Summary
Denne protokollen beskriver fabrikasjon av microfluidic enheter fra MY133-V2000 å fjerne gjenstander som ofte oppstår i microchannels på grunn av inkompatible refractive indeksene mellom microchannel strukturer og en vandig løsning. Denne protokollen bruker en akryl holderen komprimere innkapslede enheten, forbedre vedheft både kjemisk og mekanisk.
Abstract
Bruk av microfluidic enheter har dukket opp som et avgjørende verktøy for biomedisinsk programmer. Kombinert med moderne mikroskopi teknikker, kan disse enhetene implementeres som en del av en robust plattform kan lage samtidige komplementære målinger. Den primære challenge opprettet av kombinasjonen av disse to teknikker er manglende samsvar i brytningsindeks mellom materialene som tradisjonelt brukes til å gjøre microfluidic enheter og vandige løsninger vanligvis brukes i biomedisin. Denne konflikten kan opprette optiske gjenstander nær kanalen eller enheten. En løsning er å redusere brytningsindeks av materialet som brukes til å dikte opp enheten ved hjelp av en fluorholdige polymer som MY133-V2000 som brytningsindeks er lik som vann (n = 1,33). Her, bygging av en microfluidic enhet laget av MY133-V2000 med myk litografi teknikker er bevist, bruker O2 plasma sammen med en akryl holderen øke vedheft mellom MY133-V2000 fabrikkert enheten og polydimethylsiloxane (PDMS) substrat. Enheten er testet av rugende den fylt med celle kultur medier 24 h å demonstrere evnen til enheten å opprettholde celle kultur forhold i løpet av en typisk tenkelig eksperiment. Til slutt, kvantitativ fase mikroskopi (QPM) brukes til å måle fordelingen av masse i live tilhenger cellene i microchannel. På denne måten er økt presisjon, aktiveres av fabrikere enheten fra en lav indeks av refraction polymer som MY133-V2000 i stedet for tradisjonelle myk litografi materialer som PDMS, demonstrert. Samlet kan denne tilnærmingen for fabrikasjon microfluidic enheter lett integreres i eksisterende myk litografi arbeidsflyter for å redusere optisk gjenstander og øke måling presisjon.
Introduction
Utviklingen av microfluidic teknologi har aktivert en rekke nye biomedisinsk teknikker som utnytter den unike fysikken av mikroskopiske skala flyter1,2. Dette inkluderer de diagnostiske teknikkene bygget på microfluidic plattformer som kvantifisere klinisk relevante biomarkers, inkludert celle stivhet3, overflate markører4og vekst5. Ved å manipulere enkeltceller, kan microfluidic enheter også brukes til å måle biomarkør heterogenitet, for eksempel som en indikator på malignitet6. Muligheten til å kombinere microfluidic programmer med mikroskopi ytterligere økt nytten av disse plattformene med slik at enheter som måler flere biomarkers samtidig7.
QPM er en mikroskopi teknikk som måler faseskift som lyset passerer gjennom og samhandler med saken inne gjennomsiktig prøver. Masse enkeltceller kan beregnes fra QPM mål, ved hjelp av kjente forholdet mellom brytningsindeksen og biomasse tetthet8,9. Tidligere arbeid har vist at QPM er i stand til å måle klinisk relevante parametere som celle vekst10,11 og celle mekaniske egenskaper via lidelse styrke12. Kombinert med microfluidics, kan QPM potensielt brukes til å måle celle atferd i en svært kontrollert miljø i vitro. En av de viktigste utfordringene kombinere QPM med microfluidics er den høy brytningsindeksen av de fleste polymerer brukes til å konstruere microfluidic kanaler via myk litografi13.
En viktig kombinasjonen av microfluidics med ulike mikroskopi teknikker er misforholdet mellom brytningsindeks av enheten i forhold til brytningsindeks vann14,15. En metode å løse dette er ved hjelp av en lav brytningsindeks polymer som CYTOP16 eller MY133-V200013. Sistnevnte er en fluorholdige ultrafiolett (UV)-helbredelig acrylate polymer som har en brytningsindeks ligner på vann (n = 1,33) og som er kompatibel med myk litografi teknikker, slik at en glatt integrasjon i mange etablerte microfluidic enheten fabrikasjon arbeidsflyter. Dette gjør MY133-V2000 ikke bare egnet for microfluidic apparat fabrikasjon, men også gjør at den kan lett bli kombinert med QPM og andre mikroskopi tilnærminger, for å måle celle atferd både kolonien og på en enkeltcelle skala. MY133-V2000 eliminerer gjenstander på grunn av fase pakke dem ut ved å produsere liten, om noen, faseskift som lyset passerer gjennom vann-MY133-grensesnittet.
Selv om eliminere feil i brytningsindeks, er en stor utfordring tilknyttet enhetene fabrikkert fra fluorholdige polymerer, som MY133-V2000, den lave tilslutning til andre materialer som glass eller PDMS. Den nåværende arbeidet viser fabrikasjon av en MY133-V2000 microfluidic enheten bruker myke litografi. O2 plasma sikrer for å behandle overflaten av både kanalen og PDMS substrat kombinert med en tilpasset fremstille akryl holderen at enheten overholder underlaget, oppretter en lukket kanal. Denne enheten er egnet for cellekultur og QPM å måle massen av celler i kanalen, som har viktige programmer for å måle veksten av levende celler og intracellulær transport av cellen biomasse, begge har klinisk relevans i diagnose medisin og narkotika funn.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. fabrikasjon av Polydimethylsiloxane Negative
-
Utarbeidelse av polydimethylsiloxane
- Mål 18 g av PDMS silikon-elastomer og 1,8 g herding reagensen. Hell herding reagensen i måling båt som inneholder elastomer.
- Bland elastomer og herding reagensen kraftig for 1 min og sett blandingen i et vakuum kammer for 30 min.
- Fjerne PDMS av vakuum, helle 15 g på negative bruker en cookie cutter (radius = 3,8 cm) å holde PDMS kjører av siden, og dekke gjenværende PDMS blandingen.
- Sette mold som inneholder PDMS i vakuum kammeret i 10 min.
- Fjerne mold som inneholder PDMS fra vakuum kammer, plassere den på en varm plate satt til 150 ° C for 60 min å helbrede, og dekke det med aluminiumsfolie.
- Helle den gjenværende PDMS på en invertert glass Petriskål (10 cm i diameter), bruker en annen cookie cutter som en mold, opprette en pute av PDMS. Sette dette inn i vakuum kammeret til PDMS negative er fullstendig kurert.
- Overføre Petriskål med PDMS av vakuum til forvarmet kokeplate å kurere på 150 ° C for 60 min.
-
Plasma overflatebehandling av polydimethylsiloxane
- Sette inn en skarp barberblad under PDMS og cookie cutter nøye fjerne PDMS fra negative.
- Bruk en skarp hobby kniv til å kutte ut negative fra større stykke PDMS; skal kuttes med nok buffer område å legge et stykke PDMS oppå den uten hindrer negative.
- Sett en skarp barberblad under herdet PDMS med negative nøye fjerne PDMS fra Petriskål.
- Bruk en hobby kniv til å kutte ut et PDMS fra pad som er samme størrelse som stykket kuttet for negativt. Deretter Klipp ut et rektangel av nye stykke PDMS med plass til å passe det rundt microchannel når den plasseres over negative.
- Sette begge delene av PDMS (negative og rektanglet) på et flatt underlag (for eksempel et lysbilde laget av glass, kvarts, polystyren eller annet materiale) og sette dem inn i en radiofrekvens (RF) plasma renere. Lukk døren og forsegle kammeret ved evakuering luften ved hjelp av en vakuumpumpe. Sette inn luft til et trykk på 400 mTorr bruker en digital tomrommet trykket kontroller.
Merk: Hvis underlaget brukes for plasma rengjøring ikke er brukt i plasma renere, sette den i plasma renere selv for 60 s før å behandle negativt, for å hindre akryl bakgrunnslaget stikker til underlaget. - Aktivere RF-innstillingen til høy, og en rosa luft plasma skal vises i visningsvinduet. Plasma-treat de to stykkene av PDMS for 30 s, deretter slå av RF-innstillingen. At luft sakte angir kammeret på nytt for å hindre en turbulent luftstrømmen urovekkende innholdet i kammeret.
- Fjerne PDMS fra plasma renere og plassere den på en Borstemmaskin. Deretter forsiktig Inverter PDMS rektangelet over negative og trykk den ned med en tang. La den hvile i 10 minutter slik at de to stykker PDMS å forholde seg til hverandre.
-
Fluorosilane overflatebehandling av polydimethylsiloxane negative
- Bruk en dropper sette 2 dråper trichloro (1H 1H 2H, 2H-perfluoro-octyl) silane (PFOTS) en veie båt og sett den i en glass vakuum kammer.
- Inverter PDMS på et stykke aluminiumsfolie (slik at microchannel negative vender oppover) og putte den i glass vakuum kammeret. Deretter evakuere kammeret kontinuerlig for 24 timer.
2. fabrikasjon av MY133 Microchannel
-
Danner MY133-V2000 microchannel strukturen
- Fyll PDMS negative med 400 µL av MY133-V2000.
Merk: Negative må være litt overfylt. - Plass MY133 V2000-fylt PDMS negativ i vakuum kammeret for 2t fjerne bobler.
- Fjern MY133-V2000 av vakuum og langsomt trykk et glass lysbilde mot toppen av litt overfylt negative til å opprette en flat overflate av MY133-V2000 og hindre at oksygen hemme polymerisasjon.
Merk: PDMS, på kanal overflaten, vil delvis hemme polymerisasjon, muliggjør liming i senere stadier. Av objektglass har redusert UV gjennomsiktighet (35%) sammenlignet med kvarts, som bidrar til å hindre noen gulfarging av herdet enheten. - MY133-V2000 inn en 400 W UV ovn og angi UV stråling til 50% av den maksimale intensiteten for 300 s å kurere MY133-V2000 microchannel.
Merk: Topp bølgelengden brukt til å kurere enheten er ca 375 nm med en båndbredde på rundt 25 nm. Ca 4500 mJ/cm2 makt ble brukt til å kurere microchannel, som er litt mer enn doble minimum herding makt anbefalt av produsenten.
- Fyll PDMS negative med 400 µL av MY133-V2000.
-
Bygge i akryl holderen
- Tegne akryl bakgrunnslaget benytter en vektor tegning programvare. Kontroller bakgrunnslaget er et rektangel som 1.5 mm tykk, 75 mm lang og 25 mm bred, med et sentrert rektangel som måler 25 mm x 11 mm.
- Tegne akryl midt laget med en vektor tegning programvare. Kontroller midt laget er et rektangel (1.5 mm tykk, 75 mm lang og 25 mm bred) med en midtstilt firkant (5 x 5 mm) og to sirkler (begge med en diameter på 3 mm) med 15 mm.
- Tegne akryl øverste laget med en vektor tegning programvare. Sørg det øverste laget er et rektangel (3 mm tykk, 30 mm lang og 25 mm bred) med en midtstilt firkant (5 x 5 mm) og to sirkler (begge med en diameter på 3 mm) med 15 mm.
- Kuttet ut enheten tegninger opprettet i vektor tegning programvare med en laser kutter. Bruk eksempelinnstillinger 100% makt og 30% fart. Kjør programmet to ganger for å sikre at akryl er kuttet.
- Tapp hullene i akryl øverste laget med en størrelse M5 0,80 mm tappe verktøy.
- Tørk akryl bitene med aceton å fjerne gjenværende merker eller forbrenninger.
-
Binding av MY133-V2000 i akryl holderen
- Fest bakgrunnslaget for akryl glass underlaget med lim, som cyanoacrylate superlim. Plasser to små dråper på kantene av akryl og deretter bruke et engangs verktøy å jevnt spredt limet. Sted barometer substrate på akryl og tillate limet tørke med vekten av glasset holde den på plass.
- Pelsen eksponert glass med 100 µL PDMS bruker en positiv forskyvning pipette; deretter bakgrunnslaget inn et vakuum spinn coater og sett den til 1500 rpm for 2 min å jevnt coat glasset med en PDMS film ca 10 µm tykk.
- Fjern bakgrunnslaget fra spin-coater og nøye tørke bort eventuelle overskytende PDMS som belegg akryl med aceton eller papir håndkle. Pass på at du ikke forstyrre den uherdet PDMS.
- Stek base laget med PDMS i en ovn ved 65 ° C for 2t å kurere PDMS.
- Pipetter 1 mL av PDMS på et glass lysbilde, og deretter bruker en annen objektglass å jevnt spredt i PDMS før det begynner å sive ut sidene. Kurere dette på en varm plate på 150 ° C i 10 min.
- Herdet PDMS skjære et rektangel med samme dimensjoner som MY133-V2000 enheten, og deretter bruker midt laget av akryl som en mold, hull for reservoaret og kuttet en firkant viser vinduet i PDMS å PDMS pakningen.
- Plass MY133-V2000, kanal side opp, samme eller en lignende flat substrat som brukes for plasma-behandling av PDMS i trinn 1.2.5. Plass akryl basen lag med herdet PDMS underlaget sammen med MY133-V2000 kanalen i O2 plasma renere. Angi det tomrommet trykket til 200 mTorr og RF til høy og overflaten-treat kanal og glass underlaget for 30 s.
- Ved hjelp av pinsett, umiddelbart plasser MY133-V2000 kanalen side ned i rektangulære utsparingen av bakgrunnslaget akryl slik at MY133-V2000 kontakter i PDMS.
- Plass PDMS pakning på MY133-V2000 enheten, kø hullene i pakningen med reservoarene i enheten.
- Plass uferdige enheten på en hevet plattform over benken å gi en klem overflate for enheten forsamlingen.
- Pakke 3 mL akryl sement bruker en sprøyte. Distribuere nok akryl sement på bakgrunnslaget å gi et tynt belegg. Gjør frakk som mulig og ikke la den materielle sive inn i kanalen.
- Sted midt lag akryl stykket på bakgrunnslaget akryl. Kontroller at hullene linje med reservoarene av MY133-V2000 kanalen.
- Bruk 3 små klemmer for å holde bakgrunnslaget og midten av lag sammen så tett som mulig i 2 minutter mens akryl sementen stivner, for å obligasjonslån biter av akryl sammen. Kontroller at reservoarene ikke er hindret i dette trinnet hindrer at luft blir fanget under MY133-V2000 enheten.
- Fjern trykket fra enheten og plasser akryl sement på midten av laget i steder av forventet kontakt med det øverste laget av akryl.
- Plasser det øverste laget av akryl på midten av laget stykke akryl, sikre at hullene er justert med reservoarene, og la den hvile på benken for 2 min mens akryl sement tørker.
3. testing og bruk av MY133-V2000 enheten
-
Lekke testing
- Test MY133-V2000 enheten ved å legge 10 µL av mat fargestoff eller deionisert vann i en av reservoaret hullene å teste for vedheft og flyt.
- Sett inn en tube (med en 1/8-i ytre diameter) i reservoaret og koble den andre enden til en vakuum felle. Slå vakuum på trekk fargestoff eller vannet gjennom kanalen slik at det opprettes en vellykket enhet.
- Sjekk under et mikroskop for å kontrollere at det ikke er noen lekkasjer i kanalen eller reservoaret, fyll tanken med etanol og tillate etanol å sitte ved romtemperatur for 10 min. Deretter trekke etanol ved hjelp av vakuum, for å rengjøre fargestoff eller vann ut av kanalen.
- Spray kanalen med etanol og putte den i et sterilt polystyren fat. Vikle det tett med parafilm og lagre den i et sterilt miljø inntil nødvendig.
Merk: på dette punktet enheten må håndteres tas aseptisk for å hindre forurensning. Når klar til å bruke enheten, bør utsiden av beholderen kan steriliseres ved hjelp av etanol og førte til en biosafety CAB før du åpner beholderen.
-
Plating MCF7 celler i MY133-V2000 enheten
- Vokse MCF7 celler på 10 cm Petri retter i en komplett media bestående av Dulbecco's minimum viktig middels (DMEM), supplert med 10% fosterets bovin serum, penicillin-streptomycin, glutamin og ikke-essensielle aminosyrer, i en celle kultur inkubator som opprettholder en fuktig atmosfære som inneholder 5% CO2 og 20% O2 ved en temperatur på 37 ° C. Vokse cellene til ca 80% samløpet før såing dem i microchannel.
- Første spray polystyren parabolen som inneholder microchannel med 70% etanol. Deretter bringe det inn i biosikkerhet CAB før parafilm beskytte kanalen fra ambient laboratoriemiljø.
- Nakkens menneske-plasma-avledet fibronectin på microchannel overflaten fortynne den i Dulbeccos fosfat-bufret saltvann (DPBS) til 10 µg/mL. Deretter injisere 20 µL av denne løsningen i kanalen og ruge det ved 20 ° C i 45 min.
- Vask fibronectin løsningen ut av kanalen av sprøytebruk 20 µL av celle kultur medier i kanalen, og la dem å ruge ved 20 ° C i 10 min.
- Vask cellene med 10 mL av DPBS, og trypsinize cellene ved å legge til 1 mL 1 x trypsin. Inkuber cellene på 37 ° C i 7 min. nøytralisere trypsin med 9 mL av komplett.
- Injisere 20 µL av cellene i kanalen og ruge dem på 37 ° C i 45-120 min at vedlegget på underlaget før bildebehandling.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Denne protokollen beskriver fabrikasjon av MY133-V2000, en fluorholdige polymer med en lav brytningsindeks som tilsvarer at av vann. Et særtrekk ved denne protokollen er hvordan overkomme mangelen vedheft som er karakteristisk for fluorholdige polymerer ved hjelp av oksygen plasma og fabrikasjon enheten i en akryl holderen å gi ekstra mekanisk kraft må forsegle kanalen mot PDMS underlaget (figur 1). Den lave brytningsindeksen endelige enheten vises tydelig på makroskopisk skala (figur 2). Kantene på en kanal laget av dette materialet er tydelig i luften (figur 2A), men blir vanskelig å skille når nedsenket i vann (figur 2B) på grunn av tett kamp i brytningsindeks. Dette gir en rask sjekk av den optiske egenskapene av materialet etter fabrikasjon. En fullførte enhet er vist i figur 2C, hvor MY133-V2000 microchannel kan sees innkapslet av akryl som gir ekstra mekanisk kraft må forsegle microchannel. En vellykket enhet skal vise god vedheft (uten luftbobler) mellom enheten og underlaget. Tilstedeværelsen av en luftboble i midten av kanalen enhet angir at luften ikke kunne flykte under binding, mest sannsynlig skyldes en hindring av reservoarene når akryl sement sett. Denne enheten viser også godt adhered akryl/glass lag med minimal bukker av glass underlaget. Problemer på dette området kan rettes ved enten å spre limet mellom akryl og glass lagene jevnere eller ved å microfluidic-enheten for å hindre stress på holderen. Endelig viser reservoarene i alle tre paneler klart kanter, med ingen air-huller i kantene. Dette er et annet potensielt problemområde for enhet-underlaget vedheft som er eliminert ved bruk av en enhet mold med perfusjon porter i.
På en mikroskopisk skala, er få, om noen, gjenstander innført på grunn av fase pakke dem ut ved å sammenligne refractive indekser på microchannel og celle kultur media. Dette viser at massen av celler kan kvantifiseres nettopp selv i kanalen veggene (Figur 3). Samlet disse resultatene viser, på begge makroskopisk skala og en mikroskopisk skala, fordelene ved å bruke en fluorholdige polymer for å matche de indekser refraksjonen mellom fabrikasjon materialet microchannel vandig celle kultur Media.
Figur 1 : MY133-V2000 myk litografi arbeidsflyten. (A) etter fylle formen med MY133-V2000, meniscus er komprimert med et glass lysbilde for å opprette en flat overflate og herdet i UV ovn. Merk at høyden på negativet av reservoarene er sammenlignbare til høyden på mold å opprette dyp reservoarer 3 mm i diameter. (B) etter klipping akryl, akryl botnlaget er festet til et glass dekkglassvæske før spin-belegg med PDMS. Toppen to akryl lag er laminert sammen med akryl sement. (C) den herdet MY133-V2000 enheten (kanal siden opp) og dekkglassvæske er overflaten behandlet med O2 plasma. (D) til slutt enheten settes sammen ved å følge overflaten behandlet sidene av enheten og dekkglassvæske sammen. PDMS pakningen er deretter plassert på toppen av MY133-V2000 enheten og akryl er knyttet med akryl sement, med hullene av både den PDMS pakningen og midt laget av akryl kø med reservoarene. Montert enheten er deretter festet for hånd i 2 minutter til akryl sement tørker. (E) en oppbygning av enheten viser hvordan enheten er montert. (F) A tegningen viser tverrsnittet gjennom microchannel ferdige enheten. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2 : Bilder av fullførte MY133-V2000 enheter. (A) kantene på MY133-V2000 enheten er tydelig synlig i luften. (B) når neddykket i vann, kantene på samme MY133-V2000 enhet forsvinner på grunn av tett kampen i refractive indekser. (C) dette fotografiet viser en ferdig enhet med en akryl holderen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3 : Cellemasse kan kvantifiseres nettopp nær microchannel strukturer. Målinger av cellemasse fersk seeded MCF7 celler i MY133-V2000 microchannel viser noen gjenstander på grunn av fase innpakning i nærheten (A og B) veggen eller (C) midten av kanalen. Disse gjenstander unngås i MY133-V2000 kanalen på grunn av jevn refractive indekser kanal materialet og celle kultur media. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
MY133-V2000 kan brukes som et alternativ til tradisjonelle myk litografi fabrikasjon materialer som PDMS. Tidligere arbeid har vist at materialer med en høy indeks av refraction, som PDMS, innføre betydelig gjenstander i nærheten av kanalen veggene på grunn av inkompatible indekser refraksjonen mellom fabrikasjon materialet og vannoppløsning inne kanalen 13. MY133-V2000 gjør matchende brytningsindeks av microfluidic enheten til den vandige løsninger ofte brukt i biomedisinsk applikasjoner. Dette reduserer tenkelig gjenstander når forbinder microfluidics med avansert mikroskopi teknikker, gir en klar fordel over tradisjonelle microfluidic fabrikasjon materialer. Gjenstand reduksjon i microfluidic kanaler gjort mulig av dette systemet muliggjør fluorescens og kvantitative fase mikroskopi (Figur 3) signaler til kvantifiseres mer presist, selv i nærheten microchannel strukturer13.
Som en fluorholdige polymer har MY133-V2000 vanligvis lav vedheft mellom kanal strukturen og andre materialer, dermed innføre en stor begrensning sammenlignet med tradisjonelle fabrikasjon materialer. For å overvinne denne utfordringen, brukes begge kjemisk overflatebehandling (O2 plasma) i tillegg til mekanisk komprimering opprettet ved å klemme enheten og PDMS pakning mellom underlaget og akryl. Lavere elastisk modulus av PDMS (sammenlignet med MY133-V2000) er avgjørende for overføring av mekanisk kraft fra akryl til MY133-V2000 enheten, fordi det er deformerbare nok å være komprimerte, slik at det å holde microchannel på plass mens samtidig holder det forseglet mot underlaget.
To viktige punkter av feil kan oppstå når fabrikere microchannels benytter denne metoden og bør være bemerket når feilsøking. Disse er lekkasje fra reservoaret på grunn av overflødig slagg og lekkasje fra midten av kanalen der kraften mekanisk komprimeringen er minst. Selv en liten mengde slagg fra punching hull for reservoarene forhindret reservoaret i å følge underlaget riktig. For å hindre lekkasjer fra reservoaret, inneholder microchannel negative små søyler, 3 mm i diameter, som er omtrent samme høyde som mold, slik at reservoarene kan brukes som en del av microchannel uten å bruke et verktøy til hull for reservoarene. Punching hull for reservoarer etter herding skaper slagg som skal vaskes bort uten å skade kanalen (figur 1A). Dette er vanskelig å oppnå i praksis. For å hindre lekkasjer fra midten av kanalen, var det viktig ikke å dekke reservoarene under montering for å tillate luft å flykte fra under enheten. Hvis reservoarene er hindret når liming enheten sammen, er luften under enheten ikke unnslippe, lage plass til væske å sive ut av kanalen.
Denne protokollen, derfor presenterer en metode for å forbedre vedheft gjennom både overflatebehandling og montere enheten i en akryl holderen, begrensende de negative effektene av fluorination i polymer lim egenskaper. Enhetene var fylt med væske og ruges i opptil 24 h, viser at enheten være funksjonell for varigheten av et typisk tenkelig eksperiment. MY133-V2000, kan som fabrikasjon materiale for en microfluidic enhet, kombineres med QPM måle celle biomasse. QPM har tidligere vist seg å måle veksten av levende celler med en større presisjon enn konvensjonelle metoder17. Bruker QPM, kan en live-celle narkotika-respons måles med encellede oppløsning11,18,19. Kombinert med MY133-V2000, kan celler kultivert i kanalen for minst 1 d, slik at veksten av cellene skal fastsettes nøyaktig. Kombinere fordelene med både microfluidics og QPM gir måling av vekst og live narkotika svar celler under kontrollerte forhold.
Fremtidige anvendelser av denne teknikken innebærer innlemme det i mer avanserte microfluidic og kvantitative mikroskopi eksperimenter. Elastisitet i MY133-V200013 er kompatibel med avanserte microfluidic teknikker som pneumatiske ventiler, muliggjør ytterligere fabrikasjon av komplekse geometrier og eksperimentell design. Resultatene presenteres her demonstrerer bruken av dette materialet for å gjøre kvantitative mål med QPM. MY133-V2000 bør også være kompatibel med andre kvantitative mikroskopi teknikker, som Frster resonans energi overføring eller fluorescens levetid mikroskopi. Denne tilnærmingen kan også til enheten monteres på og forseglet mot en PDMS underlaget, aktivere avansert eksperimentell design som ESP fluorophores i underlaget. Samlet reduserer MY133-V2000 gjenstander når du gjør kvantitative mål i vandige løsninger i microchannels, noe som gjør det til et ideelt materiale for fabrikasjon av microfluidic kanaler for å gjøre høy presisjon biomedisinsk målinger.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne ikke avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av University of Utah office Vice President for forskning og midler i forbindelse med gi P30 CA042014 tildelt Huntsman Cancer Institute og CRR programmet ved Huntsman Cancer Institute.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| MY133-V2000 | MY Polymers | MY133-V2000 | |
| Sylgard 184 | Ellsworth Adhesives | 184 SIL ELAST KIT 0.5KG | |
| Fisher Premium microscope slides | Fisher Scientific | 12-544-4 | |
| .118"(3.0mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet | United States Plastic Corp | 44290 | |
| .060"(1.5mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet | United States Plastic Corp | 44200 | |
| SCIGRIP 3 Very Fast Set Acrylic Cement | United States Plastic Corp | 45735 | |
| Standard Aluminum Foil (.6 mm thick) | VWR | 89107-726 | |
| Kim Wipes | Fisher Scientific | 06-666 | |
| Insta-Cure+ Super Glue | Bob Smith Industries | BSI-109 | |
| 1/8" PVC tubing | McMaster Carr | 5231K55 | |
| McCormick Food Coloring | Target | 13353207 | |
| X-Acto #1 Precision Knife | X-Acto | X3201 | |
| X-Acto #18 Heavyweight wood chiseling blade | X-Acto | X218 | |
| VWR Razor Blades | VWR | 55411-055 | |
| Surface Treated Cell Culture Dishes | Fisher Scientific | FBO12922 | |
| Fibronectin Human Plasma | Sigma-Aldritch | F0895-1MG | |
| Trypsin-EDTA 10x | Fisher Scientific | 15-400-054 | |
| Corning Dulbecco's Phosphate Buffered Saline | Fisher Scientific | MT21030CM | |
| Gibco Penicillin-Streptomycin | Fisher Scientific | 15-140-148 | |
| HyClone Nonessential Amino Acids 100x | Fisher Scientific | SH3023801 | |
| Fetal Bovine Serum | Omega Scientific | FB-12 | |
| Corning DMEM with L-glutamine and glucose | Fisher Scientific | MT10013CV | |
| Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane | Sigma-Aldritch | 448931 | Reacts violently with water |
| Ethanol, 200 proof Decon Labs | Fisher Scientific | 04-355-223 | |
| Acetone | Fisher Scientific | A18P-4 | |
| Bel-Art 42025 Plastic Dessicator | Cole-Parmer | EW-06514-30 | |
| Epilog Fusion Laser Cutter, 120 W | Epilog Laser | Epilog Fusion M2 32 Laser | |
| Isotemp Stirring Hotplate | Fisher Scientific | SP88850200 | |
| Ateco 14111 1.5 inch stainless steel cutter | Ateco | 14111 | |
| Pyrex Glass Cell Culture Dish | Fisher Scientific | 08-747B | |
| Radio Frequency Plasma Cleaner | Harrick Plasma | PDC-32G | Used with Oxygen gas |
| Black Hole Laboratories Digivac | Black Hole Laboratories | Model 215 | |
| Intelli-Ray Ultraviolet Oven | Uvitron | UVO338 | |
| Compact Spin Coater | MTI Corporation | VTC-100A | |
| Fisher Brand Isotemp Oven | Fisher Scientific | 15-103-0510 | Forced Air Convection |
| Gilson Positive Displacement Pipette P1000 | Fisher Scientific | FD10006G | |
| HeraCell VIOS 160i | Fisher Scientific | 13 998 212PM |
References
- Zare, R. N., Kim, S. Microfluidic platforms for single-cell analysis. Annual Review Biomedical Engineering. 12, 187-201 (2010).
- Neuzi, P., Giselbrecht, S., Lange, K., Huang, T. J., Manz, A. Revisiting lab-on-a-chip technology for drug discovery. Nature Reviews Drug Discovery. 11 (8), 620-632 (2012).
- Xu, W., et al. Cell stiffness is a biomarker of the metastatic potential of ovarian cancer cells. PLoS ONE. 7 (10), 46609 (2012).
- Karakas, H. E., et al. A microfluidic chip for screening individual cancer cells via eavesdropping on autophagy-inducing crosstalk in the stroma niche. Scientific Reports. 7 (1), 2050 (2017).
- DeBerardinis, R. J., Lum, J. J., Hatzivassiliou, G., Thompson, C. B. The biology of cancer: metabolic reprogramming fuels cell growth and proliferation. Cell Metabolism. 7 (1), 11-20 (2008).
- Yin, H., Marshall, D. Microfluidics for single cell analysis. Current Opinion in Biotechnology. 23 (1), 110-119 (2012).
- Kemper, B., et al. Monitoring of laser micromanipulated optically trapped cells by digital holographic microscopy. Journal of Biophotonics. 3 (7), 425-431 (2010).
- Barer, R. Interference micorscopy and mass determination. Nature. 169 (4296), 366-367 (1952).
- Zangle, T. A., Teitell, M. A. Live-cell mass profiling: an emerging approach in quantitative biophysics. Nature Methods. 11 (12), 1221-1228 (2014).
- Chun, J., et al. Rapidly quantifying drug sensitivity of dispersed and clumped breast cancer cells by mass profiling. Analyst. 137 (23), 5495-5498 (2012).
- Reed, J., et al. Live cell interferometry reveals cellular dynamism during force propagation. Acs Nano. 2 (5), 841-846 (2011).
- Eldridge, W. J., Steelman, Z. A., Loomis, B., Wax, A. Optical Phase Measurements of Disorder Strength Link Microstructure to Cell Stiffness. Biophysical Journal. 112 (4), 692-702 (2017).
- Kim, D. N. H., Kim, K. T., Kim, C., Teitell, M. A., Zangle, T. A. Soft lithography fabrication of index-matched microfluidic devices for reducing artifacts in fluorescence and quantitative phase imaging. Microfluidics and Nanofluidics. 22 (1), 11 (2018).
- Byron, M. L., Variano, E. A. Refractive-index-matched hydrogel materials for measuring flow-structure interactions. Experiments in Fluids. 54 (2), 6 (2013).
- Ogawa, T., Hanada, Y. Microfabrication of the UV transparent polymer CYTOP using a conventional pulsed green laser. Applied Physics a-Materials Science & Processing. 122 (3), 6 (2016).
- Hanada, Y., Ogawa, T., Koike, K., Sugioka, K. Making the invisible visible: a microfluidic chip using a low refractive index polymer. Lab on a Chip. 16 (13), 2481-2486 (2016).
- Zangle, T. A., Burnes, D., Mathis, C., Witte, O. N., Teitell, M. A. Quantifying biomass changes of single CD8+ T cells during antigen specific cytotoxicity. PLoS One. 8 (7), 68916 (2013).
- Huang, D., et al. High Speed Live Cell Interferometry: A New Method for Rapidly Quantifying Tumor Drug Resistance and Heterogeneity. Analytical Chemistry. 90 (5), 3299-3306 (2018).
- Mir, M., Bergamaschi, A., Katzenellenbogen, B. S., Popescu, G. Highly sensitive quantitative imaging for monitoring single cancer cell growth kinetics and drug response. PLoS ONE. 9 (2), 89000 (2014).
