Summary
Aquí presentamos un protocolo para evaluar experimentalmente la coagulación con plasma en el tejido hepático en vivo. En un modelo porcino, microcirculación es examinada por láser Doppler, profundidad de coagulación se mide histológicamente, temperatura en el sitio de coagulación por termómetro infrarrojo, cámara termográfica y conducto efecto del lacre está documentada por la presión de explosión experimentos.
Abstract
Coagulación del plasma como una forma de electrocauterización se utiliza en Cirugía hepática durante décadas para sellar la superficie de corte de hígado grande después de hepatectomy importante para prevenir las hemorragias en una etapa posterior. Mal sólo se examinan los efectos exactos de la coagulación con plasma en tejido del hígado. En el modelo porcino, los efectos de la coagulación pueden ser examinados cerca de la aplicación clínica. Una combinado Láser Doppler flowmeter y espectrofotómetro documentos la microcirculación cambia durante la coagulación en 8 mm de profundidad de tejido no invasor, proporcionando información cuantificable sobre hemostasia más allá de la impresión clínica subjetiva. La temperatura en el sitio de la coagulación se evalúa con una coagulación previa y post de termómetro infrarrojo y una cámara termográfica durante la coagulación, una medición de la temperatura del gas de la viga no es posible debido al umbral superior de los dispositivos. La profundidad de la coagulación se mide microscópicamente con hematoxilina/eosina, tinción de secciones después de la calibración con un micrómetro de objeto y le da una información exacta sobre la coagulación ajuste profundidad-relación de poder. El efecto del lacre se examina en los conductos biliares ya que no es posible para un coagulador de plasma sellar vasos sanguíneos más grandes. Realizan experimentos de presión de explosión hacia fuera en órganos explanted para descartar hipertensión relacionadas con efectos.
Introduction
Coagulación con argón plasma (APC) es un instrumento ampliamente utilizado en cirugía abdominal por más de tres décadas1,2. Es una técnica estándar para el logro de la hemostasia secundaria después comandante hepatectomy sellando el hígado de superficie para evitar hemorragias posteriores3. Coagulación del plasma es una forma especializada de electrocauterio de radiofrecuencia, que entrega la energía eléctrica a través de un arco de gas ionizado. Proporcionar hemostasia monopolar de electrotérmico, esta técnica sin contacto tiene la ventaja de evitar que el electrodo se adhiera a los tejidos4. El gas ionizado se dirige automáticamente al área de la más baja resistencia eléctrica y esté ausente cuando la resistencia aumenta debido a la desecación a otras áreas no desecados. Esto produce una profundidad limitada uniforme de coagulación5,6. Factores que influyen en el efecto de la coagulación son la activación del tiempo, la configuración del dispositivo de la coagulación y la distancia entre la sonda y el tejido. El helio es otro gas portador, que puede ser utilizado para plasma coagulación7. Clínicos recientes estudios concentrados en los resultados clínicos en lugar de hallazgos histológicos y funcionales3,8,9, mientras que estudios experimentales enfocados en vitro investigaciones10 o experimentos en órganos perfundidos aislados11.
El protocolo subyacente permite el estudio de los efectos de coagulación del plasma en un modelo animal grande cerca de la aplicación clínica utilizando equipamiento humano en cerdos: microcirculación es evaluada de forma no invasiva por un flujómetro Doppler láser y Espectrofotómetro, que es una herramienta clínica para esta indicación12,13. Cambios de temperatura durante la coagulación son monitoreados con un termómetro de infrarrojos y una cámara termográfica. La profundidad de la coagulación se mide en histológica hematoxilina/eosina secciones manchada después de la recolección de muestras de tejido. Para la comparación con otros medios de hemostasia secundaria, se realizan experimentos de presión de explosión. En contraste con técnicas previamente descritas14, estos se llevan a cabo órganos explanted para excluir la presión arterial relacionados con efectos. Además de las investigaciones descritas en los efectos locales de coagulación del plasma, pruebas de sangre estándar puede realizarse también en el modelo porcino.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Se siguieron las normas regidas por la legislación alemana para los estudios en animales así como principios de laboratorio Animal Care (institutos nacionales de salud publicación ed. 8, 2011). Se concede permiso oficial de la oficina gubernamental de cuidado de animales (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen, Alemania).
1. los animales
- Uso de cerdos hembra landrace alemán (25-30 kg de peso) alojados en jaulas abiertas.
- Uso de 5 animales por grupo (argón y helio).
- Permitir a los animales para aclimatarse a los alrededores de por lo menos una semana antes de los experimentos. Animales rápidos 24 h antes de la cirugía con acceso libre al agua.
2. anestesia
- Premedicate los animales con una inyección intramuscular de ketamina (15 mg/kg de peso corporal [BW]), xilacina (10 mg/kg P.C.) y atropina (0.1 mg/kg P.C.) 10 minutos antes de la inducción de la anestesia.
- Acceso venoso periférico se establece por la colocación de una cánula de calibre 22 en una vena de la oreja.
- Inducir la anestesia general por inyección i.v. de propofol 2 mg/kg de peso corporal.
- Coloque el animal en posición decúbito supina y realizar una incisión longitudinal de la piel en el surco yugular sobre una longitud de 2 cm. localizar la vena a través de la contundente preparación del tejido subcutáneo. Inserte la cánula, luego alambre de Seldinger.
- Cánula de retracción e insertar 14 Fr. catéter sobre el alambre guía. Retraiga el alambre de guía. Conectar el catéter a la extensión y fijar el catéter mediante una correa o una sutura.
- Saque la lengua e insertar laringoscopio recta. Utilice la punta del laringoscopio para tirar abajo la epiglotis. Inserte el tubo por las cuerdas vocales. Coloque el brazalete en la glotis e inflar.
- Ventilar con oxígeno al 40% en 20-26 respiraciones/min y un volumen tidal de 10 ml/kg para mantener la tensión de dióxido de carbono parcial fin-de marea entre 36 y 42 mm Hg.
- Mantener la anestesia con isoflurano con una concentración de 1-1.5% y fentanilo a una concentración de 3-4 μg/kg/h.
- Suministro de solución de lactato de Ringer a una tasa inicial de 4 mL/kg/h y aumentar después de laparotomía a una tasa de infusión constante de 8 mL/kg/h.
3. cirugía y coagulación del Plasma
- Coloque el animal en una posición supina sobre una mesa quirúrgica estándar.
- Desinfectar la piel mediante la aplicación de un desinfectante quirúrgico estándar (2-Propanol 45 g/100 g, 1-Propanol 10 g / 100g, bifenil-2-ol 0,2 g/100 g) con una esponja quirúrgica por 3 veces.
- Realizar una laparotomía media amplia del proceso xifoides hasta el pubis con un bisturí e instalar retractores quirúrgicos.
- Encienda el aparato de coagulación del plasma, abrir la botella de gas argón o helio, según el gas portador utilizado. Ajustar el flujo del gas a 3 L/min coagulación seleccione dispositivo potencia de salida deseada.
Nota: Ambos gases nobles, argón o helio, puede utilizarse para la coagulación del plasma. Efectos de coagulación son comparables. Ver referencia7 para más detalles. - Realizar coagulación del plasma en el lóbulo izquierdo del hígado como se describió anteriormente7. Usar un molde de titanio (abertura cuadrada 1 x 1 cm2) para estandarizar la zona de coagulación. Coagular durante 5 s a una distancia de la punta de prueba de 1 cm. Coagulaciones con diferentes de potencia pueden realizarse con una distancia corta entre las coagulaciones de 5 mm (figura 1).
- Para la cosecha del hígado, dividir todas las conexiones ligamentosas al hígado. Aislar y dividir el pedículo hepático por encima de la flexión duodenal superior dejando largas porciones de la vena porta y conducto biliar común. Dividir la vena cava por encima y por debajo del hígado y recupera el órgano.
- Después de la cosecha el hígado, los cerdos fueron sacrificados por administración i.v. de 0.16 g/kg BW pentobarbital.
- Para los experimentos de la presión de explosión, resecar la mitad del lóbulo hepático izquierdo medial con unas tijeras afiladas. Plasma-coagular el corte superficial (100W de potencia de salida) o sellar la superficie del corte con sellante de fibrina (figura 2).
4. microcirculación medición
Nota: Espectroscopia del Laser Doppler puede determinar el flujo sanguíneo en el tejido a través de la medición de la cambio de Doppler causada por el movimiento de los eritrocitos. La señal del Laser se correlaciona con el número de eritrocitos móviles. Espectroscopía Doppler láser está en uso clínico (por ejemplo medicina del trasplante) y ha sido validado varias veces15.
- Encienda el medidor Doppler laser y espectrofotómetro. Utilizar una sonda plana.
- Tomar mediciones de línea base de flujo y velocidad. Guarde o tenga en cuenta los valores.
- Realizar la coagulación como se describe en 3.5.
- Coloque la sonda plana en sitios de coagulación y medir caudal y velocidad. Una vez más, salvar o valores en cuenta.
- Repita para todos los ajustes de energía del dispositivo coagulador.
5. medición de la temperatura
- Cambiar el sistema (cámara termográfica portátil y termómetro de infrarrojos) y déjela funcionar durante al menos 1 h antes de realizar las mediciones.
- Ajustar el foco y ve el marco de la cámara termográfica en el sitio de la coagulación. Secuencias de infrarrojos pueden detectarse con la resolución espacial de 1024 x 768 píxeles con una resolución de temperatura mayor de 20 mK. Tener en cuenta, que la región de la coagulación y el tejido circundante — afectados por la transferencia de calor, se encuentra en medio de la vista.
Nota: Debe incluir tantos pixeles del marco como sea posible para una óptima resolución espacial. - Registrar el proceso de coagulación con el coagulador de plasma en la superficie del hígado con la cámara termográfica durante un período de 2 min.
- Analizar secuencias de imágenes con el software de análisis de termografía: definir regiones de interés.
Nota: El Software calcula el curso de la temperatura media correspondiente con el tiempo.
6. coagulación profundidad medida
- Cosecha el lóbulo izquierdo de hígado medial con unas tijeras afiladas.
- Suprimir los sitios de coagulación con grosor de 1 cm. Cortar en segmentos longitudinales gruesos de 3 mm para su posterior procesamiento.
- Muestras de tejido de reparación a 4 ° C durante la noche con neutro 10% tamponada con formalina. Calor 2 ° C sobre el punto de fusión de la parafina y embed rebanadas. Proceso durante la noche.
- Realizar coloración de hematoxilina/eosina.
- Desparafinizar e hidratar los tejidos sumergiendo posteriormente en 2 x xileno, 100% de etanol (EtOH), 95% EtOH, 70% EtOH, desionizada de H2O 2 minutos.
- Mancha de la muestra de tejido con solución de hematoxilina de Meyer durante 3 minutos.
- Ahora enjuague en agua corriente durante 5 minutos.
- Teñir el tejido con solución de eosina durante 3 minutos.
- Enjuague 2 x EtOH 95% y luego xileno durante 3 minutos. Monte con el medio de montaje estándar.
- Encender el sistema (conectado microscopio cámara, software de imágenes). Ver todas las secciones con 40 aumentos.
- Tomar una imagen de un micrómetro de objeto en un aumento de 40 X. Pulse recalibrar el botón en la ventana de objetivos. Seleccione calibración manual. Trace una línea en la imagen del micrómetro de 100 μm. Enter 0,1 mm en el cuadro de diálogo y pulse OK.
- Seleccionar la longitud de la vista > Análisis de controles > anotaciones y medidas de la ventana. Medida de la superficie del hígado al margen de la coagulación con el ratón. Exportación o nota el resultado. Repita la medición en otra ubicación en la diapositiva misma.
Nota: Profundidad de coagulación puede diferenciarse fácilmente del tejido normal del hígado por el margen agudo entre los cordones de hepatocitos normales y la zona de necrosis con citoplasma contraído, núcleos picnóticos y zonas de hemorragia. - Calcular el promedio de dos mediciones.
7. medición de la presión de explosión
- Encender el sistema (bombas automáticas, medidor de presión). Preparar las muestras del hígado según el paso 3.7.
Nota: Use dos bombas paralelo conectadas a través de una llave de 3 vías. La presión máxima de 1.500 mm Hg no puede obtenerse con una sola bomba. - Aislamiento de la vena porta, arteria hepática común y conducto biliar con tijeras en el pedículo háptico. Sujetar la vena porta con un fórceps de overholt y ligan con una sutura de monofilamento 4-0. Abrazadera de la arteria hepática común un fórceps de overholt y ligan con una sutura de monofilamento 4-0.
- Insertar catéter Ch-16 en el conducto biliar común y ligan con una sutura de seda 2-0. Conectar el catéter a las bombas automáticas, instalar llave de 3 vías con medidor de presión (figura 3).
- Llene la jeringa de perfusión con solución salina.
- Inicio bombas automáticas con una tasa de entrega de 99 mL/h.
- Vigilar el hígado cortado metros superficie y presión de salida y registro de presión de estallido.
Nota: Para fácil reconocimiento de fugas, azul patente puede añadirse a solución salina (azul patente 2 mL + solución salina 18 mL). Es más fácil observar la presión de explosión por notar el tiempo de pérdida de presión en el medidor de presión.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Microcirculación: Utilizando el dispositivo de diagnóstico para la hemostasia después de coagulación del plasma se puede demostrar por los cambios de la microcirculación. Sangre capilar flujo (muestra como unidades arbitrarias (UA)) disminuye desde un valor basal de 142.7 ± 76.08 AU ± 57.78 49.57 AU en 25 W dispositivo de potencia de salida, a 48,5 ± 7,26 AU en 50 W y a 5,04 ± 1.31 AU 100 W (figura 4).
Temperatura: Temperatura en los sitios de coagulación se midió con una cámara termográfica (figura 5). Los cambios de temperatura solamente insignificante fueron documentados con un termómetro infrarrojo. Mostró una temperatura de referencia de 32.42 ± 2,27 ° C. Después de la coagulación con 25 W, la temperatura fue de 33.33 ± 1,81 ° C. Coagulación con laser de 50 W rindió una temperatura de 31.17 ± 2,13 ° C. Después de la coagulación con el ajuste de potencia máxima de 100 W, la temperatura era en su mayoría sin cambios con 30.17 ± 3,19 ° C (figura 6).
Profundidad de coagulación: Coagulación de plasma crea una zona superficial de necrosis puede distinguirse fácilmente de la parenquimia del hígado normal (figura 7). La profundidad de la necrosis se puede medir en varias secciones y muestra un aumento no completamente lineal con crecientes niveles de potencia del coagulador de plasma. Después de la coagulación con plasma de helio, la profundidad de la coagulación es 230.2 ± 57.83µm a 25W, 314.6 μm ± 87.39, 50 W, 292.2 μm ± 45.65 75W y 412.9 μm ± 160.9 100 W dispositivo de potencia de salida (figura 8). La potencia de salida del dispositivo puede ser elegida libremente y eligió una correlación positiva con la coagulación profundidad7.
Presión de la explosión: Mediciones de la presión de explosión llevó a cabo en la superficie del corte del lóbulo del hígado medial izquierda explanted demuestra ninguna diferencia después de helio (1254±578.7 mmHg) o coagulación con plasma argón (1003 ± 554.4 mmHg) (figura 9). Presiones de explosión más bajo en comparación con los sellantes de fibrina7 pero parecen adecuadas para el uso clínico.
Figura 1: lóbulo izquierdo de hígado medial después de la coagulación con plasma argón. Ocho sitios de coagulación en el lóbulo del hígado medial izquierdo (de arriba a la izquierda a abajo derecha: 10 W, 15 W, 20 W, 25 W, 30 W, 50 W, 75 W, 100 W). La medida de la coagulación estandarizada con el molde. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: preparación del injerto hepático para las mediciones de presión de explosión. La mitad del lóbulo hepático es resecado, y superficie de corte de hígado es sellado con sellante de fibrina. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: equipo para medición de presión de explosión. Bomba automática (jeringa llenado con solución salina) y medidor de presión conectado a través de una llave de 3 vías. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: cambios de la microcirculación. Cambios en el flujo (muestra como unidades arbitrarias) de sangre antes y después de la coagulación con plasma de argón a 25 W, 50 W y 100 W dispositivo de potencia de salida (n = 3-6). * = P< 0.05, ANOVA de 1 vía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: temperatura en los sitios de coagulación medido con una cámara termográfica. La imagen ejemplar con una cámara termográfica durante la coagulación con plasma de helio con dispositivo de 40W de potencia de salida. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: temperatura en los sitios de coagulación medido con un termómetro infrarrojo. La temperatura en los sitios de coagulación medido con un termómetro infrarrojo antes y después de la coagulación con plasma de argón (n = 3-6). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: zona de necrosis superficial después de la coagulación con plasma de helio. La hematoxilina/eosina había manchado sección hígada con 40 aumentos. La zona de necrosis muestra una pérdida de la arquitectura de cable de hepatocitos, células con citoplasma contraído y zonas de hemorragia. Las flechas indican la profundidad de la coagulación en dos lugares diferentes. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8: profundidad de coagulación después de la coagulación con plasma de helio. Profundidad de coagulación a niveles de potencia diferentes (25W, 50W, 75W y 100W, n = 6). * = P< 0.05, *** = P< 0,001, ANOVA de 1 vía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9: presión de la explosión. Estallan las mediciones de presión en la superficie de corte de hígado después de la coagulación con plasma de argón o helio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 10: resultados de la prueba de sangre. Seleccionar parámetros de clínica bioquímica y sangre gas se muestran los resultados antes y siguientes coagulación con plasma de argón. No ocurren cambios significativos, demostrando los efectos de la coagulación con plasma limitada a cambios locales en el sitio de la coagulación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Modelos de roedores para la cirugía hepática se establecen para un tiempo de16. Sin embargo, los modelos animales grandes ofrecen ciertas ventajas: ningún equipo de microcirugía se necesita como equipo operativo estándar para los seres humanos puede ser aplicado, las técnicas quirúrgicas son comparables al uso clínico y métodos de evaluación clínica estándar puede transferido a los experimentos. Por ejemplo, se puede realizar exámenes clínicos estándar sin la necesidad de métodos de ensayo de laboratorio especiales (figura 10).
Cerdos son animales de laboratorio apropiados para la investigación cardiorrespiratoria como su fisiología se parece a los humanos17. Debido a la similitud en tamaño, la estructura segmentaria y la histología, los cerdos son también uno de los animales de laboratorio estándar para Cirugía hepática experimental18. Coagulación del plasma se evaluó en el modelo porcino debido a los beneficios (semejanza fisiología humana y evaluación de equipamiento clínico)7. En contraste con las técnicas quirúrgicas, manejo anesthesiologic no pueden extrapolarse fácilmente. Especialmente el manejo de la vía aérea puede ser difícil17. La distancia entre los incisivos y la glotis es muy larga y la anatomía es diferente a los seres humanos dificultando la intubación orotracheal para el investigador inexperto. Además, la ventilación de la máscara es casi imposible en cerdos, para que estrategias de salvamento (p. ej. traqueotomía) deben estar presentes.
Para obtener resultados comparables en la coagulación de plasma, el investigador debe tomar estrictamente atención para estandarizar la distancia de la punta de prueba y la duración de la coagulación. Mientras que es relativamente fácil de mantener la distancia de la punta de prueba, puede utilizarse un cronómetro para contar los 5 s de la coagulación. La técnica descrita de coagulación del plasma en la superficie hepática se utilizó en la investigación básica sobre los efectos subyacentes de coagulación del plasma por el hígado en vivo7. Las técnicas antes descrita de coagulación de plasma, anestesia y cirugía porcina también pueden utilizarse para resección hepática importante de examinar y comparar diferentes técnicas de superficie de corte sellado después de eso.
El flujómetro Doppler laser y el espectrofotómetro para medidas de la microcirculación es una herramienta clínica estándar19 y probó para ser altamente útil para la evaluación de la circulación directamente sobre el parénquima del órgano. Valores de flujo sanguíneo y la velocidad del flujo de sangre se calculan con la ventaja de no invasivity. Parámetros de la microcirculación sólo son medidas indirectas del efecto de la coagulación, por lo que las mediciones Doppler deben ser correlacionadas con un parámetro objetivo para la coagulación. En nuestros experimentos, hemos utilizado profundidad histológica de la coagulación para la correlación.
Una deficiencia de la medición de la temperatura es la incapacidad para medir la temperatura del rayo de plasma durante la coagulación porque la temperatura del rayo de plasma es por encima del umbral superior de ambos dispositivos. El termómetro infrarrojo es fácil de aplicar, mientras que la configuración de la cámara termográfica es más compleja, pero proporciona datos más precisos. La temperatura basal antes de la coagulación es menor de lo esperado (cuerpo porcino temperatura ~38.5 ° C17), demostrando los efectos perturbadores de la laparotomía en temperatura del cuerpo. La temperatura no aumenta durante y después de la coagulación, demostrando la excelente perfusión del hígado. Este efecto termal robar del hígado es conocido de radiofrecuencia ablación20. Explosión presión gestiones se llevaron a cabo en el sistema de conductos biliares en lugar de vasos hepáticos por una simple razón: es imposible coaguladores de plasma (como lo es para los selladores de fibrina) sellar los vasos más grandes. Ambos medios de hemostasia secundaria sellar la superficie de corte del órgano resecado, mientras que los buques más grandes se unen durante la resección. Nuestros experimentos de la presión de explosión fueron modificadas ligeramente en comparación con la técnica divulgada14. Medimos la presión de ruptura de órganos explanted por razones de organización. Estas reglas hacia fuera de la presión arterial relacionados con efectos y son más fáciles de aplicar que inundada o órganos in vivo . Valores de la presión de experimentos pueden, por tanto, diferir de perfusión / medicionesin vivo debido a hígado alterada la estructura (generalmente más altas presiones en órganos explanted). La técnica de presión de explosión antes descrita también puede ser realizado in vivo.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores no tienen ninguna agradecimientos.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Xylazine 20 mg/mL | Vetoquinol GmbH | Xylapan | |
| Ketamine 100 mg/mL | Ceva GmbH | Ceva Ketamine Injection | |
| Atropine 100 mg / 10 mL | Dr. Franz Köhler Chemie GmbH | Atropinsulfat Köhler 100mg Amp. | |
| Propofol | Fresenius Kabi GmbH | Propofol 1% MCT Fresenius | |
| Fentanyl | KG Rotexmedica GmbH | Fentanyl 0,5mg Rotexmedica | |
| Isoflurane | Abbot GmbH | Forene 100% (V/V) 250 mL | |
| Ringer's lactate solution | Baxter Deutschland GmbH | sodium 131mmol/l, potassium 5 mmol/l, calcium 2 mmol/l, cloride 111 mmol/l, lactate 29 mmol/l | |
| Surgical disinfactant | Schülke & Mayr GmbH | Kodan Tinktur forte gefärbt 1l 104804 | |
| Motorized microscope | Nikon Instruments Europe | Eclipse TE2000-E | |
| Microscope camera | Nikon Instruments Europe | Digitalsight DS-Qi1Mc | |
| Imaging software | Nikon Instruments Europe | NIS elements Vers. 4.40 | |
| Plasma coagulator | Söring GmbH | CPC-1000 | |
| Argon gas | Linde AG | Argon 4.8 | |
| Helium gas | Linde AG | Helium 4.8 | |
| O2C | LEA Medizintechnik GmbH | O2C Version 1212 | with LF-2 or LF-3 probe |
| Infrared thermometer | Voltcraft | VOLTCRAFT IR 260-8S | |
| Thermographic camera | InfraTec GmbH | VarioCAM HD head 820 | |
| Thermographic analysis software | InfraTec GmbH | IRBIS 3 | |
| Mayer's Hematoxylin solution | Merck 1.09249 | ||
| Eosin solution | VWR International GmbH | Merck 1.09844 | |
| Rollerpump Masterflex L/S easy Load | Cole-Parmer Instrument Company | model 7518-10 | |
| Perfusorpump | B. Braun Melsungen AG | Perfusor secura FT | |
| Digital pressure meter | Greisinger electronic | GMH 3161 | |
| Perfusorsyringe, 50 mL | B. Braun Melsungen AG | REF 8728810 F | |
| Perfusor line, Type IV Standard, PVC Luer lock | B. Braun Melsungen AG | REF 8722960 | |
| 3-Way stopcock, Dicofix C35C | B. Braun Melsungen AG | REF 16494 C | |
| Silk 2-0. 3 metric | Resorba | REF H5F | |
| Vicryl 4-0 Sutupak | Ethicon | V1224H | |
| NaCl 0.9 % | B. Braun Melsungen AG |
References
- Link, W. J., Incropera, F. P., Glover, J. L. A plasma scalpel: comparison of tissue damage and wound healing with electrosurgical and steel scalpels. ArchSurg. 111, 392-397 (1976).
- Kwon, A. H., Inui, H., Kamiyama, Y. Successful laparoscopic haemostasis using an argon beam coagulator for blunt traumatic splenic injury. EurJSurg. 167, 316-318 (2001).
- Frilling, A., et al. Effectiveness of a new carrier-bound fibrin sealant versus argon beamer as haemostatic agent during liver resection: a randomised prospective trial. Langenbecks ArchSurg. 390, 114-120 (2005).
- Raiser, J., Zenker, M. Argon plasma coagulation for open surgical and endoscopic applications: state of the art. J Phys Appl Phys. 39 (16), 3520-3523 (2006).
- Farin, G., Grund, K. E. Technology of argon plasma coagulation with particular regard to endoscopic applications. EndoscSurgAllied Technol. 2, 71-77 (1994).
- Grund, K. E. Argon plasma coagulation (APC): ballyhoo or breakthrough? Endoscopy. 29, 196-198 (1997).
- Glowka, T. R., Standop, J., Paschenda, P., Czaplik, M., Kalff, J. C., Tolba, R. H. Argon and helium plasma coagulation of porcine liver tissue. J Int Med Res. , (2017).
- Dowling, R. D., Ochoa, J., Yousem, S. A., Peitzman, A., Udekwu, A. O. Argon beam coagulation is superior to conventional techniques in repair of experimental splenic injury. JTrauma. 31, 717-720 (1991).
- Go, P. M., Goodman, G. R., Bruhn, E. W., Hunter, J. G. The argon beam coagulator provides rapid hemostasis of experimental hepatic and splenic hemorrhage in anticoagulated dogs. JTrauma. 31, 1294-1300 (1991).
- Brand, C. U., Blum, A., Schlegel, A., Farin, G., Garbe, C. Application of argon plasma coagulation in skin surgery. Dermatology. 197, 152-157 (1998).
- Carus, T., Rackebrandt, K. Collateral tissue damage by several types of coagulation (monopolar, bipolar, cold plasma and ultrasonic) in a minimally invasive, perfused liver model. ISRNSurg. , 518924 (2011).
- Bludau, M., Vallbohmer, D., Gutschow, C., Holscher, A. H., Schroder, W. Quantitative measurement of gastric mucosal microcirculation using a combined laser Doppler flowmeter and spectrophotometer. DisEsophagus. , (2008).
- Beckert, S., Witte, M. B., Konigsrainer, A., Coerper, S. The impact of the Micro-Lightguide O2C for the quantification of tissue ischemia in diabetic foot ulcers. Diabetes Care. 27, 2863-2867 (2004).
- Erdogan, D., de Graaf, W., van Gulik, T. M. Adhesive strength of fibrinogen-coated collagen patch or liquid fibrin sealant in an experimental liver resection model in pigs. Eur Surg Res Eur Chir Forsch Rech Chir Eur. 41 (3), 298-302 (2008).
- Knobloch, K., et al. Microcirculation of the sternum following harvesting of the left internal mammary artery. ThoracCardiovascSurg. 51, 255-259 (2003).
- Kanzler, S., et al. Recommendation for severity assessment following liver resection and liver transplantation in rats: Part I. Lab Anim. 50 (6), 459-467 (2016).
- Pehböck, D., Dietrich, H., Klima, G., Paal, P., Lindner, K. H., Wenzel, V. Anesthesia in swine optimizing a laboratory model to optimize translational research. Anaesthesist. 64 (1), 65-70 (2015).
- Nykonenko, A., Vávra, P., Zonča, P. Anatomic Peculiarities of Pig and Human Liver. Exp Clin Transplant Off J Middle East Soc Organ Transplant. 15 (1), 21-26 (2017).
- Fechner, G., von Pezold, J., Luzar, O., Hauser, S., Tolba, R. H., Müller, S. C. Modified spectrometry (O2C device) of intraoperative microperfusion predicts organ function after kidney transplantation: a pilot study. Transplant Proc. 41 (9), 3575-3579 (2009).
- Patterson, E. J., Scudamore, C. H., Owen, D. A., Nagy, A. G., Buczkowski, A. K. Radiofrequency ablation of porcine liver in vivo: effects of blood flow and treatment time on lesion size. AnnSurg. 227, 559-565 (1998).
