Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Optogenetic Entrainment av hippocampus Theta svingninger i oppfører seg mus

Published: June 29, 2018 doi: 10.3791/57349
Automatic Translation
1,2, 2,3, 1,2
1Systems Neurophysiology Research Group, Institute of Clinical Neuroscience and Medical Psychology, Medical Faculty, Heinrich Heine University Düsseldorf, 2Behavioural Neurodynamics Group, Leibniz Institute for Molecular Pharmacology (FMP)/ NeuroCure Cluster of Excellence, 3Neuronal Circuits and Behavior Research Group, Max Planck Institute for Metabolism Research

Summary

Vi beskriver bruken av optogenetics og elektrofysiologiske innspillinger for selektiv manipulasjoner av hippocampus theta svingninger (5-10 Hz) i oppfører mus. Effekten av rytme entrainment overvåkes ved hjelp av lokale feltet potensial. En kombinasjon av opto- og farmakogenetiske hemming adresser er efferent avlesning hippocampus synkronisering.

Abstract

Omfattende data om forholdet mellom nettverk svingninger virkemåten og organisering av neuronal utslipp i hjernen regioner krever nye verktøy for å selektivt manipulere hjernen rytmer. Her beskriver vi tilnærming kombinere projeksjon spesifikke optogenetics med ekstracellulære elektrofysiologi for Hi-Fi-kontroll av hippocampus theta svingninger (5-10 Hz) i oppfører mus. Spesifisiteten av optogenetic entrainment oppnås ved målretting channelrhodopsin-2 (ChR2) til GABAergic befolkningen i mediale septal celler, avgjørende involvert i generasjon hippocampus theta svingninger, og en lokal synkronisert aktivisering av et delsett av hemmende septal afferente prefiks. Effekten av optogenetic rytmen kontrollen er bekreftet av en samtidige overvåking av lokale feltet potensielle (LFP) over lamina av området CA1 og/eller neuronal utslipp. Bruke dette lett iverksettes preparatet viser vi effekten av ulike optogenetic stimulering protokoller for induksjon av theta svingninger og manipulering av frekvens og regularitet. Til slutt, en kombinasjon av theta rytmen kontrollen med projeksjon-spesifikk hemming adresser er avlesning av bestemte aspekter av hippocampus synkroniseringen av efferent regioner.

Introduction

Neuronal aktivitet i pattedyr koordineres av nettverket svingninger, som hjelper overføring av informasjon i og mellom hjernen regioner1,2,3,4. Hjernen rytmer inkluderer svingninger fra veldig treg (< 0,8 Hz) opp til lynraske (> 200 Hz) frekvensene. En stor mengde bevis støtter involvering av nettverket svingninger i ulike hjernefunksjoner, inkludert kognisjon5,6,7,8,9,10 , medfødte atferd11,12 samt nevropsykiatriske lidelser som Parkinsons sykdom og epilepsi13,14,15. Selektiv og timelig presise metoder eksperimentelle manipulering av nettverket svingninger er derfor viktig for utviklingen av fysiologisk plausibel modeller av synkronisering og etablere årsakssammenhenger med atferd.

Nettverksynkronisering er formidlet av ulike biologiske substratene og prosesser, spenner fra molekylær identiteten til ionekanaler og deres kinetics neuromodulation excitability og nettverkstilkobling. Biologiske utformingen av rytme generatorer16 har blitt avslørt for mange hjernen rytmer, forskjellige aspekter av hvilke (f.eks, frekvens, amplitude) er ofte forårsaket av dynamikken i forskjellige celletyper og nettverk. For eksempel er hemmende interneurons målretting somata viktigste celler de viktigste aktørene over frekvensbånd og hjernen regioner17,18, inkludert theta19,20, gamma20 , 21og rippel (140-200 Hz)22 svingninger. I sin tur er fase synkronisering av fjerne celler sikret av robust feed-forward signalering pyramideformet celler, som tilbakestiller avfyring av interneurons. En viktig parameter av svingninger, størrelsen på synkroniserte neuronal befolkningen, er nært knyttet til målt LFP oscillation's amplitude og minst rask svingninger, avhenger eksitatoriske stasjonen på interneurons2. I kontrast, tregere svingninger, som delta og theta rytmer, genereres av langtrekkende innkommende looper, dannet av cortico-thalamic23,24 og hippocampus mediale septal anslag25, 26,27, henholdsvis. Svingninger i slike kretser er forårsaket av interaksjoner av signalet overføring forsinkelser, nervøs svar og deres frekvens preferanse i deltakende celler28,29,30, 31 , 32. hemmende anslag fra GABAergic parvalbumin (PV)-positive celler av den mediale septum (MS) til interneurons i hippocampus25,33, parahippocampal regioner og entorhinal cortex26 viktig for generering av theta svingninger i den mediale tinninglappen. Dermed kan fysiologiske mekanismene nettverk svingninger og neuronal synkronisering manipuleres med optogenetics med en real-time presisjon.

Celle type-spesifikk optogenetic manipulasjoner er brukt for studier av hippocampus og kortikale svingninger i vitro34,35,36,37,38 og i vivo30,39,40,41,42,43,44,45, inkludert funksjonelle undersøkelser av gamma5,12,36,46,47,48,49,50, 51,52 og rippel svingninger40,53,54 og søvn spindler55,56. Nylig uttrykte vi grobunn-avhengige ChR2 virus i MS, et viktig område for generering av hippocampus theta rytme, PV-grobunn mus. Bruker dette preparatet, var funksjonene i hippocampus theta svingninger (hyppighet og tidsmessige stabilitet) kontrollert av optogenetic stimulering av hemmende anslag av MS i hippocampus11. Videre fremkalt theta-frekvens optogenetic stimulering av hemmende septo-hippocampus anslag theta rytme under våken ubevegelighet. Optogenetically entrained theta rytme vises egenskapene til spontan theta svingninger i musen LFP og neuronal aktivitetsnivå.

Nøkkel vise egenskaper av denne protokollen inkludere: (1) utnyttelse av en hemmende sti som er fysiologisk kritisk for spontane theta svingninger og unngå uspesifikke effekter på hippocampus excitability; (2) axonal, dvs, projeksjon spesifikke stimulering å minimere en direkte påvirkning på ikke-hippocampus MS efferents; (3) lokale theta-rytmiske lys stimulering, sikrer en minimal direkte innblanding theta-rytmiske septo-hippocampus dynamikk og en global bilaterale entrainment av theta svingninger; (4) parametrisk kontroll av theta svingninger frekvens og regularitet; og (5) kvantifisering av entrainment gjengivelse med timelige høyoppløselig bruker LFP aktivere kvantitative kausalitet analyse i oppføre dyr. Siden dette preparatet egentlig kapitaliserer på en velkjent rollen septo-hippocampus disinhibition i theta generasjon25,30, kan robust kontroll over flere parametere av theta svingninger i oppfører mus. Studier hvor andre mindre undersøkte stier og celletyper av septo-hippocampus kretsene ble manipulert38,,39,,47,,49,,50,,51 , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 avsløre ytterligere mekanismer for theta rytmen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

PV-grobunn banke i mannlige mus59, 10-25 uker gamle, ble brukt. Mus var plassert under standard betingelser i dyr anlegget og holdt på en 12 h lys/mørke syklus. Alle prosedyrer ble utført i henhold til nasjonale og internasjonale retningslinjer, og ble godkjent av de lokale helsemyndighetene (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz, Nordrhein-Westfalen).

1. viral injeksjon

  1. Under hele prosedyren, følg biologiske sikkerhetskabinett retningslinjer60. Bruk en labfrakk, en kirurgiske maske, et hairnet og to par hansker.
  2. Kutte rør med en bakteriefri skalpell eller saks til ca 1 m lengde, sette det inn i sprøyten holderen blokken av pumpen og fastsette den.
    1. Fylle slangen helt med silikon olje ved hjelp av sprøyten.
    2. Kontroller om luftbobler vises slangen. Hvis luftbobler er observert, fylle slangen igjen med olje.
    3. Fastsette stempelet pusher blokken.
    4. Langsomt vil avansere overflate mot sprøyte holderen blokken til spissen av stempelet berører slangen.
    5. Spissen av stempelet inn slangen og automatisk flytte pusher blokken frem på sakte fart ved å velge "Sette mot" i kommandovinduet og en lav infusjonshastigheten (f.eks, 500 nL/min) til den når sprøyte holderen blokken.
  3. Forberede injeksjon nålen (34G).
    1. Fjerne nål huben med en entydige med en presisjon drill/jeksel koblet til en cutting-disk. Bruk en nål fjerne metall rester fra fersk kuttet overflaten om nødvendig.
    2. Tråd kapillær rør (3-4 cm lengde) gjennom nålen.
    3. Fest nålen til slangen med superlim.
    4. Koble injeksjon nålen til slutten av forbindelsesslangen, som kobles til microsyringe pumpen.
  4. Fest nålen stereotaxic innehaver.
  5. Trekke luft til en luftboble i gjennomsiktig røret ovenfor nålen er synlig.
  6. Bedøve musen med 1,5-3% isoflurane i oksygen. Vent ca 2-3 min og deretter bekrefte at musen er fullt anesthetized ved å vurdere sitt svar på tå knipe. Hele operasjonen overvåke dyrets puste og justere isoflurane konsentrasjon om nødvendig.
  7. Plass musen i stereotactic rammen bruker ikke-traumatisk øret holdere.
  8. Beskytte øynene til musen med en lipid gel.
  9. Injisere 0,1 mL lidocaine intradermally under hodet huden med en 0,01-1 mL sprøyte og en 26G injeksjon kanyle.
  10. Barbere og desinfisere musen er hodet med etanol løsning. Deretter alternative tre ganger 2% chlorhexidine med etanol å desinfisere kirurgiske området.
  11. Utføre en midtlinjen snitt med fin og skarp saks kommer fra mellom baksiden av ørene til nivået av øynene slik at bregma og lambda vises.
  12. Ren skallen ved å bruke ca 50 µL av NaCl bruker en sprøyte og tørr med et papir vev og en luft puff.
  13. Plasser musen hodet ved å justere dorso-ventrale nivået av nesen klemmen slik at bregma og lambda er på samme dorso-ventrale nivå (± 0.3 mm).
  14. Bore et hull over MS (AP 0,98 og L 0,5 mm i referanse til bregma).
  15. Foreløpig defrost en aliquot av viruset (bør inneholde minst 2 µL av AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato.WPRESV40) i ca 5 min ved romtemperatur (RT).
  16. Sentrifuge aliquot på ca 4000 x g ved RT for 1 min.
  17. Pipetter 2 µL av viruset på et stykke Parafilm; Bruk siden tidligere beskyttet.
  18. Senk spissen av injeksjon nålen i væsken og nøye trekke på rundt 500 nL/min mens observere nivået av væsken. For å forhindre luften utsuging, stoppe uttak før viruset tas helt. Justere uttak etter løsning viskositeten; raskere kan lette tilbaketrekking av virus med høyere viskositet.
  19. Rengjør nålen med et papir papir.
  20. Kontroller at viruset finnes i røret og viruset og olje er atskilt med en luftboble. Merk nivået av viruset på røret for å kontrollere om virus vellykket infunderes under injeksjon.
  21. Plasser nålen over craniotomy og sakte sette det inn i hjernen på det første injeksjon tilgangspunktet (AP 0,98, L 0,5 V-5.2, 5.5 ° lateral).
  22. Injisere 450 nL av viruset med en hastighet på 100-150 nL/min. vente 10 min. nøye bevege nålen opp 0,1 mm og vent på en annen 5 minutter.
    1. Flytt nålen andre injeksjon tilgangspunktet (AP 0,98, L 0,5 V-4.6) og injisere en 450 nL på 100-150 nL/min.
    2. Vente igjen 10 min før nålen opp 0,1 mm. Vent en annen 5 min før nålen.
  23. Sutur av såret med silke svart flettet Sutur bruke plassen knop. Varm dyret med en rød lampe raskere utvinning. Administrere antibiotika (0,3 mL Erycinum (1:4 i sterilt NaCl)) og carprofen IP daglig 2-3 dager etter operasjonen.
  24. Kuttet røret over merket som angitt nivået av viruset. Røret kan brukes for ytterligere injeksjoner. Forberede en fersk injeksjon nål før hver injeksjon.
    Merk: Denne operasjonen tar ca 1-1,5 h. Dyret våkner vanligvis innen 5 min etter operasjonen. Vent minst tid 6 uker for tilstrekkelig axonal uttrykket men ikke lengre enn fem måneder før du utfører stereotactic implantations, som uttrykk nivåer begynner å redusere ca 6 måneder etter virus injeksjon.

2. forberedelse av optisk fiber (figur 1A)

  1. Bruk multimode optisk fiber (105 µm kjernen, glass kledd med silica kjerne, 0.22 NA). Stripe 125 µm kledning av fiber kjernen bruker en mikro-stripper mens fiber er fortsatt knyttet til fiber spolen.
  2. Kuttet fiber til en lengde på ca 2-3 cm med en diamant kniv.
  3. Sette inn fiber i en zirconia keramiske stick ferrule (ID: 126 µm). Ca 0,5-1 mm av optisk fiber bør stikker ut fra den konvekse siden av ferrule.
  4. Bruker en nål, bruke en dråpe epoxy limet på begge ender av ferrule men ikke på sidene av ferrule. Alternativt bruke superlim.
  5. At limet tørke i minst 30 min.
  6. Polsk den konvekse siden av ferrule med diamond lapping fiber polering film (3 µm grits).
  7. Teste gjengivelsen av lys transformasjonen ved hjelp av en optisk strømmåleren.
    1. Angi bølgelengden strømmåleren til samme bølgelengde som laser brukes.
    2. Plasser patch ledningen spissen mot midten av sensoren. Slå laser og lese lysmengden fra strømmåleren. Registrere.
    3. Koble den fiberoptiske fiberen til patch ledningen via en parring ermet og plasser den med spissen av fiber mot midten av sensoren. Slå laser og lese lysmengden fra strømmåleren. Registrere.
    4. Beregne overføringshastigheten: dele den andre verdien av den første verdien. Hvis overføringshastigheten er under 0,5, forkaste fiber, ellers bruk det for implantasjon.
    5. Teste overføringshastigheten for hver fiber før implantasjon.
    6. For senere eksperimenter, juster lysintensiteten produksjon av at laseren overføringshastigheten for optisk fiber: Angi lysstyrken fra patch ledningen spissen til 5-15 delt overføringshastigheten å oppnå en siste lysutbytte fra fiber spissen av 5-15 mW.
      Merk: Se også ref. 61 for utarbeidelse av optisk fiber.

3. forberedelse av Tungsten Wire matriser for LFP opptak (figur 1B)

  1. Fest flere (for eksempel 6) 100 µm silica tube guider parallelt med den klebrige siden i et stykke tape. Klipp ett stykke, ca 4-6 mm, for en wire matrise samlingen.
  2. Tråden formvar-isolert 45 µm tungsten ledningene gjennom guide rør ved hjelp av pinsett.
  3. Stripe seks emalje-isolert fine kobber liming ledninger (ca 5 mm lang) og en jording wire (ca 2-3 cm lang) ved hjelp av en skalpell for å skrape bort isolasjon i begge ender. Loddetinn dem til nanoconnector pinnene.
  4. Koble hver bånd wire til en tungsten wire med en dråpe sølv ledende maling, henholdsvis. La tørke i minst 30 min.
  5. Bruke et minimum av sement å dekke ledningene. Gjelde ikke sement på tungsten ledninger, som settes i hjernevevet eller på den øvre delen av nanoconnector. La sement tørr i minst 30 min.
  6. Utføre en kantete kuttet (5-20°) av tungsten ledninger med sløv rustfritt stål saks for å aktivere pålitelig implantasjon av ledninger under eller over sonen ventrally ved stratum pyramidale, der theta amplituden er for lav for estimering av entrainment gjengivelse.
  7. Deinsulate spissen (ca 2 mm) av bakken ledningen ved hjelp av en skalpell for å skrape bort isolasjon. Behandle den med flux og presolder.
  8. Sjekk potensielle kryss-samtaler mellom elektrodene ved hjelp av en digital multimeter. For å gjøre så, koble kontaktpinnene til multimeter, som må være satt til motstand målingsmodus. Sjekk parvis kombinasjoner av kanaler; en lesning på multimeter under 5 MΩ viser betydelig cross-talk.
  9. Sjekk impedans på hver wire elektrode i saltvann bruker en impedans meter. Typisk impedans verdier er under 100 kΩ.
  10. For å lette implantasjon, fest en optisk fiber til wire array slik at spissen av fiber er på nivå med korteste ledningen og fiber spissen er i nærheten, men ikke røre tungsten ledningene. Hold vinkelen på fiber så liten som mulig for å hindre skade på vev under implantasjon.
    Merk: Se også ref. 62 fabrikasjon tungsten wire matriser.

4. stereotaxic Implantations

  1. Utfør preparater som beskrevet i trinn 1.6-1.13.
  2. Fjern connective vev fra toppen av skallen og trykk ned nakkemusklene grundig av omlag 2 mm å forhindre muskel gjenstander under innspillingen.
  3. Rengjøre skallen med en bomull-tip applikatoren og saltvann, og bore 4 hull (2 foran) og 2 ovenfor lillehjernen 0,8 mm diameter for å plassere bein rustfritt stål skruene (00-96 x 1/16) for bakken og stabilisering av implantatet (figur 1 d). Plasser bakken skruen, koblet til en kobbertråd (ca 2-3 cm lengde) over lillehjernen.
  4. Dekk bakken-skruen helt med sement å forhindre muskel gjenstander under elektrofysiologiske opptakene. Bygge et sement ring koble alle skruene (figur 1E).
  5. Utføre en craniotomy over implantasjon side (Hippocampus, AP-1.94, L 1.4, V 1.4 i referanse til bregma). Bruke ca 5 µL av sterile NaCl på overflaten av hjernevevet.
  6. Sakte senke wire matrisen ved hjelp av stereotaxis i craniotomy. For enhetlig innspillinger, implantatet en silikon sonde i stedet for en wire matrise63; for å hindre optoelectric lys gjenstander, implantatet optisk fiber separat i hippocampus fiber spissen ikke vender mot sonden (figur 1 c -jeg). Undersøkelse av samordning av entrainment mellom halvkuler implantatet en ekstra optisk fiber i kontralateral hippocampus CA1 området.
  7. Bruke ca 5 µL av varm flytende voks/parafin olje, forvarmet til 70 ° C, med en sprøyte over implantasjon nettstedet å beskytte hjernevev.
  8. Påfør sement rundt wire matrisen og dekke skallen med sement.
  9. Bruk en dråpe flux presoldered bakken/referanse ledningen og presoldered kabelen koblet til bakken skruen bruker for eksempel en nål og sikring ledningene bruker en lodding maskin.
  10. Dekk hele bakken ledningen med sement.
  11. Administrere 0,3 mL Erycinum (1:4 i sterilt NaCl) og carprofen (5mg/mL) IP etter operasjonen og for minst to dager etter. Musen vanligvis våkner innen 15 min etter operasjonen. Varm dyret med en rød lampe å fremskynde tilfriskning.
  12. Overvåke vekten av musen daglig i den første uken etter operasjonen eller til vekten er stabil. Vekttap bør ikke overstige 10% av musen vekt registrert før operasjonen. For å akselerere stabilisering av vekt, levere musen med våt næringen og kondensert melk i løpet av de første dagene etter operasjonen.
  13. Du kan notere hippocampus cellular aktivitet under entrainment, implantatet en silikon sonde prefiks (AP-1.94, L 1.4, V 1, med påfølgende senking) som beskrevet i ref. 62 (figur 1 c -jeg). Implantatet optisk fiber prefiks på AP -3, L 1.4, V 1.6, 39 ° caudal-rostral. Implantatet en ekstra optisk fiber i MS (AP +0.98, L-1, V 3.9, 15 ° sideveis) hvis stimulering av celle somata.

5. Optogenetic stimulering og elektrofysiologiske datainnsamling

  1. Venne musen til opptak oppsett (f.eks, 15 min økter, 1-2 økter per dag for 3 dager). Undersøke dyr atferd før du starter med den første eksperimenter. Hvis musen beveger seg i kammeret, utforske miljøet, sniffing, utføre rearings, etc., start den første eksperimentelle økten.
  2. Plass musen i en kjent kammer i fravær av andre dyr i samme rom.
  3. Knytte en LED på hodet-scenen med selvklebende tape for å spore dyrets posisjon. Kontroller at LED-lys er fanget av kameraet i hele perioden at dyret Utforsker opptak kammeret før eksperimenter. Registrere i mørket for å spore LED-lys. Plasser et kamera over opptak kammeret.
  4. Sjekk lysmengden fra patch ledningen. Anslå lysmengden fra fiber spissen etter tilkobling avhengig av overføringshastighet på fiber implantert. Kontroller at lysstyrken fra spissen av fiber er mellom 5-15 mW, aktivere pålitelig entrainment.
  5. Koble headstage forforsterker til kronisk implantert kontakten. Koble den fiberoptiske patch ledningen til kronisk implantert hippocampus fiber for optogenetic stimulering eksperimenter. Kontroll lys stimulering eksperimenter, koble optisk fiber til en dummy ferrule koblet til hodesettet.
  6. Plass musen i innspillingen kammeret.
  7. Åpne programvaren for å kontrollere stimulans generator for å generere stimulering protokollen.
  8. Velg kanalen som styrer 473 nm DPSS laser. I den første raden angir 3000 mV (1 kolonne), tid 30 ms (2 kolonne), verdien 0 mV (3 kolonne), tid 112 ms (4 kolonne), raden gjenta 840 og gruppere Gjenta 1, for å generere en protokoll for 2 min 7 Hz stimulering med 30 ms lang pulser. Juster tid varigheten i 4 kolonne og antall rad repetisjoner hvis stimulering på en annen frekvens eller en annen varighet kreves. I den andre raden velger 0 mW (1 kolonne), tid 500 h (2 kolonne), gjenta rad 1 og gruppe Gjenta 1, slik at laseren blir slått av etter stimulering protokollen er avsluttet.
  9. Klikk "Fil > Lagre som" og lagre filen med et ønsket navn.
  10. Sikre at stimulator TTL utgang utløser laser er koblet til Digital Lynx analog input styret å synkronisere oppkjøpet av elektrofysiologiske og optogenetic.
  11. Alternativt, å parametrisk regulere variasjon av theta oscillation frekvens, gjelde tog for lyspulser på varierende mellom puls intervaller, perioder etter en gauss-fordeling. Endre spredning av Inter puls intervaller for forskjellige protokoller, f.eksfra trinn 3.2 til 15,1 ms2. Bruk disse protokollene for å generere theta epoker med forskjellige variasjoner av theta frekvens (figur 6).
  12. Åpne programvaren til opptak systemet. Klikk på "ACQ" å erverve og "REC" til posten. Vente før oppstart av lys stimulering registrere planlagt atferd (f.eks, 2 min hente opprinnelig hastighet eller 30 min trekke ut feltene opprinnelig plan sted).
  13. Åpne programvaren for å kontrollere stimulans generatoren. Klikk "Fil > Åpne" og velg filen protokollen valgfrihet. Klikk "Last ned og Start" for å starte lett stimulering.
    Merk: Eksperimentet kan undersøkes og stimulering begynte via fjernkontrollen; Dette utelukker påvirkning av tilstedeværelsen av eksperimentator dyr oppførsel. Avhengig av målet av studien, kan stimulering være startet og avsluttet under spesifikk atferd.

6. en kombinert tilnærming for Optogenetic Entrainment og projeksjon-spesifikk hemming av hippocampus utgang

  1. Ekspress ChR2 i MS GABAergic celler av PV-grobunn mus, som beskrevet i del 1.
  2. I tillegg injisere totalt 2,4 µL av CamKIIα avhengige halorhodopsin (eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH) i begge dorsal hippocampus halvkuler (AP-1.7; L ± 1.05; V-2.05 og -1.4 mm; AP-1.7; L ± 1.7; V-2.05 og -1,55 mm; AP-2.3; L ± 1,5; V-2.2 og -1.3 mm; AP-2.3; L ± 2.2; V-1.65 og -2.45 mm).
  3. Tillate 6 uker uttrykk tid.
  4. Implantatet en tungsten wire matrise med optisk fiber i hippocampus CA1 regionen, som beskrevet i Seksjon 4. I tillegg implantatet bilateralt optisk fiber i den laterale septum (LS, AP 0.1, L 0,25, V-2.25 mm og AP 0,5 L-0.3, V-2.7 mm).
  5. Utføre optogenetic theta entrainment eksperimenter som beskrevet i trinnene 5.4-5.5.
    1. I samtidige hemming av hippocampus utgang til LS, generere en protokoll stimulans generasjon: f.eks, utløser utbruddet av utdatakanalen koblet til 593 nm DPSS laser 15 s med en kontinuerlig puls varer i totalt 45 s, før utløser pulser utdataene til 473 nm DPSS laser.
    2. Koble begge fibre i LS via patch ledninger med en multimode fiber optisk kopling til en 593 nm DPSS laser.
    3. Starte innspillingen og laste ned og aktivere protokollen for å kontrollere stimulans generasjon.

7. databehandling

  1. Konvertere elektrofysiologiske signaler og plasser sporingsdataene med nevrofysiologiske Data (ND) Manager til dat og .pos format, henholdsvis64.
  2. Få LFP ved low pass filtrering og ned-prøvetaking av bredbånd til 1250 Hz bruker ND Manager66.
  3. I hver innspilling, velger du kanalen med maksimal amplituden theta svingninger (med Neuroscope)19.
  4. Oppdage tidsstempler laser pulser og stimulering epoker med en terskel oppdage algoritmen (bruker MATLAB funksjon findpeaks.m eller lignende)11.
  5. For å importere dat-filen i en multi-kanal analyseprogramvare, klikker du "Fil > Import", velg "binærfiler" som datatype, og velg .dat-fil. I konfigurasjonsdialogboksen angir riktig antall kanaler og en samplingsfrekvens på 1250 Hz, klikk "ok" og lagre som .smr fil. Tegn makt spectra ved å velge "Analyse > ny resultat Vis > PowerSpectrum". Velg kanalen med høyeste theta amplituden og 16 384 FFT størrelse i innstillingene, klikk "Ny", definere som "Start time" begynnelsen stimulering epoken og "End time" slutten av stimulering epoken og klikk "Prosess".
  6. Beregne entrainment gjengivelsen som forholdet mellom akkumulerte spectral tetthet (PSD) i optogenetic stimulering frekvensområdet (stimulering frekvens ± 0,5 Hz), til kumulative PSD i theta (5-12 Hz) bandet metoden multitaper (NW = 3, vindusstørrelse 8,192) for 10 s epoker (f.eks, toolkit < http://chronux.org/>).
  7. Utelate opptak epoker hvor den dominerende PSD toppen er ≤ 5 Hz fra analyse (ikke theta epoker, bruker MATLAB funksjon find.m).
  8. Tegne inn raster til LFP makt spectra for alle registrerte epoker etter beregnet entrainment gjengivelsen (med MATLAB funksjoner sortrows.m og pcolor.m). Laste makt spectra og entrainment gjengivelse ved å klikke "Fil > Åpne", lagret variabel i. Type strøm = sortrows(In,1); pcolor(Power(:,2:end)).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Målretting av ChR2 til GABAergic celler i MS som beskrevet i Seksjon 1 er illustrert i figur 2A. Optogenetic stimulering av axons MS GABAergic celler dorsal prefiks via en optisk fiber som er implantert over området CA1 entrains theta svingninger på frekvensen av stimulans i den ipsilateral (figur 2B) og kontralateral halvkule (figur 2C). Theta svingninger kan være mer eller mindre effektivt entrained av optogenetic stimulering (figur 3A), effekten som ble beregnet for hver innspilling epoke som en relativ theta LFP makt over stimulering frekvensen, dvs. entrainment gjengivelse (figur 3B). Entrainment gjengivelse over 0.3, dvshøyere enn i lys av spontane innspillinger, ble observert i ca 80% opptak epoker. Optostimulation på ikke-theta frekvenser var mindre effektive (Figur 3 c).

Eksplisitt dvs, parametrisk manipulering av theta svingninger frekvens er ledsaget av emergent endringer theta regularitet: timelige regulariteten på amplitude og hyppigheten av theta svingninger ble økt under epoker med høy entrainment gjengivelse. Stabiliteten av svingninger kan også være regulert parametrisk ved å bruke tog for lyspulser, perioder som følger Gaussian distribusjoner med forskjellige dispersions (Figur 4).

Optogenetic kontroll over svingninger frekvensen eliminert sammenhengen mellom theta frekvens og kjører hastighet, med frekvens kontroll via MS av stigende afferente under bevegelse (figur 5A). Optostimulation også indusert theta svingninger under ubevegelighet (figur 5B). Fortrinnsrett avfyring fasene registrert i området CA1 i antatte pyramideformet celler og interneurons var uendret i forhold til optogenetically entrained theta oscillation sammenlignet med spontan theta (figur 6).

Å studere bidrag av hippocampus til laterale septum veien i theta-mediert regulering av bevegelse, vi optogenetically hemmet denne veien. Halorhodopsin (eNpHR3.0) ble bilateralt uttrykt i hippocampus pyramideformet celler (figur 7A), mens ChR2 ble uttrykt i celler, MS GABAergic som ovenfor og theta svingninger var optogenetically entrained (figur 7B). Theta entrainment redusert variasjon av kjører hastighet, men ikke når hippocampus til LS veien var hemmet (figur 7C).

Figure 1
Figur 1: illustrasjon av optisk fiber, elektroder og kirurgi. (A) illustrasjon av en optisk fiber. (B) illustrasjon av en wire matrise limt til en optisk fiber for opptak av hippocampus LFP under entrainment av hippocampus theta svingninger. (C) For opptak av hippocampus cellulære aktiviteten, en silikon sonde er montert på en microdrive. (D) miniatyr skruer plasseres på skallen. Kobber ledninger er presoldered til bakken og referanse skruen før du plasserer dem over lillehjernen. (E) sement brukes dekke og koble skruene. Den øvre blå sirkelen viser hvor craniotomy ble utført for implantering av silikon sonden. Lavere blå sirkel viser hvor craniotomy ble utført for implantering av optisk fiber prefiks. (F) en optisk fiber er implantert i en caudal-rostral vinkel å målrette hippocampus CA1 regionen. En andre fiber kan bli implantert i den mediale septum hvis stimulering av celle somata (valgfritt). (G) silikon sonde senkes til like over hippocampus CA1 området. (H) grenser til microdrive og tilkobling er sementert protese og bakken og referanse ledningene er loddet. (jeg) kobber mesh er bygget rundt protesen og tjene som en buret. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: forberedelse til optogenetic hippocampus theta entrainment. (A) ChR2 ble uttrykt i PV+ mediale septal celler i PV-grobunn mus (øvre skjema). Lyse fluorescens i MS (1, 2) bekrefter vellykket konstruere uttrykket i somata. MS fiber prosjektet via fornix (f) og fimbria (fi) til hippocampus (3-6); ACA: fremre commissure; fremre del. HDB: kjernen i vannrett ben i diagonal bandet; Eller: stratum oriens. Optisk fiber for optogenetic stimulering med blå lys er implantert over pyramideformet laget av hippocampus CA1 (lavere skjema). Skalere barer: 500 µm (bilder 1, 3, 4) og 50 µm (bilder 2, 5, 6). (B) hippocampus LFP under spontan theta svingninger (venstre) og 7 Hz (midten) eller 10 Hz (høyre) optogenetic entrainment. Blå striper angir tidsvinduer for lett program. Merk fasen restarte av lys pulsen angitt med en pil. Merk gamma konvolutter under spontan og entrained theta, en indikator på fysiologiske theta rytme. Fase reversering mellom stratum oriens (str. eller.) og stratum radiatum (str. rad.) opprettholdes også under entrainment. (C) Entrainment er pålitelig ipsilateral (øvre tomter), samt kontralateral (nedre tomter) optogenetic stimulering. Ordninger illustrerer posisjoner av fiber i forhold til elektroder posisjoner. Eksempel LFP spor under theta og anvendelse av lyspulser vises i midten. Til høyre strøm spektra av hippocampus LFP under ipsi- og kontralateral stimulering fargekodet etter stimulering frekvens. Dette tallet er endret fra ref. 11. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3: gjengivelsen av optogenetic hippocampus theta entrainment. (A) eksempel hippocampus LFP spor under lav og høy entrainment gjengivelse. (B) makt spectral tettheter 10 s epoker under spontan theta, med rader ordnet i henhold til ledende theta frekvens (venstre), og under 7 Hz (midten) og 10 Hz (høyre) optogenetic stimulering, med rader ordnet i henhold til entrainment gjengivelse. Respektive eksempel makt spectra (angitt med en pil) tegnes over. Merk pålitelig entrainment gjengivelse over epoker. Til høyre vises kumulative sannsynligheten for entrainment gjengivelse for theta frekvenser. (C) Entrainment krever theta rytmisk stimulering. Hippocampus nettverksaktivitet kan bli vellykket entrained bruker frekvenser mellom 6-12 Hz. Ved lavere frekvenser (f.eks2 eller 4 Hz) eller høyere frekvenser (f.eks, 20 Hz) entrainment er ikke pålitelig. Dette tallet er endret fra ref. 11. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 4
Figur 4: parametrisk manipulering av theta svingninger regularitet. (A) stimulering ble brukt på ulike frekvenser innenfor theta området med en gjennomsnittlig frekvens på 7,8 Hz etter en gauss-fordeling. Standardavviket for Inter puls intervallene ble økt over protokoller fra σ = 3.19 til σ = 15.09. Totalt ble 11 protokoller generert og brukt, hver med en total varighet på stimulering epoken 1 min. Av disse, sannsynlighetsfordelingen 5 protokoller vises til venstre for figuren. Makt spectral tettheter innen en rekke 1-14 Hz hippocampus LFP under påføring av respektive protokoller tegnes i midten av figuren. Sannsynligheten for theta perioder av respektive protokollene er illustrert til høyre. (B) variansen for den anvendt mellom puls intervaller bestemt variansen av samtidige theta perioden (Pearson's r = 0,94, p = 0.0002). (C) forholdet mellom theta amplituden variasjon og inter pulsen intervall (Pearson's r = 0,61, p = 0,08). Dette tallet er endret fra ref. 70. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 5
Figur 5: Optogenetic theta rytmisk entrainment bestemmer hippocampus LFP under virkemåte. (A) Optogenetic stimulering frekvens bestemt theta frekvensen under bevegelse. Derfor speed-relaterte afferente påvirker ikke hippocampus theta frekvens, og som en konsekvens, fart er ikke forbundet med theta frekvens (blå) som det er under spontan theta (svart). Dataene presenteres som betyr ± s.e.m. (B) under rolig våkenhet, hippocampus theta brakt frem i fravær av bevegelse. Hippocampus LFP spor før og under vellykket entrainment vises ovenfor, og eksempel hastighet spor under entrainment er vist nedenfor (rød spor tilsvarer hippocampus LFP spor avbildet ovenfor). Blå striper merke tidsvinduer lys stimulering pulser. Dette tallet er endret fra ref. 11. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 6
Figur 6: hippocampus cellular aktivitet under theta entrainment. (A) cellulære aktiviteten ble spilt inn med silikon sonder (skjema). Enkelt interneurons og pyramideformet celler ble isolert og identifisert i henhold til sine respektive bølgeform. Vist her er gjennomsnittlig bølgeform (midten) og auto-correlogram på en eksempel isolert pyramideformet cellen. (B) foretrukne utslipp fase pyramideformet celler (Pyr) var ikke annerledes under spontan (i svart, n = 29 nerveceller) og optogenetically entrained (i blått, n = 30) theta (p = 0,79). (C) vises her er auto-correlogram (til venstre) og fortrinnsrett avfyring fasen av en raske skyte interneuron under spontan og optogenetically entrained theta. Under den tilsvarende hippocampus LFP rytmen spontan (venstre) og entrained (høyre) theta. (D) foretrukne utslipp fase av raske skyte interneurons var ikke annerledes under spontan (i svart) og optogenetically entrained (i blått, n = 28 nerveceller) theta (p = 0,97). Gjennomsnittlig auto-correlogram vises til venstre. (E) gjennomsnittlig auto-correlogram str. oriens celler. (F) foretrukne utslipp fase av str. oriens interneurons var ikke annerledes spontan (svart) og optogenetically entrained (blå, n = 10 nerveceller) theta (p = 0,56). Histogrammer for foretrukne utslipp faser vises til høyre. (G) gjennomsnittlig avfyring priser ble ikke påvirket av theta entrainment i pyramideformet celler (p = 0.98), raske skyte interneurons (p = 0.96) eller str. oriens interneurons (p = 0,85). Dette tallet er endret fra ref. 11. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 7
Figur 7: kombinasjon av hippocampus theta entrainment og optogenetic hemming av den hippocampus subkortikal utgang gjennom LS. (A) eNpHR3.0 (halorhodopsin) ble uttrykt i hippocampus pyramideformet celler (øvre skjema). Vellykket uttrykk for Konstruer ble bekreftet av lyse fluorescens somata prefiks (øvre bilder) og axons i LS (lavere bilder). Optisk fiber ble implantert bilateralt over LS (lavere skjema). Skalere barer: 500 µm (bilder til venstre), 50 µm (bilder til høyre). (B) hippocampus theta er vellykket entrained under hemming av hippocampus til LS veien. Her vises makt spectral tettheter for 9 Hz blå lys stimulering under utdata hemming. (C) hemming av store hippocampus subkortikal utgang sti hindrer effektene av hippocampus theta entrainment på hastighet. Her vist er nedgang i hastighet variasjon på optogenetic entrainment (hvit bar med mørkeblå kantlinjer), med er fraværende på samtidige hemming av hippocampus til LS pathway (linjen med mørkeblå kantlinjer). Respektive gjennomsnittlige planlagte hastighet vises til venstre. Dette tallet er endret fra ref. 11. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Her presentert vi en allment tilgjengelig metode entrain og framprovosere hippocampus theta svingninger i oppfører dyr. Denne tilnærmingen kan være nyttig for studier av theta rytme funksjoner i informasjonsbehandling og atferd. Viktige sider ved denne metoden inkluderer: (1) valg av opsin og målretting av ChR2 til axons av MS celler i hippocampus, (2) robuste optisk og elektriske funksjoner av implantert optisk fiber-wire matrise samlinger å sikre kontinuerlig stimulering og LFP opptak i oppfører seg mus, (3) bruk av en optimal mengde lys på theta frekvenser, (4) legge hoc kvantifisering entrainment tro og (5) kontroll av optoelectrical gjenstander.

Den største innvendingen av det første punktet er en sikker virus injeksjon sparsom medialt ligger venøs plexus. Suboptimal kirurgisk gjennomføring av dette trinnet kan redusere suksessrate på injeksjoner og potensielt forsinke oppkjøpet av resultater. Kinetics av en opsin bør vurderes, ChR2 (aktivisering tid: 2 ms, inaktivering tid: 9 ms65). Det andre punktet krever kontroll lystransmisjon tro og impedans på opptak elektroder før implantasjon, og vanligvis har tidsriktig fabrikasjon av flere implantater.

Tredje hensynet er vanlig for optogenetics mål i stor skala krets manipulasjoner, og innebærer lyskilder og optisk sammenkoblinger, som leverer via en 100 µm fiber lett kraft i hjernen av 5-15 mW. For hver musen og før hver innspilling, kan en test opptak utføres for å angi lysstyrken til optimal intensitet for eksperimentet. Lysmengden bør være høy nok til å aktivere et tilstrekkelig antall anslag at pålitelig entrainment theta svingninger, men ikke for høyt, for å hindre termisk utløste svar og vevsskade.

Den frem aspektet hilsen synkroniseringen av lyspulser og LFP data, oppnådd med høyest presisjon av prøvetaking både datatyper via den samme annonse converter. Synkroniserte tidsangivelser er spesielt nødvendig for andre potensielle programmer sikte på studier av neuronal utslipp og LFP. Entrainment effekt kan variere mellom og innen stimulering epoker; Dette skyldes mest sannsynlig rhythmicity forstyrrelser ved optogenetic stimulering med iboende - og/eller sensorisk drevet signaler, på grunn av flere generatorer theta rytme16,66,67, 68. kvantifisering av øyeblikkelig gjengivelsen av denne svært dynamisk optogenetic manipulasjon69 er derfor svært nyttig for årsakssammenheng slutning, dvs., for å avsløre forholdet mellom en effekt omfanget (f.eks , endre inne opptreden) og kortvarig effekten av optogenetic kontroll av valgte synkronisering aspekter. Betydelig, flere oscillation parameterne kan bli påvirket av optogenetic stimulering, f.eks, entrainment formidler ikke bare frekvensen låsing, men også en mer regelmessig amplituden theta svingninger11.

Femte er optogenetic stimulering ofte forbundet med optoelectrical gjenstander, utløste i metall elektroder av photoelectrochemical effekt. Sin grad er avhengig av elektroden materialet, nærhet elektrode tips til optisk fiber og lys kraft. I eksperimentene beskrevet her, optoelectrical gjenstander kan unngås ved å øke avstanden mellom fiber og opptak elektroden, lukker plasseringen av som ikke er avgjørende for theta oscillation overvåking. Optoelectrical gjenstander vise konsekvent form i tid og mellom kanaler og derfor under spike sortering de grupperes vanligvis i en distinkt klynge, og ikke overlapper med innspilte nerveceller70. Samtidig, en liten brøkdel av handlingen potensialene, bølgeformer som er endret av gjenstander, er ikke gruppert etter sortering algoritmer med andre pigger avfyrt av en Nevron. Laminær LFP profiler får forskjellige elektrode konfigurasjoner, inkludert wire matriser (figur 2B) og lineær silikon sonder, gjør en klar differensiering av gjenstander og sanne LFP mønstre, basert på den konstante fasen av tidligere og fysiologiske laminær fase forskyvninger av sistnevnte. Registrert grunnverdiene før stimulering aktiverer utforskning av karakteristiske theta funksjoner som typisk laminær fase profiler.

Optogenetic kontroll av theta svingninger fører theta entrainment i alle lag av hippocampus CA1 laget og selv kontralateral entrainment. Dette bør tas til kontoen hvis et eksperiment er rettet mot en lokal stimulering (Hvis effekten av en stimulering av en begrenset subregion eller en subpopulasjon har som mål å bli studert). På den annen side, gjør romlig begrenset stimulering av hippocampus projeksjoner av MS PV+ celler presenteres her en mindre deterministisk manipulering av theta svingninger, dvs, entrainment, enn somatiske optogenetic stimulering av MS PV+ celler nylig brukt i anaesthetized mus71. Sistnevnte somatiske stimulering konsekvent resulterer i frekvenser av hippocampus oscillation opptil 40 Hz og dermed representerer i tilfelle av en pålitelig rytmisk pacing. Derimot axonal stimulering presenteres her er effektiv fortrinnsvis i theta frekvensbåndet (Figur 3 c), og derfor er mer lik entrainment, muligens via det Kuramoto overgang72, dvsarbeider på frekvenser nær de tilstede ved stimulering utbruddet spontan theta svingninger.

Optogenetic utarbeidelse beskrevet her kan manipulering av theta oscillation funksjoner, somatisk optogenetic hemming av MS hemmende neurons er brukt for effektiv hemming av theta svingninger i løpet REM søvn73. Integrering av to teknikkene ved hjelp av optogenetic-aktuatorer for motstridende kontroll av neuronal excitability (f.eks, 12) kan potensielt aktivere toveis kontroll over theta rytmen i samme dyr for videre studier av kausal forbindelser mellom nettverk svingninger og ulike aspekter av atferd.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne ikke avsløre.

Acknowledgments

Vi vil gjerne takke Maria Gorbati etter eksperthjelp med dataanalyse og Jennifer Kupferman for kommentarer på manuskriptet. Dette arbeidet ble støttet av Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; Exc 257 NeuroCure, TK og AP; Prioritet programmet 1665, 1799/1-1(2), Heisenberg program, 1799/2-1, AP), tysk-israelske grunnlaget for forskning og utvikling (GIF; Jeg-1326-421.13/2015, TK) og menneskelige grensen Science programmet (HFSP; RGY0076/2012, TK).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PV-Cre mice The Jackson Laboratory B6;129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J
Name Company Catalog Number Comments
Surgery
Stereotaxis David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA Model 963 Ultra Precise Small Animal Stereotaxic Instrument
Drill bits, 0.8 mm Bijoutil, Allschwil, Switzerland 49080HM
0.01-1 ml syringe Braun, Melsungen, Germany 9161406V
Sterican cannulas Braun 26 G, 0.45x25 mm BL/LB
Fine and sharp scissors Fine Science Tools Inc., Vancouver, Canada 14060-09
Forceps Fine Science Tools Inc. 11210-10 Dumont AA - Epoxy Coated Forceps
Blunt stainless steel scissors Fine Science Tools Inc. 14018-14
Soldering station Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany WSD 81
Erythromycin Rotexmedica GmbH, Trittau, Germany PZN: 10823932 1g Powder for Solution for Infusion
Name Company Catalog Number Comments
Optogenetics
Hamilton pump PHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA model 703008 PHD Ultra Syringe Pump with push/pull mechanism
Hamilton 5 µL Syringe, 26 gauge PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Hamilton 5 µL Plunger PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Tubing Fisher Scientific, Pittsburgh, USA PE 20 Inner diameter 0.38 mm (.015"), Outer diameter 1.09 mm (.043")
Sterican cannulas Braun, Melsungen, Germany 27 G, 25x0.40 mm, blunt
Precision drill/grinder Proxxon, Wecker, Luxemburg fbs 240/e
Cutting disks Proxxon NO 28812
Cre dependent channelrhodopsin Penn Vector Core, Philadelphia, PA, USA AV-1-18917P Contruct name: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato, titer: 1.42x1013 vg/ml
Cam kinase dependent halorhodopsin Penn Vector Core AV-1-26971P Construct name: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, titer: 2.08_1012 vg/ml
Multimode optic fiber ThorLabs, Dachau, Germany FG105LCA 0.22 NA, Low-OH, Ø105 µm Core, 400 - 2400 nm
Ceramic stick ferrule Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA CFLC126 Ceramic LC MM Ferrule, ID 126um
Polishing paper Thorlabs LF3D 6" x 6" Diamond Lapping (Polishing) Sheet
Power meter Thorlabs PM100D Compact Power and Energy Meter Console, Digital 4" LCD
Multimode fiber optic coupler Thorlabs FCMM50-50A-FC 1x2 MM Coupler, 50:50 Split Ratio, 50 µm GI Fibers, FC/PC
Fiberoptic patch cord Thorlabs FG105LCA CUSTOM-MUC custom made, 3 m long, with protective tubing, Tubing: FT030, Connector 1: FC/PC, Connector 2: 1.25mm (LC) Ceramic Ferrule
Sleeve Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA ADAL1 Ceramic Split Mating Sleeve for Ø1.25 mm (LC/PC) Ferrules
473 nm DPSS laser Laserglow Technologies, Toronto, ON, Canada R471005FX LRS-0473 Series
593 nm DPSS laser Laserglow Technologies R591005FX LRS-0594 Series
MC_Stimulus II Multichannel Systems, Reutlingen, Germany STG 4004
Impedance conditioning module Neural microTargeting worldwide, Bowdoin, USA ICM
Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology
Tungsten wires California Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USA CFW0010954 40 µm, 99.95%
Capillary tubing Optronics 1068150020 ID: 100.4 µm
Omnetics nanoconnector Omnetics Connector Corporation, Minneapolis, USA A79038-001
Screws Bilaney, Düsseldorf, Germany 00-96x1/16 stainless-steel
Silicone probe NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, USA B32
Headstage Neuralynx, Bozeman, Montana USA HS-8 miniature headstage unity gain preamplifiers
Silver conductive paint Conrad electronics, Germany 530042
Liquid flux Felder GMBH Löttechnik, Oberhausen, Germany Lötöl ST DIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)
LED Neuralynx HS-LED-Red-omni-10V
Name Company Catalog Number Comments
Software
MATLAB Mathworks, Natick, MA, USA
MC_Stimulus software Multichannel, Systems
Neurophysiological Data Manager NDManager, http://neurosuite.sourceforge.net
Klusters http://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006
Software of the recording system Neuralynx Cheetah https://neuralynx.com/software/cheetah
Multi-channel data analysis software Cambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GB Spike2

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521 (2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson's disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson's disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563 (2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159 (2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568 (2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49 (2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , Springer Science. Series Neuromethods (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, American Journal of Physics. (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

Tags

Nevrovitenskap problemet 136 Optogenetics elektrofysiologiske recordings i vivo atferd theta oscillation hippocampus pyramideformet celler interneurons septum bevegelse pharmacogenetics
Optogenetic Entrainment av hippocampus Theta svingninger i oppfører seg mus
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Bender, F., Korotkova, T.,… More

Bender, F., Korotkova, T., Ponomarenko, A. Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice. J. Vis. Exp. (136), e57349, doi:10.3791/57349 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter