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Muestreo, clasificación y caracterización de Microplastics en ambientes acuáticos con cargas de sedimento en suspensión alta y basura flotante grande

doi: 10.3791/57969 Published: July 28, 2018

Summary

Mayoría de microplastic la investigación hasta la fecha se ha producido en los sistemas marinos donde son relativamente bajos niveles sólidos suspendidos. Enfoque está ahora cambiando a sistemas de agua dulce, que pueden presentar sedimentos altas cargas y residuos flotantes. Este protocolo trata de recolectar y analizar muestras de microplastic de ambientes acuáticos que contienen altas cargas sólidas suspendidas.

Abstract

La presencia ubicua de los desechos plásticos en el océano es ampliamente reconocida por las comunidades científicas, públicas y agencias gubernamentales. Sin embargo, sólo recientemente microplastics en sistemas de agua dulce, como ríos y lagos, se han cuantificado. Microplastic toma de muestras en la superficie generalmente consiste en desplegar redes a la deriva detrás de ya sea una embarcación estacionaria o en movimiento, que limita la toma de muestras en ambientes con bajos niveles de sedimentos y desechos flotantes o sumergidos. Estudios previos que emplean redes de deriva para recoger desechos de microplastic típicamente utilizan redes con ≥300 μm tamaño de acoplamiento, permitiendo plástico residuos (partículas y fibras) por debajo de este tamaño para pasar a través de la red y escapan a la cuantificación. El protocolo aquí detallada permite: 1) de la muestra colección en ambientes con alta suspendido cargas y flotantes o sumergidos escombros y 2) la captación y cuantificación de fibras y partículas microplastic < 300 μm. muestras de agua fueron recogidos usando un bomba peristáltica en envases de polietileno de baja densidad (PE) para almacenarse antes de filtrado y análisis en el laboratorio. Filtración se realizó con un dispositivo de filtración de microplastic por encargo con las juntas de Unión desmontables que albergaba tamices de malla de nylon y mixto celulosa filtros de membrana de éster. Tamices de malla y filtros de membrana fueron examinados con un estereomicroscopio para cuantificar y separar las fibras y las partículas microplastic. Estos materiales fueron examinados luego con una reflectancia total atenuada micro espectrómetro infrarrojo de transformada de Fourier transforman (micro ATR-FTIR) para determinar el tipo de polímero de microplastic. Recuperación se midió por clavar las muestras utilizando azul PE partículas y fibras de nylon verde; recuperación por ciento fue determinada para ser 100% para las partículas y el 92% de las fibras. Este Protocolo será guía de estudios similares en microplastics en ríos de alta velocidad con altas concentraciones de sedimentos. Con modificaciones simples a la bomba peristáltica y dispositivo, los usuarios pueden recopilar y analizar varios volúmenes de muestra y los tamaños de partículas.

Introduction

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Plástico se observó por primera vez en el océano desde la década de 19301. Estimaciones recientes de la gama de desechos plásticos marinos más de 243.000 toneladas métricas (MT) de plástico en la superficie del océano a 4.8-12,7 millones de toneladas de plástico en el océano de terrestre fuentes anualmente2,3. Los primeros estudios sobre desechos marinos de plástico centraron en macroplastics (> 5 mm de diámetro) ya que son fácilmente visibles y cuantificables. Sin embargo, recientemente se descubrió que macroplastics representar < 10% de los desechos plásticos, por cuenta, en el océano, lo que indica que la inmensa mayoría de los desechos plásticos es microplastic (< 5 mm de diámetro)2.

Microplastics se clasifican en dos grupos: primarias y secundarias microplastics. Microplastics primarias consisten de plásticos que se fabrican en diámetro < 5 mm e incluyen nurdles, pellets crudos utilizados para hacer los productos de consumo, microbeads utilizado como exfoliantes en productos de cuidado personal (p. ej., lavado facial, exfoliante corporal, pasta de dientes) y abrasivos o lubricantes en la industria. Secundarias microplastics se crean en el entorno como desechos de plástico más grande está fragmentada por fotólisis, abrasión y descomposición microbiana4,5. Fibras sintéticas también microplastics secundaria y son motivo de creciente preocupación. Una sola prenda puede liberar > 1.900 fibras por lavado en una lavadora doméstica6. Estas microfibras, como microesferas de productos de cuidado personal, se lavan en el sistema de alcantarillado y drenajes antes de entrar en las plantas de tratamientos de aguas residuales. Murphy (2016) encontró que una planta de tratamiento de aguas residuales que sirven una población de 650.000 redujo la concentración de microplastic en un 98.4% de afluente al efluente, microplastics 65 millones permanecieron en efluentes y lodos cada día7. Incluso con altos porcentajes de microplastics ser removidos durante los procesos de tratamiento, millones, posiblemente miles de millones, de microplastics pasan a través de plantas de tratamiento de aguas residuales diariamente y entrar en las aguas superficiales en efluentes6,8 ,9,10,11.

Debido a su liberación ambiental, microplastics se han encontrado en los tejidos digestivos y respiratorios de los organismos marinos a través de los niveles tróficos12,13,14,15. Su impacto después de la absorción es variable, con algunos estudios no observar daños, mientras que otros demuestran numerosos efectos como daños físicos y químicos del tejido4,6,14,15. Debido a estos descubrimientos, el interés en este campo ha aumentado en las últimas cinco décadas. Sin embargo, sólo recientemente han comenzado a cuantificar los desechos plásticos, particularmente microplastics, en sistemas de agua dulce, como ríos y lagos, o evaluar el efecto sobre los organismos en estos hábitats12,16, estudios 17,18. Los ríos son una fuente importante de desechos de plástico encontrado en el océano que reciben efluentes de aguas residuales y escorrentía de aguas superficiales que contienen microplastics y macroplastics.

El protocolo detallado aquí puede utilizarse para obtener muestras de microplastic donde las redes de deriva no son factibles; específicamente, en ambientes acuáticos con altas concentraciones de sedimentos y grandes flotantes desechos como el río de Mississippi. La cuenca del río Mississippi es uno de los más grandes del mundo y tiene una población de > 90 millones de personas, es probable que lo que es una de las mayores fuentes de desechos plásticos al océano19,20. Cada año, el río de Mississippi descarga un promedio de 735 km3 de agua dulce en el Golfo de México, junto con altas concentraciones de sedimentos (~ 60 a > 800 mg/L) y basura grande13,21. Se recolectaron muestras de agua a dos profundidades (es decir, superficie y profundidad de 0.6) en varios lugares a lo largo del río Mississippi y sus afluentes en translúcido envases de polietileno de baja densidad (PE) de 1 L usando una bomba peristáltica. En el laboratorio, las muestras se filtraron con tamices de malla de nylon y filtros de membrana de éster de celulosa mezclada simultáneamente con un cilindro de cloruro de polivinilo (PVC) por encargo de 63,5 mm (2,5 in) con las juntas de Unión para insertar los filtros y tamices de22. La inclusión de uniones de PVC en el dispositivo de filtración permite la filtración por clases de tamaño de partícula tantos o tan pocos como desee. Además, puede utilizarse para capturar escombros microplastic hasta tamaños sub-micron usando filtros de membrana en el estudio de las fibras sintéticas. Una vez filtradas, las muestras se secaron y plásticos sospechosos fueron identificados y ordenados de los tamices de malla y filtros de membrana bajo un estereomicroscopio. Plásticos sospechosos entonces fueron examinados usando reflectancia total atenuada micro espectroscopia infrarroja de transformada de Fourier transforman (micro ATR-FTIR) para eliminar materiales no sintéticos o determinar el tipo de polímero. Teniendo en cuenta el tamaño de las partículas de microplastic y las fibras, la contaminación es común. Fuentes de contaminación incluyen la deposición atmosférica, ropa, equipo de campo y laboratorio, así como desionizada (DI) fuentes de agua. Varios pasos se incluyen en el protocolo para reducir la contaminación de diversas fuentes durante todas las etapas del estudio.

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Protocol

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1. el agua recogida de la muestra

  1. Recoger muestras de agua y el agua datos de calidad de interés en barco donde el río está bien mezclado, en lugares donde río etapa o descarga es conocida (por ejemplo, estaciones de aforos de United States Geological Survey (USGS)). 20 para asegurar que el agua esté bien mezclado, guía el barco con un medidor de mano sumergido en el río a donde conductividad permanece relativamente constante.
  2. En los sitios de muestreo, registro de ubicación de coordenadas y profundidad. Para encontrar la profundidad de 0.6, simplemente multiplica la profundidad total por 0.6. Medir parámetros de calidad de agua de interés (p. ej., turbidez, temperatura, conductividad, pH y oxígeno disuelto (OD)) con un medidor de mano. Para medir los parámetros, bomba de agua de la muestra de la profundidad deseada en un recipiente de boca ancha con la bomba peristáltica y tomar inmediatamente las medidas (criterio 1.5).
  3. Utilice una bomba peristáltica con tubo para obtener muestras de la superficie y una profundidad de 0.6. Fije la longitud correcta de la tubería a la bomba de la profundidad dada.
    1. Debido a las fuertes corrientes en sistemas fluviales, coloque una cadena de 6,4 mm soldada a la tubería de la bomba utilizando abrazaderas de plástico para ayudar a peso. Al final de la cadena, coloque un bloque de peso o cemento más peso la cadena y tubo.
      PRECAUCIÓN: No coloque el bloque de peso o cemento directamente a la tubería de la bomba.
  4. Lugar el efluente final de la tubería sobre el borde del barco, de la ropa que podría arrojar las fibras. Baje lentamente el extremo influente del tubo a la profundidad deseada (es decir, la superficie o profundidad de 0,6). A continuación, ejecute la bomba en marcha para purgar el tubo con el aire para por lo menos 30 s. Después de la purga de aire, invertir la dirección de la bomba y enjuague el tubo con la muestra de agua de la profundidad deseada y permitiendo que el agua drene el barco o en un contenedor de residuos. Parar la bomba después de que la tubería ha sido aclarada por al menos 30 s.
  5. Enjuague el recipiente utilizado para mediciones de calidad de agua tres veces con agua de muestra, descarga el agua de enjuague cada vez. Una vez aclarado, llene el recipiente con la muestra de agua y medir los parámetros de calidad de agua de interés utilizando un medidor portátil (paso 1.2).
  6. Recoger una submuestra de microplastic colocando el efluente del tubo en un recipiente de 1 L etiquetado, que ha sido previamente enjuagado con al menos 250 mL de agua desionizada tres veces. Luego, enjuague el recipiente tres veces más con el agua de la muestra, descartar el agua de enjuague cada vez. Una vez que se enjuaga el recipiente microplastic, llenarlo con la muestra.
  7. Utilizando el mismo método de bomba peristáltica en paso 1.6, recoger una submuestra para sólidos suspendidos total (TSS) en una botella de 250 mL etiquetadas, que ha sido previamente enjuagada con al menos 100 mL de agua desionizada tres veces. Enjuague el frasco tres veces con agua de la muestra, descartar el agua de enjuague cada vez. Una vez que el contenedor TSS se enjuaga, llenarlo con la muestra.
  8. Recoger el campo triplicados y los espacios en blanco al menos una vez al día en el campo, de la misma manera que se describe en los pasos 1.6-1.7, para fines de control (QA/QC) de calidad/aseguramiento de la calidad. Para recoger un espacio en blanco, llevar dos envases de 1 L de DI agua al campo. Después de purgar la tubería de la bomba con aire, abra el primer contenedor de agua desionizada y enjuague el tubo de la bomba usando el método descrito en el paso 1.4. Una vez que el tubo se enjuaga, abra el segundo contenedor de agua desionizada y bomba en un recipiente vacío de 1 L y una botella de 250 mL para microplastic y TSS espacios en blanco, respectivamente.
  9. Guarde las microplastic y submuestras de TSS en el hielo hasta volver al laboratorio, donde ellos serán almacenados a-20 ° C hasta que se procesan.
    PRECAUCIÓN: Asegúrese de dejar un espacio principal en los recipientes de muestra para que no se dañen debido a la expansión del hielo al congelar.
    Nota: El protocolo puede hacer una pausa aquí.

2. TSS determinación

  1. Método de uso Unidos Estados Agencia de protección ambiental (USEPA) 160.2 determinar TSS con las submuestras 250 mL recogidos en el campo23. Comparar los valores calculados de la TSS con el plástico total encontrado.

3. montaje de dispositivo de filtración de Microplastic

  1. Enjuague bien las filtración dispositivo y nylon mallas tamices (figura 1) tres veces con al menos 250 mL de agua desionizada. Coloque mallas de tamices de tamaños de poro deseado (por ejemplo, 50 μm, 100 μm, 300 μm, 500 μm) en cada unión conjunta con poro disminuyendo de tamaño desde la parte superior a la parte inferior del dispositivo de filtración (figura 1A). Sellar cada unión conjunta apretadas para evitar fugas.
  2. Doblar los filtros de membrana de ester celulosa mixta (142 mm de diámetro) de tamaño de poro deseado (por ejemplo, 0.45 μm) en forma de cono y lo coloca en el aparato de filtración:
    Nota: Doblar el filtro de membrana se proporciona más área superficial para evitar la obstrucción del filtro.
    1. Moje el filtro de membrana con agua desionizada. Mientras esté húmeda, doblar el filtro de membrana en forma de cono con un diámetro que encaja en el dispositivo de filtración. Además, dobla un pequeño labio en el borde del cono para que se ajuste sobre la parte superior de la Unión de conjunta (figura 1B).
      PRECAUCIÓN: El filtro de membrana se debe mojar antes de plegable para evitar desgarros.
    2. Lugar la canasta de malla de acero inoxidable en la última unión conjunta (figura 1). Coloque con cuidado el filtro de membrana en forma de cono en la canasta (figura 1). Pliegue el labio del filtro de membrana sobre el borde de la Unión de conjunto.
      Nota: La cesta del acoplamiento apoyará el filtro y reducir la rotura una vez que se ha aplicado un vacío.
  3. Lugar una malla de tamiz con el menor tamaño de poro deseado (por ejemplo, 50 μm) en la parte superior del filtro de membrana en la última unión común visto en la figura 1.
    Nota: Esto le dará apoyo adicional para fijar el filtro de membrana durante la filtración.
  4. Una vez que todas las juntas de Unión están selladas herméticamente, conecte la manguera de la parte superior del matraz de filtración en la base del dispositivo de filtración. Luego conecte la manguera del lado del matraz de filtración para la bomba de vacío como se ilustra en la figura 2.

Figure 1
Figura 1 : Montaje del dispositivo de filtración de. (A) el dispositivo de filtración se monta colocando mallas tamices de tamaño de poro deseado en las juntas de Unión superiores. Filtros de membrana de éster (B) la celulosa mezclada deben ser doblados en un cono de forma para ajustar el diámetro del dispositivo de filtración; el cono debe incluir un pequeño borde para caber sobre el borde de la Unión conjunta para asegurar el filtro en su lugar. (C) A cesta de malla se coloca en la Unión para añadir estabilidad al filtro de membrana. (D) el filtro de membrana plegada es añadido a la cesta de malla y el tamaño de tamiz de malla más pequeño se coloca sobre la parte superior del filtro de membrana. Dispositivo de filtración (E) completamente montados. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2 : Montaje de la matraz de filtración y bomba. Un matraz de filtración se une al adaptador de vacío de dispositivo de filtración utilizando un tubo de vinilo transparente. El frasco de filtrado se une entonces a la bomba de vacío. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

4. muestra filtración

  1. Coleccionar chapas de equipos antes de filtración cada vez que el dispositivo está montado. Enjuague bien el aparato tres veces con al menos 250 mL de agua desionizada antes de que es el espacio en blanco. Estos espacios son recogidos mediante los pasos descritos en los pasos 4.2-4.4.
  2. Encienda la bomba de vacío. Asegúrese de que la presión de la bomba de vacío no exceda 127 mm Hg, o el filtro de membrana podría rasgarse.
    PRECAUCIÓN: Dependiendo del caudal de filtración de la muestra, la presión podría aumentar dentro del aparato de filtración si sedimento obstruye la malla tamices o filtros de membrana. Esto potencialmente podría llevar a una ruptura en el filtro de membrana antes de llegar a una lectura de 127 mm Hg. Por esta razón, mirar la presión cerca como puede necesitar ser ajustado por debajo de 127 mm Hg sobre una base de muestra por muestra.
  3. Use un cilindro de 500 mL graduado, triple con al menos 250 mL de agua desionizada, para medir el volumen total de la muestra. Registrar el volumen y transferir la muestra desde el cilindro graduado para el dispositivo de filtración.
    PRECAUCIÓN: Dependiendo del tamaño de la muestra de agua y el matraz de filtración, matraz de filtración deba vaciar varias veces durante la filtración de la muestra.
    1. Para vaciar el frasco de filtrado, apague la bomba y desconecte las dos mangueras del frasco. Vacíe el frasco en un recipiente de desechos separado.
      PRECAUCIÓN: Mantener el agua de la muestra filtrada hasta que toda la muestra ha sido filtrada y se confirma que el filtro de membrana está intacto.
    2. Para continuar el ciclo de filtración, vuelva a colocar las mangueras en el matraz de filtración, como se indica en el paso 3.4 y encienda la bomba.
  4. Una vez que toda la muestra ha sido filtrada, enjuague el contenedor de muestras y el cilindro graduado tres veces con al menos 250 mL de agua desionizada. Después de cada enjuague, el agua usada para enjuagar el recipiente del filtro y cilindro graduado para todas las partículas han sido filtrados.

5. Desmontaje del dispositivo de filtración de Microplastic

  1. Enjuague las paredes del dispositivo de filtración de tres veces con al menos 250 mL de agua desionizada para asegurar que todas las partículas han sido filtradas y ninguno permanece en el dispositivo de filtración.
  2. Apague la bomba de vacío, luego cuidadosamente Desenrosque y separar la primera unión. Vuelva a encender la bomba y usar una botella de lavado de agua de DI para aclarar los bordes de la Junta de Unión. Lavar las partículas en los bordes del malla de tamiz en el centro para asegurarse de que son todos recogieron.
  3. Apague la bomba y retirar el tamiz de malla cuidadosamente con unas pinzas limpias, asegurándose de no tocar las partículas en la superficie del tamiz de malla. Colocar el tamiz de malla en una placa Petri cubierto y seco en 60 ᵒC 24 h. Una vez seco, las muestras pueden almacenarse hasta que el análisis pueden comenzar.
  4. Repita los pasos 5.1-5.3 en cada empalme Unión un tamiz de malla de la vivienda.
  5. Para la última unión conjunta que aloja un filtro de malla tamiz y membrana, repita los pasos 5.1-5.3 para el tamiz de la malla.
    PRECAUCIÓN: Tenga cuidado al enjuagar el tamiz de malla, como muestra se puede perder si enjuagarse bajo el filtro de membrana.
  6. Encienda la bomba de vacío y aclare los bordes del filtro de membrana con una botella de lavado de agua DI. Se filtra partículas de lavado en los bordes del filtro de membrana en el centro para la muestra completa. Antes de quitar el filtro de membrana, asegúrese de que toda el agua ha pasado a través de él y que no hay agua es puesta en común en su superficie.
    PRECAUCIÓN: Una vez más, tenga cuidado al enjuagar el filtro de membrana como la muestra puede ser perdida si enjuagar debajo de él.
  7. Retire con cuidado y desplegar el filtro de membrana con el fórceps. Coloque el filtro de membrana en una placa de Petri o en sobres de papel apropiado para su diámetro.
    Nota: El filtro de membrana debe estar húmedo cuando está siendo manipulado para evitar desgarros.
  8. Seque el filtro de membrana cubierta en el horno a 60 ᵒC 24 h. Una vez seco, almacenar las muestras hasta que el análisis pueden comenzar.
    Nota: El protocolo puede hacer una pausa aquí.

6. partículas análisis

  1. Deja el tamiz de malla o membrana del filtro en la caja Petri y quite sólo la tapa para empezar a examinar la muestra para microplastics. Esto asegurará que si cualquier partículas caen el filtro de malla de tamiz o membrana permanecerán en la caja Petri, que se puede analizar después de todas las partículas se eliminan desde el filtro de malla de tamiz o membrana.
  2. Examinar el filtro de malla tamiz o membrana bajo un estereomicroscopio (aumento de X 14-90) para identificar las fibras y partículas de plástico sospechosas. Utilice los siguientes criterios cuando identificar plásticos sospechosos: sin estructura celular, las fibras son igual espesor a lo largo, y partículas no brillante24.
  3. Desmontar plastico toda sospecha de la malla tamiz o membrana de filtro y colocarlos en un frasco que contiene etanol al 70%. Registrar el color y la forma (p. ej., partículas, fibras, película, etc.) de cada plástico sospechoso.
  4. Una vez que todos los plásticos sospechosos se quitan desde el filtro de malla de tamiz o membrana y cuantificados, examinar la tapa y la parte inferior de la caja Petri siguiendo pasos 6.2-6.3.
  5. Después de la malla de tamiz o filtro de membrana y plato de Petri han sido examinadas y todos los plásticos sospechosos quitado y cuantificada, coloque las partículas o fibras del frasco de la colección un portaobjetos recubierto aluminio 12 ranuras para el análisis usando un micro ATR-FTIR.
    Nota: No siempre es factible probar cada sospecha de plástico en el micro ATR-FTIR. Por lo tanto, "estratégicamente seleccionar" la cantidad que se abordan los objetivos del estudio y anomalías en los plásticos sospechosos (por ejemplo, un alto número de partículas o fibras similares)25. En un sentido general, la prueba como muchos sospechaban plásticos como posible, pero no menos del 20%.
    1. Una vez plásticos sospechosos se analizan utilizando micro ATR-FTIR, uso bases de datos espectral para determinar si una muestra es plástico y, si es así, determinar el tipo de polímero de plástico.

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Representative Results

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Para validar los índices de recuperación de este protocolo, tres muestras (V1V -3) de la bahía de Oso, de Corpus Christi, Texas (adyacente a la Texas A & M Universidad de Corpus Christi), se añadieron 10 partículas PE azul (que van desde 50-100 μm en diámetro) y 50 fibras de nylon verde de varias longitudes (figura 3). TSS de muestra fue calculado (sección 2) y luego las muestras fueron filtradas utilizando los métodos descritos en las secciones 3-5. El azul PE las partículas y fibras de nylon verde luego fueron separadas y cuantificaron (cuadro 1). Otras fibras y las partículas fueron observadas en los tamices de malla y filtros de membrana, probablemente derivados de la muestra de agua de la bahía de Oso. En promedio, se recuperaron el 100% de las partículas de PE y el 92% de las fibras de nylon. Una pérdida de fibras puede ser debido a una pequeña cantidad de pérdida de muestra durante la filtración o identificación errónea.

Un espacio en blanco del equipo fue recogida desde el dispositivo de filtración por filtro 1000 mL de agua desionizada. Este espacio en blanco se analizaron 100 μm y 50 μm tamices de malla y un filtro de membrana de 0.45 μm. Un total de 7 fibras (azul y claro) se encontraron en el equipo blanco. Esta contaminación podría haber sido desde el dispositivo de filtración, equipo de laboratorio, deposición atmosférica o agua desionizada. Sin embargo, las fibras no eran similares a la azul PE las partículas y fibras de nylon verde para las muestras.

Este protocolo fue creado para procesar las muestras de la cuenca del río de Mississippi, incluyendo el cauce principal del río de Mississippi y Río de Missouri. Análisis preliminares del río Mississippi y Río de Missouri tuvieron un promedio de TSS de 63 mg/L. Mientras que los valores de TSS de Oso Bahía suelen ser inferiores a los observados en la cuenca del río Mississippi, sedimento fue perturbado intencionalmente antes de la recogida de agua para simular altas concentraciones de sedimento en suspensión que pudieran presentarse en río grande sistemas. El TSS promedio en las muestras de Oso Bay era 1.865 mg/L, que es aproximadamente 30 veces mayor que el TSS calculado para las muestras del río Mississippi y Río de Missouri. Las muestras turbias de Bahía Oso sugieren éxito filtración para muestras con un TSS de hasta ~ 1.800 mg/L mediante las técnicas descritas aquí.

Figure 3
Figura 3 : Las partículas y fibras utilizadas para la validación de la recuperación porcentual. Imagen de dos partículas de PE azul y dos fibras de nylon verde en una gama de tamaños que se utilizan para las muestras de validación de la bahía de Oso en Corpus Christi, Texas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Muestra TSS (g/L) 0.45 μm 50 μm 100 μm Total % Recuperado
Fibras Partículas Fibras Partículas Fibras Partículas Fibras Partículas Fibras Partículas
V1 4.663 1 0 18 0 31 10 50 10 100 100
V2 0 0 21 0 28 10 49 10 98 100
V3 0 0 27 0 14 10 41 10 82 100

Tabla 1: resultados de muestras de validación de. Un número determinado de partículas de PE azul y fibras de nylon verde se añadieron a muestras tomadas desde la bahía de Oso en Corpus Christi, Texas, para validar el protocolo de análisis y dispositivos de filtración. Se tomaron tres muestras de validación de microplastic (V1-V3) y una muestra de TSS en el mismo lugar en el Banco de Bahía Oso. Las fibras y las partículas fueron cuantificadas para cada tamaño de poro y total se calculó para cada muestra de validación. Utilizando una cantidad conocida de fibras y de partículas utilizadas para las muestras y el total de cada muestra, se calculó la recuperación porcentual.

El protocolo fue diseñado también para ríos muestra de dos profundidades: la superficie (la profundidad del río con la velocidad más alta) y 0,6 de profundidad (la profundidad del río con velocidad aproximadamente media de la columna de agua). Colectaron muestras del río Mississippi y Río de Missouri (tabla 2) y se analizaron como se describe anteriormente. Para examinar el efecto de profundidad en concentración de microplastic, la primera y segunda se realizaron muestreos en el mismo lugar (es decir, el río de Mississippi a Alton, Illinois), pero a diferentes profundidades. Para examinar el posible efecto de muestreo ubicación en carga de microplastic, la primera y tercera se realizaron muestreos en la misma profundidad pero en diferentes ubicaciones (es decir, el río de Mississippi a Alton, Illinois y el río de Missouri por encima de San Luis, Missouri). En la figura 4se muestran ejemplos de las fibras y las partículas encontradas en las muestras preliminares de cuenca de Río de Mississippi.

Ubicación Estación de aforo de USGS Profundidad Turbidez TSS Fibras Partículas Fibras Partículas Fibras Partículas Fibras Partículas Total Fibra / proporción de partícula
0.45 m m 50 mm 100 mm Total
m NTU g/L # / L
MS; Alton, IL USGS 05587498 0 38.3 0.063 80 0 126 1 54 1 260 2 262 130
MS; Alton, IL USGS 05587498 20.1 61.4 0.090 191 0 151 5 195 1 537 6 543 90
MO; Parte inferior del Columbia, MO USGS 06935965 0 30.8 0,036 122 4 57 0 37 0 216 4 220 54
MS = río de Mississippi; MO = río de Missouri

Tabla 2: datos de recogida y análisis de ejemplo cuenca río de Mississippi. Se recolectaron muestras preliminares cerca USGS las estaciones en el río de Mississippi y Río de Missouri de aforo. Profundidad (m), turbidez (NTU) y TSS (mg/L) se midieron para cada sitio. Muestras se filtran y se analizaron siguiendo este protocolo. Se cuantificaron las fibras y las partículas de 50 μm y 100 μm tamaño de poro de malla de tamices, así como un filtro de membrana de 0.45 μm. Debido a la falta de materiales recogidos en un tamiz de malla de 500 μm, este tamaño se excluye de los resultados presentados.

Figure 4
Figura 4 : Fibras y partículas ejemplo encontraron en muestras preliminares de la cuenca del río de Mississippi. Imágenes de fibras y partículas en una muestra (tabla 2) tomada de la superficie del río de Mississippi a Alton, Illinois. (A) imagen de dos fibras azules que varían en tamaño en un filtro de membrana de 0.45 μm. (B) imagen de un rojo partículas y varias fibras encontradas un tamiz de malla de 50 μm, mostrando la gama de color, tamaño y forma de la microplastics en la cuenca del río Mississippi. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

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Colección de Microplastic, utilizando redes de deriva es el método convencional en entornos como el océano donde sedimentos y las concentraciones de plástico son muestra baja, así que requieren grandes volúmenes. Sin embargo, redes de deriva no son siempre prácticas o seguro en ríos con sedimento alta cargas y flotantes grandes o restos sumergidos. Además, no es factible utilizar una red de deriva cuando intentar bien capturar y cuantificar microplastic materiales, particularmente las fibras, como redes más utilizadas para encuestas plástico malla tamaños ≥300 μm. El protocolo descrito en este trabajo permite para muestreo en cuerpos de agua que contiene sedimentos alta cargas mientras que también permite la captura de microplastics < 300 μm de diámetro. El método y el dispositivo de filtración asociado son versátiles y adaptables a las necesidades específicas del proyecto. Además, datos obtenidos con este protocolo ayudará a desarrollar estrategias de mitigación para mejorar la calidad del agua y medir la efectividad de estas estrategias, como la reciente del microbead ban26.

Este método permite un control de profundidad de colección de muestra, volumen entrada y separación de microplastics en clases de tamaño y múltiples fuentes de contaminación que representa. Empleando una bomba peristáltica permite recolectar muestras a cualquier profundidad deseada ajustando la longitud de la tubería de la bomba. Los usuarios pueden controlar fácilmente el volumen de la muestra con el uso del aparato de filtración, mientras que las conexiones de Unión desmontables permiten ajustes en el material del filtro y poros de tamaños para acomodar diámetros variables y concentraciones de plástico. Encontramos que un tamaño de muestra de 1 L era ideal para la cuantificación de microplastics en la cuenca del río Mississippi por varias razones. En primer lugar, en 1 L de agua, se encontró que había varios cientos de sospechosas fibras y partículas. En segundo lugar, las masas de sedimentos alta en muestras con volúmenes más grandes que 1 L redujo sustancialmente de filtrado. En tercer lugar, ya filtrados veces potencialmente podrían llevar a una mayor contaminación de laboratorio. El dispositivo de filtración y la capacidad de adaptarse fácilmente a diferentes proyecto necesitan facilitar el acopio y análisis de residuos de microplastic en tamaños de sub-micron, que es particularmente útil en el estudio de las fibras sintéticas.

La inclusión de las juntas de Unión facilita la eliminación de los tamices de malla o membrana entre ciclos de filtración los filtros pero requiere que las juntas se cierren firmemente y cuidadosamente para asegurar mallas tamices y filtros de membrana están sentados correctamente, que evita la pérdida de muestra ( Secciones 3 y 5). Para evitar desgarros o grietas, el filtro de membrana deben estar húmedas antes de manipularla, pero seque antes de análisis de microscopio. Ruptura puede ocurrir en el filtro de membrana antes de que la presión de la bomba alcanza 127 mm Hg (pasos 4.2), especialmente en muestras con volumen alto de sedimento. Por lo tanto, la presión debe ser vigilada cuidadosamente y ajustar según sea necesario.

Aunque el protocolo para utilizar el dispositivo de filtración alivia problemas relacionados con la implementación de redes de deriva como obstrucción de la red con sedimentos, aumenta el procesamiento de las muestras en el laboratorio, que aumenta las posibilidades de contaminación. Para reducir o eliminar la contaminación potencial de manipulación de la muestra, todos los equipos deben bien enjuagarse con suficiente cantidades de DI tres veces de agua y espacios en blanco deben tomarse de cada dispositivo (p. ej., bomba peristáltica, dispositivo de filtración, contenedor de recogida) a lo largo de la recogida de muestras, procesamiento y análisis. Cada ambiente en blanco luego se filtrará y se analizó usando el protocolo descrito en las secciones 4-6. El uso de un sistema de filtración de agua ultra pura podría reducir la contaminación potencial de DI agua usada para enjuagar y espacios en blanco.

En el laboratorio, por lo menos el 20% de las muestras deben analizarse por dos individuos para asegurar la constante identificación de plástico. Durante la filtración y análisis en el laboratorio, abrir Petri platos pueden servir como espacios de laboratorio y colocados en las áreas designadas para la duración del periodo de análisis. Luego se analizará cada espacio en blanco de laboratorio utilizando el protocolo en la sección 6. Para evitar la contaminación de la deposición atmosférica, cubra todos los equipos con papel de aluminio después de lavar con agua desionizada.

El uso de una bomba peristáltica y dispositivo de filtración de microplastic por encargo de este protocolo permite a los usuarios recolectar muestras en ambientes con altas concentraciones de sedimentos. Además, este método permite a los usuarios capturar y cuantificar residuos de microplastic < 300 μm, específicamente de microfibras. La recuperación por ciento para el presente Protocolo fue medida para ser 100% y 92% para las partículas de PE y fibras de nylon, respectivamente, mostrando las tasas de recuperación relativamente alta. Se tomaron muestras preliminares en la cuenca del río de Mississippi también utilizar este protocolo en un promedio de las muestras de 1 L > 200 microplastics que varían en tamaño (0.45-500 μm), forma y color. Este protocolo guía estudios similares sobre el destino, efectos y fuentes de microplastics.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

El proyecto para que este protocolo se estableció fue financiado por la National Oceanic and Atmospheric Administration (NOAA) programa de ruina Marina (# NA16NO29990029). Agradecemos Miles Corcoran en el gran Nacional de la investigación de ríos y centro de Educación (NGRREC) en Alton, Illinois, ayuda con la operación de selección y barco de sitio. Trabajo de campo y laboratorio se completó con la ayuda de Camille Buckley, Michael Abegg, Josiah Wray y Rebecca Wagner.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1L Cubitainer Containers, Low-Density Polyethylene VWR 89094-140 Containers used to collect and store samples.
2-1/2" Clear Schedule 40 Rigid PVC Pipe United States Plastic Corporation 34138 The PVC pipe used to make the device comes as an 2.43 m pipe. The pipe was then cut to the desired lengths for each section seperated by union joints. Section lengths were decided by predicting smaller pore sizes would clogg the device quicker. Longer sections were placed above the smaller pore sizes to collect and hold water to prevent needing to disassemble the device to change a filter while a sample remained in the device. For one filtration device one 18 in, one 12 in, and two 6 in peices are needed.
2-1/2" PVC SCH 40 Socket Union  Supply House 457-025 Union joints were glued to PVC pipe to house nylon sieves and mixed cellulose membranes.
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque Off-White, 12" Width, 12" Length, 500 microns Mesh Size, 38% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon CMN-0500-C/5PK-05 Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque White, 12" Width, 12" Length, 100 microns Mesh Size, 44% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon B0043D1TB4 Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Nylon 6 Woven Mesh Sheet, Opaque White, 12" Width, 12" Length, 50 microns Mesh Size, 37% Open Area (Pack of 5) Small Parts via Amazon B0043D1SGA Mesh sheets were cut into circles to match the diameter of the outer diameter of the PVC pipe. The edges were glued to esure no fraying would occur. The glue 's diamter should not extend into the inner diameter of the PVC so that it will not be affected during filtration. 
Mixed Cellulose Ester Membrane, 0.45um, 142mm, 25/pk VWR 10034-914 Mixed cellulose membrane filter with 0.45 um was used as the last filter. A large diameter was used to allow the filter to be folded into a cone to increase surface area of the filter to prevent clogging. 
Metal Mesh Basket Tea Leaves Strainer Teapot Filter 76mm Dia 3pcs Uxcell via Amazon a15071600ux0260 The mesh basket used to provide extra support for the membrane filter to prevent tearing when pressure was applied by a vacuum pump.
1/2" PVC Barbed Insert Male Adapter Supply House 1436-005 A vacuum adapter was added to allow vacuum filtration in the case of slow filtration due to high sediment concentration.
1/2 in. O.D. x 3/8 in. I.D. x 10 ft. PVC Clear Vinyl Tube Home Depot 702229 Tubing used to connect the vacuum pump to the filtration device.
YSI Professional Plus Multiparameter Instrument with Quatro Cable YSI 6050000 Handheld meter used to measure additional water quality parameters parameters (e.g., turbidity, temperature, conductivity, pH, and dissolved oxygen (DO)).
2100P Portable Turbidimeter Hach 4650000 Handheld meter used to measure turbidity.
FEP-lined PE tubing Geotech 87050529 Tubing used with perestaltic pump to collect water samples from desired depths.
Geopump Peristaltic Pump Series II Geotech 91350123 Pump used to collected water samples.
MeiJi Techno EMZ-8TR Microscope Microscope.com EMZ8TR-PLS2 Microscope used analyze mesh sieves and membrane filters to quanitfy suspect microsplastics.
Nicolet iS10 FTIR Spectrometer Thermo Electron North America 912A0607 FTIR used to analyze suspect microplastics.
Nicolet iN5 FTIR microscope Thermo Electron North America 912A0895 FTIR microscope used to analyze suspect microplastics.
Germanium (Ge) ATR Thermo Electron North America 869-174400 Geranium ATR accessory used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.
Aluminum EZ-Spot Micro Mounts (Pkg of 5) Thermo Electron North America 0042-545 Microscope slides used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.
Aluminum Coated Glass Sample Slides Thermo Electron North America 0042-544 Microscope slides used along with the Nicolet iN5 FTIR microscope to analyze suspect microplastic.

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Muestreo, clasificación y caracterización de Microplastics en ambientes acuáticos con cargas de sedimento en suspensión alta y basura flotante grande
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Martin, K. M., Hasenmueller, E. A., White, J. R., Chambers, L. G., Conkle, J. L. Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris. J. Vis. Exp. (137), e57969, doi:10.3791/57969 (2018).More

Martin, K. M., Hasenmueller, E. A., White, J. R., Chambers, L. G., Conkle, J. L. Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris. J. Vis. Exp. (137), e57969, doi:10.3791/57969 (2018).

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