Summary
Comprensión de las respuestas conductuales de bivalvos de alimentadores de suspensión a variables ambientales, tales como oxígeno disuelto, puede explicar algunos procesos del ecosistema. Hemos desarrollado a un monitor barato, base de laboratorio, galga de tensión (SGM) para medir las respuestas de boca de la válvula de ostión, Crassostrea virginica, diel-ciclismo hipoxia y pH cíclico.
Abstract
Un monitor barato, base de laboratorio, galgas de boca válvula (SGM) se desarrolló para controlar el comportamiento de la válvula boca de moluscos bivalvos en respuesta a la hipoxia diel-ciclismo. Un puente de Wheatstone fue conectado con galgas extensométricas que se une a las conchas de ostras (Crassostrea virginica). Las señales registradas permitieron la apertura y cierre de los bivalvos se registró continuamente durante dos días períodos de hipoxia inducida experimentalmente de diel-cicloturismo y ciclismo diel cambios en el pH. Aquí, describimos un protocolo para el desarrollo de un monitor barato de galgas extensométricas y describir, en un experimento de laboratorio de ejemplo, cómo lo usamos para medir el comportamiento de la boca de la válvula de oriental ostras (C. virginica), en respuesta a la hipoxia diel-cicloturismo y cambios cíclicos en el pH. Boca de la válvula se midió en ostras sometidas a cíclico severo hipóxico (0,6 mg/L) disuelto condiciones de oxígeno con y sin cambios cíclicos en pH, condiciones cíclicas suave hipóxico (1,7 mg/L) y condiciones normoxic (7,3 mg/L). Demostramos que cuando las ostras encuentran diel repetidos ciclos, rápidamente cerrar sus conchas en respuesta a hipoxia severa y cierre con retraso a la hipoxia leve. Cuando se restablece la normoxia, rápidamente abren otra vez. Ostras no respondió a las condiciones de pH cíclico superpuestas en diel ciclismo hipoxia severa. En condiciones de reducción de oxígeno, más de un tercio de las ostras cerradas simultáneamente. Demostramos que las ostras responden a la hipoxia ciclismo diel, que debe ser considerada cuando evaluar el comportamiento de bivalvos para el oxígeno disuelto. La válvula de SGM puede utilizarse para evaluar las respuestas de los moluscos bivalvos a los cambios en el oxígeno disuelto o contaminantes. Técnicas para el mejor sello de lacre las galgas gape de válvula de agua de mar necesitan mejora para aumentar la longevidad de los sensores.
Introduction
Hipoxia, es decir, disuelto las concentraciones de oxígeno [hacer] lo suficientemente bajo para afectar biológica y procesos ecológicos pero a menudo funcionalmente definición como [hacen] < 2 mg / L1y anoxia (funcionalmente definido como [] de 0.0-0.2 mg/L) ocurre más con frecuencia y seriamente en aguas costeras de todo el mundo, estuarios y el océano profundo2,3 y son a menudo exacerbados por aumento de la eutrofización4,5. Con un creciente grado de areal de hipoxia y anoxia, macrofauna se ven afectadas negativamente y perder parte del hábitat y calidad del hábitat. El cambio climático se prevé que empeoran la hipoxia y anoxia6.
En muchos estuarios estratificados, enriquecido con nutrientes tales como Bahía de Chesapeake, Estados Unidos, estacional persistente hipoxia puede prevalecer y puede ocurrir año tras año2. Además, diel-ciclismo de la hipoxia es frecuente en los estuarios como la bahía de Chesapeake y en otros lugares y se produce tarde durante la noche o la madrugada en el verano7,8.
Mayoría de los estudios se ha centrado en el efecto de la continua exposición de organismos a baja [] y en su tolerancia a la hipoxia y anoxia9,10,11,12,13,14 . Por otra parte, estudios han observado el cambio a gran escala en la composición de distribuciones y abundancias de especies las especies en respuesta a la prolongada baja []4,15. A menudo las especies que son muy sensibles a bajas [], mueren en masas,16 cambiando las restantes especies de una fauna menor, menor tamaño, de breve duración como, por ejemplo, encontradas el estante de Louisiana-Texas ecosistema4.
Cambios de comportamiento suelen preceden comunidad colapso17 y estudios han informado sobre las respuestas del comportamiento de los organismos a extendido bajo []4,16,17,18,19 ,20,21,22,23,24,25. Estos estudios, sin embargo, no se centran en las respuestas de los organismos a exposiciones diel-ciclismo de la hipoxia y la naturaleza fluctuante de la disponibilidad [] en los estuarios.
Hipoxia diel-ciclismo en estuarios poco profundos ha recibido cada vez mayor concienciación como estudios de seguimiento [hacer] más frecuentemente en el transcurso de días con sondas en estuarios16,26. Agua puede permanecer hipóxico horas al final de la noche o madrugada en el verano cuando no hay fotosíntesis generadora de oxígeno durante la noche pero el alto consumo de oxígeno respiración aeróbica7,16. También se descubrió que las mareas afectaron el diel ciclismo de condiciones bajas de con la más extrema mínimos observados cuando la marea baja coincidió con el fin de la noche27. Sólo después de varias horas de hipoxia [hacer] volver a normoxia7,16,28 en el ciclo diario.
Para determinar la respuesta conductual de C. virginica y diel-ciclismo hipoxia pH supervisamos la apertura y cierre de las válvulas de las ostras expuestas a laboratorio inducida por diel cíclico y ciclo de [DO] pH. Respuestas de la boca de los bivalvos se han utilizado para detectar condiciones ambientales adversas. Cierre de válvula de bivalvos en respuesta a contaminantes29,30,31, alga tóxica32,33,34, contaminación térmica35,36 , 37, disminuir la cantidad de alimentos38,39,40, alimentación régimen39,41, emersión37,42, fotoperiodo43 , se han medido 44, pH45,46y combinado pH y oxígeno disuelto47 . Técnicas de la boca, por ejemplo, incluyen observaciones directas48,49,13, mediciones continuas usando interruptores reed y los imanes (Dreissena monitor)50o sensores de fibra óptica 51 que requieren agua limpia. Además, se han utilizado sensores de Hall imán y el campo magnético fuerza mejillón gape ángulo52,53,54,55, y un sistema de inducción electromagnética de alta frecuencia que puede medir la distancia variable entre dos bobinas eléctricas que están pegados en las válvulas ha sido utilizado56,57,58,59. Una fuente de alto voltaje se requiere para el sistema de inducción electromagnética y energía tiene a ambos lados de la carcasa52. Este sistema también está disponible comercialmente como el "MOSSELMONITOR" (http://mosselmonitor.nl/).
En un presupuesto apretado investigación, construimos un monitor barato galgas (SGM) para medir continuamente la boca de la ostra sobre diel inducida por laboratorio ciclo de [hacer] y el pH, bajo condiciones de baja visibilidad. Nuestro sistema también es mucho más simple que los sistemas de la competencia, permitiendo a muchos animales a ser instrumentados durante un experimento. Quisimos determinar las respuestas conductuales de C. virginica a diel ciclismo severa ([] = 0,6 mg/L) hipoxia con tampón (pH = 7.8) y ciclismo de pH (pH = 7.8 7.0), respectivamente y boca suave ([] = 1,7 mg/L) hipoxia. Por otra parte, queríamos determinar si las ostras son capaces de responder rápidamente a los cambios en [] sobre el diel ciclo y cómo responder cuando normoxia regresa después de un evento hipóxico. Tal vez las ostras son óptimamente adaptadas al entorno rápidamente fluctuante que se encuentra en muchos estuarios16,27 donde viven. Mientras más complejos monitores gape de válvula están disponibles, el SGM ofrece una técnica barata que permite mediciones continuas de la boca de la válvula en aguas incluso en condiciones de baja visibilidad.
Figura 1. Puente de Wheatstone para el aparato de válvula boca. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Los sensores del calibrador de tensión usados para monitorear gape bivalvo son películas resistivas en un patrón del meandro en un polyimide del forro. Pequeñas cantidades de tensión modulan la resistencia del sensor. El bivalvo flexiona las galgas extensiométricas cuando gapes provocando un cambio en la resistencia del sensor. Se empleó un puente de Wheatstone suprimiendo, equilibrado, para cada canal de bivalvo como se muestra en la figura 1 para medir el cambio en la resistencia del sensor. El puente de Wheatstone es nula por el potenciómetro que permite una ganancia bastante alta ser empleado por el datalogger. Un puente de Wheatstone es un método estándar para medir con exactitud una resistencia desconocida usando una proporción de una resistencia conocida estándar y un voltímetro. La historia de esta antiquísima técnica se discute en Ekelof (2001)60. Hemos integrado 12 canales, cada uno con su propio puente de Wheatstone y suprimiendo el potenciómetro, en la unidad de la galga de tensión Monitor (SGM).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. construcción del puente de Wheatstone para el aparato de la boca de la válvula
Nota: La galga extensométrica es nominalmente 1000 Ω, balance y nulo el puente, todos los componentes deben ser 1000 Ω.
- Como en la figura 1, resistores de la precisión de soldadura kΩ de dos 1 uno al otro y luego a un resistor de ~ 976 Ω y un Ω 100 10 gire el potenciómetro. La gama de galgas típicas es unos Ω de la Ω de 1000 nominal, sólo que esta resistencia tiene que ser emparejado. Utilizar un resistor fijo 976 Ω y una resistencia ajustable (potenciómetro de la vuelta 10) para este propósito.
- Llevar un lado del brazo variable y un lado de la resistencia de kΩ 1 a un conector para unir a la galga extensométrica bivalva como se muestra en la figura 1.
- Sujete la parte superior y la parte inferior del puente a una fuente de alimentación para proporcionar corriente al puente como se muestra en la figura 1de polarización.
- Fije los puntos medios del puente al preamplificador y registrador de datos, como se muestra en la figura 1. Esto registrará la respuesta bivalva como su movimiento de boca modula la resistencia de la galga de tensión.
- Después se une la galga extensométrica bivalva, nulo el puente ajustando el 10 gire a potenciómetro hasta que el voltaje en la entrada de la grabadora de datos es cero. Utilizar un separado conector BNC y una mano sostuvieron el voltímetro para este propósito.
Nota: Anular la salida significa que ganancias muy altas se pueden utilizar con el grabador de datos sin saturar la entrada, permitiendo voltajes muy precisos (respuesta de la boca) a medir.
Nota: La configuración multicanal utiliza mano de componentes discretos soldada en una pieza estándar de la electrónica "perf-board". Esto fácilmente podría ser formalizado en un circuito muy barato con muy poco esfuerzo adicional.
2. general ajuste para ciclismo Diel hipoxia y Cyclical pH
- Ostras con conocida enfermedad baja prevalencia61 de mantener en acuarios de 75 L con una luz de 14 h: fotoperíodo oscuro 10 h, 7 días a la semana48y exponer que cambios cíclicos en [DO] mímico el ciclo diel hipoxia como encontrados en naturaleza7, 8. durante 14 horas de luz, simular los niveles de luz en un día soleado en 2 m de profundidad en el61de Rhode River, Maryland.
- Configurar hipoxia diel-ciclismo y pH cíclico en el laboratorio para los experimentos a largo plazo como se describe en detalle por Burrell et al. (2015) 49. manipulación [] y el pH en cada acuario y mantener determinado nivel en todo momento. Para evitar el cierre de la válvula debido a la limitación de alimentos, añadir fitoplancton62 a los acuarios. Compensar cualquier potencial absorción de la descomposición de algas por lo regular [] en cada acuario.
3. bivalvo aclimatación
- Aclimatar las ostras a la hipoxia diel-ciclismo durante aproximadamente una semana antes de realizar experimentos de boca.
4. establecer etapas de meseta de hipoxia Diel-ciclismo
Figura 2 . [Hacer] fue manipulado experimentalmente todos los días para generar hipoxia ciclismo diel. Aquí, aparecen 2 ciclos consecutivos diel en que boca se tomaron medidas. Cada ciclo diel contiene cuatro fases []: un = de sobresaturación (SS), b = normoxia después de sobresaturación, c = meseta baja (LP), d = normoxia después de meseta baja. Para la baja meseta, hipoxia severa ([] = 0,6 mg/L) con pH de ciclismo o se indica con una línea negra gruesa, leve hipoxia ([] = 1,7 mg/L) con bicicleta pH con una delgada línea gris y normoxia ([] = 7,3 mg/L) con una línea discontinua. Cajas gris indican intervalos oscuros 10 horas durante dos días. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
- Para crear hipoxia ciclismo diel, ajustar [] en el transcurso de un día en cuatro fases consecutivas que [hacer] se mantiene constante: sobresaturación de 2 h, 6 h normoxia después de sobresaturación, 4 h bajo meseta (normoxia en el caso de los controles) y normoxia 2 h después de la baja fases de la meseta.
- Durante la fase de meseta baja, mantener el tratamiento normoxic constante [do] de 7,3 mg/L, la constante de tratamiento hipóxico suavemente en un [DO] de 1,7 mg/L y la constante de tratamientos de hipoxia severa en un [DO] de 0.6 mg/L.
- Hipoxia severa, ejecutar dos tratamientos de pH durante la meseta baja, es decir, hipoxia severa con tampón en el que se mantiene el pH a 7.8 e hipoxia severa con pH cíclico donde el pH es un ciclo de 7.8 a 7.0 en la meseta baja. Ejecutar el tratamiento hipóxico leve con pH cíclico donde es un ciclo de 7.8 pH a 7.0. Ejecutar un segundo tratamiento hipóxico leve con pH constante si se desea.
5. cambie la [do] entre etapas de meseta
- Programar la rampa arriba o abajo de [DO] entre las cuatro fases constante tomar 2 h cada uno, excepto para la rampa de bajada de normoxia después de sobresaturación a la fase de meseta baja, que lleva 3 h a menudo, la hipoxia se ha encontrado para ocurrir tarde en horas de la noche o temprano en la mañana en el verano7,8; por lo tanto, mantener la fase de meseta baja en la oscuridad, así como los períodos de reducción hasta o encima de él, para una longitud total de oscuridad de 10 h.
- Repita el ciclo diel hipoxia 4-5 días una semana61.
- Añadir las ostras con sensores en la fase inicial antes de sobresaturación y eliminarlos, después de cerrar, dos días más tarde por lo que la experiencia diaria completa dos ciclos (figura 2) con los sensores conectados.
6. hacer el Cable del Sensor
Figura 3 . Sensor de la válvula de medidor SGM bivalvo. (a) medir sensor de galgas extensométricas, galga de tensión (b) unido a una ostra que muestra un bucle de la tensión entre ambas válvulas, (c) sensor de galgas extensométricas montada en una ostra. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
- Construir cables de sensor de boca de la válvula girándola dos 32 AWG cables (7/40) (véase Tabla de materiales) de deseado de color (figura 3a). Corte una longitud de cable dos veces la longitud del cable del sensor de boca deseada, es decir, dos veces la longitud del acuario a la SGM más un poco extra.
- Tienen dos personas están parados frente a la unos a otros, cada uno sosteniendo un extremo del cable.
- Deslice el mango de un par de tijeras sobre el cable para que en medio del cable un par de tijeras es sostenido por el cable. Mantenga el cable bajo tensión en todo momento (no puede ir flojo).
- Tienen ambas personas gire el cable en la dirección opuesta, manteniendo el cable bajo tensión. El cable empieza a girar, el par de tijeras en el centro (que proporciona el peso) se hunden, y ambos extremos del cable se pueden torcer alrededor de la otra.
- Juntar los dos extremos del cable y mantenerlos arriba, no permitiendo las tijeras con el cable al tocar el suelo o quedar holgado. Después de que termine el cable torcer, cortar el cable en el otro extremo, por lo que hay 4 cable conduce total, dos en cada extremo.
- Por otra parte, para acelerar este paso, que una persona sostenga un taladro con los cables con abrazadera en un extremo, mantenga la tensión en los cables y retorcer por encender el taladro.
- Tira de 2 cm de aislamiento de los cables en cada extremo del par trenzado.
7. soldar el Sensor
- Estañe el cable expuesto.
- Soldadura Dsub patillas macho crimp sobre los dos cables en un extremo del cable del sensor pretinning las clavijas y los cables.
- Entonces, aísle los conductores poniendo sobre cada conexión de la tubería del encogimiento. Elegir la tubería del encogimiento no es mucho más grande en diámetro que los conductores de cable. Reducir el encogimiento del calor con una pistola de calor. El tubería del encogimiento debe ahora estar tapado por los conductores.
Nota: Estos dos conductores Haz conectados en el puente de Wheatstone durante los experimentos. - El extremo restante del cable del sensor a los dos contactos de una tensión de 1000 Ω calibrador con dimensiones de rejillas de 13,5 mm * 5.5 mm en los dos restantes de la soldadura conduce (figura 3a).
- Añadir un sensor de identificación de etiqueta para el cable del sensor (figura 3a).
8. Cierre el Sensor
Nota: Las galgas corroen rápidamente en agua de mar y así debe ser muy bien selladas. La calidad del sello afecta la vida útil del sensor.
- Sellar las galgas adjuntarlos a PCT-2A cinta dejando 15 mm de la cinta en los extremos largo y 2 mm en los lados del sensor (figura 3a). Después de instalar la cinta PCT-2A en la parte inferior de la galga extensométrica, agregar gel rápido sobre las puntas del sensor y los extremos abiertos conectados de los cables.
- Fije un segundo pedazo de cinta PCT-2A del mismo tamaño que la pieza inferior a la parte superior del sensor y dos trozos de cinta con el medidor de tensión en el medio juntos. No permita que el gel rápido flujo en cualquier otro que sobre los conductores y los cables del sensor.
- Para mejorar el sello, añadir tiras delgadas de cinta PCT-2A a los bordes donde se unen los dos pedazos de cinta que rodea el sensor. Hacer esto para los tres los bordes expuestos de los sensores.
- Repita los pasos 6.1 a 8.4 once veces para construir 12 cables de sensor, con sensores, uno para cada canal en el puente de Wheatstone.
Nota: Exitoso cierre de las galgas era la variable clave que afecta a los bivalvos gape sensor supervivencia en agua de mar para reducir al mínimo ocasionales "saltos" en la salida del sensor. Ensayos anteriores sin la tecnica de sellado descritos anteriormente dio lugar a corrosión temprana de sensor y subsecuente fracaso o rápida deriva más allá de la gama de la medida. Mejoras futuras incluirán técnicas para mejorar el sello.
9. instalar el Sensor de boca de la válvula en un bivalvo (figura 3b, c)
- Retire la ostra de ciclismo diel acuario hipoxia antes de la fase de meseta baja.
- Con esmalte de uñas, escriba un número de identificación en la cáscara limpia y seca de cada C. virginica.
- Fije las galgas selladas a las válvulas limpias y secas del vivo C. virginica (figura 3b, c) usando sellador de acuario para permitir que el sensor desechable después de la carrera. Conecte el sensor de la boca con los cables de la válvula derecha (plano) de ostra sobre a medio camino en la cáscara (figura 3c) y dejar un bucle de la galga de tensión (figura 3b) a través de las válvulas para no obstaculizar la apertura de las válvulas ( Figura 3b). Pegar el extremo libre restante del sensor de la válvula izquierda.
Nota: Observaciones confirman que las ostras abren sus válvulas normalmente con los sensores en el lugar. - No importa que forma alrededor del sensor se pega, sin embargo, la dirección de la señal se verá alterada si algunos conductores se pegan a la válvula izquierda y algunos de la válvula de la derecha. La dirección de la señal se convierte en claro desde el cierre forzado de los bivalvos en el final de un. Para todos los bivalvos, pegado a la parte del calibrador de tensión con el sensor lleva al mismo lado de la válvula de una dirección coherente de cambio en la señal de respuesta de la boca.
- Durante cada paso del proceso de sellado de sensores y adjuntarlos a las ostras, Compruebe la resistencia del sensor periódicamente para asegurarse de que permanece dentro de la gama de la electrónica de lectura y para comprobar posibles daños del sensor durante el proceso.
- Coloque 12 ostras a 12 sensores para llenar todos los 12 canales de la SGM.
- Añadir las ostras a los acuarios diferentes justo antes de la fase de meseta de sobresaturación.
10. configuración del Datalogger y multiplexor para el aparato de la boca de la válvula
- Conecte un sensor a los bivalvos y luego conecte el cable a la SGM con los puentes de Wheatstone (figura 1) para cada sensor (un total de 12 puentes) y conectado a un datalogger.
- Configurar el registrador de datos período muestra a leer una vez cada 2,5 s y luego un promedio de 15 s.
Nota: La memoria de muestra k 62 en el datalogger usado aquí permitido 12 h de funcionamiento desatendido. Registradores de datos más grande y más rápidos velocidades de muestreo seleccionables, si lo desea. - Cero la señal de la boca de cada sensor individual después de instalar el sensor en un bivalvo mediante el potenciómetro se marca en la SGM.
- Cuando sea necesario, al igual que en salinidades más altas, corregir cada sensor periódicamente de la deriva en la respuesta del sensor para que el sensor se mantiene en el rango de la SGM (-25 a + 25 mV) salida del puente de Wheatstone. La gama de la SGM fue elegida máxima sensibilidad entre el puente de Wheatstone y la entrada del datalogger.
11. implementación de bivalvos con sensores Gape en hipoxia Diel-ciclismo
- Después del acuario sellador ha curado (ca 30 min) volver los bivalvos a un cubo de explotación oxigenada a través de flujo de agua de al menos 5 horas permitir que el sellante de acuario a filtrarse antes de sumergirse en el experimento.
- Colocar las ostras en los acuarios durante la fase de subida a la meseta de sobresaturación (SS) (figura 2).
12. recuperación de bivalvos con sensores de boca
- Al recuperarse la ostra del acuario con ciclismo diel hypoxiaat el final del período de dos días, utilice sus dedos para activar la ostra para cerrar y producir una señal de cierre en el voltaje del sensor. Esta manera, la dirección y la magnitud de la señal de cierre pueden grabarse
- Definir la ostra como abierto si el valor del sensor es más grande que la mitad del valor de cerrado. Definir la ostra cerrada si el valor del sensor es más pequeño que ½ el valor de cierre.
Nota: Las ostras del este no abren mucho en la gama intermedia.
13. linealización de crudo válvula boca datos
Figura 4. Linealización de los datos crudos gape de una ostra. (a) 14 h luz: fases oscuro 10 h, (b) [] durante un período de dos días con períodos de hipoxia severa ([hacen] 0,6 mg/L), (c) boca crudos datos tiempo serie de una ostra. Deriva lineal de los datos es causada por la corrosión del sensor y tiene que ser eliminado en post-procesamiento, serie de tiempo de datos (d) boca después de post-processing, tiempo real aproximado (e) . Para determinar la magnitud y la dirección del punto de cierre, la ostra se activa para cerrar al final de una carrera. Magnitudes varían entre los diferentes sensores. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
- Visualmente identificar la actividad de la boca de ostra y utilizar el cerrado (o abierto, cualquiera es más largo) las fases de los bivalvos para determinar la deriva del instrumento. Utilizar instrucciones IF en software de hoja de cálculo para marcar los valores cerrados con uno y abrir los valores cero (por ejemplo, = si (> 5, 1 (verdadero), 0 (falso) de la célula)).
- Retire las fases más cortas y realizar una regresión lineal de los restantes datos crudos. Utilice la ecuación de regresión para linealizar los datos experimentales (figura 4). Linearización debe hacerse individualmente para cada sensor.
Nota: Deriva de sensor es lineal más corta (minutos) y tiempo (días) escalas y la cantidad de deriva varía de sensor a sensor. Deriva es normalmente despreciable en poco tiempo se extiende como una hora, en la que sólo ocasionalmente deriva lineal se ha observado. Deriva de sensor requiere que calibraciones de boca de la válvula y boca de sensor deben hacerse para cada sensor por separado y que una linearización tiene que hacerse para cada sensor en el post-processing de los datos.
14. calibración de sensores: ancho de boca real Versus Sensor mV
En un experimento de lado, voltaje del sensor se puede calibrar a la anchura de la boca real de ostras.
- En un acuario establecido una ostra con un sensor de boca. Iniciar la grabación de la boca. Desencadenar la ostra a cerrarse al tocarla. Poco después, la ostra se abre otra vez.
- Como se abre la ostra, tomar fotografías y anote el voltaje del sensor del aparato de la boca cada vez que se toma una fotografía. El seguimiento de qué foto va con que lectura de aparatos de la boca. Coloque una escala de referencia en la fotografía, en el mismo nivel de las válvulas.
- Analizar la distancia de la ostra está abierta en cada fotografía (mm) utilizando un programa de procesamiento de imagen de código abierto como el ImageJ.
- Comparar real boca ancho voltaje del sensor y realizar un análisis de regresión. Esto da la calibración para el estado de apertura real y más medidas de sensor pueden entonces relacionar con ancho de boca real de los bivalvos.
Nota: Mientras que esto muestra el ancho de boca es relacionada linealmente con la tensión del sensor, en la actualidad, este proceso toma mucho tiempo y no se realizó para los experimentos de boca de hipoxia. Para los experimentos de la boca de la hipoxia es importante eliminar las ostras para la menor cantidad de tiempo necesario de sus acuarios para equiparlos con sensores y devolverlos a los acuarios. Para algunos experimentos, la medición de ancho de boca puede ser importante y deben seguirse las técnicas de calibración anteriores.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Las ostras expuestas a agua de estuario normoxic ininterrumpida (sin hipoxia durante la fase de meseta baja de ciclo diario) fueron abiertas la mayoría del tiempo y solamente brevemente cerrado con poca frecuencia (figura 5). Cuando cerraron variados de ostra de la ostra. Este patrón también ha sido encontrado por Loosanoff y Nomejko 194644 y Higgins 198039. Las ostras también no responde a la diferencia en las fases claras y oscuras.
Figura 5 . (a-g) Un subconjunto de las respuestas de la boca de siete las ostras expuestas a (h) dos días de normoxia ([] = 7,3 mg/L) cerca de vez en cuando, cada ostra con un patrón diferente. Noche simulada se indica en las barras negras, simuladas tiempo del día con barras blancas. Esta figura ha sido modificada de Porter y Breitburg 201663. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
La mayoría de las ostras expuestas a hipoxia severa ([] = 0,6 mg/L) durante la baja meseta fase durante hipoxia diel-ciclismo cerró poco después se llegó a la meta [], y algunas ostras cerradas incluso antes de que el objetivo [] fue alcanzado y permaneció cerraron durante la mayor parte del tiempo que hipoxia severa continúa (figura 6). Control y pH cíclico no afectó a boca.
Figura 6. (a-g) Un subconjunto de las respuestas de la boca de siete las ostras expuestas a (h) dos días de ciclismo diel hipoxia con hipoxia severa ([] = 0,6 mg/L) durante la fase de meseta baja. Noche simulada se indica en las barras negras, simuladas tiempo del día con barras blancas. Esta figura ha sido modificada de Porter y Breitburg 201663. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Con hipoxia leve ([] = 1,7 mg/L), cierres a menudo ocurrieron más adelante durante la fase de meseta baja en vez de en el punto fue alcanzado objetivo [] (figura 7).
Figura 7. (a-g) Un subconjunto de las respuestas de la boca de siete las ostras expuestas a (h) dos días de ciclismo diel hipoxia con hipoxia leve ([] = 1,7 mg/L) durante la fase de meseta baja. Noche simulada se indica en las barras negras, simuladas tiempo del día con barras blancas. Energía fue interrumpida en c, e, g ("sin datos"). Esta figura ha sido modificada de Porter y Breitburg 201663. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Durante la fase de meseta baja con variados [], ostras bajo severa ([] = 0,6 mg/L) hipoxia diel-ciclismo con tampón (pH = 7.8) así como cíclico pH (pH = 7.8–7.0) cerraron significativamente más que las ostras en normoxia (7,3 mg / L). No hubo diferencias significativas en la cantidad de cierres entre el control y pH cíclico bajo hipoxia severa. Las ostras bajo suave ([] = 1,7 mg/L) ciclismo diel hipoxia fueron cerrados cantidades similares de tiempo durante la meseta baja como ostras bajo hipoxia severa con control de pH o pH cíclico. Además, las ostras bajo hipoxia leve diel-ciclismo cerraron una cantidad similar de tiempo como las ostras en normoxia durante la fase de meseta baja. No hubo ninguna diferencia significativa en la cantidad de cierres entre el control y la cíclica pH bajo hipoxia severa en cualquiera de las fases.
Durante la fase de normoxia después de la baja meseta, ostras que experimentaron hipoxia severa durante la meseta baja fueron abiertas la mayoría del tiempo (figura 8) y a menudo abrieron mientras [] los niveles fueron incrementando, incluso antes de que había llegada a la meseta de normoxia) Figura 6). Durante la sobresaturación y la normoxia después de fases de sobresaturación, respectivamente, ostras de todos los tratamientos fueron abiertas la mayoría del tiempo. Las ostras mostraron estos patrones sobre diel repetido ciclos a lo largo de dos días.
Figura 8. Ostras porcentaje tiempo cerraron durante la meseta (a) baja, (b) normoxia después de la baja meseta, (c) sobresaturación y normoxia (d) después de suspersaturation las fases durante la diel ciclismo [do]. Durante la fase de meseta baja en (a): "0.6 cíclica" = [] de 0,6 mg/L (hipoxia severa), cíclico pH (pH = 7.8–7.0) (n = 4); "control de 0,6," = [] de 0,6 mg/L (hipoxia severa), control de pH (pH = 7.8) (n = 4); "1.7 cíclica" = [] de 1,7 mg/L (hipoxia leve), cíclico pH (pH = 7.8–7.0) (n = 4); "control, control" = [] de 7,3 mg (normoxia), control de pH (pH = 7.8) (n = 4). Letras diferentes sobre las barras (ANOVA anidado, p≤ 0.05) indican diferencias estadísticas. Barras de error son errores de estándar de la media. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Durante la fase de meseta baja, 1/3 o más de las ostras de la hipoxia severa, pH cíclico fueron cerradas el 70% del tiempo y las ostras de la hipoxia severa, controlan de pH fueron cerrados el 49% del tiempo (figura 9). En cambio, durante la fase de meseta baja, ostras 1/3 o más de lo pH cíclico hipóxico leve eran cerrado 29% del tiempo y del normoxic control pH tratamiento 12% del tiempo. Las ostras más que cerraron simultáneamente durante la fase de meseta baja, fueron de 82% y 67% de las ostras en la hipoxia severa, pH cíclico e hipoxia severa, controlan de tratamientos de pH, respectivamente. En el suave pH hipóxico, cíclico tratamiento, un máximo del 45% de las ostras cerradas durante la meseta baja y las ostras expuestas a normoxia sólo un máximo de 42% brevemente cerrado al mismo tiempo. En normoxia después la meseta baja, la sobresaturación y la normoxia después de sobresaturación, raramente más de 1/3 de las ostras cerradas en cualquier momento.
Figura 9 . Por ciento de las ostras cerradas al mismo tiempo durante la baja meseta, normoxia después de la baja meseta, sobresaturación y normoxia después de fases de sobresaturación representan enfigura 2. (A), la baja meseta fue severamente hipóxica ([] = 0,6 mg/L) y pH cíclico (pH = 7.8–7.0) (n = 13 ostras). (B), la baja meseta fue suavemente hipóxica ([] = 1,7 mg/L) y pH cíclico (pH = 7.8–7.0) (n = 11 ostras). (C), la baja meseta fue severamente hipóxica ([] = 0,6 mg/L) y control de pH (pH = 7.8) (n = 11 ostras). (D), la fase de meseta baja fue normoxic ([] = 7,3 mg/L) (n = 11 ostras). Línea horizontal representa donde un tercio de las ostras se cerraron al mismo tiempo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Ancho de boca está linealmente relacionado con sensor mV (figura 10). La dirección que se pega el sensor de la válvula determina la dirección de la señal.
Figura 10 . Calibración de voltaje de sensor de boca a boca real ancho de ostras. (a, b) Sensor de boca lleva adherido a la válvula derecha de las ostras, (c, d) sensor de boca lleva adherido a la válvula izquierda. Para la consistencia en la dirección de la respuesta, los sensores deben colocarse en la misma dirección de la válvula de cada ostra. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Estudios típico énfasis continuo, extendido período de condiciones de poco oxígeno y la respuesta, a menudo se mide como la supervivencia de los animales. Sin embargo, en la actualidad, nuestra comprensión de las respuestas conductuales de los animales a hipoxia diel-ciclismo es mínimo63. Por lo tanto, más estudios deben centrarse en el comportamiento de los organismos en respuesta a la hipoxia ciclismo diel que ocurre regularmente durante el verano en muchos estuarios7,8.
Aquí, presentamos un método para medir continuamente las respuestas conductuales de bivalvos con hipoxia diel-ciclismo y pH cíclico. Ostras no respondió su comportamiento diel-ciclismo de pH. Sin embargo, ostras respondieron fuertemente a las condiciones de poco oxígeno mediante la reducción de boca de la concha. Por otra parte, más de un tercio de las ostras cerradas simultáneamente durante largos períodos de tiempo bajo los tratamientos hipóxicos pero más abierto otra vez en la etapa de normoxic que siguió. Boca de aumentar y reducir el cierre de la válvula para compensar extendido veces de válvula de cierre durante la hipoxia grave podría reducir los efectos de la hipoxia diel-ciclismo en las ostras se y en el fitoplancton filtran. Así, dicha compensación conductual podría minimizar efectos ecosistema o red alimentaria.
Un paso fundamental en este método SGM es sellar correctamente el sensor de la boca. Si el sensor no está sellado correctamente, agua de mar puede llegar a la galga extensométrica, aumentar deriva y eventualmente hacer que no funcione. 29 sensores fueron desplegados en el transcurso de un experimento mesocosmos Bergeron (2005)64 y evaluaron la cantidad de tiempo que funcionaban. Los sensores más tiempo lleva funcionaban por más de 16 d, cuando terminó el experimento. La menor cantidad de tiempo que un sensor duró fue d 0,5. La longitud promedio de despliegue del éxito sensor fue 4,9 ± 3,0 días, que incluye los sensores que fueron terminados temprano. Mayoría de los sensores se trabajó sobre el despliegue de dos días en el ciclo diel experimento de hipoxia.
Debe mejorarse la vida útil de los sensores, aunque el dispositivo actual es adecuado para muchas aplicaciones. El sellador de acuario contiene ácido acético que pueden incrementar la corrosión en los sensores. En el futuro, se recomienda silicona RTV de electrónica no ácido grado. Esto también puede evitar la deriva lineal que encontraron y que tuvo que ser quitado en post-proceso. En la actualidad, se recomienda para la construcción de un nuevo sensor para cada boca ejecutar.
Una limitación presente está que la SGM se ha utilizado sólo en un entorno de laboratorio y cables de sensores deben hacerse lo suficientemente largo para llegar a los diferentes acuarios. Otra limitación del método es que los análisis no se realizan automáticamente y tienen que realizarse a mano y la deriva lineal debe ser corregido de forma individual. Si el espacio real de boca de los bivalvos es medir, cada sensor tiene que calibrarse individualmente, como la magnitud de la señal varía de sensor a sensor. Es importante al final de una carrera para desencadenar el bivalvo para obtener a la magnitud y dirección del punto de cierre. Si boca se mide en el campo, condiciones ambientales adversas como períodos de condiciones de poco oxígeno pueden detectarse mediante el control de los bivalvos con la SGM y detectar cuando más de un tercio cerrar simultáneamente.
Antes de Porter y Breitburg (2016)63, boca de la válvula tenía no se han medido en bivalvos expuestos a la hipoxia diel-ciclismo. Sin embargo, existen varias técnicas para medir la boca de la válvula. Una ventaja de esta técnica es que es muy barato y no requiere línea de vista directa para los bivalvos. Los costos recurrentes son solamente los costos para galgas extensométricas. El sistema puede también hacer desplegables de campo por el puente de Wheatstone y el datalogger en un recinto impermeable para quitarse periódicamente para descarga de datos de la vivienda. Los bivalvos se alojaría en un compartimiento mojado.
Demostrar respuestas de boca importante válvula de ostras a la hipoxia diel-ciclismo y demostrar que las ostras no responden a los cambios cíclicos en el pH. Labor futura debería centrarse en mejor sellado el sensor para reducir el fracaso temprano del sensor y la deriva posiblemente usando calor flexible-melt cinta adhesiva como Jou et al. (2013) 57 y mediante el uso de silicón de RTV no ácido grado electrónico. Los estudios futuros deben medir la respuesta de boca de la válvula de otras especies de bivalvos a la hipoxia diel-ciclismo y también analizar el efecto de ciclismo diel hipoxia y alimentos limitación en el comportamiento de boca de la válvula. Se sabe que cerca de bivalvos en respuesta a concentraciones de bajo del alimento pero no se ha examinado la interacción entre hipoxia diel-ciclismo y concentración de alimentos.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
No tenemos nada que revelar.
Acknowledgments
Agradecemos a Melinda Forseth para tomar fotos de las ostras y su anchura de boca de ImageJ. Agradecemos a Denise Breitburg para acceder a los acuarios con diel ciclismo hipoxia y condiciones de pH cíclico. Agradecemos al centro de investigación ambiental Smithsonian, Edgewater, Maryland, para el espacio para los experimentos. Los experimentos de hipoxia fueron financiados por una Administración Nacional Oceánica y atmosférica - centro para la beca de investigación de océano costero patrocinado. NA10NOS4780138 y el fondo Smithsonian Hunterdon Denise Breitburg. La válvula de gape mediciones durante la hipoxia experimentos fueron financiados por un subsidio de mejora de Facultad por Washington College a Elka T. Porter.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Campbell CR 10x data logger | Campbell Scientific, Logan, Utah | Or other data logger. At Campbell the CR 10X has been replaced with the CR 1000 | |
| Campbell CR 10x multiplexer | Campbell Scientific, Logan, Utah | Data logger needs to have space for 12 channels | |
| Dsub connector male crimp pins | TE Connectivity | 205089-1 | pins for gape sensor leads |
| PCA tape | Micro Measurements Corp, NC | To seal the strain gauge | |
| Duro Quick Gel | Ace Hardware | Superglue | |
| SG13/1000-LY43 or LY41 | Omega Engineering Inc., Stanford, CT | Strain gauges | |
| 32 AWG (7/40) teflon Alpha wires | AlphaWire, Elizabeth, NJ | 2840/7 | Sensor cables, different colors are available |
| 1/16" heat shrink tubing | Qualtek | B01A3QKKO6 | To seal the leads of the sensor cable |
| Weller WES51 Analog Soldering Station | Amazon | Lots of soldering, need a good soldering iron. https://www.amazon.com/Weller-WES51-Analog-Soldering-Station/dp/B000BRC2XU/ref=sr_1_23?s=hi&ie=UTF8&qid=1505654295 &sr=1-23&keywords=soldering+iron |
|
| Rosin Soldering Flux Paste | Amazon | Needed for soldering | |
| 60-40 Tin Lead Rosin Core Solder Wire | Amazon | Needed for soldering | |
| Aquarium sealant | Home Depot | Attach sensors to bivalve | |
| PC Laptop | Any old PC to run Campbell gape program | ||
| heat gun | Amazon | shrink shrink tubing | |
| Drill | Hardware store, Amazon | for twisting wires to make sensor cables | |
| AC to DC power module | Acopian | DB15-30 | Wheatstone bridge power supply |
| Poteniometer | Clarostat | 733A | Wheatsone bridge nulling |
| isolating BNC connector | Sterren Electronics | "200-148 | Wheatstone bridge output for multimeter |
| Fused AC receptical panel module | Adam technologies | IEC-GS-1-200 | Wheatstone bridge power supply connector |
| 976 ohm 1% resistor | Vishay Dale | CMF50976R00FHEB | Wheatstone bridge resistor |
| 1 kohm 1% resistor | Vishay Dale | CMF501K0000FHEB | Wheatstone bridge resistor |
| Potentiometer scale dial | Kilo International | 462 | 10 turn dial for nulling potentiometer |
| DB25 male panel connector | TE connectivity | 1757819-8 | Data logger connector on Wheatstone bridge |
| DB25 female panel connector | TE connectivity | 1757819-8 | Sensor connector to Wheatstone bridge |
| perforated circuit board | Vector electronics | 64P44WE | circuit board for mounting of bridge components |
| enclosure | Hammond Manufacturing | 1444-29 | Enclosure for sensor readout electronics |
References
- Vaquer-Sunyer, R., Duarte, C. M. Thresholds of hypoxia for marine biodiversity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (40), 15452-15457 (2008).
- Diaz, R. J., Rosenberg, R. Spreading dead zones and consequences for marine ecosystems. Science. 321, 926-929 (2008).
- Levin, L. A., Breitburg, D. L. Linking coasts and seas to address ocean deoxygenation. Nature Climate Change. 5, 401-403 (2015).
- Diaz, R. J., Rosenberg, R. Marine benthic hypoxia: A review of its ecological effects and the behavioural responses of benthic macrofauna. Oceanography and Marine Biology: An annual Review. 33, 245-303 (1995).
- Patterson, H. K., Boettcher, A., Carmichael, R. H. Biomarkers of dissolved oxygen stress in oysters: a tool for restoration and management efforts. PLoS One. 9 (8), 104440 (2014).
- Altieri, A. H., Gedan, K. B. Climate change and dead zones. Global Change Biology. 21 (4), 1395-1406 (2015).
- Tyler, R. M., Brady, D. C., Targett, T. E. Temporal and spatial dynamics of diel-cycling hypoxia in estuarine tributaries. Estuaries and Coasts. 32 (1), 123-145 (2009).
- Breitburg, D. L., et al. Landscape-level variation in disease susceptibility related to shallow-water hypoxia. PLoS One. 10 (2), 0116223 (2015).
- Stickle, W. B., Kapper, M. A., Liu, L. -L., Gnaiger, E., Wang, S. Y. Metabolic adaptations of several species of crustaceans and molluscs to hypoxia: toterance and microcalometric studies. Biological Bulletin. 177 (2), 303-312 (1989).
- Gamenick, I., Jahn, A., Vopel, K., Guiere, O. Hypoxia and sulphide as structuring factors in a macrozoobenthic community on the Baltic Sea shore: colonization studies and tolerance experiments. Marine Ecology Progress Series. , 73-85 (1996).
- Modig, H., Olafsson, E. Responses of Baltic benthic invertebrates to hypoxic events. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 229 (1), 133-148 (1998).
- Riedel, B., Zuschin, M., Stachowitsch, M. Tolerance of benthic macrofauna to hypoxia and anoxia in shallow coastal seas: a realistic scenario. Marine Ecology Progress Series. 458, 39-52 (2012).
- Lombardi, S. A., Harlan, N. P., Paynter, K. T. Survival, acid-base balance, and gaping responses of the Asian Oyster C. ariakensis and the Eastern Oyster C. virginica during clamped emersion and hypoxic immersion. Journal of Shellfish Research. 32 (2), 409-415 (2013).
- Jansson, A., Norkko, J., Dupont, S., Norkko, A. Growth and survival in a changing environment: Combined effects of moderate hypoxia and low pH on juvenile bivalve Macoma balthica. Journal of Sea Research. 102, 41-47 (2015).
- Gooday, A. J., et al. Faunal responses to oxygen gradients on the Pakistan margin: A comparison of foraminiferans, macrofauna and megafauna. Deep Sea Research Part II: Topical Studies in Oceanography. 56 (6-7), 488-502 (2009).
- Montagna, P. A., Ritter, C. Direct and indirect effects of hypoxia on benthos in Corpus Christi Bay, Texas, U.S.A. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 330 (1), 119-131 (2006).
- Villnas, A., Norkko, J., Lukkari, K., Hewitt, J., Norkko, A. Consequences of increasing hypoxic disturbance on benthic communities and ecosystem functioning. PLoS One. 7 (10), 44920 (2012).
- Breitburg, D. Effects of hypoxia, and the balance between hypoxia and enrichment on coastal fishes and fisheries. Estuaries. 25 (4), 767-781 (2002).
- Costantini, M., et al. Effect of hypoxia on habitat quality of striped bass (Morone saxatilis) in Chesapeake Bay. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 65 (5), 989-1002 (2008).
- Ludsin, S. A., et al. Hypoxia-avoidance by planktivorous fish in Chesapeake Bay: Implications for food web interactions and fish recruitment. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 381, 121-131 (2009).
- Zhang, H., et al. Hypoxia-driven changes in the behavior and spatial distribution of pelagic fish and mesozooplankton in the northern Gulf of Mexico. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 381, 80-91 (2009).
- Sparks, B. L., Strayer, D. L. Effects of low dissolved oxygen on juvenile Elliptio complanata (Bivalvia:Unionidae). Journal of the Norther American Benthological Society. 17, 129-134 (1998).
- Llanso, R. J. Effects of hypoxia on estuarine benthos: the lower Rappahannock River (Chesapeake Bay), a case study. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 35 (5), 491-515 (1992).
- Riedel, B., Zuschin, M., Haselmair, A., Stachowitsch, M. Oxygen depletion under glass: Behavioural responses of benthic macrofauna to induced anoxia in the Northern Adriatic. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 367 (1), 17-27 (2008).
- Riedel, B., et al. Effect of hypoxia and anoxia on invertebrate behaviour: Ecological perspectives from species to community level. Biogeosciences. 11 (6), 1491-1518 (2014).
- Breitburg, D. L. Near-shore hypoxia in the Chesapeake Bay: Patterns and relationships among physical factors. Estuarine Coastal and Shelf Science. 30, 593-609 (1990).
- Baumann, H., Wallace, R. B., Tagliaferri, T., Gobler, C. J. Large natural pH, CO2 and O2 fluctuations in a temperate tidal salt marsh on diel, seasonal, and interannual time scales. Estuaries and Coasts. 38, 220-231 (2015).
- Breitburg, D. L., et al. Landscape-level variation in disease susceptibility related to shallow-water hypoxia. PLoS One. 10 (2), 0116223 (2015).
- de Zwart, D., Kramer, J. M., Jenner, H. A. Practical experiences with the biological early warning system "mosselmonitor". Environmental Toxicology and Water Quality. 10 (4), 237-247 (1995).
- Kadar, E., et al. Avoidance responses to aluminum in the freshwater bivalve Anodonta cygnea. Aquatic Toxicology. 55, 137-148 (2001).
- Soliman, M. F. M., El-Shenawy, N. S., Tadros, M. M., Abd El-Azeez, A. A. Impaired behavior and changes in some biochemical markers of bivalve (Ruditapes decussatus) due to zinc toxicity. Toxicological & Environmental Chemistry. 97 (5), 674-686 (2015).
- Shumway, S. E., Cucci, T. L. The effects of the toxic dinoflagellate Protogonyaulax tamarensis on the feeding and behaviour of bivalve molluscs. Aquatic Toxicology. 10, 9-27 (1987).
- Basti, L., et al. Effects of the toxic dinoflagellate Heterocapsa circularisquama on the valve movement behaviour of the Manila clam Ruditapes philippinarum. Aquaculture. 291 (1-2), 41-47 (2009).
- Tran, D., Haberkorn, H., Soudant, P., Ciret, P., Massabuau, J. -C. Behavioral responses of Crassostrea gigas exposed to the harmful algae Alexandrium minutum. Aquaculture. 298 (3-4), 338-345 (2010).
- Shumway, S. E., Koehn, R. K. Oxygen consumption in the American oyster Crassostrea virginica. Marine Ecology Progress Series. 9, 59-68 (1982).
- Nicastro, K. R., Zardi, G. I., McQuaid, C. D., Pearson, G. A., Serrao, E. A. Love thy neighbour: group properties of gaping behaviour in mussel aggregations. PLoS One. 7 (10), (2012).
- Dowd, W. W., Somero, G. N. Behavior and survival of Mytilus. congeners following episodes of elevated body temperature in air and seawater. Journal of Experimental Biology. 216 (3), 502-514 (2013).
- Higgins, P. J. Effects of food availability on the valve movements and feeding behavior of juvenile Crassostrea virginica (Gmelin). I. Valve movements and periodic activity. Journal of Experimental and Experimental Marine Biology and Ecology. 45, 229-244 (1980).
- Riisgård, H. U., Lassen, J., Kittner, C. Valve-gape response times in mussels (Mytilus edulis)-Effects of laboratory preceding-feeding conditions and in situ tidally induced variation in phytoplankton biomass. Journal of Shellfish Research. 25, 901-911 (2006).
- Robson, A. A., De Leaniz, C. G., Wilson, R. P., Halsey, L. G. Behavioural adaptations of mussels to varying levels of food availability and predation risk. Journal of Molluscan Studies. 76, 348-353 (2010).
- Robson, A. A., de Leaniz, C. G., Wilson, R. P., Halsey, L. G. Effect of anthropogenic feeding regimes on activity rhythms of laboratory mussels exposed to natural light. Hydrobiologia. 655, 197-204 (2010).
- Nicastro, K. R., Zardi, G. I., McQuaid, C. D., Stephens, L., Radloff, S., Blatch, G. L. The role of gaping behaviour in habitat partitioning between coexisting intertidal mussels. BMC Ecology. 10, 17 (2010).
- Loosanoff, V. S., Nomejko, C. A. Feeding of oysters in relation to tidal stages and to periods of light and darkness. Biological Bulletin. 90 (3), 244-264 (1946).
- Comeau, L. A., Mayrand, E., Mallet, A. Winter quiescence and spring awakening of the Eastern oyster Crassostrea virginica at its northernmost distribution limit. Marine Biology. 159 (10), 2269-2279 (2012).
- Pynonnen, K. S., Huebner, J. Effects of episodic low pH exposure on the valve movements of the freshwater bivalve Anodonta cygnea L. Water Research. 29 (11), 2579-2582 (1995).
- Jakubowska, M., Normant-Saremba, M. The effect of CO2-induced seawater acidification on the behaviour and metabolic rate of the baltic clam Macoma balthica. Annales Zoologici Fennici. 52 (5-6), 353-367 (2015).
- Jakubowska, M., Normant, M. Metabolic rate and activity of blue mussel Mytilus edulis trossulus.under short-term exposure to carbon dioxide-induced water acidification and oxygen deficiency. Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 48 (1), 25-39 (2015).
- Newell, C. R., Wildish, D. J., MacDonald, B. A. The effects of velocity and seston concentration on the exhalent siphon area, valve gape and filtration rate of the mussel Mytilus edulis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 262, 91-111 (2001).
- Maire, O., Amouroux, J. -M., Duchene, J. -C., Gremare, A. Relationship between filtration activity and food availability in the Mediterranean mussel Mytilus galloprovincialis. Marine Biology. 152 (6), 1293-1307 (2007).
- Borcherding, J. Ten years of practical experience with the Dreissena-monitor, a biological early warning system for continuous water quality monitoring. Hydrobiologia. 556 (1), 417-426 (2006).
- Frank, D. M., Hamilton, J. F., Ward, E. E., Shumway, S. E. A fiber optic sensor for high resolution measurement and continuous monitoring of valve gape in bivalve molluscs. Journal of Shellfish Research. 26 (2), 575-580 (2007).
- Wilson, R., Reuter, P., Wahl, M. Muscling in on mussels: New insights into bivalve behaviour using vertebrate remote-sensing technology. Marine Biology. 147 (5), 1165-1172 (2005).
- Nagai, K., Honjo, T., Go, J., Yamashita, H., Seok Jin, O. Detecting the shellfish killer Heterocapsa circularisquama (Dinophyceae) by measuring bivalve valve activity with a Hall element sensor. Aquaculture. 255 (1-4), 395-401 (2006).
- Robson, A., Wilson, R., de Leaniz, C. G. Mussels flexing their muscles: a new method for quantifying bivalve behaviour. Marine Biology. 151 (3), 1195-1204 (2007).
- Robson, A. A., Thomas, G. R., de Leaniz, C. G., Wilson, R. P. Valve gape and exhalant pumping in bivalves: optimization of measurement. Aquatic Biology. 6 (1-3), 191-200 (2009).
- de Zwart, D., Kramer, J. M., Jenner, H. A. Practical experiences with the biological early warning system "mosselmonitor". Environmental Toxicology and Water Quality. 10 (4), 237-247 (1995).
- Jou, L. -J., Lin, S. -C., Chen, B. -C., Chen, W. -Y., Liao, C. -M. Synthesis and measurement of valve activities by an improved online clam-based behavioral monitoring system. Computers and Electronics in Agriculture. 90, 106-118 (2013).
- Barile, N. B., Scopa, M., Recchi, S., Nerone, E. Biomonitoring of coastal marine waters subject to anthropogenic use: development and application of the biosensor Mosselmonitor. Ovidius University Annals of Chemistry. 27 (2), 81-86 (2016).
- Ballesta-Artero, I., Witbaard, R., Carroll, M. L., van der Meer, J. Environmental factors regulating gaping activity of the bivalve Arctica islandica in Northern Norway. Marine Biology. 164 (5), 116 (2017).
- Ekelof, S. The genesis of the Wheatstone bridge. Engineering Science and Education Journal. 10, 37-40 (2001).
- Keppel, A. G., Breitburg, D. L., Wikfors, G. H., Burrell, R. B., Clark, V. M. Effects of co-varying diel-cycling hypoxia and pH on disease susceptibility in the eastern oyster Crassostrea virginica. Marine Ecology Progress Series. 538, 169-183 (2015).
- Burrell, R. B., Keppel, A. G., Clark, V. M., Breitburg, D. L. An automated monitoring and control system for flow-through co-cycling hypoxia and pH experiments. Limnology and Oceanography: Methods. 14, 168-185 (2015).
- Porter, E. T., Breitburg, D. L. Eastern oyster Crassostrea virginica, valve gape behavior under diel-cycling hypoxia. Marine Biology. 163 (218), (2016).
- Bergeron, C. M. The impact of sediment resuspension on mercury cycling and the bioaccumulation of methylmercury into benthic and pelagic organisms. , University of Maryland. M.S. thesis (2005).
