Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Environment

Amostragem, classificação e caracterização Microplastics em ambientes aquáticos com cargas de sedimentos suspensos altos e grandes destroços flutuantes

doi: 10.3791/57969 Published: July 28, 2018

Summary

A maioria das pesquisas de microplástico até à data ocorreu em sistemas marinhos onde níveis de sólidos suspensos são relativamente baixos. Foco agora está mudando para sistemas de água doce, que podem caracterizar cargas de alta de sedimentos e detritos flutuantes. Este protocolo aborda coletando e analisando amostras de microplástico de ambientes aquáticos que contêm altas cargas de sólidos suspensas.

Abstract

A omnipresença de detritos de plástico no oceano é amplamente reconhecida pelas comunidades científicas, públicas e agências governamentais. No entanto, só recentemente microplastics em sistemas de água doce, como rios e lagos, estar quantificado. Microplástico amostragem na superfície geralmente consiste de implantação de redes de arrasto também um barco fixo ou móvel, que limita a amostragem para ambientes com baixos níveis de sedimentos suspensos e detritos flutuantes ou submersos. Estudos anteriores utilizadas redes de arrasto para recolher os restos de microplástico normalmente utilizadas redes com tamanho de engranzamento µm ≥300, permitindo que os detritos de plástico (partículas e fibras) abaixo deste tamanho para passar através da net e iludir a quantificação. O protocolo aqui detalhada permite: coleta de amostra 1) em ambientes com alta suspenso cargas e flutuante ou submerso detritos e 2) a captura e a quantificação de fibras e partículas microplástico < 300 µm. amostras de água foram coletadas usando um bomba peristáltica em recipientes de polietileno de baixa densidade (PE) para ser armazenado antes de filtragem e análise no laboratório. Filtração foi feita com um dispositivo de filtragem sob medida microplástico contendo destacáveis articulações da União que abrigava peneiras de malha de nylon e misturado celulose filtros de membrana de éster. Malha de peneiras e filtros de membrana foram examinados com um microscópio estereoscópico para quantificar e separar as fibras e partículas de microplástico. Estes materiais foram então examinados usando uma espectrômetro infravermelho de Fourier transform (micro ATR-FTIR) de reflectância total atenuada de micro para determinar o tipo de polímero de microplástico. Recuperação foi medida por cravação amostras usando azul PE de partículas e fibras de nylon verde; recuperação por cento estava determinada a ser 100% para as partículas e 92% para fibras. Este protocolo irá guiar estudos semelhantes sobre microplastics em rios de alta velocidade com altas concentrações de sedimentos. Com simples modificações para a bomba peristáltica e dispositivo de filtração, os usuários podem coletar e analisar vários volumes de amostra e tamanhos de partículas.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Plástico foi observado pela primeira vez no oceano já desde a década de 19301. Estimativas recentes da gama de detritos marinhos de plástico mais de 243.000 toneladas métricas (MT) de plástico na superfície do oceano para MT 4.8-12,7 milhões de plástico entrando no oceano da terrestre fontes, anualmente,2,3. Primeiros estudos sobre detritos marinhos de plástico focada em macroplastics (> 5 mm de diâmetro) como eles são facilmente visíveis e quantificáveis. No entanto, recentemente foi descoberto que macroplastics representam < 10% de restos de plástico, por contagem, no oceano, indicando que a esmagadora maioria dos detritos de plástico é microplástico (< 5mm de diâmetro)2.

Microplastics são classificados em dois grupos: primários e secundários microplastics. Microplastics primárias consistem de plásticos que são fabricados em um diâmetro < 5mm e incluem nurdles, o pelotas-primas usadas para fazer produtos de consumo, microbeads usados como esfoliantes em produtos de cuidados pessoais (por exemplo, lavagem facial, esfoliação corporal, pasta de dentes) e abrasivos ou lubrificantes na indústria. Microplastics secundários são criados dentro do ambiente, como restos de plástico maiores é fragmentado por fotólise, abrasão e decomposição microbiana4,5. Fibras sintéticas são também microplastics secundário e uma preocupação crescente. Uma única peça de vestuário pode liberar > 1.900 fibras por lavagem em uma máquina de lavar doméstica6. Essas microfibras, bem como microbeads de produtos de cuidados pessoais, são lavados para baixo drenos e no sistema de esgoto antes de entrar em plantas de tratamento de águas residuais. Murphy (2016) constatou que uma planta de tratamento de águas residuais servindo uma população de 650.000 reduziu a concentração de microplástico em 98,4% da influente de efluentes, ainda microplastics 65 milhões permaneceram no efluente e lodo cada dia7. Mesmo com altas porcentagens de microplastics sendo removido durante os processos de tratamento, milhões, talvez bilhões, de microplastics passam por estações de tratamento de águas residuais diariamente e insira as águas superficiais em efluentes6,8 ,9,10,11.

Devido a sua liberação ambiental, microplastics foram encontrados nos tecidos respiratórios e digestivos de organismos marinhos em todos os níveis tróficos12,13,14,15. Seu impacto após absorção é variável, com alguns estudos mal não observando, enquanto outros demonstram inúmeros efeitos como dano de tecido de física e química4,6,14,15. Devido a essas descobertas, interesse neste campo tem aumentado nas últimas cinco décadas. No entanto, só recentemente estudos começaram a quantificar os restos de plástico, particularmente microplastics, em sistemas de água doce, como rios e lagos, ou avaliar o efeito sobre os organismos habitando em12,estes habitats,16, 17,18. Rios são uma importante fonte de plástico destroços encontrados no oceano como que recebem efluentes de esgoto e escoamento de águas superficiais que contêm microplastics e macroplastics.

O protocolo detalhado aqui pode ser usado para coletar amostras de microplástico onde as redes de arrasto não são viáveis; especificamente, em ambientes aquáticos com altas concentrações de sedimentos suspensos e grande flutuação detritos como o Rio de Mississippi. Bacia do Rio de Mississippi é um dos maiores do mundo e tem uma população de > 90 milhões de pessoas, provavelmente tornando-se uma das maiores fontes de detritos de plástico para o oceano19,20. Cada ano, o Rio de Mississippi as descargas de uma média de 735 km3 de água doce no Golfo do México, junto com altas concentrações de sedimentos suspensos (~ 60 para > 800 mg/L) e detritos grande13,21. Foram coletadas amostras de água em duas profundidades (ou seja, de superfície e profundidade-0.6) em vários locais ao longo do rio Mississippi e seus afluentes em recipientes de polietileno de baixa densidade (PE) 1 L translúcido usando uma bomba peristáltica. No laboratório, as amostras foram filtradas usando peneiras de malha de nylon e filtros de membrana de éster de celulose mista simultaneamente com um cilindro de cloreto de polivinila (PVC) feito por 63,5 mm (2,5 pol) com juntas de União para inserir as peneiras e filtros22. A inclusão das uniões PVC no dispositivo de filtragem permite a filtragem por tantas ou tão poucas classes de tamanho de partícula como desejado. Além disso, pode ser usada para capturar os restos de microplástico até tamanhos sub mícron usando filtros de membrana, ao estudar as fibras sintéticas. Uma vez filtradas, as amostras foram secas e plásticos suspeitos foram identificados e classificados da malha de peneiras e filtros de membrana sob um estereomicroscópio. Suspeita de plásticos em seguida foram examinados usando espectroscopia infravermelha de Fourier transform (micro ATR-FTIR) de reflectância total atenuada de micro para eliminar materiais não sintéticos ou determinar o tipo de polímero. Considerando o tamanho das fibras e partículas de microplástico, a contaminação é comum. Fontes de contaminação incluem deposição atmosférica, vestuário, equipamentos de campo e laboratório, bem como deionizada (DI) de fontes de água. Várias etapas são incluídas em todo o protocolo para reduzir a contaminação de várias fontes, durante a realização de todas as fases do estudo.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. coleta de amostra de água

  1. Coletar amostras de água e dados de qualidade de interesse de barco, onde o rio é bem misturado, idealmente em locais onde a fase do rio ou descarga é conhecida (por exemplo, Estados Unidos Geological Survey (USGS) aferição estações) de água. 20 para garantir que a água é bem misturada, guie o barco usando um medidor portátil imergido no rio para onde a condutividade permanece relativamente constante.
  2. No sites de amostragem, registro de localização de coordenadas e profundidade. Para encontrar a 0.6-profundidade, basta multiplica a profundidade total por 0,6. Medida parâmetros de qualidade de água de interesse (por exemplo, turbidez, temperatura, condutividade, pH e oxigênio dissolvido (DO)) usando um medidor portátil. Para medir os parâmetros, bomba de água de amostra da profundidade desejada em um recipiente de boca larga, usando a bomba peristáltica e tomar imediatamente as medidas (passo 1.5).
  3. Use uma bomba peristáltica com tubulação para obter amostras da superfície e 0.6-profundidade. Fixe o comprimento de tubulação correta da bomba para a determinada profundidade.
    1. Devido às fortes correntes em sistemas fluviais, anexe uma cadeia de 6,4 mm soldada para a tubulação da bomba usando braçadeiras para ajudar o peso da tubulação. No final da cadeia, coloque um bloco de peso ou cimento de mais peso na cadeia e montagem de tubulação.
      Atenção: Não coloque o peso ou cimento diretamente para a tubulação da bomba.
  4. Coloque as efluentes das extremidades do tubo ao longo da borda do barco, longe de roupa que poderia lançar fibras. Abaixe lentamente a influente das extremidades do tubo a profundidade desejada (ou seja, a superfície ou 0,6-profundidade). Em seguida, execute a bomba no sentido inverso para limpar o tubo com ar pelo menos 30 s. Após a purga de ar, inverter o sentido de bomba e enxaguar o tubo com água de amostra da profundidade desejada, permitindo que a água seja drenada do barco ou em um recipiente de resíduos. Parar a bomba, depois que o tubo tenha sido lavado pelo menos 30 s.
  5. Lave o recipiente utilizado para medições de qualidade de água três vezes com água de amostra, dumping a água de enxágue cada vez. Depois de lavadas, encha o recipiente com água de amostra e medir os parâmetros de qualidade de água de interesse usando um medidor portátil (etapa 1.2).
  6. Recolha uma subamostra de microplástico, colocando o efluente de tubulação em um recipiente de 1 L rotulado, que tenha sido previamente enxaguado pelo menos 250 mL de água três vezes. Em seguida, lave o recipiente mais três vezes com a água da amostra, descartar a água de enxágue cada vez. Uma vez que é lavado o recipiente microplástico, preenchê-lo com a amostra.
  7. Usando o mesmo método de bomba peristáltica descrito no passo 1.6, colete uma subamostra de sólidos suspensos totais (SST) em um frasco de 250 mL rotulado, que tem sido previamente enxaguado pelo menos 100 mL de água três vezes. Enxágue a garrafa três vezes mais com água de amostra, descartando a água de enxágue cada vez. Uma vez que o recipiente de TSS é enxaguado, preenchê-lo com a amostra.
  8. Recolher o campo triplica e espaços em branco, pelo menos uma vez por dia no campo, da mesma maneira descrita em passos 1.6-1.7, qualidade garantia/qualidade (QA/QC) para efeitos de controlo. Para coletar um espaço em branco, dois recipientes de 1 L de DI trazer água para o campo. Depois de limpar a tubulação da bomba com o ar, abrir o primeiro recipiente de água DI e enxaguar o tubo da bomba usando o método descrito na etapa 1.4. Uma vez que o tubo é enxaguado, abra o segundo contentor de água DI e bombeá-lo em um recipiente de 1 L a vazio e uma garrafa de 250 mL para microplástico e espaços em branco do TSS, respectivamente.
  9. Armazene o microplástico e subamostras TSS no gelo até retornar para o laboratório, onde elas serão armazenadas a-20 ° C até que eles são processados.
    Atenção: Certifique-se de deixar algum espaço de cabeça no contentor de amostra para que não fiquem danificados devido à expansão do gelo ao congelar.
    Nota: O protocolo pode ser pausado aqui.

2. TSS determinação

  1. Método de uso United States Environmental Protection Agency (USEPA) 160,2 determinar TSS com 250ml subamostras coletadas no campo23. Compare os valores calculados do TSS com os plásticos totais encontrados.

3. microplástico filtragem dispositivo de montagem

  1. Enxague as filtragem dispositivo e nylon Malha crivos (Figura 1) três vezes pelo menos 250 mL de água Desionizada. Coloque a malha peneiras de tamanhos de poros desejada (por exemplo, de 50 µm, 100 µm, 300 µm, 500 µm) em cada União conjunta com poros diminuindo o tamanho da parte superior à parte inferior do dispositivo de filtração (figura 1A). Sele cada União conjunta firmemente para evitar fugas.
  2. Dobre a celulose mista éster membrana filtro (s) (142 mm de diâmetro) de size(s) de poros desejada (por exemplo, 0,45 µm) em forma de cone e colocá-lo para o dispositivo de filtragem:
    Nota: O filtro de membrana de dobramento irá fornecer mais área de superfície para evitar o entupimento do filtro.
    1. Molhe o filtro de membrana com água. Enquanto estiver úmido, dobre o filtro de membrana em forma de cone, com um diâmetro que se encaixa o dispositivo de filtração. Além disso, dobre um pequeno lábio ao longo da borda do cone para que ele se encaixa por cima da União conjunta (figura 1B).
      Atenção: O filtro de membrana deve ser molhado antes de dobrar para evitar rasgar.
    2. Lugar da cesta de malha de aço inoxidável na última União conjunta (Figura 1). Cuidadosamente coloque o filtro de membrana em forma de cone para o cesto (Figura 1). Dobre a borda da União conjunta do lábio do filtro de membrana.
      Nota: A cesta de malha apoiará o filtro e reduzir ruptura, uma vez que aplicou-se um vácuo.
  3. Lugar uma malha da peneira com o menor tamanho de poro desejado (por exemplo, 50 µm) em cima do filtro de membrana na última União comum visto na Figura 1.
    Nota: Isto fornecerá a sustentação extra para segurar o filtro de membrana no lugar durante a filtração.
  4. Uma vez que todas as junções da União são seladas hermeticamente, anexe a mangueira da parte superior do recipiente de filtragem à base do dispositivo de filtração. Em seguida, anexe a mangueira do lado do balão de filtragem para a bomba de vácuo, conforme ilustrado na Figura 2.

Figure 1
Figura 1 : Montagem do dispositivo filtragem. (A), o dispositivo de filtração é montada colocando peneiras de malha do tamanho dos poros desejada para as juntas de União superiores. Filtros de membrana de éster (B) a celulose mista devem ser dobrados em uma forma de cone para caber o diâmetro do dispositivo de filtragem; o cone deve incluir um lábio pequeno para caber ao longo da borda da União conjunta para fixar o filtro no lugar. (C) A malha cesta é colocada na União para adicionar estabilidade para o filtro de membrana. (D) o filtro de membrana dobrada é adicionado ao carrinho de malha e o menor tamanho de peneira de malha é colocado por cima do filtro de membrana. Dispositivo de filtração (E) totalmente montado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2 : Montagem do balão e bomba de filtragem. Um balão de filtragem é anexado a filtração adaptador do dispositivo de vácuo usando um tubo de vinil clara. O frasco de filtração é então anexado à bomba de vácuo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

4. amostra filtração

  1. Recolha os espaços em branco de equipamento antes da filtração, cada vez que o dispositivo é montado. Enxague cuidadosamente o aparelho três vezes pelo menos 250 mL de água Desionizada antes o espaço em branco é coletado. Estes espaços em branco são coletados usando as etapas descritas em etapas 4.2-4.4.
  2. Ligue a bomba de vácuo. Certifique-se de que a pressão da bomba de vácuo não exceda 127 mm Hg, ou o filtro de membrana pode rasgar.
    Atenção: Dependendo da taxa de fluxo de filtração da amostra, pressão pode aumentar dentro do dispositivo de filtração se entope de sedimentos a malha de peneiras ou filtros de membrana. Potencialmente, isso pode levar a uma ruptura no filtro de membrana antes de chegar a uma leitura de 127 mm Hg. Por esta razão, olhem a pressão como talvez precise ser ajustado abaixo de 127 mm Hg em uma base de exemplo por exemplo.
  3. Use um cilindro graduado de 500 mL, triplo enxaguado com pelo menos 250 mL de água DI, para medir o volume total da amostra. Registrar o volume e transferir a amostra proveniente do cilindro graduado para o dispositivo de filtração.
    Atenção: Dependendo do tamanho da amostra água e balão de filtragem, o balão de filtragem pode precisar ser esvaziada várias vezes durante a filtração da amostra.
    1. Para esvaziar o balão de filtragem, desligue a bomba e separe os dois tubos do balão. Esvazie o frasco em um recipiente de resíduos separado.
      Atenção: Manter a água de amostra filtrada até que toda a amostra foi filtrada e confirma-se que o filtro de membrana está intacto.
    2. Para continuar o ciclo de filtração, reconecte as mangueiras no balão de filtragem, conforme descrito no passo 3.4 e ligue a bomba.
  4. Uma vez que toda a amostra foi filtrada, lave o recipiente de amostras e cilindro graduado três vezes pelo menos 250 mL de água Desionizada. Depois de cada lavagem, filtre a água utilizada para lavar o recipiente e cilindro graduado para garantir que todas as partículas têm sido filtradas.

5. desmontagem do dispositivo de filtração microplástico

  1. Lave as paredes do dispositivo filtragem três vezes pelo menos 250 mL de água Desionizada para garantir que todas as partículas têm sido filtradas e nenhum permanecem no dispositivo de filtração.
  2. Desligue a bomba de vácuo, então cuidadosamente Desaperte e retire a primeira União. Ligue a bomba e usar um frasco de lavagem DI água para enxaguar as bordas da articulação da União. Lave as partículas nas bordas da peneira de malha no centro para garantir que todos eles são coletados.
  3. Desligue a bomba e retire a peneira de malha cuidadosamente com a pinça limpa, certificando-se de não tocar as partículas sobre a superfície da peneira de malha. Coloque a peneira de malha em um prato de Petri coberto e secá-lo em 60 ᵒC por 24 h. Depois de seco, as amostras podem ser armazenadas até pode começar a análise.
  4. Repita as etapas 5.1-5.3 para cada União junta uma peneira de malha de habitação.
  5. A última União conjunta que abriga um filtro de malha de peneira e membrana, repita as etapas 5.1-5.3 para a peneira de malha.
    Atenção: Tenha cuidado quando enxaguar a peneira de malha, como exemplo pode ser perdido se lavadas sob o filtro de membrana.
  6. Ligue a bomba de vácuo e enxágue as bordas do filtro de membrana, usando uma garrafa de lavagem de água DI. Lave as partículas nas bordas do filtro de membrana ao centro para garantir que o exemplo completo é filtrado. Antes de remover o filtro de membrana, certifique-se de que toda a água já passou por isso e que nenhuma água é pool em sua superfície.
    Atenção: Novamente, tenha cuidado quando enxaguar o filtro de membrana como a amostra pode ser perdida se lavado debaixo dela.
  7. Retire cuidadosamente e desdobrar o filtro de membrana com a pinça. Coloque o filtro de membrana em uma placa de Petri ou folha envelope apropriado para seu diâmetro.
    Nota: O filtro de membrana deve ser úmido, enquanto sendo manipulados para evitar rasgar.
  8. Seque o filtro de membrana coberto na estufa a 60 ᵒC por 24 h. Depois de seco, armazene amostras até pode começar a análise.
    Nota: O protocolo pode ser pausado aqui.

6. partículas análise

  1. Deixe a peneira de malha ou membrana do filtro em caixa de Petri e remover somente a tampa para começar a analisar a amostra para microplastics. Isto irá garantir que se qualquer partículas caiam o filtro de malha peneira ou membrana permanecerão na caixa de Petri, que pode ser analisado depois de todas as partículas são removidas do filtro de malha de peneira ou membrana.
  2. Examine o filtro peneira ou membrana de rede sob um estereomicroscópio (ampliação de X 14-90) para identificar fibras e partículas de plástico suspeitas. Use os seguintes critérios ao identificar suspeitos plásticos: nenhuma estrutura celular, as fibras são espessura igual em toda, e partículas não são brilhantes24.
  3. Retire o filtro de malha de peneira ou membrana plásticos todos os suspeitos e colocá-los em um frasco de coleta contendo etanol a 70%. Grave a cor e a forma (por exemplo, partículas, fibra, filme, etc.) de cada plástico suspeita.
  4. Uma vez que todos os plásticos suspeitos são retirados do filtro de malha de peneira ou membrana e quantificados, examine a tampa e a parte inferior da caixa de Petri seguindo passos 6.2-6.3.
  5. Depois da malha crivo ou filtro de membrana e o prato de Petri foram examinadas e todos os plásticos suspeitos removido e quantificada, coloque as partículas ou fibras do frasco coleção numa lâmina revestida de alumínio 12 slots para análise usando um micro ATR-FTIR.
    Nota: Nem sempre é viável para testar cada plástico suspeito na micro ATR-FTIR. Portanto, "estrategicamente escolher" a quantidade que irá abordar os objetivos do estudo e anomalias na suspeita de plásticos (por exemplo, um elevado número de partículas ou fibras similares)25. Em um sentido geral, teste como muitos suspeitaram plásticos quanto possível, mas não inferior a 20%.
    1. Uma vez que plásticos suspeitos são analisados usando micro ATR-FTIR, usar bancos de dados espectrais para determinar se uma determinada amostra é de plástico e, em caso afirmativo, determinar o tipo de polímero de plástico.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Para validar as taxas de recuperação do presente protocolo, três amostras (V1-V3) da Baía de Oso, Corpus Christi, Texas (ao lado do Texas A & M University Campus de Corpus Christi), estava cravado com 10 partículas de PE azuis (variando de 50 a 100 µm em diâmetro) e 50 fibras de nylon verde de vários comprimentos (Figura 3). TSS da amostra foi calculado (seção 2) e, em seguida, as amostras foram filtradas usando os métodos descritos nas seções 3-5. O azul do PE partículas e fibras de nylon verde foram então separadas e quantificado (tabela 1). Outras fibras e partículas foram observadas na malha de peneiras e filtros de membrana, provavelmente derivados da amostra de água da Baía Oso. Em média, 100% das partículas do PE e 92% das fibras de nylon foram recuperados. Uma perda de fibras pode ser devido a uma pequena quantidade de perda de amostra durante a filtração ou identificação incorreta.

Um espaço em branco do equipamento foi coletado do dispositivo de filtragem por filtragem de 1000 mL de água Desionizada. Este branco foi analisado usando 100 µm e 50 µm de malha crivos e um filtro de membrana de 0,45 µm. Um total de 7 fibras (azul e claro) foram encontrados no equipamento em branco. Esta contaminação pode ter sido do dispositivo de filtragem, equipamentos de laboratório, deposição atmosférica ou água DI. No entanto, as fibras não foram semelhantes para o azul do PE partículas e fibras de nylon verde usadas para spike as amostras.

Este protocolo foi criado para processar amostras da bacia hidrográfica do Rio Mississípi, incluindo promovem o rio Mississippi e do Rio Missouri. Análises preliminares do rio Mississippi e Missouri River tinham uma média de TSS de 63 mg/L. Enquanto os valores de TSS da Baía Oso normalmente são inferiores aos observados na bacia hidrográfica do rio Mississippi, sedimento foi intencionalmente perturbado antes da coleta de água para simular a altas concentrações de sedimentos suspensos que podem ser encontradas no rio grande sistemas. A TSS média nas amostras de Baía Oso era 1.865 mg/L, que é ~ 30 vezes maior do que o TSS calculados para as amostras do rio Mississippi e do Rio Missouri. As amostras turvas de Baía Oso sugerem sucesso filtração das amostras com um TSS de até ~ 1.800 mg/L usando as técnicas descritas aqui.

Figure 3
Figura 3 : Partículas e fibras usadas para validação de recuperação por cento. Imagem de duas partículas de PE azuis e duas fibras de nylon verde em uma escala dos tamanhos usado para spike as amostras de validação da Baía Oso em Corpus Christi, Texas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Amostra TSS (g/L) 0,45 μm 50 μm 100 μm Total % Recuperado
Fibras Partículas Fibras Partículas Fibras Partículas Fibras Partículas Fibras Partículas
V1 4.663 1 0 18 0 31 10 50 10 100 100
V2 0 0 21 0 28 10 49 10 98 100
V3 0 0 27 0 14 10 41 10 82 100

Tabela 1: resultados de amostras de validação. Um número definido de azul PE de partículas e fibras de nylon verde foram adicionado para amostras colhidas de Baía Oso em Corpus Christi, Texas, para validar o protocolo de análise e dispositivo de filtração. Três amostras de validação de microplástico (V1-V3) e uma amostra de TSS foram tiradas no mesmo local no banco da Baía Oso. As fibras e partículas foram quantificadas para cada tamanho de poro e um total foi calculado para cada amostra de validação. Usando a quantidade conhecida de fibras e de partículas, usadas para spike as amostras e o total recuperado de cada amostra, calculou-se a recuperação por cento.

O protocolo também foi projetado para rios de amostra de duas profundidades: a superfície (a profundidade do rio com a mais alta velocidade) e 0,6-profundidade (a profundidade do rio com uma velocidade média aproximadamente para a coluna de água toda). Amostras do rio Mississippi e Missouri River (tabela 2) foram coletadas e analisadas conforme descrito acima. Para examinar o efeito de profundidade na concentração de microplástico, a primeira e segunda amostra foram tirada no mesmo local (ou seja, o Rio de Mississippi em Alton, Illinois), mas em diferentes profundidades. Para examinar o possível efeito de amostragem local no carregamento de microplástico, as primeiras e a terceiros amostras foram tiradas na mesma profundidade, mas em locais diferentes (ou seja, o Rio de Mississippi em Alton, Illinois e rio acima de Saint Louis, Missouri Missouri). Exemplos de fibras e partículas encontradas nas amostras da bacia do rio Mississippi preliminares são mostrados na Figura 4.

Localização Estação de calibragem do USGS Profundidade Turbidez TSS Fibras Partículas Fibras Partículas Fibras Partículas Fibras Partículas Total Fibra / relação de Particule
0,45 mm 50 mm 100 mm Total
m NTU g/L # / L
MS; Alton, IL USGS 05587498 0 38,3 0.063 80 0 126 1 54 1 260 2 262. 130
MS; Alton, IL USGS 05587498 20.1 61.4 0,090 191 0 151 5 195 1 537 6 543 90
MO; Parte inferior do Columbia, MO USGS 06935965 0 30,8 0.036 122 4 57 0 37 0 216 4 220 54
MS = Rio de Mississippi; MO = Rio Missouri

Tabela 2: Rio Mississippi bacia hidrográfica coleta e análise de dados de exemplo. Foram coletadas amostras preliminares perto USGS aferição estações no rio Mississippi e Missouri River. Profundidade (m), turbidez (NTU) e TSS (mg/L) foram medidos para cada site. Amostras foram filtradas e analisadas na sequência deste protocolo. Fibras e partículas foram quantificadas para 50 µm e 100 µm poro tamanho peneiras, bem como um filtro de membrana de 0,45 µm de malha. Devido à falta de materiais coletados em uma peneira de malha de 500 µm, este tamanho é excluído os resultados apresentados.

Figure 4
Figura 4 : Exemplo partículas e fibras encontraram na amostra preliminar da bacia hidrográfica do rio Mississippi. Imagens de fibras e partículas quantificadas em uma amostra (tabela 2) da superfície do rio Mississippi em Alton, Illinois. Imagem do (A) de duas fibras azuis que variam em tamanho, em um filtro de membrana de 0,45 µm. (B) imagem de um vermelho de partículas e várias fibras encontradas em uma peneira de malha de 50 µm, mostrando o intervalo em cor, tamanho e forma dos microplastics encontrados na bacia hidrográfica do rio Mississippi. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Microplástico coleção usando redes de arrasto é o método convencional em ambientes como o oceano, onde ambos os sedimentos e concentrações de plástico são volumes de amostra grande baixo, assim que requerem. No entanto, redes de arrasto não são sempre práticos ou seguro em rios com cargas de sedimento alta e grande flutuação ou detritos submersos. Além disso, não é possível usar uma rede de emalhar de deriva quando tentar exaustivamente capturar e quantificar materiais do microplástico, particularmente as fibras, como a maioria das redes utilizadas para os exames de plástico têm malha tamanhos ≥300 µm. O protocolo descrito neste documento permite a amostragem em mananciais contendo cargas de sedimento alta permitindo também a captura de microplastics < 300 µm de diâmetro. O método e o dispositivo de filtragem associado são versáteis e podem ser adaptados às necessidades específicas do projeto. Além disso, dados obtidos com este protocolo ajudará a desenvolver estratégias de mitigação para melhorar a qualidade da água e medir a eficácia destas estratégias, tais como a recente Microconta ban26.

Esse método permite que o controle da profundidade de coleta de amostra, a entrada de volume e a separação do microplastics em classes de tamanho, enquanto a contabilidade para várias fontes de contaminação. Empregar uma bomba peristáltica permite que o usuário para coletar amostras em qualquer profundidade desejada, ajustando o comprimento da tubulação da bomba. Os usuários podem facilmente controlar o volume da amostra com o uso de dispositivo de filtração, enquanto os encaixes da União destacáveis permitam adaptações no material do filtro e pore tamanhos para acomodar diâmetros variáveis e concentrações de plástico. Descobrimos que um tamanho de amostra de 1 L era ideal para quantificar microplastics na bacia hidrográfica do rio Mississippi para várias razões. Em primeiro lugar, dentro de 1 litro de água, achamos que havia centenas de suspeitos de fibras e partículas. Em segundo lugar, as massas de sedimentos alta em amostras com volumes superiores a 1 L diminuiu substancialmente a filtragem. Em terceiro lugar, filtragem mais vezes podem potencialmente levar a maior contaminação do laboratório. O dispositivo de filtragem e a capacidade de facilmente adaptá-lo às diferente projeto precisa facilitar a recolha e análise de detritos microplástico em tamanhos de submícron, que é particularmente útil quando estudando as fibras sintéticas.

A inclusão das articulações da União facilita a remoção de peneiras de malha ou membrana filtros entre ciclos de filtração, mas exige que as articulações sejam fechadas firmemente e cuidadosamente para garantir a malha crivos e filtros de membrana são assentados corretamente, que evita a perda de amostra ( Seções 3 e 5). Para evitar rasgar ou rachando, o filtro de membrana precisa ser úmido antes de manuseá-lo, mas seco antes da análise microscópica. Ruptura pode ocorrer no filtro de membrana, antes que a pressão da bomba atinge 127 mm Hg (passos 4.2), especialmente em amostras com volume elevado de sedimentos. Portanto, a pressão deve ser cuidadosamente observado e ajustar conforme necessário.

Embora o protocolo para utilizar o dispositivo de filtração alivia problemas associados à implantação de redes de arrasto tais como entupimento da rede com sedimentos suspensos, que aumenta o processamento da amostra no laboratório, que aumenta as chances de contaminação. Para reduzir ou eliminar a contaminação potencial de manipulação da amostra, todos os equipamentos devem ser lavados cuidadosamente com suficientes quantidades de DI água três vezes e espaços em branco devem ser tomados de cada dispositivo (por exemplo, bomba peristáltica, dispositivo de filtração, recipiente de coleta) em toda a coleta, processamento e análise. Cada ambiente e equipamento em branco então serão filtrados e analisaram usando o protocolo descrito em seções de 4-6. O uso de um sistema de filtração de água ultra pura poderia reduzir o potencial de contaminação da água usada para enxaguar e espaços em branco.

No laboratório, pelo menos, 20% das amostras deve ser analisado por dois indivíduos para garantir a identificação consistente de plástico. Durante a filtração e análise no laboratório, abra Petri pratos podem servir como espaços em branco de laboratório e ser colocados em áreas designadas para a duração do período de análise. Cada laboratório em branco serão então analisado usando o protocolo na seção 6. Para evitar a contaminação da deposição atmosférica, cobrir todo o equipamento com folha de alumínio após a lavagem com água.

O uso de uma bomba peristáltica e dispositivo de filtração microplástico feito por este protocolo permite aos usuários coletar amostras em ambientes que contêm alta concentração de sedimentos suspensos. Além disso, esse método permite que os usuários capturem e quantificar os restos microplástico < 300 µm, especificamente de microfibras. A recuperação por cento para este protocolo foi medida para ser 100% e 92% para partículas de PE e fibras de nylon, respectivamente, mostrando taxas de recuperação relativamente alta. Foram colhidas amostras preliminares na bacia hidrográfica do rio Mississippi também usando este protocolo onde a média de amostras de 1 L > 200 microplastics que variam em tamanho (0.45-500 µm), forma e cor. Este protocolo irá guiar estudos semelhantes sobre o destino, efeitos e fontes de microplastics.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgments

Para que este protocolo foi estabelecido o projeto foi financiado pelo National Oceanic and Atmospheric Administration (NOAA) programa de detritos marinhos (# NA16NO29990029). Agradecemos a Miles Corcoran na pesquisa nacional de grandes rios e centro de educação (NGRREC) em Alton, Illinois, para obter ajuda com a operação de seleção e barco de site. Trabalho de campo e laboratório foi concluído com a ajuda de Camille Buckley, Michael Abegg, Josiah Wray e Rebecca Wagner.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1L Cubitainer Containers, Low-Density Polyethylene VWR 89094-140 Containers used to collect and store samples.
2-1/2" Clear Schedule 40 Rigid PVC Pipe United States Plastic Corporation 34138 The PVC pipe used to make the device comes as an 2.43 m pipe. The pipe was then cut to the desired lengths for each section seperated by union joints. Section lengths were decided by predicting smaller pore sizes would clogg the device quicker. Longer sections were placed above the smaller pore sizes to collect and hold water to prevent needing to disassemble the device to change a filter while a sample remained in the device. For one filtration device one 18 in, one 12 in, and two 6 in peices are needed.
2-1/2" PVC SCH 40 Socket Union  Supply House 457-025 Union joints were glued to PVC pipe to house nylon sieves and mixed cellulose membranes.
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque Off-White, 12" Width, 12" Length, 500 microns Mesh Size, 38% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon CMN-0500-C/5PK-05 Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque White, 12" Width, 12" Length, 100 microns Mesh Size, 44% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon B0043D1TB4 Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque White, 12" Width, 12" Length, 50 microns Mesh Size, 37% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon B0043D1SGA Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Mixed Cellulose Ester Membrane, 0.45um, 142mm, 25/pk VWR 10034-914 Mixed cellulose membrane filter with 0.45 um was used as the last filter. A large diameter was used to allow the filter to be folded into a cone to increase surface area of the filter to prevent clogging. 
Metal Mesh Basket Tea Leaves Strainer Teapot Filter 76mm Dia 3pcs Uxcell via Amazon a15071600ux0260 The mesh basket used to provide extra support for the membrane filter to prevent tearing when pressure was applied by a vacuum pump.
1/2" PVC Barbed Insert Male Adapter Supply House 1436-005 A vacuum adapter was added to allow vacuum filtration in the case of slow filtration due to high sediment concentration.
1/2 in. O.D. x 3/8 in. I.D. x 10 ft. PVC Clear Vinyl Tube Home Depot 702229 Tubing used to connect the vacuum pump to the filtration device.
YSI Professional Plus Multiparameter Instrument with Quatro Cable YSI 6050000 Handheld meter used to measure additional water quality parameters parameters (e.g., turbidity, temperature, conductivity, pH, and dissolved oxygen (DO)).
2100P Portable Turbidimeter Hach 4650000 Handheld meter used to measure turbidity.
FEP-lined PE tubing Geotech 87050529 Tubing used with perestaltic pump to collect water samples from desired depths.
Geopump Peristaltic Pump Series II Geotech 91350123 Pump used to collected water samples.
MeiJi Techno EMZ-8TR Microscope Microscope.com EMZ8TR-PLS2 Microscope used analyze mesh sieves and membrane filters to quanitfy suspect microsplastics.
Nicolet iS10 FTIR Spectrometer Thermo Electron North America 912A0607 FTIR used to analyze suspect microplastics.
Nicolet iN5 FTIR microscope Thermo Electron North America 912A0895 FTIR microscope used to analyze suspect microplastics.
Germanium (Ge) ATR Thermo Electron North America 869-174400 Geranium ATR accessory used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.
Aluminum EZ-Spot Micro Mounts (Pkg of 5) Thermo Electron North America 0042-545 Microscope slides used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.
Aluminum Coated Glass Sample Slides Thermo Electron North America 0042-544 Microscope slides used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Fowler, C. W. Marine debris and northern fur seals: A case study. Marine Pollution Bulletin. 18, 326-335 (2015).
  2. Eriksen, M., et al. Plastic pollution in the world's oceans: More than 5 trillion plastic pieces weighing over 250,000 tons afloat at sea. PLoS One. 9, (12), e111913 (2014).
  3. Jambeck, J. R., et al. Marine pollution. Plastic waste inputs from land into the ocean. Science. 347, (6223), 768-771 (2015).
  4. Andrady, A. L. Microplastics in the marine environment. Marine Pollution Bulletin. 62, (8), 1596-1605 (2011).
  5. Cole, M., Lindeque, P., Halsband, C., Galloway, T. S. Microplastics as contaminants in the marine environment: a review. Marine Pollution Bulletin. 62, (12), 2588-2597 (2011).
  6. Browne, M. A., et al. Accumulation of microplastic on shorelines worldwide: Sources and sinks. Environmental Science & Technology. 45, (21), 9175-9179 (2011).
  7. Murphy, F., Ewins, C., Carbonnier, F., Quinn, B. Wastewater treatment works (WwTW) as a source of microplastics in the aquatic environment. Environmental Science & Technology. 50, (11), 5800-5808 (2016).
  8. Zubris, K. A., Richards, B. K. Synthetic fibers as an indicator of land application of sludge. Environmental Pollution. 138, (2), 201-211 (2005).
  9. Fendall, L. S., Sewell, M. A. Contributing to marine pollution by washing your face: Microplastics in facial cleansers. Marine Pollution Bulletin. 58, (8), 1225-1228 (2009).
  10. Gregory, M. R. Plastic 'scrubbers' in hand cleansers: A further (and minor) source for marine pollution identified. Marine Pollution Bulletin. 32, (12), 867-871 (1996).
  11. Bayo, J., Olmos, S., López-Castellanos, J., Alcolea, A. Microplastics and microfibers in the sludge of a municipal wastewater treatment plant. International Journal of Sustainable Development and Planning. 11, 812-821 (2016).
  12. McCormick, A., Hoellein, T. J., Mason, S. A., Schluep, J., Kelly, J. J. Microplastic is an abundant and distinct microbial habitat in an urban river. Environmental Science & Technology. 48, (20), 11863-11871 (2014).
  13. Farrell, P., Nelson, K. Trophic level transfer of microplastic: Mytilus edulis (L.) to Carcinus maenas (L.). Environmental Pollution. 177, 1-3 (2013).
  14. Rochman, C. M., et al. Scientific evidence supports a ban on microbeads. Environmental Science & Technology. 49, (18), 10759-10761 (2015).
  15. Taylor, M. L., Gwinnett, C., Robinson, L. F., Woodall, L. C. Plastic microfibre ingestion by deep-sea organisms. Scientific Reports. 6, 33997 (2016).
  16. Mani, T., Hauk, A., Walter, U., Burkhardt-Holm, P. Microplastics profile along the Rhine River. Scientific Reports. 5, 17988 (2015).
  17. Morritt, D., Stefanoudis, P. V., Pearce, D., Crimmen, O. A., Clark, P. F. Plastic in the Thames: a river runs through it. Marine Pollution Bulletin. 78, (1-2), 196-200 (2014).
  18. National Park Servies. https://www.nps.gov/miss/riverfacts.htm (2017).
  19. United States Census Bureau. https://www.census.gov/geo/maps-data/data/tiger-data.html (2010).
  20. United States Geological Survey (USGS). https://waterdata.usgs.gov/nwis/rt (2016).
  21. Grimes, C. B. Fishery Production and the Mississippi River. Fisheries. 28, (8), 17-26 (2001).
  22. Talvitie, J., et al. Do wastewater treatment plants act as a potential point source of microplastics? Preliminary study in the coastal Gulf of Finland, Baltic Sea. Water Science and Technology. 72, (9), 1495-1504 (2015).
  23. United States Environmental Protection Agency (USEPA) Method 160.2: Residue, Non-filtereable (Gravimetric, Dried at 103-105C). (1971).
  24. Nor, N. H., Obbard, J. P. Microplastics in Singapore's coastal mangrove ecosystems. Marine Pollution Bulletin. 79, (1-2), 278-283 (2014).
  25. Woodall, L. C., Gwinnett, C., Packer, M., Thompson, R. C., Robinson, L. F., Paterson, G. L. Using a forensic science approach to minimize environmental contamination and to identify microfibres in marine sediments. Marine Pollution Bulletin. 95, (1), 40-46 (2015).
  26. S. 1424 - 114th Congress: Microbead-Free Waters Act of 2015. www.congress.gov (2015).
Amostragem, classificação e caracterização Microplastics em ambientes aquáticos com cargas de sedimentos suspensos altos e grandes destroços flutuantes
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Martin, K. M., Hasenmueller, E. A., White, J. R., Chambers, L. G., Conkle, J. L. Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris. J. Vis. Exp. (137), e57969, doi:10.3791/57969 (2018).More

Martin, K. M., Hasenmueller, E. A., White, J. R., Chambers, L. G., Conkle, J. L. Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris. J. Vis. Exp. (137), e57969, doi:10.3791/57969 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter