Summary
Aqui, apresentamos um protocolo para quantificar os folículos nos ovários culturas de ratos jovens sem seccionamento serial. Usando a imunofluorescência todo órgão e tecido de compensação, seccionamento físico é substituído com seccionamento óptico. Este método de preparação da amostra e visualização mantém a integridade do órgão e facilita a quantificação automatizada de células específicas.
Abstract
Pesquisa no campo da biologia reprodutiva de mamíferos, muitas vezes envolve avaliar a saúde geral dos ovários e testículos. Especificamente, nas fêmeas, aptidão ovário frequentemente é avaliada pela visualização e quantificação dos folículos e ovócitos. Porque o ovário é um tecido tridimensional opaco, abordagens tradicionais exigem laboriosamente, cortar o tecido em numerosas seções seriais para visualizar células por todo o órgão inteiro. Além disso, porque a quantificação por este método geralmente envolve apenas um subconjunto das seções separadas pelo diâmetro aproximado de um oócito de pontuação, é propenso a imprecisão. Aqui, um protocolo é descrito que em vez disso, utiliza compensação de tecido de todo órgão e mancha da imunofluorescência de ovários de rato para visualizar os folículos e ovócitos. Em comparação com as abordagens mais tradicionais, este protocolo é vantajoso para a visualização de células dentro do ovário por vários motivos: 1) o ovário permanece intacto em toda a preparação das amostras e processamento; 2) pequenos ovários, que são difíceis de seção, podem ser examinados com facilidade; 3) celular quantificação é alcançada mais facilmente e com precisão; e 4) o órgão todo fotografado.
Introduction
A fim de estudar a composição celular e características morfológicas dos ovários de mamíferos, os cientistas muitas vezes dependem de experiências na vivo seguidas de reagidos coloração dos ovários de parafina incorporado. Mais recentemente, porém, cultura de ovário todo órgão tem provado para ser uma alternativa eficaz para estudar a função ovárica1,2,3,4 , porque a técnica pode ser acoplada com melhor visualização e ferramentas de quantificação. Tradicionalmente, a análise da morfologia ovariana depende reconstrução tridimensional arquitetura de ovário de parafina incorporada seções serial, mas, além de ser trabalhosa e demorada, serialmente seccionamento tecido parafina incorporado é que não garantia a reconstrução adequada do órgão, e seções são muitas vezes perdidas ou mis ordenou no processo.
Além dos desafios técnicos associados com seccionamento serial, também há variações nos métodos usados rotineiramente para quantificar números do folículo por ovário5,6. A variabilidade metodológica utilizada atualmente prejudica a meta-análise da reserva ovariana através de estudos de5,7. Por exemplo, números de folículo de artigos de pesquisa diferentes podem variar por 10 vezes ou mais entre as idades de desenvolvimento semelhantes dentro de uma cepa específica de6. Estas grandes diferenças na quantificação do folículo relatado podem levar a confusão e tem impedido o estudo transversal comparações. Experimentalmente, as abordagens tradicionais para quantificação de folículo de seções seriais são executadas pela contagem de folículos de um número pré-definido de seções (por exemplo, cada quinto, décimo, ou outra seção). Variabilidade nas contagens de folículo usando esta abordagem surge não só de periodicidade em quais seções são contadas, mas também de variações na espessura de corte e a experiência técnica na geração de seções serial5,6. Além de sua variabilidade, outra desvantagem de seccionamento de tecido tradicional é que o seccionamento dos ovários pequenos de animais jovens é especialmente desafiador e altamente dependente de orientação de tecido8.
O protocolo abaixo descreve uma técnica de cultura de ovário rotineiramente utilizados1 mas grandemente melhora a quantificação de folículo tradicional substituindo seccionamento físico com tecido de compensação e seccionamento óptico utilizando microscopia confocal8 ,9. Limpar utilizando a imersão de tecido (sem a necessidade de perfusão transcraniana ou electroforese) em um e sorbitol-à base de ureia solução (por exemplo, ScaleS(0)10) provou ser compatível com a imunocoloração e permitiu a redução do tempo de compensação sem comprometer a profundidade da imagem. Outros métodos relatados (por exemplo, ScaleA28,10, SeeDB11, Clear12e ClearT212) estão mais tempo consumindo ou não permitem resolução óptica em profundidade da amostra. Seccionamento óptico é vantajoso porque é menos trabalhoso e mantém arquitetura tridimensional7,8 do órgão. Outra vantagem desta abordagem é que a preparação das amostras não requer reagentes caros para limpar o tecido e pode ser realizada com relativa facilidade.
Especificamente, o protocolo descrito foi otimizado para ovários rato cultivados em cinco dias pós-natal, mas tem sido conduzido nos ovários desde dia pós-natal 0 - 10. O método faz uso de um sistema de cultura de ovário em que o tecido naturalmente anexa à membrana no qual é culta, facilitando a manipulação de órgãos e manipulação. O sistema de cultura descrito pode ser usado para manter explantados ovários durante 10 dias e para avaliar como diferentes condições experimentais podem interferir com o oócito sobrevivência13. O procedimento de quantificação descrito é executado usando a pacote FIJI-ImageJ14 de processamento de imagem não-comercial e pode ser realizado na maioria dos computadores pessoais. Além disso, imagens usadas para quantificação podem ser feitas amplamente disponíveis para a comunidade científica, permitindo assim para meta-análise futura.
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Protocol
Institucional Cuidado Animal da Universidade de Cornell e Comissão de utilização (IACUC) aprovou todos os métodos descritos aqui, sob o protocolo n. o 2004-0038 JCS.
1. preparação dos instrumentos e meios de cultura
- Limpe a área de trabalho limpa com 10% de lixívia e permitir que a lixívia ficar na superfície da área de trabalho pelo menos 5 min. Depois de 5 min, retire a excesso lixívia com toalhas de papel limpo e 70% de etanol (EtOH). Limpar o microscópio dissecar cuidadosamente com 70% EtOH.
Nota: É importante que a área de trabalho seja pelo menos semi estéril para evitar contaminação de culturas de órgão. - Enrole limpo fórceps e a tesoura com uma toalha de papel umedecida com 70% EtOH até o tempo de uso.
Nota: As ferramentas de dissecação ideal podem variar de acordo com a idade/tamanho do ovário. Os melhores resultados são obtidos usando um afiado micro dissecação scissor, duas pinças de ponta fina (qualquer número 5 ou 55) e um micro dissecando tesoura de íris. - Em um tubo cônico, certifique-se 50 mL de meio de cultura de ovário e quente em banho maria a 37 ° C.
- Para tornar o meio de cultura de ovário4, suplemento 1 x Media mínimos essenciais (MEM) com 10% de soro Fetal bovino (FBS), 25mm (4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic ácido (HEPES), 100 unidades/mL penicilina, estreptomicina 100 de µ g/mL, 0,25 µ g/mL Anfotericina B (por exemplo, 45 mL de MEM, 5 mL de calor inativada FBS, 1,25 mL de HEPES e 0,5 mL de 100 ações de x de anfotericina B, penicilina e estreptomicina).
- Prepare pratos e inserções antes da cultura do ovário.
- Em uma capa de cultura de tecidos, adicione 1 mL de meio de cultura de ovário para uma placa de cultura de tecido de 35 mm.
- Pré-embebição inserir membrana com meio de cultura. Adicione mídia suficiente, geralmente cerca de 0,55 mL por bem, para o placa de cultura de tecido portador de 24-bem e coloque uma cultura celular de inserir no poço. Certifique-se de que membrana a inserção toca a mídia.
- Prepare o número de placas de 35 mm e poços com inserções de cultura celular de acordo com o número esperado de ovários no experimento. Coloca as placas de 35 mm, contendo 1 mL de meios de cultura e placa carregadora 24-poço contendo meios de cultura e inserções em um 37 ° C e 5% CO2atmosférica incubadora de2 O.
- Organizar uma chapa quente ao lado do escopo de dissecação e seleccionar a temperatura de 37 ° c. Manter a 37 ° C, 5% de CO2 e a incubadora de2 O atmosférica está perto da sala de dissecação.
2. ovário dissecção e cultura de órgãos
Nota: Ovários podem ser dissecados em temperatura ambiente, enquanto a exposição à temperatura não-ideal é mínima.
- Eutanásia de ratos fêmeas no pós-Natal dia 5, por decapitação, uma de cada vez.
Nota: A eutanásia deve ser conduzida de acordo com diretrizes IACUC presentes na instalação onde a pesquisa está sendo executada. - Pulverizar o animal com 70% EtOH. Coloque o animal na parte superior da toalha de papel seca sob o microscópio de dissecação. Coloque um prato de cultura de tecido de 35 milímetros contendo meios de cultura de ovário perto o microscópio de dissecação.
- Com pinça ou tesoura de íris uma dissecação micro, fazer uma incisão através da pele do animal e na cavidade abdominal, com cuidado para não cortar os intestinos. Empurrar os intestinos fora da cavidade abdominal e localizar os ovários. Extrair os ovários e colocá-los na cultura de tecidos de 35mm cápsula contendo meios de cultura.
- Uma vez que os ovários têm sido dissecados do animal, aumente a ampliação do microscópio dissecação para visualizar melhor os ovários e qualquer tecido anexado. Com limpar a pinça de ponta fina, retire todos os não-tecido, tais como bursa e tecido adiposo. Tenha cuidado para manter os ovários intactos ao remover o anexo não-tecido.
- Uma vez que os ovários estão isolados, colocar o par as inserções de cultura de células previamente embebido da placa carregadora 24-poço (consulte os passos 1.4.2 e 1.4.3) e ajustar o volume do meio para garantir que é suficiente manter o órgão húmida (sem completamente submergindo-lo).
Cuidado: Tenha cuidado para não fazer um buraco na membrana da inserção da cultura de pilha ao transferir os ovários. - Lugar explantados órgãos em 37 ° C, 5% de CO2e incubadora de2 O atmosférica.
- Repita os passos 2.1-2.6 até os ovários de cada animal são dissecados e colocados na cultura de pilha inserir da 24-placa contendo meio de cultura de ovário.
- Mudança do meio de cultura de ovário cada 2 dias, usando aquecido alíquotas de mídia do ovário de banho maria a 37 ° C e prossiga para a parte 3 do protocolo no ponto desejado tempo experimental.
3. fixação de tecidos
- Em um tubo cônico de 15 mL, preparar paraformaldeído 4% (PFA) em tampão fosfato salino (PBS) de 1x (por exemplo, adicionar 2 mL de classe de microscopia eletrônica PFA de 16% para 6 mL de 1X PBS).
Cuidado: PFA é uma substância perigosa e deve ser tratada sob uma capa de química. - Corrigi os ovários culturas, sem remover o tecido da inserção da cultura, cobrindo o tecido com a solução recentemente preparada de PFA 4%. Selar as bordas da placa com adesivo plástico (para evitar a evaporação) e coloque as amostras a 4 ° C durante a noite.
Nota: Para facilitar a manipulação e a integridade do tecido, evite deslocando ovários de inserção da cultura de célula ao longo de todo o procedimento. Ovários de culturas ligados à superfície da pastilha são vantajosos para manipulação sem danificar ou perder o órgão. - Lave o tecido 3 x com 70% EtOH e também prosseguir para a etapa 4.1 ou loja, em frascos de cintilação cheio de 70% EtOH a 4 ° C até mais processamento.
Nota: Se utilizar tecido endogenamente expressando proteínas fluorescentes, armazenando as amostras com 70% EtOH pode reduzir muito o sinal. Alternativamente, tecido pode ser lavado e armazenado na PBS com 0,2% de azida de sódio (NaN3). NaN3 no entanto, é altamente tóxico e representa um risco de graves por inalação. Faça a solução estoque na coifa e manipular a usar equipamento de protecção adequado como um laboratório casaco e nitrilo luvas.
4. toda montagem de imunofluorescência
- Coloque o tecido fixo em 1X PBS em RT para um mínimo de 4 h antes da etapa de permeabilização 4.3.
- Prepare a solução de permeabilização e solução de bloqueio.
- Prepare a solução de permeabilização conforme descrito. A PBS 1x, adicione 0,2% álcool polivinílico (PVA), solução de 0,1% de sódio borohidreto (NaBH4) (a partir de 12 wt.% em solução de hidróxido de sódio (NaOH) de 14 M) e 1,5% polietileno glicol tert -octilfenil éter (detergente tensoativo não-iônico). Em um tubo cónico de 50 mL, adicionar 5 mL de PBS de 10x, 0,1 g de PVA, 50 µ l de NaBH4e 750 µ l de detergente tensoativo não-iônico e, em seguida, adicione ultrapura até 50 mL de água e agitar bem à temperatura ambiente até obter uma mistura totalmente em solução.
- Prepare a solução de bloqueio conforme descrito. Para 1X PBS, adicionar 0,1% de tensoativo não-iônico detergente, 0,15% de pH de 2,5 M glicina 7.4, soro de cabra normal de 10%, 3% albumina de soro bovino (BSA), 0,2% NaN3, 100 penicilina unidades/mL, 100 µ g/mL Estreptomicina e 0,25 µ g/mL anfotericina B. preparem uma solução stock de 2.5 glicina de M, dissolvendo 93,8 g de glicina em água ultrapura para um volume final de 500 mL (pH 7,4) e uma solução de 10% NaN3 dissolvendo-se 5 g em 50 mL de água ultrapura; Então, em um tubo cónico de 50 mL preparar a solução de bloqueio pela adição de 5 mL de 1X PBS 10, 50 µ l de detergente tensoativo não-iônico, 750 µ l de solução de glicina, 5 mL de soro de cabra, 1,5 g de BSA, 1 mL da solução NaN3 e 0,5 mL de 100 ações de x de anfotericina B, penicilina e estreptomicina. Adicione água ultrapura até um volume final de filtro 50 mL e a seringa a solução final.
- Remova e descarte a PBS 1x do frasco e adicione suficiente solução de permeabilização para submergir completamente os ovários. Coloca a amostra em solução de permeabilização em um agitador orbital (por exemplo, nutator) à temperatura ambiente durante 4 h.
Nota: O tempo de incubação pode variar de acordo com a espessura do órgão. - Substitua a solução de permeabilização suficiente solução bloqueio para submergir completamente os ovários. Feche o frasco com o adesivo plástico e deixar o tecido incubando durante um período mínimo de 12 horas a temperatura ambiente em um agitador orbital.
- Prepare a diluição de anticorpo primário em solução de bloqueio conforme o datasheet do fabricante.
Nota: Observe que nem todos os anticorpos são compatíveis com o despachante. O volume médio necessário por amostra é aproximadamente 750 µ l.- Para a quantificação do oócito, use TAp63 (marcador nuclear oócito) e MVH (marcador citoplasmática de células germinativas).
Nota: Os anticorpos utilizados nas imagens de imunofluorescência são de rato anti-p63 e coelho anti-MVH). A solução de anticorpo primário pode ser reutilizado 2 x ou mais, se armazenado a 4 ° C entre protocolos de coloração e tratada adequadamente para evitar o crescimento bacteriano.
- Para a quantificação do oócito, use TAp63 (marcador nuclear oócito) e MVH (marcador citoplasmática de células germinativas).
- Coloque a pastilha que contém o tecido em uma placa de 24 e adicionar cerca de 750 µ l de solução de anticorpo primário. Certifique-se de que os ovários estão completamente submersos. A placa com adesivo plástico para minimizar a evaporação e deixam o tecido incubando por 4 dias à temperatura ambiente em um agitador orbital do selo.
- Prepare a solução de lavagem.
- Prepare a solução de lavagem como descrito. Faça 1X PBS, adicione 0,2% PVA e 0,15% tensoativo não-iônico de detergente. Em um tubo cónico de 50 mL, adicione 5 mL de PBS de 10x, 0,1 g de PVA, 75 µ l de detergente tensoativo não-iônico e água ultrapura até um volume final de 50 mL.
- Remova a diluição do anticorpo primário e adicione uma generosa quantidade de solução de lavagem. Sempre certifique-se de submergir os ovários. Permitir que os ovários de molho na solução durante a noite à temperatura ambiente no agitador orbital.
- Substitua a solução de lavagem e incubar no agitador orbital por 2 h ou mais.
- Repita a etapa 4.9 uma vez adicional.
- Prepare a diluição do anticorpo secundário em solução de bloqueio.
Nota: Os anticorpos secundários utilizados são anti-rato 488 tintura fluorescente cresceu na cabra e anticoelho 594 tintura fluorescente erguido em cabra. Consulte a etapa 4.5. para o volume médio necessário por amostra. - Remover a solução de lavagem dos ovários e adicionar solução de anticorpo secundário. Proteger as amostras da luz (envoltório placa com folha de alumínio) e a placa com adesivo plástico para minimizar a evaporação do selo. Incube as amostras em um agitador orbital em temperatura ambiente por 2 dias.
Nota: Continue protegendo as amostras de luz usando a folha de alumínio durante todas as etapas subsequentes de incubação. - Remover a solução de anticorpo secundário das amostras e adicionar a solução de lavagem. Incube em um agitador orbital para 8 h.
Nota: Se a coloração de 4,6-Diamidino-2-phenylindole (DAPI) é desejada, adicione 50 ng/mL de DAPI para a primeira etapa de lavagem (incubação ~ 8 h). - Substitua a solução de lavagem para uma lavagem durante a noite.
- Enquanto se prepara a solução de limpeza (ver seção 5), substituir o pernoite solução com solução fresca de lavagem e manter as amostras no agitador orbital à temperatura ambiente.
5. ovário limpando e imagem
- Prepare ScaleS(0) solução de compensação.
- Preparar ScaleS(0) solução10 de compensação pela adição de reagentes na proporção dada: sorbitol D-(-) de 40% (p/v), 10% de glicerol, ureia de 4,3 M e 20% dimetilsulfóxido (DMSO), pH 8.1 (por exemplo, em um tubo cónico de 50 mL, adicionar 2,5 mL de glicerol, 10 g de sorbitol , 5 mL de DMSO e 12 mL de 9 M de ureia para um volume total de 25 mL. Misture a solução por inversão a 50 ° C por 30 min e desgaseificar antes do uso).
- Remover a solução de lavagem e submergir as amostras em solução de compensação. Para melhores resultados, manter as amostras no agitador orbital.
- Substitua a solução de limpeza 2 x diariamente até que o tecido se torna transparentes (aproximadamente 2 dias).
- Uma vez que o tecido estiver desmarcado, preparar a amostra para a imagem latente, removendo cuidadosamente a inserir membrana contendo os ovários cultivados com uma multa dica bisturi e colocar a amostra sobre uma lâmina de vidro.
- Prossiga para as amostras em um microscópio capaz de seccionamento óptico de imagem.
6. oócito quantificação
Nota: Existem muitos tipos diferentes de programas que são capazes de quantificar as células. Descrito abaixo, é um protocolo para quantificação do oócito usando o pacote de processamento de imagem não-comercial, FIJI-ImageJ14.
- Usando uma projeção de intensidade máxima achatada da Z -pilha imagem série para os marcadores celulares específicos de interesse (sem canal da DAPI), converter a imagem em uma imagem de 8 bits preto e branca sob o tipo em suspenso a imagem no menu.
- Sob o menu drop-down de imagem , destacar a guia de ajuste e selecione limiar.
- Ajuste manualmente o limiar para um nível que melhor identifica cada oócito individual. Uma vez que o nível é determinado, clique em aplicar para gerar uma imagem preto e branca. Depois de concluído, quantificar a amostra usando delimitando o ícone Oval ou Freehand .
Nota: FIJI-ImageJ tem diferentes opções para ajustar a imagem que será utilizada para a quantificação de partículas. Por exemplo, no processo de | Binária guia, existem opções diferentes que podem ser usadas para melhorar a detecção de que será contado. Na Figura 4, as opções usadas para melhor, individualizar os folículos foi Erode, seguido por preencher os buracose, finalmente, divisor de águas. - Sob o menu drop-down de Analyze , seleccione Analyze partículas. Defina os parâmetros de acordo com a resolução desejada.
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Representative Results
Este protocolo inclui 6 etapas principais a seguir dissecação dos ovários, conforme descrito na Figura 1. Figura 2 , Figura 3 , Figura 4 destacar as características mais inovadores do presente protocolo, que incluem a otimização do tecido de compensação para os ovários e quantificação de oócito todo tecido usando FIJI-ImageJ. Figura 2A mostra imagens de um inculto 5 dias pós-natal ovário fixo antes (esquerda) e 1 h depois (àdireita) adicionando solução de compensação para o ovário. O ovário começa a tornar-se translúcida, minutos depois de estar submerso em solução de compensação. Quando desmarcada, ovários pequenos como a imagem na Figura 2A torna-se difícil manipular sem danificar. Portanto, trabalhar com ovários explantados culturas é vantajosa porque eles tornar-se ligado à superfície porosa da membrana inserir em que são cultivadas. Fixação do ovário para a membrana de inserção permite que o experimentador lidar com a inserção de membrana, ao invés do ovário em si (Figura 2B e Figura 3). Também, ovários cultivados nas proximidades irão fundir e Figura 2B mostra anexado fundidos ovários antes (esquerda) e depois de limpar (à direita) em hematoxilina manchadas de amostras.
Realizando o seccionamento óptico de ovários culturas sem compensação é possível; no entanto, as células dentro do tecido tem um sinal que é difícil de diferenciar do fundo e esta falta de sinal claro dificulta a quantificação do oócito adequada (Figura 3A). Em contraste com a Figura 3A, 3B figura é uma imagem representativa de uma amostra limpa, em que a quantificação do oócito durante todo o órgão inteiro é possível. Figura 3B demonstra que todo órgão imagem latente de ovários culturas apurados pode ser conduzida sem perda significativa de sinal profundo dentro do tecido e imagens tais como aquele mostrado (Figura 3B) pode ser facilmente quantificado. Uma abordagem para quantificação dos oócitos nas amostras tais como estes é convertendo a série Z-pilha de seções óticas em uma projeção de intensidade máxima e depois mais processar o arquivo com um pacote de processamento de imagem. Figura 4 e Figura suplementar 1 destacam as etapas usadas para quantificar o número de oócitos na Figura 3B usando FIJI-ImageJ. Suplementar a tabela 1 inclui a quantificação de partículas (oócito) do FIJI-ImageJ. Quantificação de partículas usando este método também permite a análise dos folículos diferentes com base no tamanho do oócito, porque informações sobre o número de partículas e a área correspondente de cada partícula são calculadas pelo software e fornecidas para o usuário.
Figura 1: representação esquemática do protocolo inteiro. Resumo visual do início do protocolo com a dissecação do ovário (1), seguido por cultura de ovário (2), fixação de tecidos com 4% PFA (3), immunostaining usando anticorpos específicos (4), limpar o tecido para o fundo de imagens (5), obtendo a secção óptica usando um microscópio confocal (6) e terminando com a quantificação do oócito (7). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: diferença de opacidade de tecido entre ovários un-limpos e limpos. (A) ovário de um dia pós-natal cinco filhote sem limpar (à esquerda) e após limpeza suave de cerca de 1 h (à direita). (B) vários ovários cultivados nas proximidades de um ao outro por sete dias. Dois diferentes ampliações de cada amostra são mostradas. Imagens mais à esquerda são sem compensação e extrema direita imagens são com compensação. Os ovários irão anexar à membrana da inserção da cultura e podem ser tratados melhor se mantido anexado em todo o protocolo. Para melhorar o contraste do tecido para a imagem latente utilizando luz branca, os ovários foram submersos em hematoxilina por 5 min após a fixação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: imagem latente de imunofluorescência de ovários un-limpos e limpos. Ovários de filhotes pós-Natal dia 5 foram cultivados por 7 dias e manchado de acordo com a imunofluorescência de montagem toda mancha o protocolo descrito. Mostrados em vermelho é rotulados com o homólogo do vasa de rato (MVH) para identificar as células germinativas e em verde são células rotuladas com o marcador específico oócito nuclear, p63. DAPI, em azul, era usado para rotular todos os núcleos de células. (A) imagem de imunofluorescência de ovários sem compensação. (B) imagem de imunofluorescência de ovários com compensação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: fluxo de trabalho Visual para saber como quantificar oócitos usando software de FIJI-ImageJ. Para facilitar a análise de dados, imagens, derivadas dos aviões confocal podem ser reduzidas a uma projeção de intensidade máxima, em vez de uma imagem 3D. Com a projeção de intensidade máxima, o usuário pode definir parâmetros de limite de imagem de modo que as partículas de alvo se tornam evidentes. Uma vez obtida a imagem simplificada, o software é usado para contar os ovócitos. Analisar criticamente imagens ao definir os parâmetros é crucial. Esta figura mostra um exemplo de como o limiar do oócito/partícula pode ser definido. O texto acima de cada imagem destaca o parâmetro usado para obter essa imagem em FIJI-ImageJ. O software gera uma tabela com a medida da área das partículas (ver quadro suplementar 1). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Suplementar Figura 1: fluxo de trabalho Visual para saber como quantificar oócitos usando software ImageJ-FIJI (ampliação baixa). Esta figura mostra a quantificação do oócito para dois ovários nas proximidades. As etapas executadas são os mesmos como na Figura 4. 2.436 partículas/folículos foram contados pelo software. Dados de quantificação obtidos a partir do software podem ser encontrados no quadro suplementar 1. Clique aqui para baixar este arquivo.
Suplementar tabela 1: quantificação do folículo computado pelo FIJI-ImageJ. Esta tabela contém a lista de contados de folículos e a correspondente área gerada a partir da imagem em suplementar a Figura 1. O tamanho de partícula usado para quantificação foi definido de 10 µm2-infinito. Clique aqui para baixar este arquivo.
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Discussion
O estudo da reprodução dos mamíferos requer usando e quantificação de células especializadas que não são rotineiramente passíveis de cultura de células. No entanto, sistemas de cultura ex vivo são eficazes na manutenção do ovário e do folículo viabilidade1,15. Durante a cultura do ovário, o tecido requer uma maior área de superfície para a troca de nutrientes através da difusão. Portanto, 5 - dia velho rato ovários são ideais em tamanho e forma para a cultura de órgãos. Este protocolo foi otimizado para ovários mantidos durante sete dias em cultura, mas o ovário cultura comprimento pode ser ajustado de acordo com a questão científica específica1,4. Conseguiram-se resultados comparáveis em ovários cultivados por apenas três dias e o máximo de dez dias (dados não mostrados), mas os ovários de animais mais velhos do que dez dias são grandes e a cultura não pode ser tão eficaz, destacando, assim, uma limitação do protocolo.
Se não for necessário ex vivo cultivo do ovário, é possível corrigir e manchar os ovários mais velhos com o protocolo descrito, embora modificações podem ser necessárias para adaptar o maior tecido tamanho9,16. O protocolo de coloração descrito depende de difusão passiva de anticorpos para o órgão, o que indica que pode ser possível a mancha maiores ovários com uma ou mais etapas de incubação do anticorpo ou dividindo-se o tecido em alguns pedaços menores que podem ser reconstruída depois da imagem latente. O uso de ureia e sorbitol na ScaleS(0) provou ser eficaz para ovários culturas neonatais, porque é necessário um período de incubação mais curto do que as de agente de limpeza relatado por agentes de limpeza com ureia e glicerol (ScaleA2)8,10 . Além disso, o uso de uma baixa concentração de borohidreto de sódio (NaBH4) na solução de permeabilização diminuiu o ruído de fundo e, juntamente com a incubação do mais longa das amostras com anticorpos primários e secundários, facilitado coloração de fundo dentro do tecido. Além disso, a utilização do PVA a permeabilização e soluções de lavagem impede que partículas espúrias furando o tecido17,18.
Neste protocolo, culturas ovários saudáveis irão anexar para a inserção da membrana, enquanto ovários insalubres podem desanexar do sobre fixação e manuseio. Manipulação de tecido frouxo com fórceps irá danificar o ovário e a imagem latente de compromisso provável. Alternativamente, tecido frouxo pode ser incorporado em plugues de agarose de 5% ou tratado com pipetas de transferência, enquanto a ponta abrindo é grande o suficiente para não danificá-lo. Em matéria de imunocoloração, os anticorpos primários que não os utilizados no presente protocolo podem executar de forma diferente e podem exigir otimização nas etapas permeabilizacao e incubação.
Por último, o protocolo descreve uma abordagem alternativa para quantificar os folículos de ovários jovens em comparação com a tradicional parafina incorporada seções serial ou outro descrito anteriormente quantificação volumétrica dos folículos de toda montagem de imagens 5 , 9 , 16. dependendo de requisitos do pesquisador, o procedimento para quantificação de oócito descrita no protocolo também pode ser usado caracterizar diferentes fases do desenvolvimento folicular19. A área de partículas gerada pelo software pode ser usada para determinar o diâmetro da célula e, assim, inferir a fase folicular.
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Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Agradecemos a Rebecca Williams e Johanna Dela Cruz do Cornell BRC Imaging e Andrew Recknagel para sugestões úteis e assistência técnica. Este trabalho foi financiado de institutos nacionais de subsídio de saúde S10-OD018516 (para Cornell Imaging Facility), T32HD057854 para J.C.B. e R01-GM45415 para J.C.S.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Micro dissecting scissor 4.5", straight, sharp points | Roboz | RS-5912 | Micro dissecting scissor |
| Jewelers style forceps 4-3/8", style 5 | Integra Miltex | 17-305X | Fine tip forceps |
| Micro Iris Scissors 4", straight, sharp points | Integra Miltex | 18-1618 | Micro dissecting iris scissor or micro dissecting spring scissor |
| 1X Minimal Essential Media (MEM) | ThermoFisher Scientific | 11090-081 | |
| Fetal Bovine Serium | Corning | 35011CV | |
| HEPES (1M) | Gibco | 15630080 | |
| Antibiotic-Antimycotic (100X) | Gibco | 15240062 | Used in Step 1.3.1 |
| 35mm Tissue Culture Treated Dish | Corning | 430165 | |
| Nunc™ 24-Well Carrier Plate for Cell Culture Inserts | ThermoFisher Scientific | 141006 | Pore size: 8μm |
| Paraformaldehyde (PFA) | Electron Microscopy Sciences | 15710 | 16% solution |
| 1X Phosphate-Buffered Saline (PBS) | Gibco | 10010023 | |
| Nutator mixer GyroTwister™ | Labnet | S1000-A-B | three dimensional shaker |
| Normal Goat Serum | VWR | 103219-578 | |
| Bovine Serum Albumen (BSA) | VWR | 97061-416 | |
| Sodium Azide (NaN3) | Sigma-Aldrich | S2002-25G | |
| Sodium borohydride solution (NaBH4) | Sigma-Aldrich | 452904-25ML | Use the solution, rather than the tablet or powder form |
| Polyvinyl Alcohol (PVA) | Sigma-Aldrich | P8136-250G | Cold water soluble |
| Triton™ X-100 | Sigma-Aldrich | 93443-100ML | polyethylene glycol tert-octylphenyl ether |
| Syringe filters | ThermoFisher Scientific | 725-2520 | 25mm |
| 10mL Syringes | BD | 309695 | |
| Mouse anti-p63 antibody (4A4) | Biocare Medical | CM 163A | Dilution 1:500 |
| Rabbit anti-MVH antibody | Abcam | ab13840 | Dilution 1:600 |
| Alexa Fluor® goat anti-mouse 594 | ThermoFisher Scientific | A-11032 | Dilution 1:1000 |
| Alexa Fluor® goat anti-rabbit 488 | ThermoFisher Scientific | A-11034 | Dilution 1:1000 |
| 4,6-Diamidino-2-phenylindole (DAPI) | ThermoFisher Scientific | 62248 | |
| D-(-)sorbitol | Sigma-Aldrich | 240850-100G | |
| Glycerol | Sigma-Aldrich | G9012-100ML | |
| Urea | Sigma-Aldrich | U5378-500G | |
| Dimethyl sulfoxide (DMSO) | Sigma-Aldrich | D2650-5X10ML | |
| FIJI-ImageJ | Image processing software | ||
| Disposable plastic transfer pipettes | VWR | 414044-034 |
References
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