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Environment

Échantillonnage, tri et caractériser les microplastiques dans les milieux aquatiques avec les charges de sédiments en suspension haute et les gros débris flottant

doi: 10.3791/57969 Published: July 28, 2018

Summary

La plupart des recherches microplastic à ce jour s’est produite dans les systèmes marins, où les niveaux de solides suspendus sont relativement faibles. Mise au point est maintenant passer à des systèmes d’eau douce, qui peuvent comporter des charges élevées de sédiments et débris flottants. Ce protocole traite de recueillir et d’analyser les échantillons microplastic de milieux aquatiques qui contiennent des hautes charges solides suspendues.

Abstract

L’omniprésence des débris en plastique dans l’océan est largement reconnu par les collectivités publiques, scientifiques et des organismes gouvernementaux. Cependant, seulement récemment ne microplastiques dans les systèmes d’eau douce, tels que des rivières et des lacs, ont été quantifiées. Échantillonnage de Microplastic à la surface généralement consiste à déployer des filets maillants dérivants derrière soit un bateau stationnaire ou en mouvement, ce qui limite l’échantillonnage aux environnements ayant de faibles niveaux de sédiments en suspension et des débris flottants ou immergés. Des études antérieures qui employait des filets maillants dérivants pour recueillir les débris microplastic généralement utilisant filets avec ≥300 µm maillage, permettant des débris en plastique (particules et fibres) inférieure à cette taille pour passer à travers le net et échapper de quantification. Le protocole détaillé ici permet : 1) prélèvement dans des environnements à haute suspendu charges et flottantes ou immergées débris et 2) la capture et la quantification des fibres et de particules de microplastic < 300 µm. les échantillons d’eau ont été recueillies selon une pompe péristaltique dans des contenants de polyéthylène basse densité (PE) pour être stockée avant le filtrage et l’analyse en laboratoire. Filtration a été faite avec un dispositif de filtration sur mesure microplastic contenant des joints union détachables qui abritait des tamis de maille en nylon et mélangés de cellulose filtres de membrane d’ester. Tamis de maille et membranes filtrantes ont été examinés avec un stéréomicroscope à quantifier et à séparer les fibres et particules microplastic. Ces matériaux ont été ensuite examiné en utilisant une réflexion totale atténuée micro spectromètre infrarouge à transformée de Fourier (IRTF micro) pour déterminer le type de polymère de microplastic. Récupération a été mesurée par la fortification des échantillons à l’aide de bleu PE particules et fibres de nylon vert ; pourcentage de récupération a été établie à 100 % pour les particules et 92 % pour les fibres. Ce protocole guidera des études similaires sur microplastiques dans les rivières de grande vitesse avec des concentrations élevées de sédiments. Avec des modifications simples à la pompe péristaltique et filtreur, utilisateurs peuvent recueillir et d’analyser les différents volumes d’échantillon et les tailles de particules.

Introduction

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Plastique fut observée dans l’océan, dès les années 19301. Des estimations récentes de la gamme les débris marins en plastique de plus de 243 000 tonnes métriques (TM) de plastique sur la surface des Océans à 12,7 millions de-4,8 MT de plastique entrant dans l’océan de la terre des sources chaque année de2,3. Les premières études sur les débris marins en plastique a été consacrée macroplastics (> 5 mm de diamètre) car ils sont facilement visibles et quantifiables. Toutefois, on a récemment découvert que représentent des macroplastics < 10 % des débris en plastique, en nombre, dans l’océan, ce qui indique que l’écrasante majorité des débris en plastique est microplastic (< 5 mm de diamètre)2.

Microplastiques sont classées en deux groupes : les microplastiques primaires et secondaires. Microplastiques primaires consistant de matière plastique qui est fabriqués dans un diamètre < 5 mm et comprennent nurdles, les boulettes de bruts utilisés pour fabriquer des produits de consommation, microbilles utilisée comme exfoliants en produits de soins personnels (p. ex., lavage de visage, gommage du corps, dentifrice) et de produits abrasifs ou de lubrifiants dans l’industrie. Microplastiques secondaires sont créés au sein de l’environnement comme les débris en plastique est fragmenté par photolyse, à l’abrasion et la décomposition microbienne4,5. Fibres synthétiques sont également microplastiques secondaire et une préoccupation croissante. Un vêtement unique peut libérer > 1 900 fibres / cycle de lavage dans une machine à laver domestique6. Ces microfibres, mais aussi des microbilles de produits d’hygiène personnelle sont lavés dans égouts et dans les égouts, avant d’entrer dans les usines de traitements des eaux usées. Murphy (2016) constaté qu’une usine de traitement des eaux usées desservant une population de 650 000 réduit la concentration de microplastic par 98,4 % des affluents à l’effluent, pourtant microplastiques 65 millions sont restés dans les effluents et des boues chaque jour7. Même avec un pourcentage élevé de microplastiques être supprimés au cours des procédés de traitement, des millions, peut-être des milliards, des microplastiques passent par les usines de traitement des eaux usées par jour et entrer dans les eaux de surface dans les effluents6,8 ,9,10,11.

En raison de leur dissémination dans l’environnement, les microplastiques ont été trouvés dans les tissus digestifs et respiratoires des organismes marins à travers tous les niveaux trophiques12,13,14,15. Leur impact après que absorption est variable, avec quelques études dommage pas d’observation, tandis que d’autres démontrent de nombreux effets tels que les tissus physiques et chimiques des dommages4,6,14,15. En raison de ces découvertes, intérêt dans ce domaine a augmenté au cours des cinq dernières décennies. Toutefois, seulement récemment des études ont commencé à quantifier les débris en plastique, en particulier les microplastiques, dans les systèmes d’eau douce, tels que les rivières et les lacs, ou d’évaluer l’effet sur les organismes de logement dans ces habitats12,16, 17,18. Cours d’eau sont une source importante de débris en plastique trouvé dans l’océan qu’ils reçoivent les effluents d’eaux usées et de ruissellement de l’eau de surface qui contiennent microplastiques et macroplastics.

Le protocole détaillé ici peut être utilisé pour prélever des échantillons de microplastic où les filets dérivants ne sont pas réalisables ; plus précisément, dans les milieux aquatiques avec des concentrations élevées de sédiments en suspension et grandes flottant débris comme le fleuve Mississippi. Le bassin hydrographique du Mississippi est l’un des plus grands du monde et a une population de > 90 millions de personnes, probablement ce qui en fait une des plus importantes sources de débris en plastique à l’océan19,20. Chaque année, le fleuve Mississippi s’acquitte une moyenne de 735 km3 d’eau douce dans le golfe du Mexique, ainsi que de fortes concentrations de sédiments en suspension (~ 60 à > 800 mg/L) et gros débris13,21. Échantillons d’eau ont été prélevés à deux profondeurs (c.-à-d., surface et profondeur de 0,6) à divers endroits le long du fleuve Mississippi et ses affluents dans des contenants de polyéthylène basse densité (PE) 1 L translucide à l’aide d’une pompe péristaltique. En laboratoire, les échantillons ont été filtrés à l’aide de tamis de maille en nylon et mélangés de cellulose ester membranes filtrantes simultanément avec un cylindre de polychlorure de vinyle (PVC) sur mesure 63,5 mm (2,5 po) avec raccords union pour insérer le tamis et filtres22. L’inclusion des syndicats de PVC dans le dispositif de filtration permet de filtration par classes de taille de particules autant ou aussi peu que désiré. En outre, il peut être utilisé pour capturer les débris microplastic bas pour des tailles de sub-micronique utilisant des membranes filtrantes en étudiant des fibres synthétiques. Une fois filtré, les échantillons ont été séchés et plastiques présumés ont été identifiés et triés des tamis de maille et membranes filtrantes sous un stéréomicroscope. Plastiques présumés ont été examinés puis à l’aide de réflexion totale atténuée micro spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (IRTF micro) pour éliminer les matières non synthétique ou déterminer le type de polymère. Compte tenu de la taille de microplastic particules et de fibres, la contamination est monnaie courante. Sources de contamination comprennent les dépôts atmosphériques, vêtements, équipement de terrain et de laboratoire, ainsi que désionisée (DI) sources d’eau. Plusieurs étapes sont inclus dans le protocole visant à réduire la contamination provenant de diverses sources en effectuant toutes les étapes de l’étude.

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Protocol

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1. prélèvement d’échantillons de l’eau

  1. Prélever des échantillons d’eau et qualité des données d’intérêt en bateau où la rivière est bien mélangée, idéalement aux endroits où le stade de rivière ou de la décharge est connu (par exemple, stations de jaugeage d’United States Geological Survey (USGS)) de l’eau. 20 pour vous assurer que l’eau est bien mélangée, guider le bateau à l’aide d’un mètre de poche plongé dans la rivière où la conductivité reste relativement constante.
  2. Aux sites d’échantillonnage, coordonnées d’enregistrement emplacement et profondeur. Pour trouver la profondeur de 0,6, il suffit de multiplier la profondeur totale de 0,6. Mesure des paramètres de qualité de l’eau d’intérêt (p. ex., turbidité, température, conductivité, pH et oxygène dissous (OD)) à l’aide d’un mètre de poche. Pour mesurer les paramètres, pomper de l’échantillon d’eau de la profondeur désirée dans un conteneur de large-bouche à l’aide de la pompe péristaltique et prendre immédiatement les mesures (étape 1.5).
  3. Utiliser une pompe péristaltique avec la tuyauterie pour obtenir des échantillons de la surface et la profondeur de 0,6. Fixer la longueur de tube correct à la pompe pour la profondeur donnée.
    1. En raison des forts courants dans les réseaux hydrographiques, attacher une chaîne de 6,4 mm soudé au tuyau de pompe à l’aide d’attaches pour aider le poids le tuyau. À la fin de la chaîne, placez un bloc de poids ou de ciment à poids la chaîne et le tube.
      Mise en garde : Ne pas fixer le bloc de ciment ou de poids directement sur le tuyau de la pompe.
  4. Placer l’extrémité effluent du tuyau par-dessus bord du bateau, de vêtements qui pourraient jeter des fibres. Abaissez lentement la fin dans les affluents du tuyau à la profondeur désirée (c.-à-d., la surface ou 0,6-profondeur). Ensuite, faites fonctionner la pompe en marche arrière pour purger la tuyauterie avec de l’air pendant au moins 30 s. Après la purge de l’air, l’inversion de la pompe et rincer la tubulure avec échantillon d’eau de la profondeur voulue tout en laissant l’eau s’écouler du bateau ou dans un conteneur à déchets. Arrêter la pompe, après que le tube a été rincé pendant au moins 30 s.
  5. Rincer le récipient utilisé pour des mesures de qualité de l’eau trois fois avec l’échantillon d’eau, dumping de l’eau de rinçage chaque fois. Une fois rincés, remplir le réservoir d’eau de l’échantillon et de mesurer les paramètres de qualité de l’eau d’intérêt à l’aide d’un mètre de poche (étape 1.2).
  6. Recueillir un sous-échantillon de microplastic en plaçant l’effluent d’un tube dans un récipient de 1 L étiquetés, qui a été rincé au préalable au moins 250 mL de l’eau distillée trois fois. Ensuite, rincer le contenant trois fois avec l’échantillon d’eau, jeter l’eau de rinçage chaque fois. Une fois que le conteneur microplastic est rincé, remplissez-le avec l’échantillon.
  7. Utilisant la même méthode de pompe péristaltique décrite à l’étape 1.6, recueillir un sous-échantillon de matières en suspension (TSS) dans une bouteille de 250 mL étiquetés, qui a été rincés au préalable au moins 100 mL de l’eau distillée trois fois. Rincez la bouteille trois fois avec l’échantillon d’eau, jeter l’eau de rinçage chaque fois. Une fois que le récipient de TSS est rincé, remplissez-le avec l’échantillon.
  8. Recueillir champ réanalysés et espaces au moins une fois par jour dans le champ, de la même manière décrite dans les étapes 1.6-1.7, à des fins de qualité assurance qualité/contrôle (AQ/CQ). Pour collecter un blanc, amener deux flacons de 1 L de DI l’eau sur le terrain. Après avoir purgé le tuyau de la pompe avec de l’air, ouvrez le premier récipient de l’eau distillée et rincer le tuyau de la pompe à l’aide de la méthode décrite à l’étape 1.4. Une fois que le tube est rincé, ouvrez la deuxième contenant de l’eau distillée et pompez dans un contenant vide de 1 L et une bouteille de 250 mL pour microplastic et flans de TSS, respectivement.
  9. Stocker les microplastic et les sous-échantillons de TSS sur la glace jusqu’au retour au laboratoire, où ils seront conservés à-20 ° C jusqu'à ce qu’elles sont traitées.
    Mise en garde : Veillez à laisser un espace de tête dans les contenants des échantillons afin qu’ils ne soient pas endommagés en raison de l’expansion de la glace en gelant.
    Remarque : Le protocole peut être suspendu ici.

2. TSS détermination

  1. Méthode d’utilisation United States Environmental Protection Agency (USEPA) 160,2 pour déterminer TSS avec les sous-échantillons de 250 mL recueillis dans le champ23. Comparer les valeurs calculées de TSS avec les plastiques totales trouvés.

3. Assemblée de dispositif de Filtration Microplastic

  1. Bien rincer les tamis de maille de filtration périphérique et en nylon (Figure 1) trois fois au moins 250 mL de l’eau distillée. Placez les tamis de maille de la taille des pores souhaitée (par exemple, 50 µm, 100 µm, 300 µm, 500 µm) dans chacune des unions en collaboration avec pore taille décroissant du haut vers le bas de l’appareil de filtration (Figure 1 a). Sceller chaque union mixte en tassant bien pour éviter des fuites.
  2. Plier les filtres de membrane d’ester cellulose mixtes (142 mm de diamètre) de format interstitiel souhaitée (par exemple, 0,45 µm) en forme de cône et placez-le dans le dispositif de filtration :
    Remarque : Pliage de la membrane filtrante fournira plus de superficie pour éviter tout colmatage du filtre.
    1. Mouiller le filtre à membrane avec l’eau distillée. Humide, plier le filtre à membrane en forme de cône ayant un diamètre qui s’insère dans le dispositif de filtration. En outre, plier un petit rebord le long du bord du cône afin qu’il tienne sur le dessus de l’union mixte (Figure 1 b).
      Mise en garde : Le filtre à membrane doit être humide avant de plier pour éviter le déchirement.
    2. Placez le panier de maille d’inox dans le dernier Syndicat mixte (Figure 1). Placez soigneusement le filtre à membrane en forme de cône dans le panier (Figure 1). Pliez le rebord de la membrane filtrante sur le bord de l’union mixte.
      Remarque : Le panier de maille soutiendra le filtre et réduire la rupture une fois que le vide a été appliqué.
  3. Place un maillage de tamis avec la plus petite taille de pore souhaitée (par exemple, 50 µm) sur le dessus de la membrane filtrante dans l’union dernière commune voit dans la Figure 1.
    Remarque : Cela fournira un soutien supplémentaire pour maintenir le filtre à membrane en place lors de la filtration.
  4. Une fois que tous les joints d’union sont scellés hermétiquement, raccorder le tuyau du haut de la fiole filtrante à la base de l’appareil de filtration. Ensuite, connecter le tuyau du côté de la fiole filtrante à la pompe à vide tel qu’illustré à la Figure 2.

Figure 1
Figure 1 : Assemblage du dispositif filtration. (A) le dispositif de filtration est assemblé en plaçant des tamis de maille de la taille des pores désiré dans les articulations supérieures du syndicat. (B), la cellulose mixte ester membrane filtre doit être plié en un cône pour adapter le diamètre de l’appareil de filtration ; le cône devrait inclure un petit rebord pour s’adapter sur le bord de l’union mixte pour garantir le filtre en place. (C), un maillage panier est placé dans l’union d’accroître la stabilité de la membrane filtrante. (D), le filtre à membrane plissée est ajouté à l’ensemble de la maille et la plus petite taille de tamis de maille est placée sur le dessus de la membrane filtrante. Dispositif de filtration (E) l’entièrement assemblé. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Assemblage du ballon et pompe filtrage. Une fiole filtrante est attachée à la filtration sous vide l’adaptateur de périphérique à l’aide d’un tuyau en vinyle transparent. La fiole filtrante est ensuite attachée à la pompe à vide. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

4. Filtration de l’échantillon

  1. Recueillir des ébauches de matériel avant la filtration chaque fois que l’appareil est assemblé. Bien rincer l’appareil trois fois au moins 250 mL de l’eau distillée avant l’essai à blanc est collecté. Ces flans sont collectées en suivant les étapes décrites aux étapes 4.2-4.4.
  2. Tourner sur la pompe à vide. Veiller à ce que la pression de la pompe à vide n’excède pas 127 mm Hg, ou le filtre à membrane peut se déchirer.
    Mise en garde : Fonction du débit de filtration de l’échantillon, la pression pourrait augmenter à l’intérieur de l’appareil de filtration si sédiments obstrue le tamis de maille ou des membranes filtrantes. Cela pourrait entraîner une rupture de la membrane filtrante avant d’arriver à une lecture de 127 mm Hg. Pour cette raison, attentif la pression qu’il peut devoir être ajustée inférieures à 127 mm Hg sur une base d’un échantillon de.
  3. Utiliser un vérin jaugée de 500 mL, triple rincé avec au moins 250 mL de l’eau distillée, pour mesurer le volume total de l’échantillon. Noter le volume et transférer l’échantillon de l’éprouvette graduée dans le dispositif de filtration.
    Mise en garde : Selon la taille de l’échantillon de l’eau et la fiole filtrante, la fiole filtrante devrez peut-être être vidé plusieurs fois lors de la filtration de l’échantillon.
    1. Pour vider la fiole filtrante, arrêter la pompe et détacher les deux flexibles du flacon. Vider le ballon dans un conteneur à déchets séparé.
      Mise en garde : Garder l’eau de l’échantillon filtré jusqu'à ce que la totalité de l’échantillon a été filtré et il est confirmé que le filtre à membrane est intact.
    2. Pour continuer le cycle de filtration, relier les tuyaux à la fiole filtrante, tel qu’il est décrit à l’étape 3.4 et tourner sur la pompe.
  4. Une fois que la totalité de l’échantillon a été filtré, rincez le récipient à échantillon et éprouvette graduée trois fois au moins 250 mL de l’eau distillée. Après chaque rinçage, filtrer l’eau pour rincer le récipient et le cylindre gradué pour s’assurer que toutes les particules ont été filtrés.

5. démontage de dispositif de Filtration Microplastic

  1. Rincer les parois de l’appareil de filtration trois fois avec au moins 250 mL de l’eau distillée pour s’assurer que toutes les particules ont été filtrés et aucun continuer à figurer sur le dispositif de filtration.
  2. Éteindre la pompe à vide, puis dévissez et retirez le premier syndicat. Remettez la pompe en marche et une bouteille de lavage d’eau DI permet de rincer les bords de l’articulation du syndicat. Laver les particules sur les bords de la tamis à mailles au Centre pour s’assurer qu’ils sont tous recueillis.
  3. Arrêtez la pompe et retirer le tamis à mailles soigneusement avec une pince propre, en veillant à ne pas y toucher les particules sur la surface du tamis à mailles de la. Placez le tamis de maille dans un couvert de Pétri et séchez-le à 60 ᵒC pendant 24 h. Une fois sèches, les échantillons peuvent être conservés jusqu'à ce que l’analyse peut commencer.
  4. Répétez les étapes 5.1-5.3 pour chaque conjoint Syndicat logement un tamis à mailles.
  5. Pour la dernière union mixte qui abrite un filtre à tamis tamis et membrane, répétez les étapes 5.1-5.3 pour le tamis de maille.
    Mise en garde : Soyez prudent lorsque rincer le tamis à mailles, comme échantillon peut être perdu si rincé sous le filtre à membrane.
  6. Allumer la pompe à vide et rincer les bords de la membrane filtrante à l’aide d’une bouteille de lavage d’eau DI. Particules de lavage sur les bords de la membrane filtrante dans le Centre afin d’assurer l’ensemble de l’échantillon est filtré. Avant d’enlever le filtre à membrane, veiller à ce que toute l’eau ait franchi et qu’aucune eau n’est usée à sa surface.
    Mise en garde : Encore une fois, soyez prudent lorsque le rinçage de la membrane filtrante comme échantillon peut être perdu si rincé sous elle.
  7. Retirez délicatement et se dérouler de la membrane filtrante avec la pince. Placez le filtre à membrane dans une boîte de Pétri ou enveloppe d’aluminium pour son diamètre.
    Remarque : Le filtre à membrane doit être humide tout en étant traitées pour éviter le déchirement.
  8. Sécher le filtre à membrane couverte dans le four à ᵒC 60 pendant 24 h. Une fois sec, conserver les échantillons jusqu'à ce que l’analyse peut commencer.
    Remarque : Le protocole peut être suspendu ici.

6. particules analyse

  1. Laisser le filtre tamis ou la membrane dans la boîte de Pétri et enlever seulement le couvercle pour commencer l’examen de l’échantillon pour microplastiques. Cela fera en sorte que si les particules tombent le filtre à tamis ou membrane tamis qu'ils resteront dans la boîte de Pétri, qui peut être analysé après toutes les particules sont retirés du filtre tamis ou de la membrane.
  2. Examiner le filtre à tamis tamis ou membrane sous un stéréomicroscope (grossissement de X 14-90) pour identifier les fibres et particules en plastique présumés. Utilisez les critères suivants lors de l’identification de suspects plastiques : aucune structure cellulaire, fibres sont tout au long de la même épaisseur et particules ne sont pas brillant24.
  3. Vous devez démonter les plastiques tout présumés du filtre à tamis ou membrane mesh et rangez-les dans un flacon contenant de l’éthanol à 70 %. Enregistrer la couleur et la forme (p. ex., particules, fibres, film, etc.) de chaque plastique présumé.
  4. Une fois que tous les plastiques présumés sont retirés le filtre tamis ou membrane et quantifiés, examinez le couvercle et le bas de la boîte de Pétri suivant étapes 6.2-6.3.
  5. Après la maille des tamis ou membrane filtrante et Pétri ont été examinés et tous les plastiques présumés enlevés et quantifié, placez les particules ou fibres à partir du flacon de collection sur une lame revêtus d’aluminium 12 emplacements pour analyse à l’aide d’un micro IRTF.
    Remarque : Il n’est pas toujours possible de tester chaque plastique présumé sur le micro IRTF. Par conséquent, « stratégiquement choisis » le montant qui portera sur les objectifs de l’étude et les anomalies dans les présumés plastiques (par exemple, un nombre élevé de particules ou de fibres similaires)25. Dans un sens général, essai de nombreux suspects plastiques que possible, mais pas moins de 20 %.
    1. Une fois les plastiques présumés sont analysées à l’aide de micro-IRTF, utilisation de bases de données spectrales pour déterminer si un échantillon donné est en plastique et, dans l’affirmative, déterminer le type de polymère de plastique.

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Representative Results

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Pour valider le taux de récupération du présent protocole, trois échantillons (V1V -3) de la baie de Oso, Corpus Christi, au Texas (à côté de la Texas A & M University Campus de Corpus Christi), ont été fortifiés avec 10 particules PE bleus (allant de 50 à 100 µm diamètre) et des fibres de nylon vert 50 de différentes longueurs (Figure 3). TSS de l’échantillon a été calculée (Section 2), puis les échantillons filtrés en utilisant les méthodes décrites dans les Sections 3-5. Le bleu PE particules et les fibres de nylon vert ont ensuite été séparés et quantifiée (tableau 1). Autres fibres et particules ont été observés sur le tamis de maille et membranes filtrantes, probablement dérivés de l’échantillon d’eau de la baie de Oso. En moyenne, 100 % des particules PE et 92 % des fibres en nylon ont été récupérés. Une perte de fibres peut être due à une petite quantité de perte de l’échantillon au cours de la filtration ou identification incorrecte.

Un équipement en blanc on a prélevé le dispositif de filtration en filtrant 1000 mL de l’eau distillée. Ce blanc a été analysé à l’aide de 100 µm et tamis de maille de 50 µm et une membrane filtrante de 0,45 µm. Un total de 7 fibres (bleu et clair) ont été trouvés dans l’appareil vide. Cette contamination aurait pu partir le dispositif de filtration, matériel de laboratoire, dépôts atmosphériques ou l’eau distillée. Cependant, les fibres n’étaient pas semblables aux particules de PE bleus et des fibres de nylon vert utilisés pour doper les échantillons.

Ce protocole a été créé pour traiter les échantillons prélevés dans le bassin de la rivière Mississippi, y compris le chenal principal du fleuve Mississippi et le Missouri. Les analyses préliminaires de la rivière Mississippi et du Missouri avaient en moyenne TSS 63 mg/L. Alors que les valeurs de TSS de Oso Bay sont généralement inférieurs à ceux observés dans le bassin hydrographique de la rivière Mississippi, sédiments a été intentionnellement perturbé ayant précédé le prélèvement de l’eau pour simuler des concentrations plus élevées de sédiments en suspension qui pourraient être rencontrées dans la grande rivière systèmes. Le TSS moyens dans les échantillons de Oso Bay 1 865 mg/L, ce qui est environ 30 fois plus élevé que le TSS calculé pour les échantillons du Mississippi et du Missouri. Les échantillons de Oso Bay turbides suggèrent filtration réussie pour les échantillons ayant une TSS jusqu'à ~ 1 800 mg/l en utilisant les techniques décrites ici.

Figure 3
Figure 3 : Particules et fibres utilisées pour la validation du pourcentage de récupération. Image de deux particules de PE bleus et deux fibres de nylon vert dans une gamme de tailles utilisées pour doper les échantillons de validation de la baie de Oso à Corpus Christi, au Texas. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Échantillon TSS (g/L) 0,45 µm 50 μm 100 μm Total % Récupéré
Fibres Particules Fibres Particules Fibres Particules Fibres Particules Fibres Particules
V1 4.663 1 0 18 0 31 10 50 10 100 100
V2 0 0 21 0 28 10 49 10 98 100
V3 0 0 27 0 14 10 41 10 82 100

Tableau 1 : résultats des échantillons de validation. Un nombre défini de bleu PE particules et de fibres de nylon vert ont été ajouté aux échantillons prélevés dans la baie d’Oso dans Corpus Christi, au Texas, pour valider le protocole d’analyse et dispositif de filtration. Trois échantillons de validation de microplastic (V1V -3) et un échantillon de TSS ont été prises au même endroit sur la rive de la baie de l’Oso. Les fibres et particules ont été quantifiées pour chaque taille de pore, et un total a été calculé pour chaque échantillon de validation. La quantité connue de fibres et de particules utilisés pour doper les échantillons et le total de chaque échantillon, le pourcentage de récupération a été calculé.

Le protocole a également été conçu dans les rivières de l’échantillon de deux profondeurs : la surface (la profondeur de la rivière avec la vitesse plus élevée) et 0,6-profondeur (la profondeur de la rivière avec une vitesse moyenne environ pour la colonne d’eau). Échantillons prélevés dans le Mississippi et le Missouri River (tableau 2) ont été recueillies et analysées comme décrit ci-dessus. Pour examiner l’effet de profondeur sur la concentration des microplastic, le premier et le second échantillon ont été pris au même endroit (p. ex., le Mississippi à Alton, Illinois) mais à des profondeurs différentes. Pour examiner l’effet possible de l’emplacement de chargement de microplastic de l’échantillonnage, le premier et troisième échantillon ont été pris à la même profondeur, mais à des endroits différents (c.-à-d., le Mississippi à Alton (Illinois) et la rivière Missouri au-dessus de Saint-Louis, Missouri). Exemples de fibres et particules trouvées dans les échantillons de bassin du fleuve Mississippi préliminaires sont indiquées à la Figure 4.

Emplacement Station de jaugeage USGS Profondeur Turbidité TSS Fibres Particules Fibres Particules Fibres Particules Fibres Particules Total Fibre / Ratio de Particule
0,45 mm 50 mm 100 mm Total
m NTU g/L # / L
MS ; Alton, Illinois USGS 05587498 0 38,3 0,063 80 0 126 1 54 1 260 2 262 130
MS ; Alton, Illinois USGS 05587498 20.1 61,4 0,090 191 0 151 5 195 1 537 6 543 90
MO ; Fond de Columbia, Missouri USGS 06935965 0 30,8 0,036 122 4 57 0 37 0 216 4 220 54
MS = du Mississippi ; MO = Missouri River

Tableau 2 : Mississippi River watershed collecte et analyse de données-échantillon. Préliminaires échantillons ont été prélevés près USGS au fleuve Mississippi et du Missouri, les stations de jaugeage. Profondeur (m), la turbidité (NTU) et TSS (mg/L) ont été mesurées pour chaque site. Des échantillons ont été filtrées et analysées suite à ce protocole. Fibres et particules ont été quantifiées pour 50 µm et 100 µm taille de pore de treillis tamis comme une membrane filtrante de 0,45 µm. En raison du manque de matériaux recueillis sur un tamis à mailles de 500 µm, cette taille est exclue du classement présenté.

Figure 4
Figure 4 : Exemple particules et fibres trouvent dans les échantillons préliminaires du versant de la rivière Mississippi. Images de fibres et de particules quantifiés dans un échantillon (tableau 2) prélevé sur la surface du fleuve Mississippi à Alton (Illinois). (A) Image de deux fibres bleues qui s’étendent dans la taille sur une membrane filtrante de 0,45 µm. (B) l’Image d’un rouge de particules et fibres diverses trouvées sur un tamis à mailles de 50 µm, montrant la gamme en couleur, la taille et la forme de la microplastiques trouvés dans le bassin hydrographique du Mississippi. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

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Collection de Microplastic à l’aide de filets maillants dérivants est la méthode conventionnelle dans des environnements comme l’océan où les sédiments et les concentrations en plastique sont des volumes faibles, nécessitant ainsi une large échantillon. Cependant, filets dérivants ne sont pas toujours pratique ou sécuritaire dans les rivières avec les charges de sédiments haute et grande flottant ou débris submergés. En outre, il n’est pas possible d’utiliser un filet dérivant lorsqu’une tentative de soigneusement capturer et quantifier les matériaux microplastic, en particulier des fibres, comme la plupart des filets utilisés pour les enquêtes en plastique ont maille tailles ≥300 µm. Le protocole décrit dans le présent document permet à l’échantillonnage dans les plans d’eau contenant des charges de sédiments élevé tout en également permettant la capture de microplastiques < 300 µm de diamètre. La méthode et le dispositif de filtrage associé sont polyvalents et peuvent être adaptés aux besoins du projet spécifique. En outre, les données obtenues avec ce protocole aidera à élaborer des stratégies d’atténuation afin d’améliorer la qualité de l’eau et de mesurer l’efficacité de ces stratégies, comme la récente faisant interdiction26.

Cette méthode permet le contrôle de profondeur de collection, entrée de volume et de séparation des microplastiques dans les classes de taille tout en tenant compte de multiples sources de contamination. Employant une pompe péristaltique permet à l’utilisateur pour recueillir des échantillons à n’importe quelle profondeur souhaitée en ajustant la longueur de la tubulure de la pompe. Les utilisateurs peuvent facilement contrôler le volume de l’échantillon avec l’utilisation de l’appareil de filtration, alors que les raccords union détachables permettant des ajustements dans le matériau filtrant et tailles pour tenir compte des concentrations de plastique et de diamètres variables des pores. Nous avons constaté qu’un échantillon de 1 L est idéal pour quantifier les microplastiques dans le bassin hydrographique du Mississippi pour plusieurs raisons. Tout d’abord, dans 1 L d’eau, nous avons constaté qu’il y avait plusieurs centaines de suspects de fibres et de particules. Deuxièmement, les masses de sédiments élevés dans des échantillons avec des volumes de plus de 1 L a ralenti considérablement le filtrage. En troisième lieu, fois plus filtrage susceptible d’entraîner une plus grande contamination de laboratoire. Le dispositif de filtration et la capacité d’adapter facilement aux différents projet doivent faciliter la collecte et l’analyse des débris microplastic à des tailles de sub-micronique, qui est particulièrement utile lorsque l'on étudie des fibres synthétiques.

L’inclusion des joints union facilite l’élimination des tamis de maille ou membrane filtre entre les cycles de filtration, mais exige que les articulations sont fermés solidement et soigneusement afin d’assurer le maillage tamis et filtres à membrane sont assis correctement, ce qui empêche la perte d’échantillon ( Articles 3 et 5). Pour éviter de déchirer ou se fissurer, le membrane filtre doit être humide avant de le manipuler, mais à sec avant l’analyse par microscope. Une rupture peut se produire dans le filtre à membrane avant que la pression de la pompe atteint 127 mm Hg (étapes 4.2), surtout dans les échantillons à volume élevé de sédiments. Par conséquent, la pression doit être surveillé attentivement et ajuster au besoin.

Bien que le protocole d’utilisation de l’appareil de filtration atténue les problèmes liés au déploiement de filets maillants dérivants comme le colmatage du net avec les sédiments en suspension, il augmente le traitement des échantillons dans le laboratoire, ce qui augmente les risques de contamination. Pour réduire ou éliminer la contamination potentielle de la manipulation des échantillons, tout l’équipement doit être entièrement rincé avec suffisante quantité de DI l’eau trois fois et blancs doivent être prélevés sur chaque appareil (p. ex., pompe péristaltique, dispositif de filtration, récipient de collecte) tout au long de la collecte d’échantillons, le traitement et l’analyse. Chaque environnement et équipement vide seront ensuite filtrées et analysées en utilisant le protocole décrit dans les Sections 4-6. L’utilisation d’un système de filtration de l’eau ultra pure pourrait réduire la contamination potentielle de DI de l’eau utilisée pour le rinçage et flans.

En laboratoire, au moins 20 % des échantillons devraient être analysé par deux individus pour assurer l’identification en plastique conforme. Au cours de la filtration et l’analyse en laboratoire, ouvrez Petri plats peuvent servir de flans lab et être placés dans des zones désignées pour la durée de la période analysée. Chaque laboratoire en blanc sera analysé à l’aide du protocole dans l’article 6. Pour empêcher la contamination par les dépôts atmosphériques, couvre tous les appareils avec papier d’aluminium après le rinçage à l’eau distillée.

L’utilisation d’une pompe péristaltique et dispositif de filtration microplastic sur mesure dans le présent protocole permet aux utilisateurs de recueillir des échantillons dans des environnements contenant des concentrations élevées de sédiments en suspension. En outre, cette méthode permet aux utilisateurs de capturer et de quantifier les débris microplastic < 300 µm, plus précisément de microfibres. Le pourcentage de récupération de ce protocole a été mesurée à 100 % et 92 % pour les particules de PE et de fibres de nylon, respectivement, montrant des taux de récupération relativement élevé. Préliminaires échantillons ont été prélevés dans le bassin hydrographique du Mississippi aussi utilisant ce protocole où des échantillons de 1 L en moyenne > 200 microplastiques dont la taille varie (0,45-500 µm), de forme et de couleur. Ce protocole guidera des études similaires sur le sort, effets et sources de microplastiques.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Le projet pour lequel le présent protocole a été établi a été financé par la National Oceanic and Atmospheric Administration (NOAA) programme de débris marins (# NA16NO29990029). Nous remercions Miles Corcoran au National grand fleuves Research and Education Center (NGRREC) à Alton, Illinois, de l’aide avec l’opération de sélection et de bateau de site. Travail de terrain et de laboratoire a été réalisé avec l’aide de Camille Buckley, Michael Abegg, Josiah Wray et Rebecca Wagner.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1L Cubitainer Containers, Low-Density Polyethylene VWR 89094-140 Containers used to collect and store samples.
2-1/2" Clear Schedule 40 Rigid PVC Pipe United States Plastic Corporation 34138 The PVC pipe used to make the device comes as an 2.43 m pipe. The pipe was then cut to the desired lengths for each section seperated by union joints. Section lengths were decided by predicting smaller pore sizes would clogg the device quicker. Longer sections were placed above the smaller pore sizes to collect and hold water to prevent needing to disassemble the device to change a filter while a sample remained in the device. For one filtration device one 18 in, one 12 in, and two 6 in peices are needed.
2-1/2" PVC SCH 40 Socket Union  Supply House 457-025 Union joints were glued to PVC pipe to house nylon sieves and mixed cellulose membranes.
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque Off-White, 12" Width, 12" Length, 500 microns Mesh Size, 38% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon CMN-0500-C/5PK-05 Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque White, 12" Width, 12" Length, 100 microns Mesh Size, 44% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon B0043D1TB4 Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque White, 12" Width, 12" Length, 50 microns Mesh Size, 37% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon B0043D1SGA Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Mixed Cellulose Ester Membrane, 0.45um, 142mm, 25/pk VWR 10034-914 Mixed cellulose membrane filter with 0.45 um was used as the last filter. A large diameter was used to allow the filter to be folded into a cone to increase surface area of the filter to prevent clogging. 
Metal Mesh Basket Tea Leaves Strainer Teapot Filter 76mm Dia 3pcs Uxcell via Amazon a15071600ux0260 The mesh basket used to provide extra support for the membrane filter to prevent tearing when pressure was applied by a vacuum pump.
1/2" PVC Barbed Insert Male Adapter Supply House 1436-005 A vacuum adapter was added to allow vacuum filtration in the case of slow filtration due to high sediment concentration.
1/2 in. O.D. x 3/8 in. I.D. x 10 ft. PVC Clear Vinyl Tube Home Depot 702229 Tubing used to connect the vacuum pump to the filtration device.
YSI Professional Plus Multiparameter Instrument with Quatro Cable YSI 6050000 Handheld meter used to measure additional water quality parameters parameters (e.g., turbidity, temperature, conductivity, pH, and dissolved oxygen (DO)).
2100P Portable Turbidimeter Hach 4650000 Handheld meter used to measure turbidity.
FEP-lined PE tubing Geotech 87050529 Tubing used with perestaltic pump to collect water samples from desired depths.
Geopump Peristaltic Pump Series II Geotech 91350123 Pump used to collected water samples.
MeiJi Techno EMZ-8TR Microscope Microscope.com EMZ8TR-PLS2 Microscope used analyze mesh sieves and membrane filters to quanitfy suspect microsplastics.
Nicolet iS10 FTIR Spectrometer Thermo Electron North America 912A0607 FTIR used to analyze suspect microplastics.
Nicolet iN5 FTIR microscope Thermo Electron North America 912A0895 FTIR microscope used to analyze suspect microplastics.
Germanium (Ge) ATR Thermo Electron North America 869-174400 Geranium ATR accessory used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.
Aluminum EZ-Spot Micro Mounts (Pkg of 5) Thermo Electron North America 0042-545 Microscope slides used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.
Aluminum Coated Glass Sample Slides Thermo Electron North America 0042-544 Microscope slides used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.

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References

  1. Fowler, C. W. Marine debris and northern fur seals: A case study. Marine Pollution Bulletin. 18, 326-335 (2015).
  2. Eriksen, M., et al. Plastic pollution in the world's oceans: More than 5 trillion plastic pieces weighing over 250,000 tons afloat at sea. PLoS One. 9, (12), e111913 (2014).
  3. Jambeck, J. R., et al. Marine pollution. Plastic waste inputs from land into the ocean. Science. 347, (6223), 768-771 (2015).
  4. Andrady, A. L. Microplastics in the marine environment. Marine Pollution Bulletin. 62, (8), 1596-1605 (2011).
  5. Cole, M., Lindeque, P., Halsband, C., Galloway, T. S. Microplastics as contaminants in the marine environment: a review. Marine Pollution Bulletin. 62, (12), 2588-2597 (2011).
  6. Browne, M. A., et al. Accumulation of microplastic on shorelines worldwide: Sources and sinks. Environmental Science & Technology. 45, (21), 9175-9179 (2011).
  7. Murphy, F., Ewins, C., Carbonnier, F., Quinn, B. Wastewater treatment works (WwTW) as a source of microplastics in the aquatic environment. Environmental Science & Technology. 50, (11), 5800-5808 (2016).
  8. Zubris, K. A., Richards, B. K. Synthetic fibers as an indicator of land application of sludge. Environmental Pollution. 138, (2), 201-211 (2005).
  9. Fendall, L. S., Sewell, M. A. Contributing to marine pollution by washing your face: Microplastics in facial cleansers. Marine Pollution Bulletin. 58, (8), 1225-1228 (2009).
  10. Gregory, M. R. Plastic 'scrubbers' in hand cleansers: A further (and minor) source for marine pollution identified. Marine Pollution Bulletin. 32, (12), 867-871 (1996).
  11. Bayo, J., Olmos, S., López-Castellanos, J., Alcolea, A. Microplastics and microfibers in the sludge of a municipal wastewater treatment plant. International Journal of Sustainable Development and Planning. 11, 812-821 (2016).
  12. McCormick, A., Hoellein, T. J., Mason, S. A., Schluep, J., Kelly, J. J. Microplastic is an abundant and distinct microbial habitat in an urban river. Environmental Science & Technology. 48, (20), 11863-11871 (2014).
  13. Farrell, P., Nelson, K. Trophic level transfer of microplastic: Mytilus edulis (L.) to Carcinus maenas (L.). Environmental Pollution. 177, 1-3 (2013).
  14. Rochman, C. M., et al. Scientific evidence supports a ban on microbeads. Environmental Science & Technology. 49, (18), 10759-10761 (2015).
  15. Taylor, M. L., Gwinnett, C., Robinson, L. F., Woodall, L. C. Plastic microfibre ingestion by deep-sea organisms. Scientific Reports. 6, 33997 (2016).
  16. Mani, T., Hauk, A., Walter, U., Burkhardt-Holm, P. Microplastics profile along the Rhine River. Scientific Reports. 5, 17988 (2015).
  17. Morritt, D., Stefanoudis, P. V., Pearce, D., Crimmen, O. A., Clark, P. F. Plastic in the Thames: a river runs through it. Marine Pollution Bulletin. 78, (1-2), 196-200 (2014).
  18. National Park Servies. https://www.nps.gov/miss/riverfacts.htm (2017).
  19. United States Census Bureau. https://www.census.gov/geo/maps-data/data/tiger-data.html (2010).
  20. United States Geological Survey (USGS). https://waterdata.usgs.gov/nwis/rt (2016).
  21. Grimes, C. B. Fishery Production and the Mississippi River. Fisheries. 28, (8), 17-26 (2001).
  22. Talvitie, J., et al. Do wastewater treatment plants act as a potential point source of microplastics? Preliminary study in the coastal Gulf of Finland, Baltic Sea. Water Science and Technology. 72, (9), 1495-1504 (2015).
  23. United States Environmental Protection Agency (USEPA) Method 160.2: Residue, Non-filtereable (Gravimetric, Dried at 103-105C). (1971).
  24. Nor, N. H., Obbard, J. P. Microplastics in Singapore's coastal mangrove ecosystems. Marine Pollution Bulletin. 79, (1-2), 278-283 (2014).
  25. Woodall, L. C., Gwinnett, C., Packer, M., Thompson, R. C., Robinson, L. F., Paterson, G. L. Using a forensic science approach to minimize environmental contamination and to identify microfibres in marine sediments. Marine Pollution Bulletin. 95, (1), 40-46 (2015).
  26. S. 1424 - 114th Congress: Microbead-Free Waters Act of 2015. www.congress.gov (2015).
Échantillonnage, tri et caractériser les microplastiques dans les milieux aquatiques avec les charges de sédiments en suspension haute et les gros débris flottant
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Martin, K. M., Hasenmueller, E. A., White, J. R., Chambers, L. G., Conkle, J. L. Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris. J. Vis. Exp. (137), e57969, doi:10.3791/57969 (2018).More

Martin, K. M., Hasenmueller, E. A., White, J. R., Chambers, L. G., Conkle, J. L. Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris. J. Vis. Exp. (137), e57969, doi:10.3791/57969 (2018).

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