hydratant placé sur le plancher de la cage. Haut de la cage avec un couvercle micro-isolateur.
3. À la chirurgie après 24h, injecter (c.s.) la souris avec 5 mg/kg carprofène.
4. Permettre à ≥ 48 h de récupération post-opératoire avant l’enregistrement.

8. enregistrement des signaux EEG-ECG par un captif de la souris

1. Après reprise, transférer la souris implantée à une chambre d’enregistrement avec parois transparentes pour faciliter la surveillance vidéo. D’attache (c.-à-d. « plug in ») la souris (Figure 7 a), doucement mais fermement tenir la souris d’une main tout en utilisant l’autre main pour insérer le nanoconnector de 10 broches (mâle) avec le poteau de guidage dans les douilles de l’implant d’électrode EEG-ECG (femelle) sur la tête de la souris.
2. Fixer le câblage au-dessus de la chambre à l’aide d’une tige de support, assurez-vous il y a suffisamment de mou dans le câble pour permettre à la souris pour se déplacer librement mais pas tellement que le câblage fait glisser le plancher de la chambre.
3. Les branchements de la nanoconnector 10 broches pour une unité d’interface acquisition signal connecté à l’ordinateur avec la vidéo synchronisée d’enregistrement tel que représenté dans la Figure 7 b.
4. Fixer les taux d’échantillonnage pour l’enregistrement d’être ≥ 2 KHz pour ECG et ≥ 500 Hz pour EEG (c'est-à-dire au moins deux fois la fréquence que l'on s’intéresse à l’étude).
5. Pour une lecture optimale des traces signal, appliquer les filtres suivants comme fait précédemment¹⁸: un filtre 60 Hz pour toutes les données, un filtre passe-haut bande de 75Hz basse et 0,3-Hz pour EEG et un filtre passe-haut de 3 Hz pour ECG.
6. Enregistrer vidéo simultanée et EEG-ECG (Figure 7) et enregistrer les données numérisées pour analyses hors ligne avec logiciel de traitement de signal.
7. Une fois les enregistrements programmés, soigneusement décrocher la souris et le retourner à sa cage maison.

9. analyse des enregistrements EEG

1. Effectuer une analyse de quantification de saisie.
   1. Inspecter visuellement tout l’enregistrement EEG pour identifier manuellement des épisodes de saisie, définis dans ce modèle comme grande amplitude (au moins deux fois la ligne de base), les rejets électrographiques rythmiques, une durée supérieure à 5 s (Figure 8 a). Examiner la vidéo qui correspond aux électrographiques saisies afin d’identifier les comportements associés à la saisie.
   2. Pour calculer la fréquence des crises (saisies/h), divisez le nombre de saisies par le nombre total d’heures d’enregistrement.
   3. Pour calculer la durée de la saisie, mesurer le temps écoulé depuis le début de la saisie électrographique jusqu'à cessation de fortification (Figure 8 a).
   4. Pour calculer la charge de saisie, définie comme le temps passé en s’emparant par heure, additionner les durées de saisie et diviser par les heures d’enregistrement totale.
2. Effectuer une analyse de la puissance spectrale de pré- et post-ictal EEG.
   1. Sélectionnez un 30 min (ou toute autre durée de temps désirée) segment de peri-ictal données EEG centrées autour de l’épisode de saisie à examiner. Exporter les données brutes (avec les paramètres de filtre enlevés) comme un fichier de données ASCII ou certains autres compatibles avec le logiciel du spectre de puissance type de fichier.
   2. Convertissez le fichier ASCII dans un fichier texte à l’aide d’une application d’éditeur de texte simple.
   3. Ouvrez le fichier texte résultant du segment EEG dans le logiciel du spectre de puissance et de spécifier les paramètres suivants : « ignorer les lignes non numériques » ; « virgule comme délimiteur de données » ; et la fréquence d’échantillonnage par défaut de 1000 Hz.
   4. Une fois le signal EEG s’affiche dans le logiciel de spectre de puissance dans son canal respectif, cliquez sur le menu déroulant de canal et sélectionnez « filtre numérique ». Appliquer des filtres passe-bande numérique correspondant à la gamme de fréquence désirée à analyser.
   5. Ouvrir « spectre » depuis le panneau de menu, sélectionner le canal approprié d’affichage EEG à analyser et puis cliquez sur « paramètres ». Sous « paramètres », spécifiez les paramètres suivants pour le spectrogramme et cliquez sur « Fermer » pour générer le spectrogramme (Figure 8) : taille de la FFT : 8192, fenêtre de données : Welch, chevauchement de fenêtre : 93,75 %, Mode d’affichage : densité de puissance, couleurs spectrogramme : arc en ciel, Lol de couleurs : 64, PSD en moyenne : 1, composante de fréquence Remove zéro : vérifié comme « on ».
   6. Ajuster l’échelle colorimétrique tel que requis pour une visualisation optimale du spectrogramme.
   7. Ouvrez « Analysis Manager » depuis le panneau de menu. Cliquez sur « + nouvelle analyse » pour créer les deux analyses (analyse 1 et 2 de l’analyse), qui correspondront aux segments EEG préalables- et post-ictales à analyser. Spécifier les segments préalables- et post-ictales désirées sur le spectrogramme et associez-les aux analyse 1 et 2 de l’analyse, respectivement.
      Remarque : Seules les données EEG sans bruit et artefacts devraient envisager et périodes des enregistrements EEG avec artefacts importants devraient être retirés de l’analyse.
   8. Une fois que les segments de l’analyse sont créés, ouvrez « Données Pad vue » depuis le panneau de menu. Cliquez sur le canal approprié d’EEG pour ouvrir le menu « Données Pad colonne Setup » pour ce canal.
   9. Dans « Données Pad colonne Setup », sélectionnez l’option pour « Spectre » et sélectionnez « Pourcentage de puissance totale. »
   10. Dans le « Data Pad colonne Setup, » cliquez sur « options » et indiquez la réponse fréquentielle à examiner. Cliquez sur « OK » dans le « spectre données Pad Options » et dans « Données Pad colonne Setup » et la puissance de pourcentage (%) pour la bande de fréquence spécifiée s’affiche dans la vue données de Pad pour le segment de l’analyse sélectionnée (1 analyse ou analyse 2) tel que spécifié dans le » Gestionnaire d’analyse ».
       NOTE : Le % de la puissance ou la puissance relative, de chaque bande est exprimée en pourcentage de la puissance spectrale totale au sein de la gamme de fréquences spécifiée.
   11. Répétez l’étape précédente pour chaque bande de fréquences à analyser.
       NOTE : Fréquemment utilisée varie pour les cinq principales bandes de fréquences de EEG comprennent¹⁸: δ-bande = 0,5 à 3 Hz, - bande = 3,5 à 7 Hz, bande α = 8-12 Hz, β-bande = 13-20 Hz et γ-bande = 21-50 Hz.

10. analyser les enregistrements ECG

1. Quantifier les battements cardiaques ignoré.
   1. Inspecter visuellement tout l’enregistrement ECG pour identifier manuellement les battements de cœur ignoré, définis comme un allongement de l’intervalle RR égalant intervalle ≥ 1,5 fois la précédente R-R, qui est souvent associée à un indicatif d’ondes P non réalisées d’auriculo-ventriculaire bloc de conduction (Figure 9 a).
   2. Pour calculer la fréquence des battements de cœur ignoré par heure, divisez le nombre total de pulsations ignorés au cours de la séance d’enregistrement de la durée totale de heures d’enregistrement.
2. Effectuer l’analyse du rythme cardiaque (VRC) de variabilité.
   1. Dans le logiciel d’acquisition de données, modifiez les paramètres de journalisation à 1 époque pour le canal de l’ECG. Générer des segments de l’analyseur pour les enregistrements ECG : un ECG 5 min segment toutes les 3 heures pendant la période de phase voyant "-" de 12 heures, pour un total de 4 segments.
      Remarque : Les enregistrements ECG sélectionnées pour l’analyse doivent être à l’époque où l’animal est à l’arrêt et les données sont libres d’artefacts de mouvement.
   2. Générer une feuille de calcul des valeurs d’intervalle R-R de l’ECG analysé certains segments en cliquant sur « Enregistrer données dérivées analysées ». Examiner la feuille de calcul pour toute les données manquantes ou les données incorrectes et d’éliminer toutes les autres valeurs numériques, sauf les données sur l’intervalle R-R. Sauvegarder cette feuille de calcul mis à jour le comme un fichier texte en sélectionnant l’option « délimité par des tabulations. »
   3. Ouvrez le fichier texte dans un fichier ASCII personnalisé dans le logiciel de VRC, spécifiant les options : nombre de lignes d’en-tête suivant : 0, séparateur de colonne : onglet / espace, type de données : RR, la colonne de données : 1, des unités de données : ms et la colonne d’index de temps : aucun.
   4. Dans la section Préférences du menu, définissez les options comme indiqué ci-dessous.
      1. Définissez les options d’analyse tel que mentionné. L’intervalle R-R detrending, méthode de redressement : prieurs smoothn, paramètre de lissage : 500, VRC fréquence bandes¹⁹, très basse fréquence : 0 à 0,15 Hz, basse fréquence : 0,15-1,5 Hz et à haute fréquence : 1,5 à 5 Hz
      2. Définir les paramètres avancés comme mentionné. Options d’estimation de spectre, série d’Interpolation de RR : 20Hz, pointe dans le domaine fréquentiel : 500 points/Hz, spectre FFT à l’aide de méthodes de périodogramme Welchs, largeur de la fenêtre : 32 s et les chevauchements de fenêtre : 50 %
   5. Exécuter l’analyse du VRC pour générer des valeurs de l’analyse de domaine temps signifie RR, RR STD (p. ex., données), valeurs d’analyse domaine RMSSD et fréquence de puissance HF, puissance LF et le rapport puissance LF/HF. Si vous le souhaitez, enregistrer les résultats sous forme de fichier PDF.

Representative Results

Pour démontrer comment analyser les données des enregistrements EEG-ECG pour identifier les anomalies de neurocardiac, les résultats sont affichés pour un enregistrement EEG-ECG de 24 h d’une Kcna1^–/– souris (2 mois). Ces animaux mutants, qui est conçus à l’absence de voltage-dépendants Kv1.1 sous-unités α codées par le gène Kcna1 , est fréquemment utilisé modèle génétique de l’épilepsie, puisqu’ils montrent le début de l’activité de crise tonico-clonique généralisée fréquente et fiable à environ 2-3 semaines d’âge²⁰. En plus de crises spontanées, Kcna1^–/– souris présentent également un décès prématuré coïncidant avec l’apparition de l’épilepsie, ainsi qu’intercritiques et saisie associée à une dysfonction cardiaque^{21, 22}. par conséquent, Kcna1^–/– souris sont souvent utilisés pour étudier les processus physiopathologiques potentiels sous-tendant la mort subite inattendue dans l’épilepsie (MSIE), la principale cause de l’épilepsie liées la mortalité, qui est censée impliquer arrêt cardiorespiratoire axés sur la saisie, pour le moment, mal compris des mécanismes²³.

Dans cette expérience, la composante de l’EEG des enregistrements de la Kcna1^–/– souris a montré des crises fréquentes spontanées qui sont généralement observées comme un pic initial grand au début de saisie suivie de tension brève dépression, transitioning dans la grande amplitude de dopage et se terminant par éclate patrons de répression (Figure 8 a). À l’aide de la vidéo enregistrée en même temps, ces saisies électrographiques trouvées pour coïncider avec des comportements de type saisie, caractérisées par clonus d’élevage et de la patte avant, qui devint par la suite de convulsions tonico-cloniques de tout le corps. À noter, l’un des principaux avantages de l’EEG est la capacité d’identifier des saisies électrographiques « silencieux » qui ne sont pas associées à des comportements évidents, ce qui signifie qu’ils seraient incomprises par un observateur notation basées sur le seul comportement de saisies. La quantification de l’incidence de la saisie dans ce particulier Kcna1^–/– souris ont révélé 15 saisies au cours de la période d’enregistrement de 24 h (Figure 8 b). La durée de ces saisies en moyenne 60 ~ s, allant d’environ 15-105 s (Figure 8 b). Pour illustrer l’analyse de la densité relative spectrale d’énergie de la période pre- et post-ictale, une saisie de durée 80-s a été sélectionnée pour l’évaluation en utilisant le logiciel de spectre de puissance et un spectrogramme peri-ictal généré (Figure 8). La post-ictale relative spectrale d’énergie de la bande de fréquences de delta a été augmentée d’environ 50 % par rapport à la ligne de base pré ictal (Figure 8). De plus, le post-ictal pouvoir relatif de l’autres EEG bandes de fréquences supérieures montrent des diminutions correspondantes par rapport à la période pré ictale (Figure 8). L’augmentation de puissance de post-ictal delta et la diminution de puissance post-ictal des autres bandes sont révélateurs de l’EEG ralentissement, une caractéristique des saisies longues, sévères dans ce modèle¹⁸.

Analyse de la composante de l’ECG de l’enregistrement de la Kcna1^–/– souris, le nombre de battements cardiaques ignoré intercritiques a été comptée manuellement comme décrit ci-dessus. La fréquence des battements de cœur ignoré dans ce Kcna1^–/– souris était 5.84/h (tableau 1), qui est un > 5 fois augmentation par rapport à des souris WT dans nos études précédentes^18,21. L’ECG de Kcna1^–/– souris, battements cardiaques ignoré présentent souvent une onde P qui n’est pas suivie par un complexe QRS, comme illustré à la Figure 9 a, indiquant une auriculo-ventriculaire (AV) conduction bloc²¹. Ensuite, en utilisant le logiciel de VRC, VRC a été analysée afin de fournir une mesure de l’influence du système nerveux autonome sur la fonction cardiaque chez cet animal. Les mesures suivantes de domaine de temps de VRC ont été calculés pour les Kcna1^–/– souris : l’écart-type des intervalles battement à battement (données), ce qui représente l’index de la variabilité totale de système nerveux autonome ; et la moyenne quadratique des différences successives de battement à battement (RMSSD), qui représente l’index du tonus parasympathique. ²⁴ en utilisant les valeurs intervalle R-R signal acquisition générées par le logiciel pour le Kcna1^–/– souris (Figure 9 b), le logiciel de VRC calculé une fréquence cardiaque de 737 battements/min (tableau 1) , qui est similaire à une souris WT dans nos précédentes études¹⁸. Les valeurs données et RMSSD ont été calculés pour être ms 2,4 et 3,2 ms, respectivement (tableau 1), qui sont de 2 à 3 fois supérieure à une normale de souris WT¹⁸. Le temps élevé domaine VRC mesures dans cette Kcna1^–/– souris indiquent la tonalité parasympathique accrue, suggérant un contrôle autonome anormal du cœur. Ensuite, nous avons utilisé le logiciel VRC pour calculer les valeurs suivantes du VRC dans le domaine des fréquences, qui sont résumées dans le tableau 1: le pourcentage de puissance de basse fréquence (LF) ; le pourcentage de puissance haute fréquence (HF) ; et le ratio LF/HF. Les composants HF sont censés refléter la modulation parasympathique, tandis que les composants LF sont censés refléter qu'une combinaison de sympathiques et parasympathiques influe sur²⁵. Le ratio de LF/HF est utilisé pour capturer l’équilibre relatif de l’activité parasympathique et sympathique.

Enfin, en plus de vous dérivez des mesures quantitatives de dysfonctionnement neuronal et cardiaque, les enregistrements EEG-ECG peuvent également être analysés qualitativement pour la relation temporelle entre les anomalies EEG et ECG pour identifier les éventuels dysfonctionnement neurocardiac , comme fait précédemment^21,26. Par exemple, lors de crises d’épilepsie ou de décharges épileptiformes intercritiques sont identifiés à l’EEG, l’ECG correspondante peut être inspectée pour des anomalies cardiaques, tels que les blocs de conduction ou arythmies, qui peuvent être évoquées par l’activité du cerveau épileptique. Dans Kcna1^–/– souris, convulsions évoquent parfois une bradycardie ou asystole qui peut progresser jusqu'à la détermination de la létalité^21,22. Dans un autre modèle de l’épilepsie, la souris mutante Kcnq1 , les blocs de conduction et les asystoles se produisent en même temps qu’intercritiques EEG rejets, ce qui suggère qu’ils sont une conséquence de neurocardiac pathologique interaction²⁶. Ainsi, enregistrements simultanés d’EEG et ECG fournissent une image plus complète de l’interaction entre le cerveau et le cœur, qui est particulièrement important dans l’épilepsie car saisies peuvent évoquer un dysfonctionnement cardiaque potentiellement mortels.

Figure 1. Les instruments chirurgicaux utilisés pour la procédure. (1) lame chirurgicale #15 ; manche de bistouri Swann-Morton (2) #3 ; Pince d’Adson (3) ; (4) Olsen-Hegar porte-aiguille ; des ciseaux fins ((5)) ; Pince de Dumont #7 (6) ; (7) Michel plaie clips ; Porte-aiguille Crile-bois de (8) ; (9) micro perceuse avec mèche de 0,8 mm ; tondeuse électrique (10) . S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2. Préparation de l’électrode à implantation. (A) exemple d’un 10-prise femelle nanoconnector (c'est-à-dire l’électrode). (B) l’électrode dans l’étau de table avec les fils à être implantés en vue d’EEG et ECG plié vers le bas. Les couleurs de fil sont indiqués. Les fils restants, qui sont pointées vers le haut, seront coupées. L’encart montre une vue agrandie des fils qui sortent de l’électrode. (C) marquant le fil ECG bleu pour indiquer l’emplacement d’enlever l’isolant. (D) à l’aide d’une lame de bistouri pour enlever l’isolant des fils révélant les filaments d’argent à l’intérieur. Fils de la configuration finale de l’électrode préparé, montrant l’EEG Paré (E) et de fils dénudés ECG avec la bande de montage collé vers le haut. L’encart montre une vue agrandie de la bande de montage et les fils qui sortent de l’électrode. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3. Fixation chirurgicale de l’électrode sur le crâne. (A) exemple d’une souris avec les côtés rasés (indiqué par des flèches) pour ECG fil implantation. (B) se séparer de la fourrure entre les yeux et les oreilles de faire un chemin pour l’incision. (C) à l’aide d’un scalpel pour pratiquer une incision du cuir chevelu. (D) l’incision du cuir chevelu. Exemple (E) des quatre marques sur le crâne, utilisé pour indiquer des sites de forage. (F) positionnement de l’électrode sur le crâne après avoir percé les trous de burr. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4. Tunneling et implantation des câbles ECG. (A) exemple d’un tube de polyéthylène qui a été coupé à environ 6 cm et biseau à une extrémité pour faciliter le tunnel sous-cutané. (B) Tunneling par voie sous-cutanée avec le tube de polyéthylène partant du site d’incision latérale. (C) alimentant le fil ECG de l’électrode sur la tête à travers le tube. (D) en tirant le fil tendu après avoir ôté le tube. (E) appliquant une suture de la partie non isolée du fil ECG pour maintenir en place sur les tissus sous-jacents. (F) fermeture de l’incision latérale avec un clip de la plaie. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 5. Implanter les fils de l’EEG. (A) saisissant le fil rouge de l’EEG et l’alimentant horizontalement dans le trou dans le crâne, le fil de terre suivante placement du noir. (B) la configuration finale de le nanoconnector et les fils après l’implantation. Placement (C) affichage schématique des EEG bilatéraux et des ECG fils, ainsi que de la référence (REF) et les fils de terre (GND). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 6. La fermeture de l’incision en tête. (A) Application du ciment dentaire autour de la base de l’électrode, partir en direction caudale et rostralement. (B) exemple de la PAC de ciment dentaire entourant l’ensemble nanoconnector et fils, juste avant la fermeture définitive de l’incision. (C) exemple de l’incision scellée finale. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 7. Enregistrement de signaux EEG-ECG vidéo. (A) exemple de souris captif pendant un enregistrement. (B) schéma montrant la configuration de l’équipement pour le système d’enregistrement vidéo-EEG-ECG in vivo captif. Le câblage d’un nanoconnector 10 broches mâle, qui se branche sur la femelle nanoconnector implanté sur le crâne, est soudé à 1,5 mm câbles femelles qui sont reliés à une interface de 12 canaux isolés bio-potentiel pod. Cette gousse est alors relié par un câble de liaison série à un module de communication numérique (DCOM), les transferts numérisé des données vers une unité d’interface d’acquisition de signal (ACQ) qui est connectée à un ordinateur de bureau avec logiciel d’acquisition de données. Vidéo s’acquièrent aussi simultanément à l’aide d’une caméra réseau positionnée en dehors d’et à côté de la cage. La caméra est reliée à l’ordinateur via un pouvoir sur les smart switch Ethernet. (C) représentant traces EEG typique et un électrocardiogramme signalent appliquent de données avec les filtres suivants : 60Hz encoche, filtres à 75Hz faible - et 0,3-Hz passe-haut bande pour EEG ; et un filtre passe-haut à 3 Hz pour ECG. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 8. Analyse de signaux EEG. Trace d’un EEG (A) montrant une saisie spontanée représentative dans un Kcna1^–/– souris. ()B) parcelle de la durée du temps de chaque saisie observée au cours de la séance d’enregistrement de 24 h dans le Kcna1^–/– souris. Les barres correspondent à la moyenne ± écart-type. (C) Peri-ictal spectrogramme indiquant la densité de fréquence et la puissance avant, pendant et après la saisie représentative. (D) Comparaison de la puissance relative de chaque bande de fréquence EEG au cours des périodes préalables- et post-ictales révèle une augmentation de puissance relative delta et diminue en thêta, alpha, bêta et gamma puissance. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 9. Analyse des signaux ECG. Trace (A) un échantillon de ECG d’un Kcna1^–/– souris montre un rythme sinusal normal qui précède un bloc de conduction auriculo-ventriculaire, ce qui se manifeste par une onde P qui n’est pas suivie d’un QRS complexes. Une onde P et complexes QRS intervalle R-R sont étiquetés pour référence. ()B) un terrain représentatif d’une série d’intervalle R-R provenant de l’enregistrement d’ECG de la Kcna1^–/– souris montrant les fluctuations dans le temps entre deux battements. La ligne rouge montre la faible fréquence des composants de tendance qui sont supprimés de la série d’intervalle R-R après dissociation. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Sauté de battements cardiaques / h	Variabilité du rythme cardiaque (VRC)
	Domaine temporel			Domaine fréquentiel
	RESSOURCES HUMAINES	DONNÉES	RMSSD	LF	HF	Rapport / LF/HF
	(battements/min)	(ms)	(ms)	(%)	(%)
5.84	736,8	2.4	3.2	52,27	46,38	1.127

Table 1. Quantification du cœur ignoré beats, fréquence cardiaque (FC) et la variabilité du rythme cardiaque (VRC) dans un Kcna1^–/– souris. Les mesures suivantes de domaine de temps de HRV sont donnés : écart-type des intervalles battement à battement (données) et la moyenne quadratique des différences successives de battement à battement (RMSSD). Dans le domaine fréquentiel, figurent les mesures suivantes de VRC : pourcentage de puissance de basse fréquence (LF %) ; le pourcentage de puissance haute fréquence (HF %) ; et le ratio de puissance de basse fréquence à haute fréquence puissance (ratio LF/HF).

Discussion

Pour obtenir des enregistrements d’EEG-ECG de haute qualité qui sont exempts d’artefacts, toutes précautions doivent être prises pour prévenir la dégradation ou le desserrage de l’électrode implantée et fils. Comme un implant de tête EEG se détend, les contacts de fil avec le cerveau vont se dégrader menant à signal une diminution des amplitudes. Implants lâches ou contacts pauvre fil peuvent aussi causer de distorsion des signaux électriques, présenter les enregistrements des artefacts de mouvement et de bruit de fond. Pour empêcher le desserrage potentiels de l’implant de tête, appliquez une quantité généreuse de ciment dentaire autour de la base de l’implant lors de la fermeture de l’incision du cuir chevelu afin d’assurer l’adhérence et la résistance maximale. Il doit également veiller à assurer le retrait complet de la fourrure sur le crâne, puisque les restes de fourrure peuvent provoquer une inflammation post-opératoire prématurée et entraînant un gonflement autour de l’implant, implant détachement. Au fil du temps, les implants de tête ont le potentiel pour desserrer en raison du stress associé répétées de brancher et de débrancher de l’animal. Donc, si possible, essayez de réduire le nombre de fois où que l’animal est branché/débranché en réalisant des enregistrements unique longue durée plutôt que plusieurs enregistrements de courte durée. Une autre source potentielle de dommages implant post-chirurgicale et lésions subséquentes chez les animaux est un contact physique entre l’implant et la wiretop dans les maison cage de l’animal. Pour éliminer le besoin de wiretops, aliments granulés et gel hydratant peuvent être placés sur le plancher de la cage. Enfin, pour préserver l’intégrité des câbles ECG, manipulation de l’animal devrait être minimisée, surtout le long des côtés du corps où les câbles ECG exécutent.

En plus de la dégradation des contacts implant ou de fil, une autre complication possible d’une configuration d’enregistrement captif est la possibilité de l’animal se détacher (c'est-à-dire débranché ou non raccordé) pendant une expérience conduisant à la perte de signal. Détachement peut être particulièrement gênant pour les souris qui connaissent des crises convulsives graves avec en cours d’exécution et de rebondir. Pour minimiser la probabilité de la souris se détache, optimiser la quantité de mou dans l’attache de fil. La meilleure longueur de fil est habituellement un équilibre entre fournissant une tension assez lâche pour que l’animal découvrir tous les coins de la cage, mais pas si peu qu’il est inutile dans les fils qui pourraient favoriser le détachement. Pour déterminer la longueur de fil optimale, s’assurer qu’il n’y a pas tellement détendu que la souris peut facilement mâcher sur le fil, ce qui peut conduire à la perte de signal si le fil est cassé. À l’aide d’électrodes nanoconnector implants avec au moins 10 fils (c'est-à-dire 10-broche/fiche paires) est également important de fournir plus de stabilité à la connexion attachée, comme nanoconnectors avec moins de 10-fils ont tendance à décrocher plus fréquemment. Pour réduire la probabilité de l’animal se détacher, ce protocole peut facilement être modifié en connectant les fils de la tête de la souris à un commutateur de faible couple suspendu au-dessus de la chambre d’enregistrement. Le commutateur fonctionne en tournant la souris se déplace pour soulager l’accumulation de la souche de torsion dans le fil, évitant ainsi de débrancher la souris.

Des grandes forces de ce protocole de vidéo-EEG-ECG captif sont la possibilité de modifier les modalités de demandes supplémentaires. Tel que décrit ici, seulement six des fils dix électrode disponibles sont utilisés. Toutefois, quatre fils restants pourraient également être implantées comme un EEG quatre supplémentaires conduit à fournir la meilleure résolution spatiale de l’activité cérébrale. Par ailleurs, deux des fils non utilisés pourrait être suturée dans les muscles du cou pour enregistrer l’électromyogramme (EMG), qui fournit une mesure de l’activité musculaire qui, en combinaison avec EEG est importante pour déterminer le statut de sommeil/éveil. Une autre modification possible serait d’enregistrer l’animal dans une chambre de pléthysmographie corporelle qui a été modifiée pour tenir compte de l’attache de fil. En pléthysmographie, changements de petite pression associé à inspiration et expiration sont convertis en signaux respiratoires. Par conséquent, en intégrant la pléthysmographie, il est techniquement possible de réaliser un enregistrement simultané de la vidéo, EEG, ECG, EMG et la respiration, ce qui représenterait une lecture des activités de comportement et cerveau, coeur, muscle et du poumon. Ces enregistrements physiologique complète in vivo sont pratiquement impossibles dans la télémétrie systèmes d’aujourd'hui l’approche captif décrit ici un outil particulièrement puissant pour interrogation simultanée d’unité multiples chez les souris.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
VistaVision stereozoom dissecting microscope	VWR
Dolan-Jenner MI-150 microscopy illuminator, with ring light	VWR	MI-150RL
CS Series scale	Ohaus	CS200	for weighing animal
T/Pump professional	Stryker		recirculating water heat pad system
Ideal Micro Drill	Roboz Surgical Instruments	RS-6300
Ideal Micro Drill Burr Set	Cell Point Scientific	60-1000	only need the 0.8-mm size
electric trimmer	Wahl	9962	mini clipper
tabletop vise	Eclipse Tools	PD-372	PD-372 Mini-tabletop suction vise
fine scissors	Fine Science Tools	14058-11	ToughCut, Straight, Sharp/Sharp, 11.5 cm
Crile-Wood needle holder	Fine Science Tools	12003-15	Straight, Serrated, 15 cm, with lock - For applying wound clips
Dumont #7 forceps	Fine Science Tools	11297-00	Standard Tips, Curved, Dumostar, 11.5 cm
Adson forceps	Fine Science Tools	11006-12	Serrated, Straight, 12 cm
Olsen-Hegar needle holder with suture cutter	Fine Science Tools	12002-12	Straight, Serrated, 12 cm, with lock
scalpel handle #3	Fine Science Tools	10003-12
surgical blades #15	Havel's	FHS15
6-0 surgical suture	Unify	S-N618R13	non-absorbable, monofilament, black
gauze sponges	Coviden	2346	12 ply, 7.6 cm x 7.6 cm
cotton-tipped swabs	Constix	SC-9	15.2-cm total length
super glue	Loctite	LOC1364076	gel control
Michel wound clips, 7.5mm	Kent Scientific	INS700750
polycarboxylate dental cement kit	Prime-dent	010-036	Type 1 fine grain
tuberculin syringe	BD	309623
polyethylene tubing	Intramedic	427431	PE160, 1.143 mm (ID) x 1.575 mm (OD)
chlorhexidine	Sigma-Aldrich	C9394
ethanol	Sigma-Aldrich	E7023-500ML
Puralube vet ointment	Dechra Veterinary Products		opthalamic eye ointment
mouse anesthetic cocktail			Ketamine (80 mg/kg), Xylazine (10 mg/kg), and Acepromazine (1 mg/kg)
carprofen			Rimadyl (trade name)
HydroGel	ClearH20	70-01-5022	hydrating gel; 56-g cups
Ponemah  software	Data Sciences International		data acquisition and analysis software; version 5.2 or greater with Electrocardiogram Module
7700 Digital Signal conditioner	Data Sciences International
12 Channel Isolated Bio-potential Pod	Data Sciences International
fish tank	Topfin		for use as recording chamber; 20.8 gallon aquarium; 40.8 cm (L) X 21.3 cm (W) X 25.5 cm (H)
Digital Communication Module (DCOM)	Data Sciences International	13-7715-70
12 Channel Isolated Bio-potential Pod	Data Sciences International	12-7770-BIO12
serial link cable	Data Sciences International	J03557-20	connects DCOM to bio-potential pod
Acquisition Interface (ACQ-7700USB)	Data Sciences International	PNM-P3P-7002
network video camera	Axis Communications		P1343, day/night capability
8-Port Gigabit Smart Switch	Cisco	SG200-08	8-port gigabit ethernet swith with 4 power over ethernet supported ports (Cisco Small Business 200 Series)
10-pin male nanoconnector with guide post hole	Omnetics	NPS-10-WD-30.0-C-G	electrode for implantation on the mouse head
10-socket female nanoconnector with guide post	Omnetics	NSS-10-WD-2.0-C-G	connector for electrode implant
1.5-mm female touchproof connector cables	PlasticsOne	441	1 signal, gold-plated; for connecting the wiring from the head-mount implant to the bio-potential pod
soldering iron	Weller	WESD51 BUNDLE	digital soldering station
solder	Bernzomatic	327797	lead free, silver bearing, acid flux core solder
heat shrink tubing	URBEST		collection of tubing with 1.5- to 10-mm internal diameters
heat gun	Dewalt	D26960
mounting tape (double-sided)	3M Scotch	MMM114	114/DC Heavy Duty Mounting Tape, 2.54 cm x 1.27 m
desktop computer	Dell		recommended minimum requirements: 3rd Gen Intel Core i7-3770 processor with HD4000 graphics; 4 GB RAM, 1 GB AMD Radeon HD 7570 video card; 1 TB hard drive; Windows 7 OS
permanent marker	Sharpie	37001	black color, ultra fine point
toothpicks			for mixing and applying the polycarboxylate dental cement
LabChart Pro software	ADInstruments		power spectrum software; version 8.1.3 or greater
Kubios HRV software	Univ. of Eastern Finland		HRV analysis software; version 2.2
Notepad	Microsoft		simple text editor software