Summary
在这里, 我们提出了一个前体肺癌模型的协议, 模仿肿瘤进展的步骤, 并有助于隔离原发性肿瘤, 循环肿瘤细胞和转移性病变。
Abstract
在肿瘤进展的不同点, 很难分离出肿瘤细胞。我们建立了一种前体肺模型, 它可以显示肿瘤细胞与自然基质的相互作用和养分的持续流动, 以及显示肿瘤细胞与正常细胞成分和自然基质相互作用的模型。脱细胞的体外肺模型是通过隔离大鼠心肺阻滞和去除所有细胞使用去细胞过程创建的。右主支气管被栓住, 肿瘤细胞由注射器放置在气管内。细胞移动并填充左肺。然后将肺放置在一个生物反应器中, 在一个封闭的电路中, 肺动脉接收到连续的介质流动。左肺生长的肿瘤是原发性肿瘤。在循环介质中分离的肿瘤细胞为循环肿瘤细胞, 右肺肿瘤细胞为转移性病变。细胞前体肺模型是通过跳过去细胞过程而产生的。每个模型都可以用来回答不同的研究问题。
Introduction
癌症转移是大多数癌症相关死亡的罪魁祸首, 是抗击癌症的终极挑战。这个方法的总目标是设计一个四维 (4 d) 细胞培养的协议, 它有一个流动的维度, 除了三维 (3 维) 细胞的生长。它代表转移过程的三个不同的阶段 [即原发性肿瘤、循环肿瘤细胞 (CTCs) 和转移性病变]。
在过去的三年里, 世界各地的科学家们获得了空前丰富的信息, 以了解不同癌症转移进展的机制, 从而改善了治愈或无进展生存的前景。一些癌症的临床管理, 如乳腺癌, 显著改善1;然而, 一些癌症, 如肺癌, 仍然有一个可怜的生存2。在体外和体内的动物模型有助于产生新的洞察力的机制, 这一疾病的发展。在过去的几年中, 细胞线源性移植 (CDX) 和患者源性移植 (PDX) 更有兴趣, 因为他们保留了许多相关的特点, 主要人类肿瘤3, 如生长动力学, 组织学特征, 行为特点, 以及对治疗的反应。然而, 每个模型都有它的局限性, 以了解反恐委员会的形成和转移到一个遥远的器官4,5,6的机制。
近年来, 我们利用器官再造和灌注细胞培养的概念, 研制出一种4维的体外肺癌模型。它模仿人类肺癌的生长, 形成 perfusable 肿瘤结节, 随着时间的推移生长与类似的人类癌症分泌蛋白生产7。它代表基因表达签名, 预测癌症患者的生存不佳, 也显示了肿瘤回归治疗的治疗反应8,9。进一步修改肺模型, 使其形成转移性病变。CTCs 从原发肿瘤和 intravasate 发育成血管和 extravasate 到对侧肺, 形成转移性病变10。基因表达研究表明, 原发肿瘤、CTCs、转移性病变的表达谱明显, 以及表型10所需基因子集的上调。这种转移过程发生的原因是存在的生物条件, 在癌症患者。这个模型的优点是存在的自然基质和结构, 和营养物质的灌注导致肿瘤结节的形成。此外, 它还提供了一个机会, 以研究不同成分的肿瘤微环境或药物的影响, 随着时间的推移肿瘤进展。该模型可用于在实验室中培养出一系列肿瘤细胞 (肺癌、乳腺癌、肉瘤等)。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
《动物实验议定书》由休斯顿卫理公会研究所的机构动物护理和使用委员会批准, 并按照所有条例、适用的法律、准则和政策进行。
1. 大鼠肺的收获
- 麻醉4至6周的雄性大鼠, 由腹腔 (IP) 注射氯胺酮 (100 毫克/千克) 和甲苯噻嗪 (10 毫克/千克) 在其侧面。当后肢脚趾被钳夹紧时, 检查是否没有运动, 以确保麻醉。
- 10分钟后, 将胸部和腹部剃须, 用洗必泰拭子擦拭皮肤。
- 用镊子取出皮肤, 用一次性手术刀切开。用手术刀切开胸腔后, 用剪刀将隔膜左侧和右侧的肋笼的前侧切开, 进行双侧开胸手术。
注意: 这是一个非生存手术。 - 用27克针将肋骨保持起来, 注射2毫升的肝素 (1000 单位/毫升) 进入跳动的心脏右心室。
注意: 这将防止肺部形成血块。 - 用剪刀彻底取出肋骨笼, 将18克针放在左心室作为排气口, 直到血液出来。然后, 注射15毫升的血气磷酸盐缓冲盐水 (12.5 单位/毫升; 血气 PBS) 进入右心室使用25克针。
- 切下和上腔静脉, 两个大静脉在右侧的心脏, 并冲洗肺部与额外的10毫升的血气 PBS 在右心室使用27克针。
注: 下腔静脉在心脏底部可视化为一大血管, 充满红血。同样, 上腔静脉在心脏的上部被视觉化作为一个大血管。 - 在甲状腺底部切开气管。小心地将降主动脉移到 hemiazygos 脉的水平, 在拱上主动脉的分支。
- 从胸腔和老鼠身体的其余部分取出心肺块。
- 通过切割右心室和左心室的一半进行心室, 并将特制的预先填入18克不锈钢针套管通过右室进入主肺动脉 (PA)。
- 用2-0 丝领带固定套管, 并仔细地暴露右心室和心房。
- 放置一个女性鲁尔舱壁在左心室, 并确保它与2-0 丝领带。
- 通过 PA 套管冲洗心脏-肺块与20毫升血气 PBS, 并把它放在一个50毫升管包含培养基或血气 PBS。
注: 对于蜂窝模型, 请转到步骤3.1 以设置生物反应器。对于脱细胞模型, 请进行去细胞的步骤2.1。
2. 肺去细胞
-
去细胞装置的研制
- 通过在瓶盖上穿孔两个孔, 并在孔中捕捉雌性鲁尔, 准备每个去细胞室/瓶子 (图 1A和1B)。在另一侧用黑色尼龙环保护它。类似地, 在另一瓶盖上钻一个孔, 用于静脉固定附件 (图 1C)。
注:图 1A和1B与两个不同侧面的瓶盖相同。图 1C是一个不同的上限与一个单一的孔, 如上文所述的步骤2.1.1。 - 将0.5 英寸管 (在肺动脉或 PA 端) 和6英寸管 (图 1J) 从瓶盖 (图 1A和1B) 内的女性鲁尔, 并附上男性鲁尔锁在两端。设置锁与一个500毫升瓶作为去细胞室/瓶。
- 将两个2英尺管 (与男性鲁尔锁连接) 的一端连接到泵管的两端 (图 1H), 用墨盒 (图 1G) 与母鲁尔连接到泵头 (图1E和1F)。锁 (图 1I)。
- 将2英尺管的另一端 (从步骤 2.1.3) 连接到去细胞室/瓶盖上的女性鲁尔锁头 (图 1L)。
- 设置一个250毫升血气 pbs 瓶 (200 毫升 pbs) 挂在一个立场上的一个倒置瓶 (图 1D) 插入瓶盖和远端取代 2 ft 管连接到去细胞 chamber/瓶在 PA 端 (图 1B)。把这个2英尺的管子连接到丢弃的瓶子上。
注: 瓶子设置在纸板上, 如图 1K所示。静脉注射的管子从吊瓶里出来, 在肺支架上分配试剂。
- 通过在瓶盖上穿孔两个孔, 并在孔中捕捉雌性鲁尔, 准备每个去细胞室/瓶子 (图 1A和1B)。在另一侧用黑色尼龙环保护它。类似地, 在另一瓶盖上钻一个孔, 用于静脉固定附件 (图 1C)。
-
肺去细胞过程
- 在30毫米汞 (图 1K) 的生理灌注压力下运行血气 PBS, 直到它在去细胞室/瓶子中自由流动, 然后通过 pa 套管将心肺块连接到 pa 端。
- 持续运行泵, 使任何过剩的缓冲/解决方案内的去细胞室/瓶被丢弃。
- 运行血气 PBS 通过 PA 15 分钟的灌注压力为30毫米汞的初始洗涤 (图 1K)。
- 将血气 PBS 瓶用0.1% 的月桂酸钠 (SDS) 代替去离子水, 并灌注肺为去细胞2小时。
- 去细胞后, 灌注去离子蒸压水通过肺支架15分钟。
- 然后, 灌注1% 非离子洗涤剂在去离子水中10分钟。
- 用500毫升的蒸压 PBS 代替去细胞室/瓶子, 辅以1x 抗生素 (青霉素-链霉素霉素), 使悬肺完好无损地与瓶子内的瓶盖保持一致。
- 丢弃静脉注射, 将2英尺管连接到丢弃的容器回去细胞室的肺动脉端, 并运行泵在6毫升/分钟 (图 1L)。
- 灌注肺部72小时, 每12小时用抗生素将 PBS 更换一次。
注: 脱细胞肺已准备好立即使用。它可以存储在-80 ˚C, 直到需要。如果粉红色斑点或血块可以清楚地在肺裂片中被形象化, 放弃肺。可以随机测试 DNA 或组织病理学。完全脱细胞肺不会显示细胞, 99.9% 的 DNA 将被洗掉。
注意: 当使用细胞肺模型时, 跳过去细胞。收获的肺 (步骤 1) 可以直接设置在生物反应器。
3. 生物反应器的设置
- 准备生物反应器瓶和安装所需的物料。
- 用黑色尼龙环 (图 2A和2B), 在相同距离内钻三孔, 在一个500毫升瓶盖中固定一个雌性鲁尔。
注: 在两个孔中, 鲁尔锁端面对外部, 而一端面对瓶内。 - 切割6在泵管, 2 英寸管, 6 英寸管, 1.5 英尺管, 2 英尺管, 和10英尺肺管每一个生物反应器。
- 切割18克不锈钢针, 并再次, 连接两端的生物相容油管气管插管。
- 用高压釜胶带将肺管用鲁尔锁连接器包裹在电磁线网上 (图 2C)。
- 蒸压上述物品, 并保持在紫外线光10分钟。
- 用黑色尼龙环 (图 2A和2B), 在相同距离内钻三孔, 在一个500毫升瓶盖中固定一个雌性鲁尔。
- 在常规细胞培养孵化器 (37 °c, 5% CO2) 内设置泵, 适当的间距之间的托盘, 以方便地适合一个500毫升瓶。
- 在泵筒上喷洒70% 乙醇, 并将泵管与母鲁尔锁连接器连接到泵的两端。
- 通过将肺的一端 (流出) 连接到泵管, 另一端与反应器中的1.5 英尺管相连, 在细胞培养孵化器内设置肺缠绕在螺线管网内的金属线。
- 在无菌条件的安全柜内设置生物反应器瓶。
- 附上一个3路旋塞阀 (黄色) 到一个女性 Luers 的头, 以控制流经 PA。
- 将单向旋塞阀 (蓝色) 连接到另一个雌性鲁尔锁壁, 通过气管进行细胞播种 (图 2F)。
- 连接2在管材在外面 (白色) 和6在管材在瓶里面流通媒介。适合男性鲁尔锁到2英尺管和附加一个女性鲁尔耳式三通, 以提供可访问性添加或删除任何东西。
- 将单向旋塞阀连接到三路连接器 (女鲁尔耳式三通) 的开口之一。
- 将男性鲁尔锁和女性鲁尔锁连接至2英尺管。
- 添加200毫升的 RPMI1640 与10% 的血清和1% 抗生素细胞培养基 (根据细胞要求变化), 并将生物反应器转移到孵化器。将肺管连接到两个开端 (单向旋塞阀和三通连接器), 使其成为闭环生物反应器。
- 用细胞培养培养基在细胞培养孵化器内预运行6毫升/分钟的泵, 以填充肺和管子, 使油管内没有气泡存在。
- 一旦管子充满了介质, 关闭旋塞阀, 并从孵化器中取下生物反应器瓶, 从生物反应器瓶的两端断开氧合器。
- 将生物反应器瓶放入生物安全柜中, 通过旋塞阀培养基, 通过雄性鲁尔连接器将肺支架 (脱细胞或细胞) 的 PA 套管连接至旋塞阀。
注: 在这里可以使用脱细胞模型 (跟随去细胞过程) 或新收获的心脏-肺块 (即, 细胞模型, 因为它保留原生鼠细胞)。 - 通过单向旋塞阀传递培养基, 去除任何空气, 用丝线将气管插管栓在气管上。
- 确保避免任何扭曲的 PA 和气管。关闭生物反应器瓶盖与肺支架内, 并再次, 灌装转移生物反应器到孵化器和启动泵以6毫升/分钟的速度。
- 运行培养基 10-15 分钟, 以确保所有裂片得到充气和肺看起来良好的形状 (图 2G)。
4. 转移模型和细胞播种
注: 以上述肺模型进行细胞播种, 进行原发性肿瘤生长研究。修改肺支架 (脱细胞或细胞) 如下的转移模型。
- 从孵化器中取出带有肺支架的生物反应器, 放入生物安全柜。
- 使用鲁尔锁注射器通过气管传递5毫升培养基, 并用悬挂式肺支架打开生物反应器盖 (图 2F)。
- 在这一步, 需要多一个人来帮助改变肺的转移模型。
- 得到丝绸2-0 准备好, 并使用角钳, 使通过气管在分岔点。
- 将气管系在分岔点的右肺上, 通过培养基通过气管向左肺检查介质的自由流动。
注: 一旦气管被栓在分岔点, 通过气管播种的细胞就会自动被定向到左叶的种子。通过将培养基通过气管推进培养, 可以在细胞播种前进行测试。在转移模型中, 媒体将只移动到左裂片, 这将膨胀, 而不是右裂片10。 - 在气管插管顶部设置一个20毫升鲁尔锁注射器, 并在50毫升 RPMI1640 完整培养基中添加 ATCC 肺癌细胞 (A549、H1299) (图 2F)。
- 在生物安全柜中进行细胞播种。在注射器中添加15毫升的细胞, 让它通过重力通过肺裂片。在任何气泡通过前添加其余的细胞。
- 在脱细胞肺播种中, 收集在生物反应器瓶中滴下的灌流介质, 并让它再次通过气管3x。
注: 灌注介质有时会使癌细胞播种。因此, 为有效播种, 再次放回介质在气管通过注射器。 - 一旦播种, 取出注射器, 等待15分钟, 添加新鲜的媒体, 并返回生物反应器回到孵化器。除去油管中的气泡。
- 启动泵以6毫升/分钟灌注介质。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
从大鼠得到的肺保持完整的血管和肺泡11 (图 3A和3B)。去细胞后, 脱细胞肺的细胞外基质成分, 如胶原蛋白、纤连蛋白和弹性蛋白, 保存11 (图 3C, 3D, 3E和3F)。去细胞导致完全去除肺中存在的原生鼠细胞, 这可以通过苏木精和伊红 (H & E) 染色来观察, 显示缺乏细胞和 dna 分析11显示 dna 数量的减少 (图 3D和3G)。前体4维肺模型可用于生长任何类型的黏附细胞12。肺癌, 肺成纤维细胞, 乳腺癌和肉瘤细胞生长通过11,12,13气管播种。转移模型可以收集的原发性肿瘤组织, CTCs 和转移性病变在不同的时间间隔由叶切除10。在细胞和脱细胞模型中, 组织的 H & E 染色显示完整的血管和肺泡 (图 3H和3I)。脱细胞4维肺模型是研究微环境不同成分间相互作用的附加模型。细胞4维肺模型提供了完整的肺微环境, 没有免疫细胞14。免疫细胞可通过血管系统添加到该模型中, 研究其对肿瘤生长的影响以及与肿瘤细胞的相互作用。模型的重现性和质量可以通过运行模型重复和分析的组织/细胞通过 H & E 和免疫组化使用细胞特异标记。图 4显示了一个示意图, 它代表了创建前体4维肺模型所涉及的主要步骤。
图 1: 肺支架去细胞单元所需的物品.(A和B) 500 毫升瓶盖是钻孔和女性鲁尔连接器设置与油管, 以创建去细胞瓶。(C) 另一瓶瓶盖只需要一个孔即可设置 (D) 静脉注射试剂, 用于通过肺支架的肺动脉。泵用 (F) 泵, (E) 泵头和 (G) 墨盒设置。(H) 每端有母鲁尔连接器的泵油管, (I) 连接器, 以及 (J) 两端有雄性鲁尔连接器的管必须设置 (K) 去细胞装置。(L) 用1x 抗生素防霉 PBS 在闭环系统中冲洗肺支架 3-5 d。请单击此处查看此图的较大版本.
图 2: 生物反应器为前体4维肺细胞培养而设.(A和B) 生物反应器瓶 (500 毫升) 的盖子被钻孔和三个女性鲁尔锁连接器插入和固定与黑色尼龙环。(C) 10 英尺的肺管绕着一个有雄性鲁尔整体锁环的金属丝网电磁线圈环绕着两端。(D) 肺动脉插管和 (E) 使用18克针和泵管制备气管插管。(F) 20 毫升注射器被设置为单向气管连接器, 以种子细胞在肺支架的上皮空间。(G) 闭环生物反应器是在细胞培养孵化器内建立的, 用于灌注和肿瘤的生长。请单击此处查看此图的较大版本.
图 3:前体4维肺转移模型的代表性图像.(A) 完整的心肺阻滞是从4岁到6周大的老鼠身上收获的。(B) 病理组织学显示肺泡和 pneumocytes。(C) 去细胞导致完全清除肺细胞。(D) 病理组织学显示完整的基底膜与脱细胞肺。(E和F) Movat 的 pentachrome 和弹力蛋白染色显示胶原蛋白、纤维蛋白和弹性蛋白的存在, 完整的血管和支气管。(G) dna 分析显示, dna 含量减少了99% 以上。(H) 细胞肺可以直接用于细胞培养的生物反应器中, (I) 组织学分析显示肿瘤生长的存在。请单击此处查看此图的较大版本.
图 4: 示意图显示了创建前体4维肺模型的主要步骤.在步骤1中, 心脏肺块是从老鼠身上收获的。根据研究要求, 在步骤2中, 肺部可以直接作为细胞模型使用, 也可以瓣膜移除任何本机细胞。下一步是在生物反应器和细胞播种中建立肺模型。最后, 在细胞培养的孵化器中建立了生物反应器。请单击此处查看此图的较大版本.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
前体4维肺为研究肿瘤的生长和转移提供了一个实验室设置的机会。本机肺基质是一个复杂的系统, 为正常组织提供支持, 维持细胞间的相互作用, 细胞基质相互作用, 细胞分化和组织组织。它提供了一个机会添加任何肿瘤微环境成分, 以研究其对肿瘤生长的影响和与其他细胞的相互作用。
肺的收获是前体4维肺模型的关键步骤。在胸腔开口后, 肝素注射液的延迟可能导致肺部血栓, 这可能会影响试剂在去细胞期间的自由流动。适当的冲洗与血气 PBS, 直到无色液体来自排气口是重要的, 特别是与细胞模型。仔细切开上腔静脉对于避免对 PA 的任何伤害是很重要的。在去细胞过程中, 避免气泡移动到肺支架是非常重要的。气泡的存在可能会减慢或停止试剂的流动, 导致不适当的去细胞。通过用 10-20 毫升注射器吸出气泡, 可以去除气泡。确保 PA 套管不扭曲是非常重要的。在生物反应器的安装过程中, 油管内的任何扭曲都可能导致连接器出现弹出, 导致孵化器内部出现完全的混乱。为了避免套管内的扭曲, 套管/针头可以用生物相容的油管切割和重新连接, 这提供了旋转套管所需的灵活性, 而不会干扰连接。孵化器内部的任何文化媒体的渗漏都可能进一步需要专业的清洁。在建立转移模型时, 需要在气管分岔部位进行仔细缝合。任何肺部或气管穿刺都可能导致细胞渗漏和结果不一致。
脱细胞和细胞前体4维肺模型比传统的3D 细胞培养更好地了解癌症进展有几个优势, 因为它们为研究转移的主要生物学步骤提供了机会, 另外流量的尺寸。两种模型都模仿肿瘤生长和转移的生物学, 提供了一个机会, 收集肿瘤细胞在不同阶段的癌症生长, 以更好地了解基因特征, 对治疗的反应, 并发展抗药性。虽然它是肺基质, 但它有可能生长出一系列已建立的细胞系和主要细胞。体外4维模型的局限性是 > 1000万细胞播种对转移的研究要求。增生潜能低的细胞可能需要较长的时间来显示转移性病变。此外, 一旦细胞播种, 这个模型就需要更多的无菌条件。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
从第二 Kirklin 研究奖学金, 美国胸外科协会, 格雷厄姆研究基金会, 休斯顿卫理公会专科医师组补助金, 迈克尔 m. 和乔安研究奖获得赠款支持。我们感谢安 Saikin 为手稿的语言编辑。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sprague Dowley rat | Harlan | 206M | Male |
| Chlorhexidine swab | Prevantics, NY, USA | NDC 10819-1080-1 | |
| Heparin | Sagent Pharmaceuticals, Schaumburg, IL, USA | NDC 25021-400-10 | |
| 18-gauge needle | McMaster Carr, USA | 75165A249 | |
| 2-0 silk tie | Ethicon, San Angelo, TX, USA | A305H | |
| Masterflex L/S pump | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | EW-07554-80 | |
| Masterflex L/S pump head | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | EW-07519-05 | |
| Masterflex L/S pump cartridge | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | EW-07519-70 | |
| Tygon Tube | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | 14171211 | |
| MasterFlex Pump tube | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | 06598-16 | |
| Female luer lock connectors | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | 45508-34 | 75165A249 |
| Male luer lock connectors | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | 45513-04 | |
| black nylon ring | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | EW-45509-04 | |
| Intravenous set | CareFusion | 41134E | |
| Sodium Dodecyl Sulfate (SDS) | Fisher Scientific | CAS151-21-3 | |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich | X100-1L | |
| Antibiotics | Gibco | 15240-062 | |
| Silicone oxygenator | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | ABW00011 | Saint-GoBain- |
| Wire mesh | 1164610105 | Lowes | New York Wire |
| Female luer Lug Style TEE | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | 45508-56 | |
| Male luer integral lock ring to 200series Barb | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | 45518-08 | |
| Female luer thread style coupler | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | 45508-22 | |
| Clave connector | ICU Medical | 11956 | |
| Hi-Flo ™4-way Stopcock w/swivel male luer lock | smith Medical | MX9341L | |
| MasterFlex Pump tube | Cole-Parmer, Vernon Hills, IL, USA | 06598-13 | for cannula |
References
- Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A.
- Torre, L. A., Siegel, R. L., Jemal, A.
- Lallo, A., Schenk, M. W., Frese, K. K., Blackhall, F., Dive, C. Circulating tumor cells and CDX models as a tool for preclinical drug development. Translational Lung Cancer Research. 6 (4), 397-408 (2017).
- Yang, S., Zhang, J. J., Huang, X. Y. Mouse models for tumor metastasis. Methods in Molecular Biology. 928, 221-228 (2012).
- Bissell, M. J., Hines, W. C. Why don't we get more cancer? A proposed role of the microenvironment in restraining cancer progression. Nature Medicine. 17 (3), 320-329 (2011).
- Francia, G., Cruz-Munoz, W., Man, S., Xu, P., Kerbel, R. S. Mouse models of advanced spontaneous metastasis for experimental therapeutics. Nature Reviews Cancer. 11 (2), 135-141 (2011).
- Mishra, D. K., et al. Human lung cancer cells grown in an ex vivo 3D lung model produce matrix metalloproteinases not produced in 2D culture. PloS One. 7 (9), e45308 (2012).
- Vishnoi, M., Mishra, D. K., Thrall, M. J., Kurie, J. M., Kim, M. P. Circulating tumor cells from a 4-dimensional lung cancer model are resistant to cisplatin. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 148 (3), discussion 1063-1064 1056-1063 (2014).
- Mishra, D. K., et al. Gene expression profile of A549 cells from tissue of 4D model predicts poor prognosis in lung cancer patients. International Journal of Cancer. Journal International du Cancer. , (2013).
- Mishra, D. K., et al. Ex vivo four-dimensional lung cancer model mimics metastasis. The Annals of Thoracic Surgery. 99 (4), 1149-1156 (2015).
- Mishra, D. K., et al. Human lung cancer cells grown on acellular rat lung matrix create perfusable tumor nodules. The Annals of Thoracic Surgery. 93 (4), 1075-1081 (2012).
- Pence, K. A., Mishra, D. K., Thrall, M., Dave, B., Kim, M. P. Breast cancer cells form primary tumors on ex vivo four-dimensional lung model. Journal of Surgical Research. 210, 181-187 (2017).
- Mishra, D. K., et al. Human Lung Fibroblasts Inhibit Non-Small Cell Lung Cancer Metastasis in Ex Vivo 4D Model. The Annals of Thoracic Surgery. 100 (4), discussion 1174 1167-1174 (2015).
- Mishra, D. K., Miller, R. A., Pence, K. A., Kim, M. P. Small cell and non small cell lung cancer form metastasis on cellular 4D lung model. BMC Cancer. 18 (1), 441 (2018).
