Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Optogenetic ångan av hippocampus Theta svängningar i beter sig möss

Published: June 29, 2018 doi: 10.3791/57349
Automatic Translation
1,2, 2,3, 1,2
1Systems Neurophysiology Research Group, Institute of Clinical Neuroscience and Medical Psychology, Medical Faculty, Heinrich Heine University Düsseldorf, 2Behavioural Neurodynamics Group, Leibniz Institute for Molecular Pharmacology (FMP)/ NeuroCure Cluster of Excellence, 3Neuronal Circuits and Behavior Research Group, Max Planck Institute for Metabolism Research

Summary

Vi beskriver användningen av optogenetik och elektrofysiologiska inspelningar för selektiv manipulationer av hippocampus theta svängningar (5-10 Hz) i beter sig möss. Effekten av den rytm övningsprovet kontrolleras med hjälp av lokala fältet potential. En kombination av opto- och farmakogenetiska hämning adresser den efferent avläsningen av hippocampus synkronisering.

Abstract

Omfattande uppgifter om relationer av neurala nätverk svängningar till beteende och organisationen av neuronala urladdning i hjärnregioner kräver nya verktyg att selektivt manipulera hjärnan rytmer. Här beskriver vi en strategi som kombinerar projektion-specifika optogenetik med extracellulära elektrofysiologi för HiFi-kontroll av hippocampus theta svängningar (5-10 Hz) i beter sig möss. Specificiteten för den optogenetic övningsprovet uppnås genom att rikta channelrhodopsin-2 (ChR2) till GABAergic befolkningen av mediala septal celler, avgörande involverade i generation av hippocampus theta svängningar, och en lokal synkroniseras aktivering av en delmängd av hämmande septal afferenter i hippocampus. Effekten av optogenetic rytm kontrollen verifieras av en samtidig övervakning av lokala fältet potentiella (LFP) över lamina av området CA1 eller neuronala ansvarsfrihet. Med denna lätt genomförbara förberedelse visar vi effekten av olika optogenetic stimulering protokoll för induktion av theta svängningar och manipulering av deras frekvens och regelbundenhet. Slutligen, en kombination av theta rytm kontrollen med projektion-specifika hämning adresser avläsningen av särskilda aspekter av hippocampus synkroniseringen av efferent regioner.

Introduction

Neuronal aktivitet i däggdjur samordnas av nätverket svängningar, som biträder informationsöverföring inom och mellan hjärnan regioner1,2,3,4. Hjärnans rytmer inkluderar svängningar alltifrån mycket långsam (< 0,8 Hz) upp till ultrasnabba (> 200 Hz) frekvenser. En stor mängd bevis stöder medverkan av nätverket svängningar i olika hjärnfunktioner, inklusive kognition5,6,7,8,9,10 , medfödda beteenden11,12 samt neuropsykiatriska sjukdomar såsom Parkinsons sjukdom, epilepsi13,14,15. Selektiv och temporally precisa metoder för experimentell manipulation av nätverket svängningar är därför viktiga för utvecklingen av fysiologiskt rimliga modeller av synkronisering och för att fastställa orsakssamband med beteende.

Nätverk synkronisering medieras av olika biologiskt substrat och processer, alltifrån molekylär identitet av jonkanaler och deras kinetik till neuromodulation retbarhet och nätverksanslutning. Biologiska utformningen av rytm generatorer16 har avslöjats för många hjärnan rytmer, skilda aspekter av som (t.ex., frekvens, amplitud) är ofta till följd av dynamiken i olika celltyper och nätverk. Exempelvis är hämmande interneuroner inriktning i somata av huvudsakliga celler de viktigaste aktörerna över frekvensband och hjärnan regioner17,18, inklusive theta19,20, gamma20 , 21och rippel (140-200 Hz)22 svängningar. I sin tur säkerställs fas synkronisering av avlägsna celler genom robust feed-forward signalering av pyramidala celler, som återställer bränning av interneuroner. En avgörande parameter för svängningar, storleken på synkroniserade neuronala befolkningen, är nära besläktad med den uppmätta LFP svängningens amplitud och, åtminstone för snabba svängningar, beror på den excitatoriska enheten på interneuroner2. Däremot långsammare svängningar, som delta och theta rytmer, genereras av långväga reentrant loopar, bildas av cortico-thalamic23,24 och Hippocampus-mediala septal prognoser25, 26,27, respektive. Svängningar i sådana kretsar är följd av interaktioner av signalen förökning förseningar, hetsiga svaren och deras frekvens preferens i deltagande celler28,29,30, 31 , 32. hämmande prognoser från GABAergic parvalbumin (PV)-positiva celler av mediala septum (MS) till interneuroner i hippocampus25,33, parahippocampal regioner och entorhinal cortex26 är väsentliga för generering av theta svängningar i den mediala temporalloben. Således, fysiologiska mekanismer av nätverket svängningar och neuronala synkronisering kan manipuleras med optogenetik med en realtid precision.

Cell typspecifika optogenetic manipulationer har tillämpats för studier av hippocampus och kortikala svängningar i vitro34,35,36,37,38 och invivo30,39,40,41,42,43,44,45, inklusive funktionella utredningar av gamma5,12,36,46,47,48,49,50, 51,52 och rippel svängningar40,53,54 och sömn spindlar55,56. Nyligen uttryckte vi ett Cre-beroende ChR2 virus i MS, en nyckelregion för generering av hippocampus theta rytmen, PV-Cre möss. Använder detta preparat, kontrollerades dragen av hippocampus theta svängningarna (frekvens och tidsmässiga stabilitet) av optogenetic stimulering av hämmande prognoser av MS i hippocampus11. Dessutom frammanade theta frekvens optogenetic stimulering av hämmande septo-Hippocampus prognoser theta rytm under vaken orörlighet. Optogenetically fångas upp theta rytm visas egenskaperna för spontana theta svängningar i musen på LFP och neuronal aktivitetsnivå.

Viktiga funktioner i detta protokoll: (1) utnyttjande av ett hämmande väg som är fysiologiskt kritiska för spontana theta svängningar samtidigt undvika ospecifika effekter på Hippocampus retbarhet; (2) axonal, dvs, projektion-specifika stimulering att minimera en direkt påverkan på icke-Hippocampus MS efferents; (3) lokala theta-rytmiska ljus stimulans, säkerställer en minimal direkt inblandning med theta-rytmiska septo-Hippocampus dynamik och en global bilaterala övningsprovet av theta svängningar; (4) parametrisk kontroll av theta svängningar frekvens och korrekthet. och (5) kvantifiering av övningsprovet trohet med hög temporal upplösning använder LFP för att möjliggöra kvantitativa kausalitet analys i beter sig djur. Eftersom denna beredning i huvudsak kapitaliserar på en välkänd roll av den septo-Hippocampus avhämning i theta generation25,30, gör det robust kontroll över flera parametrar av theta svängningar i beter sig möss. Studier där andra mindre undersökta spridningsvägar och celltyper av septo-Hippocampus kretsen var manipulerade38,39,47,49,50,51 , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 avslöja ytterligare mekanismer av theta rytmen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

PV-Cre inpressning hanmöss59, 10-25 veckor gammal, användes. Möss var inrymt under standart villkorar i djuranläggningen och höll på en cykel med 12 h i ljus och mörker. Alla förfaranden utfördes i enlighet med nationella och internationella riktlinjer, och godkändes av de lokala hälsomyndigheterna (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz, Nordrhein-Westfalen).

1. viral injektion

  1. Under hela förfarandet, följ biologisk säkerhet riktlinjer60. Bära en labbrock, en kirurgisk mask, ett hårnät och två par handskar.
  2. Tillskurna ca 1 m lång slang med en steril skalpell eller sax, sätter in den i blocket spruta innehavaren av pumpen och fixa det.
    1. Fyll slangen helt med silikonolja med hjälp av sprutan.
    2. Kontrollera om luftbubblor visas i slangen. Om luftbubblor observeras, Fyll slangen igen med olja.
    3. Fixa kolven till pusher block.
    4. Långsamt förväg pådrivaren mot sprutan innehavaren blocket tills kolven vidrör slangen.
    5. Sätt spetsen på kolven i slangen och automatiskt flytta pusher blocket framåt i långsam takt genom att välja ”Infuse” i kommandofönstret och en låg infusionshastighet (t.ex., 500 nL/min) tills den når spruta innehavaren blocket.
  3. Förbereda injektionsnålen (34G).
    1. Ta bort nålen navet med en tydlig skära med en precision borr/grinder ansluten till en skärande disk. Om det behövs kan du använda en nål för att ta bort metall rester från nyklippt ytan.
    2. Gänga kapillär slangar (3-4 cm längd) genom nålen.
    3. Limma nålen till slangen med superlim.
    4. Anslut injektionsnålen till slutet av slangen, som ansluter till mikrosprutan pumpen.
  4. Fäst nålen till innehavaren av stereotaxic.
  5. Dra ut luften tills en luftbubbla i det genomskinliga röret ovanför nålen syns.
  6. Söva musen med 1,5-3% isofluran i syre. Vänta ca 2-3 min och sedan bekräfta att musen är fullt anesthetized genom att bedöma sitt svar på en tå nypa. Under hela operationen övervaka djurets andning och justera isofluran koncentration om det behövs.
  7. Placera musen i stereotaktiska ramen med icke-traumatiska öra innehavare.
  8. Skydda ögonen på musen med en lipid gel.
  9. Injicera 0,1 mL lidokain intradermalt under huvudet huden med hjälp av en 0,01-1 mL spruta och en kanyl med 26G i injektion.
  10. Raka och desinficera musens huvud med etanol lösning. Sedan växelvis tre gånger 2% klorhexidin med etanol att desinfektera operationsområdet.
  11. Utföra en mittlinjen snitt med fin och skarp sax kommer från baksidan av öronen att nivån på ögonen så att de bregma och lambda är synliga.
  12. Rengör skallen genom att applicera ca 50 µL av NaCl med hjälp av en spruta och torka med en papper vävnad och en luft puff.
  13. Placera musen huvudet genom att justera dorso-ventrala nivån på näsan klämman så att de bregma och lambda är på samma dorso-ventrala nivå (± 0,3 mm).
  14. Borra ett hål ovanför MS (AP 0,98 och L 0,5 mm med hänvisning till bregma).
  15. Vid denna punkt, Frosta en alikvot av viruset (bör innehålla minst 2 µL av AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato.WPRESV40) under cirka 5 minuter i rumstemperatur (RT).
  16. Centrifugera alikvoten vid cirka 4 000 x g på RT i 1 min.
  17. Pipettera den 2 µL av viruset på en bit Parafilm; Använd tidigare skyddade sida.
  18. Doppa spetsen på injektionsnålen i vätskan och noggrant återkalla omkring 500 nL/min medan du observerar nivån av vätskan. För att förhindra luft sugning, stoppa uttag innan viruset tas helt upp. Justera uttag enligt lösning viskositet; snabbare kan underlätta tillbakadragande av ett virus med högre viskositet.
  19. Ren nålen med ett papper.
  20. Kontrollera att viruset ingår i röret och viruset och oljan skiljs åt av en luftbubbla. Markera nivån på viruset på röret för att kontrollera huruvida virus framgångsrikt infunderas under injektionen.
  21. Placera nålen ovanför kraniotomi och sakta in den i hjärnan vid den första injektion punkten (AP 0,98, L 0,5, V -5,2, 5,5 ° i sidled).
  22. Injicera 450 nL av viruset i en takt av 100-150 nL/min. vänta 10 min. försiktigt flytta nålen upp 0,1 mm och vänta en annan 5 min.
    1. Flytta nålen till den andra injektion punkten (AP 0,98, L 0,5, V -4,6) och injicera en annan 450 nL på 100-150 nL/min.
    2. Vänta igen i 10 min innan du flyttar nålen upp 0.1 mm. vänta en annan 5 min innan du tar bort nålen.
  23. Sutur snittet med silke Svart flätad sutur med square knop. Värma djuret med en röd lampa för att påskynda återhämtningen. Administrera antibiotika (0,3 mL Erycinum (1:4 i steril NaCl)) och karprofen i.p. dagligen 2-3 dagar efter operationen.
  24. Kapa eventuellt röret ovanför markeringen som anges nivån av viruset. Röret kan användas för ytterligare injektioner. Förbered en ny injektionsnål före varje injektion.
    Obs: Denna operation tar ca 1-1,5 h. Djuret vaknar vanligtvis inom 5 min efter operation. Vänta i minst tid av 6 veckor för tillräcklig axonal uttryck men inte längre än 5 månader innan du utför stereotaktisk implantationer, som uttrycksnivåerna börjar minska cirka 6 månader efter virus injektionen.

2. beredning av optiska fibrer (figur 1A)

  1. Använd multimode fiberoptisk fiber (105 µm kärna, glas med kiseldioxid kärna, 0,22 NA plätering). Strip 125 µm beklädnad av fiber kärna med en mikro-strippa samtidigt fibern är knuten till fiber spolen.
  2. Skär fibern till en längd av cirka 2-3 cm med en diamant kniv.
  3. Infoga fibern i en zirconia keramiska stick-hylsa (ID: 126 µm). Cirka 0,5-1 mm av optisk fiber ska sticka ut från den konvexa sidan av hylsan.
  4. Med hjälp av en nål, applicera en droppe epoxi lim till båda ändarna av hylsan, men inte på sidorna av hylsan. Alternativt använda superlim.
  5. Låt limmet torka i minst 30 min.
  6. Polska den konvexa sidan av hylsan med diamond läppning fiber polering filmen (3 µm gryn).
  7. Testa trohet av ljus överföring via en optisk wattmetern.
    1. Ställ in våglängden på wattmetern till samma våglängd som laser används.
    2. Placera korskopplingskabel med spetsen vänd mot centrum av sensorn. Driva på laser och Läs ljuseffekt wattmetern. Registrera mätvärdet.
    3. Anslut den optiska fibern till patch sladden via en parning ärm och placera den med spetsen på fibern vänd mot centrum av sensorn. Driva på laser och Läs ljuseffekt wattmetern. Registrera mätvärdet.
    4. Beräkna överföringshastighet: dela upp det andra värdet av det första värdet. Om överföringshastigheten är lägre än 0,5, kassera fibern, annars Använd den för implantation.
    5. Testa överföringshastigheten för varje fiber före implantation.
    6. För senare experiment, justera ljusintensiteten utdata från lasern till överföringshastigheten av optisk fiber: Ange ljusflödet från korskopplingskabel spetsen till 5-15 dividerat med överföringshastighet att uppnå ett slutgiltigt ljusflöde från fiber spetsen på 5-15 mW.
      Obs: Se även ref. 61 för beredning av optiska fibrer.

3. beredning av volframtråd kedjor för LFP Recordings (figur 1B)

  1. Limma flera (till exempel 6) 100 µm kiseldioxid tube guider parallellt med den klibbiga sidan av en bit tejp. Skär en bit, ca 4-6 mm, för en tråd matris montering.
  2. Gänga formvar-isolerade 45 µm volfram ledare ledhylsorna använda pincett.
  3. Strip sex emalj-isolerade fina koppar limning trådar (ca 5 mm lång) och en grundstötning tråd (ca 2-3 cm lång) med en skalpell för att skrapa bort isoleringen i båda ändarna. Löda dem till nanoconnector stift.
  4. Anslut varje bindning tråd till en volframtråd med en droppe av silver konduktiv färg, respektive. Låt torka minst 30 minuter.
  5. Gäller en minsta mängd cement att täcka trådarna. Applicera inte cement på volfram trådarna, som kommer att infogas i hjärnvävnaden eller på övre delen av nanoconnector. Låt kittet torka minst 30 minuter.
  6. Utföra en kantig klippa (5-20°) av volfram kablarna med trubbig sax i rostfritt stål till aktivera tillförlitlig implantation av trådarna nedan eller över zonen ventralt intill den stratum pyramidale, där theta amplitud är för lågt för uppskattning av den övningsprovet trohet.
  7. Deinsulate spetsen (ca 2 mm) av jordledaren genom att använda en skalpell för att skrapa bort isoleringen. Behandla det med flux och presolder.
  8. Kontrollera potentiella cross-samtalen mellan elektroderna med en digital multimeter. Till gör så, Anslut kontaktstift till multimeterns, som måste vara inställt i läget för mätning av motstånd. Kontrollera parvisa kombinationer av kanaler; en läsning på multimeterns nedanför 5 MΩ indikerar betydande överhörning.
  9. Kontrollera impedansen hos varje tråden i koksaltlösning använder en impedans mätare. Typisk impedans värden är lägre än 100 kΩ.
  10. För att underlätta implantation, limma en optisk fiber till arrayen tråd så att spetsen på fibern är i nivå med den kortaste tråden och fiber spetsen är i närheten, men inte röra volfram kablar. Vinkeln av fiber så liten som möjligt för att förhindra vävnadsskada under implantation.
    Obs: Se även ref. 62 för tillverkning av volfram tråd matriser.

4. stereotaxic implantationer

  1. Utför förberedelser som beskrivs i steg 1,6-1.13.
  2. Ta bort bindväven från toppen av skallen och tryck ned nackmusklerna grundligt av cirka 2 mm att förhindra muskel artefakter under inspelningen.
  3. Rensa skallen med en bomull-tip applikator och saltlösning och borra 4 hål (2 i fronten) och 2 ovan lillhjärnan, 0,8 mm diameter för att placera ben rostfria skruvar (00-96 x 1/16) för marken och stabilisering av implantatet (figur 1 d). Placera marken skruven, ansluten till en koppartråd (ca 2-3 cm lång) över lillhjärnan.
  4. Täcka marken-skruven helt med cement för att förhindra muskel artefakter under elektrofysiologiska inspelningarna. Bygga en cement ring ansluta alla skruvar (figur 1E).
  5. Utföra en kraniotomi ovanför implantation sidan (Hippocampus, AP-1.94, L 1.4, V 1.4 med hänvisning till bregma). Applicera ungefär 5 µL steril NaCl på ytan av hjärnvävnaden.
  6. Långsamt sänka tråd matrisen med stereotaxis i kraniotomi. För ett enhetligt recordings, implantat en silikon sond i stället för en tråd matris63; för att förhindra optoelectric ljus artefakter, implantat i optisk fiber separat i hippocampus med fiber spetsen inte direkt inför sonden (figur 1 c -jag). För utredning av samordningen av övningsprovet mellan hjärnhalvorna, implantat en extra optisk fiber i området kontralaterala Hippocampus CA1.
  7. Tillsätt cirka 5 µL varma flytande vax/paraffin olja, förvärmd vid 70 ° C, med en spruta ovan implanteringsstället att skydda hjärnvävnad.
  8. Applicera cement runt arrayen tråd och täcka skallen med cement.
  9. Applicera en droppe av flux till presoldered marken/referens tråd och presoldered tråd ansluten till marken skruven med till exempel en nål och säkring kablarna med en lödning maskin.
  10. Täcka hela jordledaren med cement.
  11. Administrera 0,3 mL Erycinum (1:4 i steril NaCl) och karprofen (5mg/mL) i.p. efter operation och för minst två dagarna efter. Musen som vanligtvis vaknar inom 15 min efter operation. Värma djuret med en röd lampa för att påskynda återhämtningen.
  12. Övervaka vikten på musen dagligen under den första veckan efter operationen eller tills vikten är stabil. Viktminskning bör inte överstiga 10% av musen vikt registreras före operation. För att påskynda stabilisering av vikt, leverera musen med våt mat och kondenserad mjölk under de första dagarna efter operationen.
  13. För att registrera Hippocampus cellulär aktivitet under övningsprovet, implantat en silikon sond i hippocampus (AP-1.94, L 1.4, V 1, med efterföljande sänkning) som beskrivs i ref. 62 (figur 1 c -jag). Implantat av optisk fiber i hippocampus vid AP -3, L 1.4, V 1.6, 39 ° caudal-rostralt. Implantera en extra optisk fiber i MS (AP +0.98, L 1, V 3.9, 15 ° lateral) om stimulering av cell somata önskas.

5. Optogenetic stimulering och elektrofysiologiska datainsamling

  1. Habituerar musen till inspelning setup (t.ex., 15 min sessioner, 1-2 sessioner per dag i 3 dagar). Undersöka djurets beteende innan du börjar med den första experimenten. Om musen är i rörelse i kammaren, att utforska miljön, sniffa, utför rearings, etc., starta den första experimentella sessionen.
  2. Placera musen i en bekant kammare i avsaknad av andra djur i samma rum.
  3. Bifoga en LED till huvud-scenen med självhäftande tejp för att spåra djurets position. Kontrollera att LED-ljuset fångas av kameran under hela perioden att djuret är att utforska inspelning kammaren innan experimenten. Spela in i mörkret för att spåra LED-lampan. Placera en kamera ovanför inspelning kammaren.
  4. Kontrollera ljusflödet från korskopplingskabel. Uppskatta ljuseffekt från fiber spets efter anslutning beroende på överföringshastighet på fibern implanteras. Säkerställa att ljusflödet från spetsen av fibern är mellan 5-15 mW, aktivera tillförlitlig övningsprovet.
  5. Anslut den headstage förförstärkare till kroniskt implanterade kontakten. Anslut fiberoptiska patch till kroniskt implanterade Hippocampus fibern för optogenetic stimulering experiment. I kontroll ljus stimulering experiment, Anslut den optisk fibern till en attrappen bleck ansluten till headsetet.
  6. Placera musen i inspelning kammaren.
  7. Öppna programvaran för att styra stimulans generator för att generera protokollet stimulering.
  8. Välj den kanal som styr 473 nm DPSS laser. I den första raden anger du 3.000 mV (1 kolumn), tid 30 ms (2: a kolumn), värdet 0 mV (3: e kolumnen), tid 112 ms (4: e kolumn), ror upprepa 840 och gruppera repeat 1, för att generera ett protokoll för 2 min av 7 Hz stimulering med 30 ms långa pulser. Justera tid varaktighet i den 4: e kolumn och antalet rad repetitioner om stimulering på en annan frekvens eller en annan varaktighet krävs. I den andra raden väljer 0 mW (1 kolumn), tid 500 h (2: a kolumn), rad Upprepa 1 och gruppen Upprepa 1, för att säkerställa att laser är att vara avstängd efter stimulering protokollet är avslutat.
  9. Klicka på ”fil > Spara som” och spara filen med ett önskat namn.
  10. Försäkra att stimulatorn TTL utgång utlöser lasern ansluts till Digital Lynx analog ingång styrelsen att synkronisera förvärvet av elektrofysiologiska och optogenetic data.
  11. Alternativt, för att reglera parametriskt variabilityen av theta svängningen frekvens, tillämpa tåg av ljuspulser på varierande mellan puls intervall, med perioder efter en Gaussisk fördelning. Ändra spridningen av Inter puls intervall för olika protokoll, t.ex., från steg 3,2 till 15,1 ms2. Tillämpa dessa protokoll för att generera theta epoker med olika variationer av theta frekvens (figur 6).
  12. Öppna programvaran av inspelningssystemet. Klicka på ”ACQ” att förvärva och 'REC' för att spela in. Vänta innan inledandet av ljus stimulans att registrera baslinjen beteendet (t.ex., 2 min att hämta baslinjen hastighet eller 30 min att extrahera plats originalplansfälten).
  13. Öppna programvaran för att styra stimulans generator. Klicka på ”> Öppna fil” och välj filen protokollet av val. Klicka på ”Ladda ner och börja” om du vill initiera ljus stimulans.
    Obs: Experimentet kan vara tillfrågade och att stimulera igång via fjärrkontroll; Detta utesluter påverkan av närvaron av experimenter på djurets beteende. Beroende på syftet med studien, kan stimulering inledas och avslutas under specifika beteenden.

6. ett kombinerat tillvägagångssätt för Optogenetic övningsprovet och projektion-specifik hämning av hippocampus utdata

  1. Uttryck ChR2 i MS GABAergic celler i PV-Cre möss, som beskrivs i avsnitt 1.
  2. Dessutom injicera sammanlagt 2,4 µL av CamKIIα beroende av halorhodopsin (eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH) i båda dorsala Hippocampus hjärnhalvorna (AP -1,7; L ± 1,05; V-2.05 och -1.4 mm; AP -1,7; L ± 1,7; V-2.05 och -1,55 mm; AP -2,3; L ± 1,5; V -2,2 och -1.3 mm; AP -2,3; L ± 2,2; V-1.65 och -2,45 mm).
  3. Det tar 6 veckor uttryck tid.
  4. Implantera en volfram tråd matris med optisk fiber i regionen Hippocampus CA1, som beskrivs i avsnitt 4. Dessutom implantat bilateralt optiska fibrer i laterala septum (LS, AP 0,1, L 0,25 V -2,25 mm och AP 0,5, L -0,3, V -2,7 mm).
  5. Utföra optogenetic theta övningsprovet experiment som beskrivs i steg 5.4-5.5.
    1. För samtidig hämning av hippocampus utdata till LS, generera en protokoll stimulans generation: e.g., utlösa uppkomsten av utkanalen ansluten till 593 nm DPSS laser 15 s med en kontinuerlig puls varar i totalt 45 s, innan utlösning pulser utdata till 473 nm DPSS laser.
    2. Anslut båda fibrer i LS via korskopplingskabel använder en multimode fiber optic redskapsfäste på 593 nm DPSS laser.
    3. Starta inspelningen och hämta och utlösa protokollet för att styra stimulans-generationen.

7. databearbetning

  1. Konvertera de elektrofysiologiska signalerna och placera uppföljningsdata med neurofysiologiska Data (ND) Manager till .dat och .pos format, respektive64.
  2. Få LFP genom låg-pass filtrera och down-provtagning av wide-band signalen till 1 250 Hz använder ND Manager66.
  3. Varje inspelning, markera kanalen med maximal amplitud av theta svängningar (med Neuroscope)19.
  4. Upptäcka tidsstämplar av laserpulser och stimulering epokerna med en tröskel att upptäcka algoritm (med hjälp av MATLAB funktionen findpeaks.m eller liknande)11.
  5. För att importera ett flerkanaligt data analys programvara .dat-fil, klicka på ”fil > Importera”, Välj ”binära filer” som datatyp och välj den .dat fil. I inställningsdialogrutan, ange rätt antal kanaler och en samplingsfrekvens på 1 250 Hz, klicka ”ok” och Spara som .smr fil. Rita ström spectra genom att välja ”analys > nya resultatet Visa > PowerSpectrum”. I inställningar, Välj kanal med den högsta amplituden theta och 16 384 FFT storlek, klicka på ”ny”, definierar som ”starttid” början av stimulering epok och som ”End time” i slutet av den stimulering epok, och klicka på ”Process”.
  6. Beräkna övningsprovet trohet som förhållandet mellan den kumulativa spektral effekttätheten (PSD) inom frekvensområdet optogenetic stimulering (stimulering frekvens ± 0,5 Hz), att den kumulativa PSD theta (5-12 Hz) bandet med metoden multitaper (NW = 3, fönsterstorlek 8,192) för 10 s epoker (t.ex., toolkit < http://chronux.org/>).
  7. Utesluta inspelning epoker där den dominerande PSD-toppen är ≤ 5 Hz från analys (icke-theta epoker, använda MATLAB funktion find.m).
  8. Rita raster av LFP power spectrana för alla inspelade epoker enligt beräknade övningsprovet trohet (med MATLAB funktioner sortrows.m och pcolor.m). Ladda power spectra och övningsprovet trohet genom att klicka på ”filen > Öppna”, lagras variabel In. typ Power = sortrows(In,1); pcolor(Power(:,2:End)).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Inriktning av ChR2 GABAergic celler i MS som beskrivs i avsnitt 1 illustreras i figur 2A. Optogenetic stimulering av axoner av MS GABAergic celler i dorsala hippocampus via en optisk fiber som är implanterad ovanför CA1 entrains theta svängningar på frekvensen av stimulans i ipsilaterala (figur 2B) samt kontralateral halvklotet (figur 2 c). Theta svängningar kunde fångas mer eller mindre effektivt av optogenetic stimulering (figur 3A), effekten av som beräknades för varje inspelning epok som en relativ theta LFP makt runt stimulering frekvensen, dvs. övningsprovet trohet (figur 3B). Övningsprovet trohet ovan 0,3, dvshögre än i de spontana light-off inspelningarna, observerades hos cirka 80% av inspelning epoker. Optostimulation vid icke-theta frekvenser var mindre effektiva (figur 3 c).

Explicit dvs, parametriska manipulation av theta svängningar frekvens åtföljs av framväxande förändringar av theta regelbundenhet: temporal regelbundenheten i amplitud och frekvens theta svängningarna ökades under epokerna med hög övningsprovet trohet. Stabiliteten i svängningar kan också regleras parametriskt genom att tillämpa tåg av ljuspulser, perioder som följer Gaussiska fördelningar med olika dispersioner (figur 4).

Optogenetic kontroll över svängningar frekvensen elimineras korrelationen mellan theta frekvens och hastighet, i samförstånd med frekvens kontroll via MS av stigande afferenter under rörelse (figur 5A). Optostimulation inducerad också theta svängningar under orörlighet (figur 5B). Förmånliga bränning faser som registrerats i området CA1 i förmodad pyramidala celler och interneuroner var oförändrade i förhållande till optogenetically fångas upp theta svängningen jämfört med spontana theta (figur 6).

Att studera bidrag hippocampus till den laterala septum väg i theta-medierad reglering av förflyttning, vi optogenetically hämmas denna väg. Halorhodopsin (eNpHR3.0) uttrycktes bilateralt i hippocampus pyramidala celler (figur 7A), medan ChR2 uttrycktes i MS GABAergic celler som ovan och theta svängningar var optogenetically fångas upp (figur 7B). Den theta övningsprovet nedsatt variabilitet av kör hastighet men inte när hippocampus till LS vägen hämmades (figur 7 c).

Figure 1
Figur 1: Illustration av optiska fibrer, elektroder och kirurgi. (A) Illustration av en optisk fiber. (B) Illustration av en tråd matris limmade till en optisk fiber för inspelning av hippocampus LFP under övningsprovet av hippocampus theta svängningar. (C) för inspelning av hippocampus cellulär aktivitet, en silikon sond är monterad på en microdrive. (D) miniatyr skruvar placeras på skallen. Koppartråd är presoldered på marken och referens skruven innan du placerar dem över lillhjärnan. (E) Cement används för att täcka och ansluta skruvarna. Den övre blå cirkeln anger där kraniotomi utfördes för implantation av silikon sonden. Lägre blå cirkel anger där kraniotomi utfördes för implantation av optisk fiber i hippocampus. (F), en optisk fiber är implanteras i kaudala-rostralt vinkel att rikta regionen Hippocampus CA1. En andra fiber kan implanteras i mediala septum om stimulering av cell somata önskas (valfritt). (G), silikon sonden sänks till strax ovanför Hippocampus CA1 området. (H) gränsar av de microdrive och kontakten är cementerade till implantat och marken, och referens trådarna är lödda. (jag) koppar nät byggs för att omge implantatet och fungera som en Faradays bur. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: förberedelse för optogenetic Hippocampus theta övningsprovet. (A) ChR2 uttrycktes i PV+ mediala septal celler i PV-Cre möss (övre scheme). Ljusa fluorescens i MS (1, 2) bekräftar framgångsrika konstruera uttryck i somata. MS fibrer projektet via fornix (f) och fimbria (fi) till hippocampus (3-6). ACA: främre commissure; främre delen. HDB: kärnan av den horisontella delen av diagonala bandet; Eller: stratum oriens. Den optisk fibern för optogenetic stimulering med blått ljus är implanterad ovanför pyramidal lagret av hippocampus området CA1 (lägre scheme). Skala barer: 500 µm (bilderna 1, 3, 4) och 50 µm (bilder 2, 5, 6). (B) Hippocampus LFP under spontana theta svängningar (vänster) och 7 Hz (i mitten) eller 10 Hz (höger) optogenetic övningsprovet. Blå ränder visar tiden Fönstren av ljusbehandlingen. Observera den fasen återställning av en ljuspuls som indikeras av en pil. Obs gamma kuvert under spontana och fångas theta, en indikator på fysiologiska theta rytm. Fas återföring mellan stratum oriens (str. eller.) och stratum radiatum (str. rad.) bibehålls även under övningsprovet. (C) ångan är tillförlitliga under ipsilaterala (övre tomter), samt kontralateral (lägre tomter) optogenetic stimulering. System illustrerar positioner av fibrer i respekt till elektroder positioner. Exempel LFP spår under theta och tillämpning av ljuspulser visas i mitten. Till höger, power spektra av hippocampus LFP under ipsi- och kontralaterala stimulering färgkodade enligt stimulering frekvens. Denna siffra har ändrats från ref. 11. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3: trohet optogenetic Hippocampus theta övningsprovet. (A), exempel Hippocampus LFP spår under låga och höga övningsprovet trohet. (B) Power spectral tätheter av 10 s epoker under spontana theta, med rader som beställs enligt ledande theta frekvens (vänster), och under 7 Hz (mitten) och 10 Hz (höger) optogenetic stimulering, med rader som beställs enligt övningsprovet trohet. Respektive exempel power spectra (indikeras av en pil) ritas ovanför. Notera tillförlitlig övningsprovet trohet över epoker. Till höger visas den kumulativa sannolikheten av övningsprovet trohet för theta frekvens. (C) övningsprovet kräver theta rytmisk stimulering. Hippocampus nätverksaktivitet kan fångas framgångsrikt använder frekvenser mellan 6-12 Hz. Vid lägre frekvenser (t.ex., 2 eller 4 Hz) eller högre frekvenser (t.ex., 20 Hz) övningsprovet inte är tillförlitlig. Denna siffra har ändrats från ref. 11. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 4
Figur 4: parametriska manipulation av theta svängningar regelbundenhet. (A) stimulering tillämpades vid varierande frekvenser inom intervallet theta med en genomsnittlig frekvens på 7,8 Hz efter en Gaussisk fördelning. Standardavvikelsen mellan puls intervaller höjdes över protokoll från σ = 3.19 till σ = 15,09. Totalt var 11 protokoll genereras och tillämpas, med en total varaktighet på stimulering epoken av 1 min. Av dessa sannolikhetsfördelningen för 5 protokoll visas till vänster i figuren. Power spectral tätheterna inom ett intervall på 1-14 Hz av den Hippocampus LFP under applicering av respektive protokoll ritas i mitten av figuren. Sannolikheterna för de theta perioderna under applicering av respektive protokoll illustreras till höger. (B), variansen för det applied mellan puls intervall bestäms variansen för perioden samtidiga theta (Pearson's r = 0,94, p = 0,0002). (C) förhållandet mellan theta amplitud variabiliteten och mellan puls intervall (Pearson's r = 0,61, p = 0,08). Denna siffra har ändrats från ref. 70. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 5
Figur 5: Optogenetic theta rytmiska övningsprovet bestämmer Hippocampus LFP under beteende. (A) Optogenetic stimulering frekvens bestäms theta frekvens under förflyttning. Därför hastighet-relaterade afferenter påverkar inte Hippocampus theta frekvens, och följaktligen hastighet är inte korrelerad med theta frekvens (blå) som det är under spontana theta (svart). Data presenteras som menar ± s.e.m. (B) under lugna vakenhet, den Hippocampus theta kan utlösas i avsaknad av rörelse. Hippocampus LFP spår före och under framgångsrika övningsprovet visas ovanför och exempel hastighet spår inspelade under övningsprovet visas nedan (det röda spåret motsvarar Hippocampus LFP tracen avbildad ovan). Blå ränder Markera tid Fönstren lätt stimulering pulser. Denna siffra har ändrats från ref. 11. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 6
Figur 6: Hippocampus cellulär aktivitet under theta övningsprovet. (A) cellulär aktivitet spelades in med hjälp av silikon sonder (scheme). Enda interneuronen och pyramidala celler var isoleras och identifieras enligt deras respektive vågform. Här visas de genomsnittliga vågform (mitten) och auto-korrelogrammetoder av ett exempel isolerade pyramidala celler. (B) Preferred ansvarsfrihet fasen av pyramidala celler (Pyr) var inte annorlunda under spontana (i svart, n = 29 nervceller) och optogenetically fångas upp (i blå, n = 30) theta (p = 0,79). (C) visas här är den auto-korrelogrammetoder (vänster) och förmånliga bränning fasen av en snabb-bränning interneuron under spontana och optogenetically fångas upp theta. Nedanför den motsvarande Hippocampus LFP rytmen under spontana (vänster) och fångas (höger) theta. (D) Preferred ansvarsfrihet fas av snabb-bränning interneuroner skiljde sig inte under spontana (i svart) och optogenetically fångas upp (i blå, n = 28 nervceller) theta (p = 0,97). Genomsnittliga auto-korrelogrammetoder visas till vänster. (E) genomsnittliga auto-korrelogrammetoder str. oriens celler. (F) Preferred ansvarsfrihet fasen av str. oriens interneuroner var inte annorlunda under spontana (svart) och optogenetically fångas upp (blå, n = 10 nervceller) theta (p = 0,56). Histogrammen för Rekommenderad ansvarsfrihet faser visas till höger. (G) genomsnittliga bränning priser påverkades inte av theta övningsprovet i pyramidala celler (p = 0,98), snabb-bränning interneuroner (p = 0,96) eller str. oriens interneuroner (p = 0,85). Denna siffra har ändrats från ref. 11. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 7
Figur 7: kombination av hippocampus theta övningsprovet och optogenetic hämning av den Hippocampus subkortikala utgång via LS. (A) eNpHR3.0 (halorhodopsin) uttrycktes i hippocampus pyramidala celler (övre scheme). Framgångsrika uttryck för bygga bekräftades av ljusa fluorescens i somata i hippocampus (övre bilderna) och axoner i LS (lägre bilder). Optiska fibrer var implanteras bilateralt ovan LS (lägre scheme). Skala barer: 500 µm (bilder till vänster), 50 µm (bilder till höger). (B) Hippocampus theta är framgångsrikt fångas upp under hämning av hippocampus till LS väg. Här visas power spectral densiteter för 9 Hz blå ljus stimulering under utdata hämning. (C) hämning av större Hippocampus subkortikala utgång väg förhindrar effekterna av hippocampus theta övningsprovet på hastighet. Här visas är minskningen i hastighet variabilitet vid optogenetic övningsprovet (vit bar med blå kanter), med är frånvarande vid samtidig hämning av hippocampus till LS väg (gula fältet med blå kanter). Respektive genomsnittlig baslinje hastigheten visas till vänster. Denna siffra har ändrats från ref. 11. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Här presenterade vi en lättillgänglig metod för att stiga på tåg och framkalla Hippocampus theta svängningar i beter sig djuret. Detta tillvägagångssätt kan vara användbar för studier av theta rytms funktioner i informationsbehandling och beteende. Kritiska aspekter av denna metod inkluderar: (1) val av opsin och inriktning av ChR2 axoner av MS celler i hippocampus, (2) robusta optiska och elektriska funktioner av implanterade optic fiber-tråd matris församlingar att säkerställa kontinuerlig stimulering och LFP inspelning i beter sig möss, (3) tillämpningen av en optimal mängd ljus på theta frekvens, (4) post hoc kvantifiering av övningsprovet trohet och (5) kontroll av optoelectrical artefakter.

Den huvudsakliga protesten av den första punkten är en säkert virus injektion skona den medialt belägna venösa plexus. Suboptimal kirurgiska utförandet av detta steg kan minska andelen framgångsrika injektioner och potentiellt fördröja förvärvet av resultat. Kinetiken av en opsin bör övervägas, ChR2 (aktiveringstid: 2 ms, inaktivering tid: 9 ms65). Den andra punkten kräver kontroll av trohet ljustransmission och impedans inspelning elektroder före implantation, och vanligtvis gynnar från snabb tillverkning av ytterligare implantat.

Det tredje övervägandet är gemensamma för optogenetik sikte i stor skala krets manipulationer, och innebär ljuskällor och optiska sammankopplingar, som levererar via en 100 µm fiber ljus effekt i hjärnan av 5-15 mW. För varje mus och före varje inspelning, kan en test inspelning utföras för att ställa in ljuseffekt till optimala intensiteten för experimentet. Ljuskällan bör vara tillräckligt hög för att aktivera ett tillräckligt antal prognoser att tillåta pålitliga övningsprovet av theta svängningar, men inte för hög, för att förhindra termiskt framkallat svar och vävnadsskada.

Den vidare aspekt gäller synkroniseringen av ljuspulser och LFP data, uppnås med högsta precision genom provtagning av båda typer av data via den samma AD-omvandlaren. Synkroniserade tidsstämplar krävs särskilt för andra potentiella tillämpningar som siktar på studier av neuronala ansvarsfrihet och LFP. Övningsprovet effekt kan variera mellan och inom stimulering epoker; Detta beror troligen på rhythmicity störningar av optogenetic stimulering med inneboende- eller sensoriska driven signaler, på grund av flera generatorer theta rytm16,66,67, 68. kvantifiering av detta högdynamiska optogenetic manipulation69 momentana trohet är därför mycket hjälpsamt för kausal inferens, dvsför att avslöja förhållandet mellan en effekt magnitud (t.ex. , förändring i beteende) och Momentan effekt av optogenetic kontroll av valda synkronisering aspekter. Allt flera svängning parametrarna kan påverkas av optogenetic stimulering, t.ex., övningsprovet förmedlar inte bara frekvens låsning utan också en mer regelbunden amplituden av theta svängningar11.

Femte är optogenetic stimulering ofta associerade med optoelectrical artefakter, framkallat i metall elektroder av photoelectrochemical effekt. Deras grad beror på det elektrod materialet, närheten av elektroden spetsen till optisk fiber och ljus makt. I de experiment som beskrivs här, optoelectrical artefakter kan undvikas genom att öka avståndet mellan fibern och inspelning elektroden, nära positionering av som inte är väsentliga för theta svängning övervakning. Optoelectrical artefakter visas konsekvent form i tid och mellan kanaler och, därför, under spike sortering de är vanligtvis grupperade i ett distinkt kluster och inte överlappar med inspelade nervceller70. Samtidigt grupperas inte en bråkdel av handlingspänningar, vågformer som ändras med artefakter, sorteringsalgoritmer med andra spikar sparken av en neuron. Laminär LFP profiler erhålls med olika elektrod konfigurationer, inklusive wire matriser (figur 2B) och linjär silikon sonder, aktivera en klar differentiering av artefakter och sanna LFP mönster, baserat på konstant fasen av den tidigare och fysiologiska laminar fas kompenserar den senare. Baslinjen inspelningar före stimulering aktivera utforskning av karakteristiska theta funktioner såsom typiska laminar fas profiler.

Optogenetic kontroll av theta svängningar leder till theta övningsprovet i alla lager av lagrets CA1 hippocampus och även till kontralaterala övningsprovet. Detta bör tas till konto om ett experiment som syftar till en lokal stimulering (om effekterna av en stimulering av en trånga underregionen eller en subpopulation syftar till att studeras). Däremot, gör rumsligt inskränkt stimulering av hippocampus projektioner av MS PV+ celler som presenteras här en mindre deterministiska manipulation av theta svängningar, dvs, övningsprovet, än somatiska optogenetic stimulering av MS PV+ celler nyligen tillämpas i bedövat möss71. Den sistnämnda somatiska stimuleringen konsekvent resulterar i frekvenser av hippocampus svängningen upp till 40 Hz och thus föreställer fallet av en mycket tillförlitlig rytmiska pacing. Däremot den axonal stimulering som presenteras här är effektiv prioriterat i frekvensbandet theta (figur 3 c), och därför är mer lik övningsprovet, eventuellt via Kuramoto övergången72, dvsarbetar på frekvenser nära dem som närvarande vid stimulering debut spontana theta svängningarna.

Medan optogenetic preparatet beskrivs här möjliggör manipulation av theta svängning funktioner, somatisk optogenetic hämning av MS hämmande nervceller har tillämpats för effektiv hämning av theta svängningar under REM-sömn73. Integrationen av de två tekniker som använder optogenetic ställdon för motsatta kontroll av neuronal excitabilitet (t.ex., 12) kan potentiellt aktivera dubbelriktad kontroll av theta rytmen i samma djur för ytterligare studier av orsakssamband anslutningar mellan nätverk svängningar och olika aspekter av beteende.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har något att avslöja.

Acknowledgments

Vi vill tacka Maria Gorbati för experthjälp med dataanalys och Jennifer Kupferman för synpunkter på manuskriptet. Detta arbete stöds av Deutsche Forschungsgemeinschafts (DFG; EXC 257 NeuroCure, TK och AP; Prioriterade Program 1665, 1799/1-1(2), Heisenberg programmet, 1799/2-1, AP), Tysk-israeliska grunden för vetenskaplig forskning och utveckling (GIF; Jag-1326-421.13/2015, TK) och Human Frontier Science-programmet (HFSP; RGY0076/2012, TK).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PV-Cre mice The Jackson Laboratory B6;129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J
Name Company Catalog Number Comments
Surgery
Stereotaxis David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA Model 963 Ultra Precise Small Animal Stereotaxic Instrument
Drill bits, 0.8 mm Bijoutil, Allschwil, Switzerland 49080HM
0.01-1 ml syringe Braun, Melsungen, Germany 9161406V
Sterican cannulas Braun 26 G, 0.45x25 mm BL/LB
Fine and sharp scissors Fine Science Tools Inc., Vancouver, Canada 14060-09
Forceps Fine Science Tools Inc. 11210-10 Dumont AA - Epoxy Coated Forceps
Blunt stainless steel scissors Fine Science Tools Inc. 14018-14
Soldering station Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany WSD 81
Erythromycin Rotexmedica GmbH, Trittau, Germany PZN: 10823932 1g Powder for Solution for Infusion
Name Company Catalog Number Comments
Optogenetics
Hamilton pump PHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA model 703008 PHD Ultra Syringe Pump with push/pull mechanism
Hamilton 5 µL Syringe, 26 gauge PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Hamilton 5 µL Plunger PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Tubing Fisher Scientific, Pittsburgh, USA PE 20 Inner diameter 0.38 mm (.015"), Outer diameter 1.09 mm (.043")
Sterican cannulas Braun, Melsungen, Germany 27 G, 25x0.40 mm, blunt
Precision drill/grinder Proxxon, Wecker, Luxemburg fbs 240/e
Cutting disks Proxxon NO 28812
Cre dependent channelrhodopsin Penn Vector Core, Philadelphia, PA, USA AV-1-18917P Contruct name: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato, titer: 1.42x1013 vg/ml
Cam kinase dependent halorhodopsin Penn Vector Core AV-1-26971P Construct name: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, titer: 2.08_1012 vg/ml
Multimode optic fiber ThorLabs, Dachau, Germany FG105LCA 0.22 NA, Low-OH, Ø105 µm Core, 400 - 2400 nm
Ceramic stick ferrule Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA CFLC126 Ceramic LC MM Ferrule, ID 126um
Polishing paper Thorlabs LF3D 6" x 6" Diamond Lapping (Polishing) Sheet
Power meter Thorlabs PM100D Compact Power and Energy Meter Console, Digital 4" LCD
Multimode fiber optic coupler Thorlabs FCMM50-50A-FC 1x2 MM Coupler, 50:50 Split Ratio, 50 µm GI Fibers, FC/PC
Fiberoptic patch cord Thorlabs FG105LCA CUSTOM-MUC custom made, 3 m long, with protective tubing, Tubing: FT030, Connector 1: FC/PC, Connector 2: 1.25mm (LC) Ceramic Ferrule
Sleeve Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA ADAL1 Ceramic Split Mating Sleeve for Ø1.25 mm (LC/PC) Ferrules
473 nm DPSS laser Laserglow Technologies, Toronto, ON, Canada R471005FX LRS-0473 Series
593 nm DPSS laser Laserglow Technologies R591005FX LRS-0594 Series
MC_Stimulus II Multichannel Systems, Reutlingen, Germany STG 4004
Impedance conditioning module Neural microTargeting worldwide, Bowdoin, USA ICM
Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology
Tungsten wires California Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USA CFW0010954 40 µm, 99.95%
Capillary tubing Optronics 1068150020 ID: 100.4 µm
Omnetics nanoconnector Omnetics Connector Corporation, Minneapolis, USA A79038-001
Screws Bilaney, Düsseldorf, Germany 00-96x1/16 stainless-steel
Silicone probe NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, USA B32
Headstage Neuralynx, Bozeman, Montana USA HS-8 miniature headstage unity gain preamplifiers
Silver conductive paint Conrad electronics, Germany 530042
Liquid flux Felder GMBH Löttechnik, Oberhausen, Germany Lötöl ST DIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)
LED Neuralynx HS-LED-Red-omni-10V
Name Company Catalog Number Comments
Software
MATLAB Mathworks, Natick, MA, USA
MC_Stimulus software Multichannel, Systems
Neurophysiological Data Manager NDManager, http://neurosuite.sourceforge.net
Klusters http://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006
Software of the recording system Neuralynx Cheetah https://neuralynx.com/software/cheetah
Multi-channel data analysis software Cambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GB Spike2

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521 (2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson's disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson's disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563 (2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159 (2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568 (2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49 (2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , Springer Science. Series Neuromethods (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, American Journal of Physics. (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

Tags

Neurovetenskap fråga 136 optogenetik elektrofysiologiska inspelningar i vivo beteende theta oscillation hippocampus pyramidala celler interneuroner septum locomotion Farmakogenetik
Optogenetic ångan av hippocampus Theta svängningar i beter sig möss
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Bender, F., Korotkova, T.,… More

Bender, F., Korotkova, T., Ponomarenko, A. Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice. J. Vis. Exp. (136), e57349, doi:10.3791/57349 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter