Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Multi-Color lokalisatie microscopie van één membraaneiwitten in organellen van de cellen van levende zoogdieren

doi: 10.3791/57690 Published: June 30, 2018

Summary

Hier presenteren we een protocol voor Multi-Color lokalisatie van één membraaneiwitten in organellen van levende cellen. Als u wilt koppelen fluorophores, worden zelf labeling eiwitten gebruikt. Eiwitten, gelegen in verschillende membranen compartimenten van de dezelfde organel, kunnen worden gelokaliseerd met een nauwkeurigheid van ~ 18 nm.

Abstract

Kennis over de lokalisatie van eiwitten in de cellulaire subcompartments is van cruciaal belang te begrijpen hun specifieke functie. Hier presenteren we een super resolutie-techniek die het mogelijk voor de bepaling van de microcompartments die toegankelijk zijn voor de eiwitten maakt door het genereren van lokalisatie en het bijhouden van de kaarten van deze proteïnen. Bovendien, door Multi-Color lokalisatie microscopie, de lokalisatie en bijhouden van de profielen van proteïnen in verschillende subcompartments worden verkregen gelijktijdig. De techniek is specifiek voor de levende cellen en is gebaseerd op de repetitieve beeldvorming van interne mobiele membraaneiwitten. Proteïnen van belang zijn genetisch gefuseerd met specifieke, zogenaamde zelf labeling tags. Deze tags zijn enzymen die met een substraat op covalente wijze reageren. Geconjugeerd met deze substraten zijn fluorescente kleurstoffen. Reactie van de enzym-gelabelde proteïnen met de fluorescentie label substraten resultaten in gelabelde proteïnen. Hier, worden Tetramethylrhodamine (TMR) en silicium Rhodamine (SiR) gebruikt als fluorescente kleurstoffen die zijn aangesloten op de verschillende ondergronden van de enzymen. Met behulp van substraat concentraties in de pM naar nM-bereik, wordt sub stoichiometrische labeling bereikt die tot verschillende signalen leidt. Deze signalen zijn gelokaliseerd met ~ 15 – 27 nm precisie. De techniek maakt het mogelijk voor Multi-Color beeldvorming van afzonderlijke moleculen, waarbij het aantal kleuren wordt beperkt door de beschikbare membraan-permeabele kleurstoffen en het repertoire van zelf labeling enzymen. Laten we de haalbaarheid van de techniek door bepaling van de lokalisatie van de kwaliteitscontrole enzym (Pten)-geïnduceerde kinase 1 (PINK1) in verschillende mitochondriale compartimenten tijdens de verwerking ervan in relatie tot andere membraaneiwitten. De test voor echte fysieke interactie tussen anders gelabelde interne eiwitten door enkel molecuul FRET of co tracking is echter beperkt, omdat de lage labeling graden de kans verlagen voor het feit dat twee aangrenzende eiwitten label op hetzelfde moment. Terwijl de techniek sterk is voor imaging-eiwitten in het membraan compartimenten, in de meeste gevallen is het niet passend om te bepalen van de lokalisatie van uiterst mobiele oplosbare eiwitten.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Het doel van dit protocol is bedoeld als een beeldvorming methode voor het lokaliseren en het bijhouden van één membraaneiwitten in levende cellen. We noemen deze methode Tracking en lokalisatie microscopie (TALM)1,2. Net als stochastische optische wederopbouw microscopie (STORM)3 en fluorescentie Photoactivation lokalisatie microscopie ((F) PALM)4,5is TALM een fluorescentie van één molecuul gebaseerde lokalisatie-techniek. Het verschilt echter in de weg dat de mobiliteit van membraaneiwitten in combinatie met repetitieve beeldvorming van hetzelfde label molecuul op verschillende posities onthult de microcompartment dat toegankelijk is voor de mobiele proteïne. Met andere woorden, worden de mogelijke taalversies van de proteïne ingesteld door de architectuur van het organel en de mobiliteit van de eiwit-1. De methode is complementair aan verschillende andere super resolutie technieken6,7,8 , omdat hieruit blijkt lokalisatie en traject kaarten door imaging mobiele eiwitten. De etikettering is gebaseerd op het gebruik van genetisch gemanipuleerde fusie-eiwitten die per se niet-belichting fluorescerende. Deze fusie-eiwitten zijn enzymen die covalent met een substraat geconjugeerd met een kleurstof reageren zelf labelen. Deze procedure heeft het voordeel dat de labeling mate kan worden gecontroleerd door de hoeveelheid toegevoegde substraat. Bovendien, u kunt variëren de kleur van de fluorescentie, afhankelijk van de gekozen geconjugeerd kleurstof. Verschillende zelfstandige labeling enzym-tags zijn beschikbaar9. Een ander voordeel van het gebruik zelf labelen enzym-tags is, dat de geconjugeerd kleurstoffen meestal zijn stabieler en helderder dan tl eiwitten1 en individuele eiwitten dus worden meer opgenomen kunnen en meer juist totdat ze worden gebleekt. Dit zorgt voor de opname van de trajecten van mobiele eiwitten en de winning van diffusie coëfficiënten10,11.

Hier, we de haalbaarheid van TALM met mitochondriale membraaneiwitten aantonen, maar het kan ook worden toegepast voor andere intra - en extra - cellular membraaneiwitten, met inbegrip van andere cel typen12,13. We laten zien dat multi-color TALM verder voor de gelijktijdige onderscheid van proteïnen in verschillende subcompartments in complementatie bestaande super resolutie fluorescentie microscopie technieken14,15, zorgt 16. TALM is compatibel met levende cel imaging17. De foto-fysica van de gekozen rhodamines Tetramethylrhodamine (TMR) en silicium-Rhodamien (SiR), in het bijzonder hun helderheid en stabiliteit, kunt opnemen één membraaneiwitten via meerdere frames bieden lokalisatie (en traject) kaarten. TALM is echter beperkt voor de lokalisatie van oplosbare eiwitten met hoge diffusie coëfficiënten omdat de bewegingsonscherpte te hoog is en de verzamelde fotonen per frame te laag voor goede lokalisatie zijn. Bovendien, TALM vereist minder excitatie-macht dan bijvoorbeeld STORM of gestimuleerd emissie uitputting (STED) microscopie6,7, vermindering van de fototoxische effecten. Dit is belangrijk, aangezien fototoxische stress vaak organellar morfologie18 en aldus de mobiliteit analyse19 beïnvloedt. Kortom, we presenteren Multi-Color TALM in levende cellen als een techniek die een leemte tussen de lokalisatie Microscopie methodes STORM/STED vult / (F) PALM en technieken die eiwit mobiliteit zoals fluorescentie herstel na photobleaching analyseren (FRAP)20 ,21, fluorescentie correlatie spectroscopie (FCS)22en fluorescentie correlatie spectroscopie (FCCS)11,23steken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Het volgende protocol volgt de richtsnoeren van de ethische commissie van lokale instelling onderzoek.

1. methoden

  1. Celcultuur
    1. Cultiveren van cellen, bijvoorbeeld HeLa cellen (menselijke cervix carcinoom), in een T25 cel cultuur kolf met 5 mL groeimedium bij 37 ° C en 5% CO2.
      Opmerking: Voor imaging, splitst u de cellen op bereid coverslips (zie stap 1.3 en 1.4) en bewaar op imaging medium.
  2. Cel transfectie
    Opmerking: Gebruik cellijnen die stabiel uitdrukking geven aan de tagged eiwitten mogelijk24 tot het vermijden van sterke overexpressie. Voorbijgaande Transfectie, aan te passen het bedrag van de plasmide DNA gebruikt voor Transfectie. Bijvoorbeeld, wanneer Ca2 + fosfaat transfectie25 wordt gebruikt, transfect cellen (80 – 90% confluentie) in een 3,5 cm cel cultuur schotel met 2,5 – 5 µg plasmide DNA. Bij het uitvoeren van dubbele transfectie, 2,5 µg per elke plasmide construct gebruiken
    1. Voor dubbele kleur experimenten, gebruik een cellijn met stabiele uitdrukking van één zelfstandige labeling eiwit en Transient transfect met de codering van de andere zelfstandige labeling eiwitten17plasmide.
      Opmerking: Hier, dubbele kleur experimenten, HeLa cellen werden gebruikt die stabiel de zelf labeling eiwitten PINK1-Halo-Tag en Tom20-fSNAP-Tag uitgedrukt.
  3. Reinigen van coverslips
    1. Plaats de coverslips in een bekerglas. Voeg 30 mL H2O in het bekerglas van de coverslips en voorzichtig schudden om stof te verwijderen van hun oppervlak.
    2. Verzamelen van de coverslips met een pincet en droog ze met een stikstofstroom.
    3. Verwijder organische verontreiniging op het oppervlak van de coverslips, bijvoorbeelddoor het reinigen van het plasma.
      Opmerking: Om te voorkomen dat verdere verontreiniging van de glas-materiaal, Draag handschoenen bij de verwerking van de coverslips.
      Let op: Wanneer coverslips worden schoongemaakt door plasma reinigen, alleen de bovenzijde van de coverslips wordt schoongemaakt; Gebruik deze kant voor coating met poly-L-Lysine-polyethyleen glycol-arginine-glycine-aspartaat (PLL-PEG-RGD) (punt 1.4) en cel (sectie 1.5) zaaien.
  4. Dekglaasje aan coating met PLL-PEG-RGD
    Opmerking: PLL-PEG-RGD is een poly-L-Lysine (PLL) derivaat gekoppeld met een polyethyleenglycol (3.000 Da) en een cysteine-glycine-arginine-glycine-aspartate-serine (CGRGDS) peptide. PLL bindt aan de negatief geladen glazen oppervlak en vormt een PEG-borstel. Dit vermindert drastisch aspecifieke binding van geladen fluorescente kleurstoffen. Bovendien, het RGD-motief bootst de peptide van het signaal van de receptor van integrine en daardoor bevordert integrine-gemedieerde hechting van de cellen die anders gemakkelijk niet aanhangen.
    1. PLL-PEG-RGD bereiden als eerder beschreven26. Kortom, Los 0,8 mg PLL-PEG-RGD in 1 mL PBS. Voeg 10 µL van de PLL-PEG-RGD-oplossing op de bovenzijde van een schone dekglaasje aan.
    2. Neem een tweede dekglaasje aan en plaats het met haar schoon oppervlak ondersteboven op de eerste dekglaasje aan (dat heeft de daling van de PLL-PEG-RGD bovenop); Dit resulteert in de klemmen van de PLL-PEG-RGD oplossing tussen twee coverslips.
    3. Zorgvuldig de ingeklemd coverslips Breng in een bekerglas en incubeer gedurende 1 uur bij kamertemperatuur in een stofvrije droge omgeving.
    4. Voeg 30 mL H2O het bekerglas werd aan de coverslips met water volledig te dekken na 1 uur.
    5. Voorzichtig schudden het bekerglas totdat de coverslips los van elkaar.
    6. Pincet gebruiken voor het verzamelen van de coverslips uit het water en droog ze onder een stroom van stikstofgas.
      Opmerking: De gecoate coverslips kunnen worden opgeslagen in een droge, steriele glas petrischaal met deksel voor een paar dagen.
  5. Voorbereiding van monster voor imaging
    1. Breng de interne gecoate coverslips in een 35 mm schotel voor de cultuur van de cel, met de PLL-PEG-RGD gecoate oppervlak naar boven gericht en voeg toe 2 mL imaging medium bovenop.
    2. ~ 500.000 trypsinized cellen (200-500 µL) die de zelfstandige labeling tags op de respectieve membraaneiwitten aan de 2 mL medium in de cel cultuur schotel met de gecoate dekglaasje aan imaging express toevoegen. Schud zachtjes met de hand om een homogene verdeling van de cellen te verkrijgen een uniform cellaag.
    3. Incubeer bij 37 ° C en 5% CO2 cellen tot 80% confluentie is bereikt.
      Opmerking: Celsteekproeven moeten worden ontpit 3 dagen voorafgaand aan beeldvorming en 1 dag vóór de transfectie. Cellen die stabiel express de proteïne van belang, kunnen worden uitgezaaid 2 dagen vóór de beeldvorming. Later, zijn alleen de cellen die zijn geteeld op het dekglaasje aan beeld.
  6. Etikettering van tagged eiwitten
    Nota: Meest fluorescerende ondergronden moeten worden opgelost in water-vrije DMSO. Wij adviseren om stamoplossingen van 1 µM fluorescerende coating gebruiken wanneer de labeling eindconcentratie 0,2 – 30 nM17 is. Gebruik voor imaging membraaneiwitten binnen cellen, membraan doorlaatbaar fluorescerende ondergronden.
    1. Opwarmen van de beeldvorming middellange tot 37 ° C in een waterbad.
    2. Pipetteer 1 mL van het voorverwarmde imaging medium in een tube 2 mL met deksel. 0,2 – 30 µL van fluorescerende substraten uit 1 µM stamoplossingen ter voorbereiding van de definitieve labeling oplossing toevoegen (eindconcentratie: 0,2 – 30 nM).
    3. Vortex de labeling oplossing voor 10 s.
    4. Vervangen van het medium in de 35 mm cultuur schotel aan de cellen op een dekglaasje aan (zie stap 1.5) door 1 mL van voorbereide labeling oplossing.
    5. Incubeer de cellen in de labeling oplossing bij 37 ° C en 5% CO2 voor 20-30 min.
    6. De cellen met eens 2 mL PBS, daarna met 2 mL imaging gemiddeld twee keer wassen. Ten slotte, Pipetteer 1 mL van de verse imaging middellange tot de cel schotel en zet het monster terug in de incubator bij 37 ° C en 5% CO2 gedurende ten minste 1 uur. Voor imaging, het imaging medium nogmaals uit te wisselen.
      Opmerking: Wanneer u het experiment voor de eerste keer uitvoert, bevestigen juiste targeting van zelf gelabelde proteïnen te organellar membranen door kleuring van de organellen met verkrijgbare organel specifieke kleurstoffen27,28. In dit geval ook kunt substraat voor de zelfstandige labeling enzymen 100 – 200 nM sterke signalen produceren.
  7. Voorbereiding van een monster fluorescerende kraal
    Opmerking: Om de optische drift vast te stellen en aan te passen van de beelden van de verschillende kanalen, Multi-Color fluorescerende kralen (0.1 µm) worden gebruikt. Met de opgenomen beelden, zal een affiene transformatiematrix opgeeft voor de emissie van de twee kanalen worden gegenereerd.
    1. Verdun de oplossing van parels naar 1% met zuivere H2O.
    2. Plaats 5 druppels van het bereide oplossing met de kralen van de fluorescentie op vijf verschillende posities op een gereinigde dekglaasje aan (zie stap 1.3).
    3. Laat het monster van de fluorescerende kraal drogen op een schone bankje.
      Opmerking: Het monster kan worden hergebruikt; derhalve dient te omvatten het monster met aluminiumfolie om besmetting te voorkomen en houdt het bij een 4 ° C.

2. microscopie

  1. Experimentele opstelling
    Opmerking: Een fundamentele microscopie systeem voor dual-kleur enkel molecuul imaging is gebaseerd op een omgekeerde Microscoop: het is uitgerust met twee lasers gekoppeld via een multi-mode-optische polarisatie handhaving van monomode vezel in een één totale interne reflectie (TIR) condensor, een olie-immersie doel ontworpen voor TIRF, een polyband emissie filters, een afbeelding splitter en een zeer gevoelige camera (Figuur 1). Een TIR-condensor is nodig dat voorziet in continue afstemming van het incident hoek om te schakelen tussen de epi-, zeer geneigd en gelaagd optische blad (zeer geneigd dunne verlichting (HILO)29), en de TIRF excitatie modus met geoptimaliseerd indringingsdiepte. Afbeeldingen zijn verworven met een zeer gevoelige gekoelde detector systeem, bijvoorbeeld een rug-verlicht elektron te vermenigvuldigen belast gekoppelde apparaat (EMCCD) camera (quantum efficiency QE > 90%) of een sCMOS camera (QE > 80 – 90%).
    1. Bepaal de optische drift door imaging fluorescerende kralen (zie stap 2.2) onder dezelfde voorwaarden als degenen die later zal worden gebruikt voor het experiment, bijvoorbeeldwanneer 10.000 frames worden opgenomen in het experiment, opnemen ook 10.000 frames met het monster van de kraal. Voor de bepaling van de optische drift, vergelijken de positie van de parels in het eerste frame en het laatste verworven frame (figuur 1B). Indien nodig, later corrigeren de afbeelding serie voor optische drift30 en/of drift stabiele omgevingen gebruiken.
    2. Rusten de filter kubus met de juiste dichroïde balk splitter, bijvoorbeeldvoor Oranje en rode fluorescentie plus de voldoende emissie filters voor Oranje fluorescentie en rode fluorescentie. De afbeelding splitter voorzien van de geschikte filters. Controleer het mogelijk lekken van signalen van één kanaal naar het andere kanaal door de opname van één kleur monsters in beide kanalen (Figuur 1 c).

Figure 1
Figuur 1 : Optische lay-out voor Multi-Color bijhouden en localisatie microscopie (TALM) met oranje en rode vervuilers. (A) Inverted Microscoop setup met ten minste twee excitatie lasers, een TIRF condensor, een geschikte doelstelling van TIRF, een beeld-splitter en een gevoelige camera. Inzet: om te prikkelen organellen binnen cellen, de hoek van de invallende lichtbundel moet instellen kleiner dan de kritische hoek voor TIRF tot zeer geneigd en gelamineerd optische blad verlichting (HILO). DC1: Dichroïde spiegel 1; DC2: Dichroïde spiegel 2. EF: emissie filter. (B) Test op optische drift door imaging posities van een fluorescerende kraal voor 10.000 frames met de dezelfde framesnelheid vanaf de volgende experimenten (hier: 15 Hz). Aangesloten standpunten van de eerste 500 frames en de laatste 500 frames tonen de drift. Ook, een samengevoegde beeld met de positie van het eerste en het laatste frame in rode en blauwe tonen een minimale drift. De drift is dat de afstand tussen het centrum van de signalen gedeeld door de totale opnametijd, hier 125 pm/s. (C) controle van de duidelijke scheiding van signalen, hier TMR en SiR. Voor beide kanalen, zijn cumulatieve som beelden van 3.000 frames (TMR in kanaal 1) en SiR in Channel 2 gegenereerd. SiRHTL was gehecht aan Tom20-HaloTag en TMRHTL te OxPhos complexe V-HaloTag. Kleuren zijn valse kleuren. Schaal bars = 100 nm (B) en 1 µm (C). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

  1. Fysieke uitlijning van afbeelding splitter gegenereerde afbeeldingen
    Opmerking: Voor de montage van het model voorbereid op een dekglaasje aan, kan de houder van een zelfgemaakte monster worden gebruikt (figuur 2A). Voorkom stof, etc. vallen voor het monster, plaats het deksel van de schotel cultuur losjes op de top van de zaal, als gemonteerd. Dezelfde steekproef-houder kan worden gebruikt voor het monteren van het dekglaasje aan met fluorescerende kralen of cellen; wanneer cellen zijn beeld, voeg toe 0,5 – 0,8 milliliters imaging medium. De afbeelding splitter splitst het beeld in twee of meer spectraal gescheiden kanalen en projecteert ze side-by-side op dezelfde camera. Dit proces potentieel introduceert systematische verstoringen tussen de kanalen te wijten aan verschillende optische paden doorkruist en directe colocalization analyse wordt belemmerd. Daarom eerst uitvoeren fysieke uitlijning en ten tweede, na correctie van de aanpassing aan een transformatiematrix opgeeft. Voor beide processen uitlijning, moeten fluorescerende kralen homogeen verspreid worden in het gezichtsveld.
    1. Monteren van het voorbereide monster met de fluorescerende kralen, in de monsterhouder tussen de polytetrafluorethyleen (PTFE)-ring en de rode rubberring (figuur 2A).
    2. Start de Microscoop alle hardwareonderdelen en alle software die nodig is voor microscopie.
    3. De doelstelling en de onderkant van het dekglaasje aan schoon met een pluisvrije weefsel doekje dat bevochtigd met isopropanol. Vervolgens droog beide onderdelen met een verse pluisvrije weefsel. Plaats een droplet immersie-olie op de leerling van het objectief.
    4. Plaats de monsterhouder met de kraal monster op het podium van de Microscoop zodat de onderkant van het dekglaasje aan contact op met de olie. Focus op kralen met behulp van transmissie licht of een laser lijn.
    5. Aanpassen van de kracht van de twee excitatie lasers om soortgelijke signaalsterkte in de twee kanalen van de fluorescentie. Zoekt u een gebied met vele verschillende TL signalen.
    6. Genereer een samengevoegde weergave van de TL-zenders met behulp van de software van de controle van de camera. Vervolgens wees de schroeven op de splitter afbeelding handmatig de interne spiegels van de afbeelding splitter te bereiken de beste overlay van de signalen van de twee fluorescerende kanalen (figuur 2B).
      Opmerking: aandacht! Het dynamisch bereik van de camera niet overschrijden.
  2. Uitlijning van spectraal gescheiden kanalen door software uitvoeren van ruimtelijke transformatie
    Opmerking: Het volgende deel toont de na correctie uitlijning en lokalisatie procedure met onze software-plugin (beschikbaar op aanvraag).
    1. Start de TIRF Microscoop software beheren en wilt weergeven van de afzonderlijke kanalen in de modus van de live gegevensstroom. Neem een momentopname afbeelding spannende fluorescentie in alle kanalen (figuur 2C).
    2. Deze momentopname afbeelding gebruiken voor de productie van de transformatiematrix opgeeft (Zie Figuur 2).
      Opmerking: De transformatiematrix opgeeft wordt gebruikt voor een ruimtelijke transformatie, meestal een affiene degene, die voor vertaling (divergentie van signalen vanuit één punt bron tussen twee kanalen corrigeert).
    3. Start de software analyse plugin (op verzoek van onze lab kan worden verkregen, Zie figuur 2C).
    4. De beelden van de eerder opgenomen dubbele kleur (zie stap 2.2) van fluorescerende kralen in de software laden. De gebruikte richting van de fluorescerende kanalen kiezen.  Klik op 'ja' wanneer wordt gevraagd voor 'afbeeldingen kalibreren' en selecteer de eerder genomen momentopname.
    5. Open de "UNIT MANAGER" als u wilt definiëren eenheid conversiefactoren (pixelgrootte, framerate, foton conversiefactor).
    6. Open de "LOCALIZATION MANAGER". Bepalen van dat het punt verspreiden functie (PSF) eerst. Druk op de knop: "PSF radius". In de "PSF Estimator"-venster dat wordt geopend, definiëren de numerieke diafragma en de maximale emissie. Start "raming PSF straal" door te klikken. Accepteer de verkregen experimentele PSF definiëren het vak evaluatie, aantal deflatie loops en hoeveel kernen van de computer worden gebruikt voor de berekening. Druk op "lokaliseren" om te beginnen met de verdeling van de intensiteit van de enkele deeltjes montage door een 2D symmetrische Gauss functie (figuur 2C).
    7. "Accept" de verkregen experimentele PSF definiëren het vak evaluatie, aantal deflatie loops en hoeveel kernen van de computer worden gebruikt voor de berekening. Druk op "lokaliseren" om te beginnen met de verdeling van de intensiteit van de enkele deeltjes montage door een 2D symmetrische Gauss functie (figuur 2C).
    8. Open de "kalibratie-MANAGER". In de gerenderde samengevoegde afbeelding van de twee kanalen, worden de originele signalen en de gelokaliseerde centra weergegeven. Kies de "affiene" modus. Handmatig verbinding de overeenkomstige paren van gelokaliseerde centra in de twee kanalen die zijn afkomstig uit de dezelfde fluorescerende kraal door het tekenen van de lijn van een verbinding.
    9. Sluit de overeenkomstige signalen verdeeld over het gezichtsveld. Druk hierna op "accepteren". Sla de kalibratie.
      Opmerking: De ruimtelijke transformatie is bemonsterd op elke fluorescerende kraal en geïnterpoleerd tussen. De uitgepakte transformatie functie vertegenwoordigt een verplaatsing veld Δr(x,y) dat wordt gebruikt voor de taalversies van de experimentele dual-kleur enkel molecuul vervolgens corrigeren zodat zij binnen hun localisatie precisie overlay. De ruimtelijke transformatiematrix opgeeft is meestal een affiene die voor vertaling, schaal en rotatie tussen kanalen met nanometer nauwkeurigheid corrigeert, en het kan worden afgeleid uit deze handmatige ééntoewijzing (figuur 2C).

Figure 2
Figuur 2 : Workflow voor dubbele kleur uitlijning. (A) het dekglaasje aan met de fluorescerende kralen is gemonteerd in een monsterhouder tussen een PTFE en een rubberring. Vervolgens worden de bovenste en onderste deel van de kamer samen vastgeschroefd. (B) fysieke uitlijning van de kanaal-weergaven die worden gegenereerd door de afbeelding splitter. Fluorescerende signalen van kralen (0.1 µm) opgenomen in twee kanalen (groen en rood, valse kleuren) worden samengevoegd. De bijbehorende schroeven op de optische splitter zijn handmatig ingeschakeld totdat de beste overlay van de verschillende signalen wordt bereikt (gele kleur, lagere paneel). (C) generatie van een transformatiematrix opgeeft voor post-processive kanaal uitlijning. Voor precieze lokalisatie van een deeltje is het noodzakelijk om te bepalen van dat het punt verspreiden functie (PSF) in afhankelijkheid van de golflengte van de emissie en de numerieke diafragma van de doelstelling. Het midden van een PSF kan worden bepaald door haar intensiteit profiel geanalyseerd door een symmetrische tweedimensionale Gaussiaan passen. De resulterende lokalisatie van de piek van het signaal wordt vervolgens geprojecteerd op de oorspronkelijke, wazig signalen. In een samengevoegde afbeelding, de gelokaliseerde centra van de signalen van de twee kanalen voor het genereren van een transformatiematrix die later wordt gebruikt voor de post-processive aanpassing van de experimentele gegevens verbonden. Schaal bars = 1 µm (B, C). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

  1. Enkel molecuul beeldvorming van mitochondriale membraaneiwitten
    Opmerking: Alle experimenten worden uitgevoerd bij kamertemperatuur. T-cellen of niet-aanhanger cellen moeten worden geïmmobiliseerd in agarose vóór31imaging.
    1. Monteren van het model met aanhangend cellen op het dekglaasje aan tussen de rubber- en PTFE ringen (figuur 3A). De kamer vullen met 0,5 – 0,8 mL imaging medium.
    2. Herhaal stappen 2.2.2–2.2.5.
    3. Aanpassen van de verlichting hoek TIRF Microscoop controle software voor het maken van een incident hoek die kleiner is dan de kritische hoek voor TIR-modus om te wekken van het specifieke gebied van belang via een HILO blad32 (HILO modus, figuur 1A).
      Let op: Vermijd direct oogcontact met de laserstraal!
    4. De EM-winst en kiest u een belichtingstijd geschikt voor het experiment dat voldoende fotonen per frame verzamelt.
    5. Stel de macht van de laser te bereiken van een hoog signaal ruisverhouding (S/N) (figuur 3B), aangezien de lokalisatie precisie direct correspondeert met S/N33 (Figuur 3 c).
    6. Zoek een gebied in de periferie van de cel met de niet-overlappende, langwerpige mitochondriën en enkel molecuul signalen (figuur 3D; Aanvullende Video 1). Als geen enkel molecuul signalen zichtbaar zijn, wachten tot het bleken van resultaten in de weergave van één molecuul signalen (3E figuur).
    7. Record tot het aantal signalen is te laag voor redelijke voortzetting (meestal 1.000 – 10.000 beelden afhankelijk van het bleken gedrag van de fluorescente kleurstof, figuur 3F).
    8. Start de beeldvorming verwerking software en controleren op mitochondriale structuren door het genereren van een afbeelding van de cumulatieve gesmolten som van ten minste 1.000 opgenomen frames (Figuur 3 g).
      Opmerking: De snelste mogelijke framesnelheid wordt bepaald door de uitlezing gebied. Het gezichtsveld voor één kanaal wordt verminderd met een dual-kleurenafbeelding splitter (512 x 512 pixels) 256 x 512 pixels en een Quad-color naar 256 x 256 pixels. Voor het gebruik van een afbeelding-splitter voor twee kleuren, is dit dus 30 Hz. Stel de overdrachtsmodus frame om de laagste mogelijke uitlezing tijd.
    9. Start software analyse plugin en belasting onbewerkte gegevens. Selecteer het kanaal oriëntatie en laden afbeeldingen. Gebruik de transformatiematrix opgeeft vanaf stap 2.3.9 gevraagd voor "Afbeeldingen kalibreren". Kanalen worden afzonderlijk weergegeven.
    10. Open de "UNIT MANAGER" als voorheen als u wilt definiëren eenheid omrekeningsfactoren voor elk kanaal. Open de "LOCALIZATION MANAGER" voor elk kanaal. Definiëren van het vak evaluatie, aantal deflatie lussen, voeg vervolgens de theoretische PSF de voorwaarden gebruikt en instellen hoeveel kernen van de computer worden gebruikt voor de berekening. Druk tot slot op "lokaliseren" om gelokaliseerde enkele deeltjes (Figuur 3 H; Aanvullende Video 2).
    11. Opmerking dat het programma genereert ten slotte een afbeelding van de cumulatieve super-resolution toont gelokaliseerde alle deeltjes (figuur 3I).
    12. Analyse, bijvoorbeelddoor open bronsoftware of onze software beschikbaar op aanvraag.
    13. De afzonderlijke moleculen in beide gelokaliseerde kanalen, bijvoorbeeldmet de doelsoort zijn meerdere tracer10 bijhouden
      Opmerking: Stap 2.4.13 moet (experimenteel) voorkennis over de diffusibility van de eiwitten van belang zijn voor de randvoorwaarden juist ingesteld. Meestal vinden van de juiste randvoorwaarden is een iteratief proces.

Figure 3
Figuur 3 : Stappen tijdens één molecuul lokalisatie microscopie. (A) A dekglaasje aan met het monster is gemonteerd tussen het bovenste en onderste deel (grijs) van de zelfgemaakte monsterhouder (ontworpen door J. Bereiter-Hahn). Een rubberring (rood) en een PTFE-ring (wit) zegel het systeem van boven en onder het dekglaasje aan, wanneer de monsterhouder onderdelen bout samen zijn. (B) signaal / ruisverhouding van de TMR-signaal. (C) berekend lokalisatie precisie histogram voor alle gelokaliseerde deeltjes. (D) de keuze van een redelijke regio voor imaging, hier, de rand van de cel met duidelijk gescheiden mitochondriën. (E) opname en beeldverwerking: één frame met verschillende enkel molecuul signalen wordt weergegeven (hier, afzonderlijke moleculen van CV-HaloTag/TMRHTL waren opgenomen). (F) intensiteit van TMR over de opnametijd. (G) cumulatieve som beeld van 3.000 frames, niet verwerkt. (H) deeltjes van CV-HaloTag/TMRHTL gelokaliseerd met een 2D Gauss functie van één frame. (ik) cumulatief, som afbeelding toont alle gelokaliseerde CV-HaloTag/TMRHTL deeltjes van 3.000 frames gerenderd. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Multi kleur beeldvorming en colocalization analyse kan helpen om te bepalen van de sub-organellar lokalisatie van eiwitten. We toonden dit eerder met de cytosolische fosfatase en Tenzin homologe, PINK1, die verschillende sub-mitochondriale locaties als gevolg van de verwerking ervan door mitochondriale proteasen17 heeft. PINK1 is een belangrijke factor die mitochondrial functionaliteit34,35te garanderen. Om dat de lokalisatie van PINK1 in verschillende mitochondriale compartimenten in de loop van de verwerking (figuur 4A), Super Multi kleurenresolutie microscopie met levende cellen werd uitgevoerd. PINK1 was dus genetisch gesmolten tot een zelfstandige labeling tag (HaloTag). Om te bepalen zijn localisatie ten opzichte van de andere eiwitten in functionele en disfunctionele mitochondriën, werd Tom20, als onderdeel van het translocase van de mitochondriale buitenmembraan (TOM)36, gecodeerd met een andere zelfstandige labeling tag (module-tag). Tijdreeksen met ten minste 1.000 frames (96 frames per s) werden geregistreerd. Het cumulatieve beeld van alle signalen in de tijd van één kanaal toonde dat PINK1 werd gelokaliseerd in het cytosol en in de mitochondriën (figuur 4B, linkerpaneel) onder normale omstandigheden, terwijl het aan de buitenmembraan van depolarized mitochondriën (werd behouden behandeling met 10 µM van het uncoupler carbonyl cyanide m-chlorofenyl hydrazine, CCCP, voor 20 min). De overeenkomstige traject kaarten tonen ook dit verschil in de spatio-temporele organisatie. Zoals de opgeteld beelden van gelokaliseerde deeltjes onthullen, PINK1 wordt gedistribueerd voornamelijk binnen gepolariseerde mitochondriën (figuur 4C, links van de bovenste deelvenster), terwijl Tom20 is gelokaliseerd in de buitenste mitochondriale membraan (OM) (figuur 4C, lagere paneel links). Dit wordt nog duidelijker in de samengevoegde afbeelding van gelokaliseerde Tom20 en PINK1 deeltjes, waar de verdeling van het buitenste membraan eiwit Tom20 veel breder (figuur 4C, rechter paneel is).

Figure 4
Figuur 4 : Dual color super resolutie microscopie tonen de subcompartmental lokalisatie van PINK1 in de mitochondriën. (A) veronderstelde PINK1 pendelen en te verwerken in de mitochondriën. (B) lokalisatie en traject kaarten van PINK1 onder normale omstandigheden en in depolarized mitochondriën. (C) Dual-kleuren Super resolutie lokalisatie microscopie te onthullen van mitochondriale lokalisatie van PINK1 met betrekking tot Tom20. Beeld van de reeks 1000 kaders opgenomen met een framesnelheid van 96 frames per s. linker bovenste paneel: kaart van de lokalisatie van PINK1 (aangeduid via HaloTag met TMRHTL). Linker onderste paneel: kaart van de lokalisatie van Tom20 (aangeduid via module-Tag met SiRBG). Rechter paneel: samenvoegen cumulatieve som beeld van PINK1-TMR (rood) en de taalversies van de Tom20-SiR (blauw). (D) dezelfde gegevens plus lokalisaties van respiratoire complex ik (CI, groen) in het binnenste van de mitochondriale membraan. CI was gesmolten tot paGFP (CI-paGFP). Rechts: Bedoel cross sectie profiel van de Tom20 (blauw), PINK1 (rood) en CI (groen) fluorescentie in de gemarkeerde regio van de samengevoegde afbeelding. De gemiddelde dwarsdoorsnede profielen werden verkregen door gemiddeld maximaal 30 parallelle georiënteerde grensoverschrijdende lijnen (interval 40 nm). Aangepaste versie overgenomen met toestemming van Beinlich et al. 16, auteursrecht (2015) ACS chemische biologie. Alle kleuren zijn valse kleuren. Schaal bars = 1 µm. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Om te controleren of de lokalisatie van PINK1 binnen de mitochondriën, een derde werd gelokaliseerd in het binnenste van de mitochondriale membraan eiwit ook beeld. Daarom is de 30 kDa subeenheid van respiratoire complex ik (CI) was gesmolten tot photoactivable GFP (paGFP) en opgenomen door FPALM4. De cumulatieve triple kleurenbeeld en de verdeling van de dwarsdoorsnede Toon de overlay van CI (groen) en PINK1 (rood) (Figuur 4 d), bevestiging van de invoer van volledige PINK1. PINK1 heeft een N-terminal mitochondriale targeting sequentie en dus het label werd in het C-terminus van de kinase. Co lokalisatie met CI toont aan dat de volledige lengte PINK1 had ingevoerd. De verdeling van de fluorescentie langs een dwarsdoorsnede toont aan dat een contingent van PINK1 deeltjes blijkbaar ook colocalized met Tom20 in de buitenste mitochondriale membraan. Waarschijnlijk is dit PINK1 die zijn gekoppeld aan Tom20, die is de receptor importeren. Als deze gegevens tonen, zijn verschillende mitochondriale micro-compartimenten bezet door subpopulaties van PINK1. Om deze vraag van sub-mitochondriale lokalisatie door biochemische methoden zou veel moeilijker, aangezien het vereisen zou strenge sub versplintering van de verschillende membranen en een duidelijke scheiding van oplosbare bestanddelen te sluiten kruisbesmetting.

Aanvullende Video 1: beelden van één molecuul opname, 100 frames, CV-HaloTag/TMR HTL. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Aanvullende Video 2: gegevens gelokaliseerd. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Hier, werd een techniek voor het dubbele kleur enkel molecuul lokalisatie van mobiele membraaneiwitten gepresenteerd. Na het protocol, de membraaneiwitten worden gesmolten tot zelf labelen van eiwitten die met de kleurstoffen rhodamine TMR en SiR geconjugeerd met hun respectieve substraten reageren. Rhodamine kleurstoffen zijn helder en photostable en dus zorgen voor de repetitieve imaging1. Voor succesvolle prestaties moeten verschillende voorwaarden en kritische onderwerpen in gedachten worden gehouden.

Ten eerste is het belangrijk om te kiezen van de juiste filters en splitters te scheiden van de signalen van TMR en SiR duidelijk. Verklein achtergrond van buiten de cel en was een precleaning en de coating van het dekglaasje aan met PLL-PEG-RGD nuttig. De uiteindelijke concentratie van de kleurstof-substraat moet worden getest door te overwegen de affiniteit van het zelf labeling enzym voor zijn substraat en de toegankelijkheid van het enzym in de cel. Nano-picomolar concentraties waren voldoende voor eiwitten mitochondriaal17 en stress korrels13. Voor andere organellen moeten de vereiste concentraties worden getest. Als de kleuring te sterk aan het begin van de opname is en geen afzonderlijke moleculen te onderscheiden zijn, is het best te wachten tot bleken heeft verlaagde het bedrag van fluorescente kleurstoffen zodat één deeltjes (SP) kunnen worden onderscheiden. We hebben gevonden dat concentraties van kleurstoffen hoger dan 30 nM voor BG-substraten en 1 nM voor HTL substraten tijdens de kleuring procedure, of langer kleuring keer teneinde het aantal gelabelde moleculen, zijn niet haalbaar. Voor elk experiment, de intensiteit van de excitatie-laser moet worden aangepast, omdat de subcellular locatie van de kleurstof de fluorescentie gedrag (quantumrendement, bleken, knipperen)5 als gevolg van de verschillende omgevingsfactoren als pH beïnvloedt en redox staat3. Verder moet worden vermeld dat de achtergrond is hoger in de dual-kleur experimenten in vergelijking met één kleur imaging. Dit beïnvloedt de nauwkeurigheid van lokalisatie. Daarom is het cruciaal voor het optimaliseren van de kracht van de laser te goed signaal-ruisverhouding (S/N) ratio's maar lage photobleaching tarieven te bereiken. Typische laser macht dichtheden in HILO microscopie zijn in het bereik van 25 ± 8 kW/cm2. Voor fijnafstemming van excitatie macht, kunnen verschillende sets van neutrale-opaciteitsfilters worden gebruikt als laserdioden gemoduleerd niet rechtstreeks en niet via een akoestisch-optische modulator gemoduleerd. Het is aanbevolen om het gebruik van speciale 2 mm dikke spiegels voor TIRF om verstoringen van de lichtbundel. Vooral onder de TIR en HILO omstandigheden is zeer efficiënt blokkeren van excitatie licht nodig. Voor één molecuul imaging en localisatie met subpixel nauwkeurigheid is een goede ruimtelijke bemonsteringsfrequentie (Nyquist-Shannon bemonsteringstheorema) vereist. Dit moet twee keer zo hoog als de maximale ruimtelijke frequentie gedefinieerd door de maximumlengte van de resolutie van de imaging systeem37. Met behulp van een olie-immersie objectief met een hoge numerieke diafragma (nb > 1.4), de resolutie, d = λ / (2 × NA), is doorgaans op 200-250 nm voor Oranje in far-red kleurstoffen. Dus, gezien de omvang van de fysieke pixel van de detector, de vergroting van de beeldvorming optiek moet leiden tot een afbeelding pixelgrootte van ongeveer 100 nm. De pixelgrootte is voor een EMCCD camera met een pixelgrootte van 16 x 16 µm2 in combinatie met een 150 X doelstelling, 106,7 nm en dus voldoende.

In het algemeen, wordt voorgesteld om gebruik stabiele transfected cellen want die heeft het voordeel dat een constante hoeveelheid gelabeld eiwitten wordt uitgedrukt in de meeste van de cellen24. Voor dual-kleur lokalisatie en bijhouden van experimenten, zou dit echter een dubbele transfectie en dubbele selectie met verschillende antibiotica. Daarom is het vaak haalbaar om Transient transfect een reeds stabiele cellijn met een tweede plasmide codering de extra gelabeld proteïne van belang.

Voor mitochondria is beweging en versnippering een kritieke kwestie. Gefragmenteerd of verplaatsen van organellen moet niet worden geregistreerd of geanalyseerd. Beweging kan worden gecontroleerd door overlay weergegeven beelden van gelokaliseerde moleculen vanaf het begin en het einde van het experiment, met twee verschillende (valse) kleuren. Een homogene verdeling van de signalen van de organellen in de overlay geeft aan dat de organellen niet hebben verplaatst. In het algemeen, kamertemperatuur vermindert het verkeer van mobiele verbindingen en structuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

De auteurs bedank de biofysica groep en Jacob Piehler op de Universiteit Osnabrück voor continue ondersteuning, Wlodizlaus Kohl voor technische bijstand en voorbereiding van materiaal en het bestuur van de CellNanOs voor het verstrekken van microscopen voor gebruik. Het project werd gefinancierd door het SFB 944.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
(2-(4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazinyl)-ethanesulfonic acid, 1 M) (HEPES) Biochrom #1104E
DC1: Dichroid beam splitter  Chroma 640 dcxr NC506031
DC2: Polychroic Mirror, beamsplitter Chroma zt405/488/561/640rpc discontinued
Dulbecco´s Phosphate-Buffered Saline (PBS) 1x (w/o Ca & Mg) Sigma-Aldrich & Co. #RNBF8311
Earle´s MEM without phenol red, without L-Glutamine and without NaHCO3 containing 1% FBS, 0.1% HEPES, 0.1% NEAA, 0.1% Alanyl-L-Glutamine and 34.78% sodium hydrogen carbonate (NaHCO3 0.75g/l) Imaging medium
Earle´s minimum essential medium (MEM) with phenol red, containing 1% Fetal Bovine Serum Superior (FBS), 0.1% HEPES (2-(4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazinyl)-ethanesulfonic acid, 1 M), and 0.1% non-essential amino acids (NEAA) Growth medium
EF: Emission filter quadbandpass AHF analysentechnik F72-866 Brightline HC 446 nm/523 nm/600 nm/677 nm
EMCCD camera Andor Andor iXON 897 EMCCD camera
Emission filter QuadView filter cubes, orange AHF analysentechnik F39-637 bandpass 582 - 619 nm
Emission filter QuadView filter cubes, red Chroma bandpass 655 - 725 nm (HQ 690/70)
FBS (Fetal bovine serum) superior Biochrom S0615
Fluorescent beads: TetraSpeck™ Microspheres, 0.1 µm, fluorescent blue/green/orange/dark red Thermo Fisher Scientific T7279 fluorescent microspheres
Glutamine Biochrom #0951C
HeLa cells  DSMZ ACC-57 Cervical carcinoma cells from patient Henrietta Lacks
Hela cells CI::paGFP, stable Muster et al., PLOSOne 2010
Hela cells CV g::Halo7-Tag, stable Appelhans et al., NanoLett 2012
Hela cells Tom20::Halo7-Tag, stable Appelhans et al., NanoLett 2012
Image splitter Photometrics Dual-View QV2 image splitter emission
Imaging processing software  ImageJ2 / Fiji freeware
Immersion Oil - ImmersolTM 518 F (ne = 1.518, ve = 45) Carl Zeiss Jena GmbH 444960-0000-000
Inverted epifluorescence microscope Olympus IX-71/73/83
Laser 561 nm, 200 mW CrystaLaser CL-561-200 561 nm emission
Laser 642 nm, 140 mW Omicron Luxx-642-140 642 nm emission
MATLAB MathWorks version R2013a
MEM with Earle's Balanced Salt Solution 2.2 g/L NaHCO3, stable glutamine w/o PR Biochrom FG-0385
MEM with Earle's Balanced Salt Solution with 2.2 g/L NaHCO3, stable glutamine, Phenolred Biochrom FG-0325
MitoTracker® Deep Red FM Thermo Fisher Scientific M22426 dye
MitoTracker® Green FM Thermo Fisher Scientific M7514 dye
Multi-mode-optical polarization maintaining monomode fiber Pointsource/Qioptiq KineFLEX
NHS-PEG-MAL, Rapp Polymer  Rapp Polymere GmbH Tübingen coverslip coating
non-essential amino acids (NEAA) Biochrom #0802E
PEG 800 (Polyethylene glycol) 10 % Carl Roth GmbH Art No. 0263.1 coverslip coating
Penicillin/Streptomycin Biochrom #0122E
Plasmid for PINK1-Halo7-Tag expression Beinlich et al., ACS Chemical Biology 2015
Poly-L-lysine (1.2 mg/ml) Sigma-Aldrich & Co. Cat. No.P9155 coverslip coating
RGD Peptide (Ac-CGRGDS-COOH) Coring System Diagnostix GmbH, Gernsheim coverslip coating / Intergrin receptor motif
Silicon Rhodamine linked to HaloTag®-Ligand (SiRHTL)  personal gift from Kai Johnson dye
Software analysis plugin self-written C. P. Richter, Biophysik Osnabrück SLIMFAST 16g
Tetramethylrhodamine / SNAP-Cell® TMR-Star linked to SNAP-Ligand (TMRstar)  New England Biolab® S9105S dye
Tetramethylrhodamine linked to HaloTag®-Ligand (TMRHTL)  Promega G8251 dye
TIRF condensor Olympus Cell^TIRF MITICO System TIRF condensor
TIRF microscope controlling software Olympus cellSens 1.12
TIRF objective Olympus 150x oil objective (N.A. 1.45; Olympus UAPO)
Trypsin/EDTA 10x Biochrom #0266
Water H2O 99,5 % Rotipuran® Low organic  Carl Roth GmbH Art. No. HN57.1

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Appelhans, T., Richter, C., Wilkens, V., Hess, S., Piehler, J., Busch, K. Nanoscale organization of mitochondrial microcompartments revealed by combining tracking and localization microscopy. Nano Letters. 12, (2), 610-616 (2012).
  2. Appelhans, T., Busch, K. Single Molecule Tracking and Localization of Mitochondrial Protein Complexes in Live Cells. Methods Mol Biol. 1567, 273-291 (2017).
  3. Rust, M. J., Bates, M., Zhuang, X. Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (STORM). Nat Methods. 3, (10), 793-795 (2006).
  4. Gould, T. J., Verkhusha, V. V., Hess, S. T. Imaging biological structures with fluorescence photoactivation localization microscopy. Nat Protoc. 4, (3), 291-308 (2009).
  5. Pennacchietti, F., Gould, T. J., Hess, S. T. The Role of Probe Photophysics in Localization-Based Superresolution Microscopy. Biophys J. 113, (9), 2037-2054 (2017).
  6. Wegel, E., Göhler, A., Lagerholm, B. C., Wainman, A. Imaging cellular structures in super-resolution with SIM, STED and Localisation Microscopy: A practical comparison. Scientific reports. Available from: https://www.nature.com/articles/srep27290?WT.feed_name=subjects_physical-sciences (2016).
  7. Pellett, P., et al. Two-color STED microscopy in living cells. Biomedical Optics Express. 2, (8), (2011).
  8. Ishigaki, M., et al. STED super-resolution imaging of mitochondria labeled with TMRM in living cells. Mitochondrion. 28, 79 (2016).
  9. Liss, V., Barlag, B., Nietschke, M., Hensel, M. Self-labelling enzymes as universal tags for fluorescence microscopy, super-resolution microscopy and electron microscopy. Scientific Reports. 5, 17740 (2015).
  10. Sergé, A., Bertaux, N., Rigneault, H., Marguet, D. Dynamic multiple-target tracing to probe spatiotemporal cartography of cell membranes. Nat Methods. 5, (8), (2008).
  11. Appelhans, T., Busch, K. B. Dynamic imaging of mitochondrial membrane proteins in specific sub-organelle membrane locations. Biophysical reviews. 9, (4), 345-352 (2017).
  12. Wilmes, S., et al. Triple-color super-resolution imaging of live cells: resolving submicroscopic receptor organization in the plasma membrane. Angewandte Chemie. 51, (20), 4868-4871 (2012).
  13. Niewidok, B., et al. Single-molecule imaging reveals dynamic biphasic partition of RNA-binding proteins in stress granules. J Cell Biol. (2018).
  14. Wurm, C. A., Jakobs, S. Differential protein distributions define two sub-compartments of the mitochondrial inner membrane in yeast. FEBS Lett. 580, (24), 5628-5634 (2006).
  15. Schmidt, R., Wurm, C. A., Punge, A., Egner, A., Jakobs, S., Hell, S. W. Mitochondrial cristae revealed with focused light. Nano Lett. 9, (6), 2508-2510 (2009).
  16. Kukat, C., Wurm, C. A., Spahr, H., Falkenberg, M., Larsson, N. G., Jakobs, S. Super-resolution microscopy reveals that mammalian mitochondrial nucleoids have a uniform size and frequently contain a single copy of mtDNA. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108, (33), 13534-13539 (2011).
  17. Beinlich, F., Drees, C., Piehler, J., Busch, K. Shuttling of PINK1 between Mitochondrial Microcompartments Resolved by Triple-Color Superresolution Microscopy. ACS chemical biology. 10, (9), 1970-1976 (2015).
  18. Shim, S., et al. Super-resolution fluorescence imaging of organelles in live cells with photoswitchable membrane probes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109, (35), 13978-13983 (2012).
  19. Sbalzarini, I., Mezzacasa, A., Helenius, A., Koumoutsakos, P. Effects of Organelle Shape on Fluorescence Recovery after Photobleaching. Biophysical Journal. 89, (3), 1482-1492 (2005).
  20. Reits, E., Neefjes, J. From fixed to FRAP: measuring protein mobility and activity in living cells. Nature Cell Biology. 3, (6), E145-E147 (2001).
  21. Goehring, N., Chowdhury, D., Hyman, A., Grill, S. FRAP Analysis of Membrane-Associated Proteins: Lateral Diffusion and Membrane-Cytoplasmic Exchange. Biophysical Journal. 99, (8), 2443-2452 (2010).
  22. Bacia, K., Haustein, E., Schwille, P. Fluorescence correlation spectroscopy: principles and applications. Cold Spring Harbor protocols. 2014, (7), 709-725 (2014).
  23. Sukhorukov, V., Dikov, D., Busch, K., Strecker, V., Wittig, I., Bereiter-Hahn, J. Determination of protein mobility in mitochondrial membranes of living cells. Biochimica et biophysica acta. 1798, (11), 2022-2032 (2010).
  24. Kim, T. K., Eberwine, J. H. Mammalian cell transfection: the present and the future. Anal Bioanal Chem. 397, (8), 3173-3178 (2010).
  25. Graham, F. L., van der Eb, A. J. A new technique for the assay of infectivity of human adenovirus 5 DNA. Virology. 52, (2), 456-467 (1973).
  26. Wedeking, T., et al. Spatiotemporally Controlled Reorganization of Signaling Complexes in the Plasma Membrane of Living Cells. Small. 11, (44), 5912-5918 (2015).
  27. Mironov, S. L., Ivannikov, M. V., Johansson, M. [Ca2+]i signaling between mitochondria and endoplasmic reticulum in neurons is regulated by microtubules. From mitochondrial permeability transition pore to Ca2+-induced Ca2+ release. J Biol Chem. 280, (1), 715-721 (2005).
  28. Poot, M., et al. Analysis of mitochondrial morphology and function with novel fixable fluorescent stains. J Histochem Cytochem. 44, (12), 1363-1372 (1996).
  29. Tokunaga, M., Imamoto, N., Sakata-Sogawa, K. Highly inclined thin illumination enables clear single-molecule imaging in cells (vol 5, pg 159). Nature Methods. 5, (5), 455 (2008).
  30. Elmokadem, A., Yu, J. Optimal Drift Correction for Superresolution Localization Microscopy with Bayesian Inference. Biophys J. 109, (9), 1772-1780 (2015).
  31. Barlag, B., et al. Single molecule super-resolution imaging of proteins in living Salmonella enterica using self-labelling enzymes. Sci Rep. 6, 31601 (2016).
  32. Tokunaga, M., Imamoto, N., Sakata-Sogawa, K. Highly inclined thin illumination enables clear single-molecule imaging in cells. Nature Methods. 5, (2), 159-161 (2008).
  33. Mortensen, K. I., Churchman, L. S., Spudich, J. A., Flyvbjerg, H. Optimized localization analysis for single-molecule tracking and super-resolution microscopy. Nat Methods. 7, (5), 377-381 (2010).
  34. Jin, S., Youle, R. J. PINK1- and Parkin-Mediated Mitophagy at a Glance. Journal of Cell Science. 125, 795-799 (2013).
  35. Yamano, K., Youle, R. J. PINK1 is degraded through the N-end rule pathway. Autophagy. 9, (11), 1758-1758 (2013).
  36. Wiedemann, N., et al. Machinery for protein sorting and assembly in the mitochondrial outer membrane. Nature. 424, (6948), 565-571 (2003).
  37. Thompson, R., Larson, D., Webb, W. Precise Nanometer Localization Analysis for Individual Fluorescent Probes. Biophysical Journal. 82, (5), 2775-2783 (2002).
Multi-Color lokalisatie microscopie van één membraaneiwitten in organellen van de cellen van levende zoogdieren
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Appelhans, T., Beinlich, F. R. M., Richter, C. P., Kurre, R., Busch, K. B. Multi-color Localization Microscopy of Single Membrane Proteins in Organelles of Live Mammalian Cells. J. Vis. Exp. (136), e57690, doi:10.3791/57690 (2018).More

Appelhans, T., Beinlich, F. R. M., Richter, C. P., Kurre, R., Busch, K. B. Multi-color Localization Microscopy of Single Membrane Proteins in Organelles of Live Mammalian Cells. J. Vis. Exp. (136), e57690, doi:10.3791/57690 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter