Summary
Nous décrivons ici la procédure canalostomy qui permet la livraison de drogue local dans l’oreille interne de souris adultes et néonatales par le biais du canal semicirculaire avec le minimum de dommages à fonction auditif et vestibulaire. Cette méthode peut être utilisée pour inoculer des vecteurs viraux, de produits pharmaceutiques et de petites molécules dans l’oreille interne de la souris.
Abstract
Remise locale de médicaments thérapeutiques dans l’oreille interne est une thérapie prometteuse pour les maladies de l’oreille interne. Injection à travers les canaux semi-circulaires (canalostomy) s’est avérée être une approche utile pour l’administration de médicaments locaux dans l’oreille interne. L’objectif de cet article est de décrire, en détail, les techniques chirurgicales impliquées dans la canalostomy chez les souris adultes et néonatales. Indiqué par fast-vert colorant et adeno-associated virus de sérotype 8 avec le gène de la protéine fluorescente verte, la canalostomy a facilité la large distribution de réactifs injectées dans la cochlée et extrémité-organes vestibulaires avec un minimum de dommages à l’audience et fonction vestibulaire. La chirurgie a été implementée avec succès chez des souris adultes et néonatales ; en effet, plusieurs chirurgies pourraient être réalisées si nécessaire. En conclusion, canalostomy est une approche efficace et sécuritaire d’administration des médicaments dans l’oreille interne de souris adultes et néonatales et peut être utilisé pour traiter les maladies de l’oreille interne humaine dans le futur.
Introduction
Neuro-sensorielle auditive perte et dysfonctionnement vestibulaire affecte un nombre important de patients et sont étroitement associés aux troubles de l’oreille interne. Livraison de médicaments thérapeutiques dans l’oreille interne est prometteuse pour le traitement des troubles de l’oreille interne. Une approche systémique ou locale permet de livrer des médicaments dans l’oreille interne. Certaines maladies de l’oreille interne sont traités avec succès avec l’administration systémique de médicaments, tels que la perte auditive soudaine idiopathique, qui est généralement traitée par stéroïdes systémiques1. En outre, Lentz et coll. ont montré que l’administration systémique d’oligonucléotides antisens a pu améliorer l’audition et l’équilibre des fonctions dans le modèle de souris mutantes Ush1c2. Cependant, une grande partie des maladies de l’oreille interne ne sont pas traité efficacement par l’administration systémique de médicaments en raison de la barrière sang-labyrinthe, qui limite l’accès aux médicaments à l’oreille interne3,4. En revanche, stratégies d’administration locale de médicaments peuvent traiter les troubles de l’oreille interne plus efficacement. En effet, l’oreille interne est potentiellement une cible idéale pour la livraison de drogue local ; Il est rempli de liquide, ce qui facilite la diffusion de la drogue après la diffusion d’un site ou injection, et il est relativement isolé des organes voisins, ce qui limite les effets secondaires5,6.
Stratégies d’administration locale de médicaments incluent les méthodes intratympanic et intralabyrinthine. L’efficacité de l’itinéraire intratympanic repose en grande partie sur la perméabilité de la drogue à travers la membrane de la fenêtre ronde (RWM) et le temps de résidence de la drogue sur le RWM3,4,7,8. Ainsi, il ne convient pas pour la livraison des médicaments ou des réactifs qui ne peut pas pénétrer le RWM. Intralabyrinthine méthodes impliquent l’inoculation des médicaments directement dans l’oreille interne, ce qui entraîne une dose élevée et une large diffusion. Cependant, intralabyrinthine méthodes nécessitent des chirurgies délicates et sont envahissantes, menant à dommage à l’oreille interne fonction. Actuellement, l’injection intralabyrinthine de médicaments est utilisée uniquement dans les études chez l’animal comme il n’a pas été démontré d’être suffisamment sûr pour l’usage dans les humains9. Par conséquent, interventions chirurgicales doivent être simplifiées, et le risque de blessures réduit à traduire intralabyrinthine approches à l’infirmerie.
Plusieurs approches intralabyrinthine ont été évaluées chez les animaux par injection dans le RWM5,10,11 , puis dans la scala media12,13,14, la scala tympanique 15 , 16, la scala vestibule17, les canaux semi-circulaires16,18,19,20et le sac endolymphatique21. Chacune de ces approches a des avantages et des inconvénients6. Livraison à travers le RWM est atraumatique en souris néonatales5,22. Cependant, une légère déficience auditive est observée chez les souris adultes après injection RWM23, probablement à cause de l’oreille moyenne épanchement après la chirurgie24. Injection de médias de Scala, qui consiste en l’injection de réactif directement dans le compartiment endolymphatique contenant l’épithélium sensoriel, permet d’obtenir une concentration élevée de réactif en cible fin-organes12,14, 25 , 26. Toutefois, cette approche nécessite une procédure compliquée et se traduit par une augmentation significative du seuil audience si effectué au plus tard le jour post-natal 5 (P5)25,27, ce qui limite son application.
Par rapport aux approches susmentionnées intralabyrinthine, canalostomy provoque un minimum de dommages à l’oreille interne, en particulier dans les souris adultes16,18,28,29,30, qui est important pour l’évaluation des effets protecteurs et aspects translationnelles. En outre, chez les rongeurs, les canaux semi-circulaires sont situés au-delà de la bulla, qui facilite les interventions chirurgicales et évite les perturbations de l’oreille moyenne pendant la chirurgie. Dans la clinique, canal semicirculaire chirurgies sont utilisés pour insolubles vertige positionnel paroxystique Bénin31,32,33, ce qui suggère la faisabilité clinique de canalostomy. Puisqu’elle a été décrite par Kawamoto et al. 16 en 2001, canalostomy a été utilisé pour livrer les différents réactifs, tels que les vecteurs viraux, siRNA, cellules souches et aminoside, dans la murine oreille interne18,19,28,29 ,34,35,36,37. L’inoculation des vecteurs de virus adeno-associated virus (AAV) par canalostomy permettent la surexpression d’un gène exogène dans l’épithélium sensoriel et neurones primaires de la cochlée et extrémité-organes vestibulaires18,28, 29,,30. Whirlin thérapie génique par canalostomy restaure la fonction balance et améliore l’audition dans un modèle murin d’humain Usher syndrome19, ce qui laisse supposer que canalostomy est utile pour l’étude de la thérapie génique pour les maladies génétiques cochléovestibulaire. Transplantation de cellules souches mésenchymateuses de canalostomy se traduit par la réorganisation des fibrocytes cochléaires et récupération d’audience dans un modèle de rat de perte auditive neurosensorielle aiguë35. En outre, canalostomy peut être utilisé pour introduire des aminosides dans l’oreille interne pour établir les lésions vestibulaires18,34,38, et plusieurs injections peuvent être effectuées si nécessaire18 , 34.
Dans le présent article, nous décrivons en détail, canalostomy techniques chez les souris adultes et néonatales. Nous avons inoculé différents réactifs, y compris le colorant vert rapide et sérotypes d’AAV 8 (AAV8), ainsi que le gène de la protéine fluorescente verte (GFP) (AAV8-GFP) et à la streptomycine, dans l’oreille interne de la souris afin d’évaluer les résultats immédiats et à long terme après canalostomy.
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Protocol
Toutes les procédures et chirurgies animales ont été effectuées conformément aux lignes directrices du Comité de l’urbanisme de l’Université médicale capitale de la Chine et animalier.
1. préparation de l’appareil
- Pour rendre la canule d’injection (Figure 1 a), connecter la tubulure de polyimide (µm de diamètre 114.3, diamètre extérieur 139,7 µm, longueur ~ 3 cm) pour tuyaux en polyéthylène (diamètre intérieur 280 µm, diamètre extérieur 640 µm, longueur environ 40 cm). À l’aide de colle, rendre étanche la liaison avec au moins trois applications. Stérilisez la canule d’injection d’oxyde d’éthylène.
Remarque : Lorsque le tube d’étanchéité, évitant la superglue dans la tuyauterie de polyimide, qui peut se traduire par une obstruction de la canule. Sceller le tuyau au moins trois fois, parce que la stérilisation au gaz peut entraîner des fuites à la connexion. - À l’aide d’une aiguille de 30 G, connectez l’extrémité du tuyau polyéthylène à une seringue cc 1 contenant du sérum physiologique. Remplissez la canule avec un soluté physiologique par injection avec la seringue de 1 cc pour vérifier toute fuite ou obstruction à la jonction entre le tube de polyimide et les tuyaux en polyéthylène.
Remarque : S’il y a une fuite ou un blocage de la connexion, la canule ne peut pas être utilisée dans les procédures suivantes. - Évacuer une micro-seringue de 10 µL avec un soluté physiologique et connectez-le à l’aiguille 30 G ci-dessus avec la canule d’injection. Installer la seringue à injection sur une pompe de microinjection (Figure 1 b). Définir la vitesse d’injection élevée à 0,5 µL/min et le volume à 1 µL de colorant vert rapide et AAV8-GFP ou 2 µL de streptomycine.
Remarque : La plage recommandée de vitesse d’injection élevée est 0.1−0.5 µL/min, et la plage recommandée de volume d’injection est 0.5−2 µL. - Retirer la seringue à injection de 1 µL et extraire le réactif de l’injection. Un vide d’air se forme entre le physiologique et le réactif injecté (Figure 1).
- L’étiquette éventuellement la position de la bordure de gaz-liquide sur les tubes de polyéthylène à l’aide d’un marqueur. Ceci peut être utilisé pour contrôler le flux de réactif pendant l’injection.
2. Canalostomy chez la souris adulte
- Anesthésier une souris adulte (femelle, FVB/N, 5 à 6 - semaine vieux) par injection intrapéritonéale de ketamine HCl (120 mg/kg) et de xylazine HCl (7 mg/kg). Attendre 5−10 min jusqu'à ce que l’animal ne présente aucune réponse aux stimuli douloureux (le réflexe de l’orteil-pinch). Placez l’animal sur un socle électrique préchauffé après l’anesthésie. Analgésique, Meloxicam (1 mg/kg), a été appliqué par voie sous-cutanée avant la chirurgie.
- Couvrir les yeux de l’animal avec la pommade ophtalmique. Raser la région post-auriculaire gauche avec une tondeuse électrique pour animaux et désinfecter la peau trois fois avec 75 % d’éthanol.
- Placez l’animal sur un socle électrique préchauffé. Régler la température du coussin électrique à ~ 37° C. Mettre l’animal en position latérale droite pour faciliter une intervention chirurgicale sur l’oreille gauche.
- Pratiquer une incision de l’auriculaire de 1 à 1,5 cm ~ 3 mm de l’encoche du rétroauriculaires gauche (Figure 2 a).
- Positionnement du canal semicirculaire postérieure (CFP) et le canal semicirculaire latéral (LSC) : lorsque la racine de la Penne ("BOLD" point sur la Figure 2 b) est définie comme l’origine et le plan parallèle à la voûte crânienne en 3 sur 09:00, la CFP et le LSC sont généralement Situé à environ 3 mm de la racine de la pinna entre 2 et 03:00 (Figure 2 b).
- Carrément disséquer le muscle couvrant l’OS temporal avec une micro-pince pour exposer la CFP et la LSC, dont les marges sont clairement visibles, comme des rayures foncées dans l’OS temporal (Figure 2). La LSC est à un environ 30° d’angle entre le plan parallèle à la voûte crânienne et la CFP est verticale à la LSC (Figure 2). Recueillir un petit morceau de muscle avec une micro-pince et laissez-le sécher. Dans l’étape suivante, ce muscle servira à sceller le trou.
Remarque : Évitez un larmoiement excessif des tissus pour minimiser les blessures aux muscles. Éviter d’endommager le bâtiment adjacent, lors de l’exposition de la CFP (Figure 2D). - Faire un petit trou dans la partie médiane de la CFP à l’aide d’une aiguille 26 G (Figure 2D). Fuite de liquide dans le trou indique une pénétration réussie de la paroi osseuse de la CFP. Agrandir le trou à la bonne taille, légèrement plus grand que le diamètre de la tubulure de polyimide.
Remarque : Percer et agrandir le trou doucement et graduellement afin d’éviter la rupture de la CFP. - Nettoyer l’épanchement entourant le trou de la CFP à l’aide d’une boulette de coton.
- Insérez l’extrémité de la tubulure de polyimide doucement dans la CFP vers la commune de crus à une profondeur de 1−2 mm (Figure 2E). Commencer l’injection en appuyant sur le bouton « exécuter » sur la pompe.
- Après l’injection, attendre environ 2 min pour permettre le réactif se propager. Couper le petit morceau de muscle recueilli à l’étape 2.6 avec micro-ciseaux. Ensuite, retirer la canule d’injection et placez immédiatement le muscle dans le trou de la CFP.
Remarque : Vérifiez tout liquide qui fuit du trou après avoir branché pour s’assurer que le trou soit hermétiquement. - Retourner les muscles séparés et les tissus sous-cutanés. Suture de l’incision à l’aide d’une suture de 5-0. Désinfecter la région incision avec la povidone iodée.
Remarque : Toutes les procédures chirurgicales ci-dessus prennent environ 25 min. - Placez l’animal sur un coussin électrique préchauffé à ~ 37 ° C. Placer l’animal dans le poste de latéral droit pour la récupération.
- Effectuer des mesures de réponse (ABR) auditif du tronc cérébral et une semaine après la chirurgie18des tests de natation.
- Si nécessaire, effectuer des injections répétées dans un domaine différent de la CFP ou LSC.
3. Canalostomy chez les souris néonatales
- Utilisez hypothermie pour induire et maintenir la sédation chez les souris néonatales (FVB/N) aux jours 1 à 2 (P1-2). Placez le chiot sur lit de glace pilée pour ~ 4 min-recouvert de pellicule plastique. Ensuite, posez le chiot sur une plate-forme rempli de glace. Une désinfection du champ opératoire trois fois avec 75 % d’éthanol.
Remarque : Vérifiez que la tête du chiot est de la glace. Opérer l’ensemble avec le chiot sur une plate-forme rempli de glace. - Les étapes suivantes diffèrent chez le nouveau-né par rapport aux souris adultes.
- Faire une incision postauricular ~ 3 mm ~ 2 mm le pli auriculaire postérieur (Figure 3 a -B).
- Doucement, faire une ouverture dans la CFP douce à l’aide d’une aiguille de 26 G. Introduire la canule dans la CFP sans élargir l’ouverture (Figure 3 -E).
- Après l’injection, utilisez un morceau de muscle pour couvrir, plutôt que de brancher, l’ouverture car ce dernier peut conduire à une fracture de la CFP molle (Figure 3F).
- Fermer la peau à l’aide d’une suture 6-0.
- Effectuer des mesures ABR et épreuves de natation à P3030.
- Le cannibalisme parental est un problème courant après chirurgie néonatale. Les étapes suivantes réduisent la probabilité de cannibalisme parental.
- Nettoyer le sang qui entoure l’incision avec des lingettes d’alcool après une chirurgie.
- S’assurer que le nouveau-né peut se déplacer librement avant de le retourner au barrage.
- Nouveau-nés enduire la litière souillée de la cage de la mère et replacez les nouveau-nés au milieu de la litière.
- Ceux qui ne subissent pas de chirurgie devrait recevoir une semblable postauricular incision et suture.
- Séparer le mâle de la cage de reproduction.
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Representative Results
Rapide-vert colorant est injecté dans le COPS de souris adultes et néonatals pour évaluer sa distribution immédiate dans l’oreille interne. Le colorant a été détecté tout au long de la cochlée, vestibule et les canaux semi-circulaires immédiatement après la chirurgie (Figure 4).
Pour évaluer l’innocuité et l’efficacité de canalostomy pour la livraison de gène d’oreille interne, AAV8-GFP a été injecté dans l’oreille interne de souris adultes et néonatales. Tous les animaux exposés normal seuils ABR et scores aux tests de natation après AAV8-GFP injection18,30. Immunohistologie a révélé que, dans l’épithélium sensoriel auditif, les cellules ciliées internes (CSI) et quelques cellules ciliées externes (contaminants organohalogénés) du tour basal a montré robuste GFP expression30. L’épithélium sensoriel vestibulaire, expression de la GFP a été détectée dans l' utricule et saccule ampoules30. Les cellules ciliées vestibulaires (Figure 5) et les cellules de soutien étaient transduites avec un rendement élevé18,30.
Infusion de streptomycine par canalostomy induit une perte sévère de cellules ciliées dans l’utricule18,34,38. Pour tester la faisabilité des injections multiples par l’intermédiaire de canalostomy, les souris ont reçu streptomycine par le biais de la LSC suivi 7 jours plus tard par des suspensions AAV8-GFP par le biais de la CFP. Cette expérience a également été conçue pour évaluer les caractéristiques de la transduction des AAV8-GFP dans l’utricule lésé, qui était utile pour les études de thérapie génique dans l’oreille interne endommagé après perte HC18. GFP a été distribué tout au long de l’utricule lésé (Figure 6). Nombreuses cellules GFP positives étaient négatifs pour la myosine VIIA, indiquant qu’ils étaient transduites SCs. Quelques HCs (cellules de VIIa positives de la myosine) avec faisceaux immatures cheveux a également exprimé GFP.
Figure 1 : préparation de l’appareil. (A) le tube de polyimide (i) et le tuyau de polyéthylène (ii) sont scellés pour faire une injection canule (iii). (B) la canule est reliée à une seringue à injection 10 µL avec une aiguille de 30 G et puis installée sur une pompe. La flèche indique l’extrémité de la canule. (C) réactif d’Injection et de sérum physiologique sont séparées par un vide d’air. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Canalostomy chez une souris adulte. (A) une incision de l’auriculaire (flèche). (B) les Muscles couvrant l’OS temporal sont exposés. Si nous définissons la racine de la Penne (dot "BOLD") comme l’origine et le plan parallèle à la voûte crânienne comme 3/9 heures, le canal de semi-circulaires postérieur (CFP) et canal semicirculaire latéral (LSC) sont généralement situées dans la région entre 2 et 03:00 (pentagramme) , ~ 3 mm de l’origine. En médaillon : grossissement faible image de l’orientation. La ligne pointillée indique le plan de la voûte crânienne. (C) la CFP et LSC sont exposées (lignes pointillées). En médaillon : Le LSC est à un environ 30° d’angle entre le plan parallèle à la voûte crânienne et la CFP est verticale à la LSC. (D) un petit trou est fait à la CFP. (E) l’extrémité de la canule est insérée dans le PSC et le réactif est injecté. (F) , le trou est scellé avec un petit morceau de muscle. Echelle a est de 5 mm, qui, en B, est de 1 mm (B B-F), que, dans l’encart à B est de 1 cm, et que, dans l’encart à C est 5 mm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Canalostomy chez une souris néonatale. (A) une incision après auriculaire (flèche). (B) Muscles couvrant l’OS temporal sont exposés, et le canal de semi-circulaires postérieur (CFP) est environ 2 mm de la racine de la Penne (dot "BOLD") à 2-03:00 (pentagramme). L’orientation est identique à celle de souris adultes (Figure 2 b). (C) la CFP et canal semicirculaire latéral (LSC) sont exposées (lignes pointillées). (D) une petite ouverture est faite à la CFP. E la canule est insérée dans la CFP. (F) un petit morceau de muscle est utilisé pour couvrir l’ouverture après l’injection. L’échelle bars dans A et B médaillon sont 5 mm, qui, en B, est de 1 mm, et que c est 1 mm (C pour C-F). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : stéréo images microscopiques de l’oreille interne d’adulte (A-A') et souris néonatales (B-B') administré colorant vert rapide par l’intermédiaire de canalostomy. Des échantillons ont été prélevés immédiatement après la chirurgie. (A et B) La surface cervicogénique. (A' et B') La surface intracrânienne. Colorant vert rapide distribue tout au long de la cochlée, vestibule et les canaux semi-circulaires. Barreaux de l’échelle est de 1 mm (A' de A-A « et B' B-b »). CFP, postérieur canal semicirculaire. LSC, canal semicirculaire latéral. SSC, supérieure de canal semicirculaire. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : images confocales représentatifs des monts entiers de la cochlée (A-A ») et l’utricule (B-B ») de souris adultes, préparé 30 jours après l’injection AAV8-GFP par l’intermédiaire de canalostomy. Les échantillons sont colorées avec les anticorps pour GFP (vert) et de la myosine VIIa (rouges). (A-A ») GFP est exprimée dans les cellules de cheveux plus intérieures (IHC). (B-B ») Dans le plan focal de la plaque cuticulaire de l’utricule, nombreuses cellules ciliées express GFP (flèches). GFP, protéine fluorescente verte. SLO, cellules ciliées externes. Barreaux de l’échelle est de 25 µm (A » pour A-A ", B » B-b »). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : images confocales représentatifs d’une utricule traumatisé obtient 30 jours après l’injection AAV8-GFP par l’intermédiaire de canalostomy. Une souris adulte a été injectée avec la streptomycine via le canal semicirculaire latéral et 7 jours plus tard injectés avec AAV8-GFP via le canal de semi-circulaires postérieur. GFP (green), VIIa (rouge) de myosine et actine (bleu). Flèches indiquent les cellules de soutien représentant transduites avec AAV8-GFP (GFP + / myosine VIIa-cellules), et les flèches indiquent représentant cheveux cellules transduites avec AAV8-GFP (GFP + / myosine VIIa + cellules) avec des faisceaux de poils immatures. Barre d’échelle est de 20 µm (D pour A-D). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Dans cette étude, nous avons montré que les medicaments par canalostomy donné lieu à une large diffusion du réactif tout au long de la cochlée et extrémité-organes vestibulaires. Comme une méthode de livraison de gène oreille interne, canalostomy a entraîné dans l’expression de la GFP dans l’oreille interne de souris adultes et néonatales avec le minimum de dommages à fonction auditif et vestibulaire. En outre, les injections multiples peuvent être facilement effectuées chez le même animal.
L’une des plus grandes forces de canalostomy est qu’il provoque des dégâts minimes à fonction de l’oreille interne, en particulier dans les souris adultes16,18,28,29,30, qui est importante pour la évaluation des effets protecteurs et des aspects translationnelles. Plusieurs groupes ont utilisé canalostomy pour administrer différents réactifs, tels que les vecteurs viraux, siRNA, cellules souches et aux aminosides, à la murine oreille interne18,19,28,29, 34,35,36,37. Dans la présente étude, nous avons décrit étape par étape, les modalités techniques chirurgicales de canalostomy chez les souris adultes et néonatales. Par rapport aux études précédentes, notre étude fournit des détails supplémentaires sur le positionnement des canaux semi-circulaires, qui est une procédure clée pour chirurgie réussie. Comme illustré dans la Figure 2 b et C, la CFP et LSC étaient généralement situé à environ 3 mm de la racine de la pinna à 2-03:00. Le LSC a été à un environ 30° d’angle entre le plan parallèle à la voûte crânienne et la CFP a été verticale de la LSC. En outre, nous avons simplifié les procédures chirurgicales et raccourci le temps chirurgical à environ 25 min, avec des résultats comparables,29.
Au cours de la canalostomy, il est impératif pour éviter les fuites au point d’injection et obstruction de la canule. Avant d’allumer la pompe, il est important de s’assurer que l’extrémité de la canule est insérée dans le canal semicirculaire et que la canule n’est pas tordue ou bloquée. Muscle sec est recommandé pour être utilisé lorsque obturant l’orifice du canal semicirculaire de souris adultes parce que, en présence du canal semicirculaire fluide, il se dilate et branche le trou (voir étapes 2.6 et 2.10). Parce que la paroi du canal semicirculaire de souris néonatales est douce et fragile, l’ouverture doit être scellé muscle autogène ou colle médicale30. Nous avons aussi retiré la canule sans couvrir l’ouverture avec le muscle ; la résultats ont révélé comparable AAV transduction efficacité dans l’oreille interne (données non présentées), indiquant que l’ouverture à la CFP de souris néonatales a été fermé de façon satisfaisante.
Un autre avantage de canalostomy est la faisabilité de plusieurs procédures, qui permet à des applications répétées des réactifs identiques ou différents (Figure 6). Car fibreux et tissus de granulation sont fréquemment trouvées dans des sites chirurgicaux précédents et le canal semicirculaire peut être obstrué après chirurgie34, il est recommandé d’effectuer des injections pendant les chirurgies répétées dans une autre zone du latéral et/ou les canaux semi-circulaires postérieur18.
La principale limitation de canalostomy est la difficulté de déterminer si la canule d’injection est insérée dans l’espace périlymphatique ou endolymphatique. Après l’administration de vecteurs viraux dans l' oreille interne16 , via canalostomy, plus transduits cellules étaient situées dans l’espace périlymphatique, suggérant que l’injection était probablement jouée dans ce domaine. Les composés de faible poids moléculaire (p. ex., AAV, streptomycine et siRNA) peuvent traverser la barrière entre la périlymphe et l’endolymphe et atteindre l’épithélium sensoriel après injection dans l’espace périlymphatique ou endolymphatique18,19 ,,34. Cependant, après injection dans la périlymphe, réactifs peuvent rester dans l’espace périlymphatique si ils ne peuvent pas traverser la barrière entre la périlymphe et l’endolymphe16,39,40. Par conséquent, la perméabilité des réactifs injectés devrait considérer avant d’utiliser canalostomy.
En conclusion, canalostomy se traduit par une large distribution de réactifs dans la cochlée et le vestibule avec une perturbation minimale de la fonction auditive et vestibulaire. La chirurgie est facilement mis en œuvre chez les souris adultes et néonatales, et des procédures multiples peuvent être réalisées si nécessaire. Canalostomy est donc une approche efficace et sans danger pour l’administration de médicaments dans l’oreille interne des rongeurs et peut, à l’avenir, être utilisé en clinique pour traiter des maladies humaines cochléovestibulaire.
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Disclosures
Aucun conflit d’intérêts ne sont déclarés.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subvention numéros 81570912, 81771016, 81100717).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polymide Tubing | A-M Systems | 823400 | |
| Polyethylene Tubing | Scientific Commodities Inc. | BB31695-PE/1 | |
| 10μl Microsyringe | Hamilton Company | 80001 | |
| Xylazine HCL | Sigma-Aldrich Co. Llc. | X-1251 | |
| Operating Miroscope | Carl Zeiss Optical LLC. | Pico | |
| Micro Forceps | Dumont Dumostar | 10576 | |
| Fast-green Dye | Sigma-Aldrich Co. Llc. | F7252 | |
| AAV8-GFP | BioMiao Biological Technology Co. Ltd (Beijing, China) | 20161101 | Titer: 2×10e12 vg/mL |
| Streptomycin Sulfate | Sigma-Aldrich Co. Llc. | S9137 | |
| Microinjection Pump | Stoelting Co. | 789100S | |
| Electric Pad | Pet Fun | 11072931136 | |
| 1 cc Syringe | Mishawa Medical Industries Ltd. (Shanghai, China) | 2011-3151258 | |
| Ketamine HCL | Gutian Pharmaceutical Co., Ltd. (Fujian, China) | H35020148 | |
| Electric Animal Clipper | Codos Electrical Appliances Co., Ltd. (Guangdong, China) | CP-8000 | |
| Cotton Pellet | Yatai Healthcare Ltd. (Henan, China) | Yu-2008-1640081 | |
| Suture | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd. (Shanghai, China) | Hu-2013-2650207 | |
| Eye Ointment | Beijing Shuangji Pharmaceutical Ltd. (Beijng China) | H11021270 |
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