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Engineering

Fabbricazione di dispositivi rifrangenti-Indice-abbinati per biomedica microfluidica

doi: 10.3791/58296 Published: September 10, 2018

Summary

Questo protocollo descrive la fabbricazione di dispositivi microfluidici da MY133-V2000 per eliminare gli artefatti che spesso sorgono a microcanali dovuto gli indici di rifrazione disadattamento tra microchannel strutture e una soluzione acquosa. Questo protocollo utilizza un supporto acrilico per comprimere il dispositivo incapsulato, migliorare l'adesione sia chimicamente e meccanicamente.

Abstract

L'uso di dispositivi microfluidici è emerso come uno strumento decisivo per applicazioni biomediche. Quando combinato con tecniche di microscopia moderne, questi dispositivi possono essere implementati come parte di una robusta piattaforma in grado di effettuare misure simultanee complementari. La sfida principale creata dalla combinazione di queste due tecniche è la mancata corrispondenza in indice di rifrazione tra i materiali tradizionalmente utilizzati per realizzare dispositivi microfluidici e le soluzioni acquose in genere utilizzate nel campo della biomedicina. Questa mancata corrispondenza può creare artefatti ottici vicino ai bordi del canale o un apparecchio. Una soluzione consiste nel ridurre l'indice di rifrazione del materiale utilizzato per fabbricare il dispositivo utilizzando un polimero fluorurato ad esempio MY133-V2000 cui indice di rifrazione è simile a quella dell'acqua (n = 1.33). Qui, la costruzione di un dispositivo microfluidico fatta di MY133-V2000 utilizzando tecniche di litografia soft è dimostrata, mediante O2 plasma in combinazione con un supporto acrilico per aumentare l'adesione tra il dispositivo di MY133-V2000 fabbricato e la substrato di polidimetilsilossano (PDMS). Il dispositivo è quindi testato incubando riempito con terreni di coltura delle cellule per 24 h dimostrare la capacità del dispositivo di mantenere condizioni di coltura delle cellule nel corso di un tipico esperimento di formazione immagine. Infine, microscopia quantitativa (QPM) viene utilizzata per misurare la distribuzione della massa all'interno delle cellule aderenti dal vivo nel microchannel. In questo modo, la maggiore precisione, attivata per fabbricare il dispositivo da un polimero di basso indice di rifrazione come MY133-V2000 sostituiscono materiali tradizionali litografia soft come PDMS, è dimostrata. Nel complesso, questo approccio per la realizzazione di dispositivi microfluidici può essere facilmente integrato in flussi di lavoro esistenti di litografia soft al fine di ridurre gli artefatti ottici e aumentare la precisione di misurazione.

Introduction

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Lo sviluppo della tecnologia microfluidica ha permesso una vasta gamma di nuove tecniche biomediche che sfruttano la fisica unici di scala microscopica flussi1,2. Questo include le tecniche diagnostiche costruite su piattaforme di microfluidica che quantificare biomarcatori clinicamente rilevanti, tra cui cella rigidità3, marcatori di superficie4e crescita5. Attraverso la manipolazione di singole cellule, dispositivi microfluidici utilizzabile anche per misurare la eterogeneità di biomarcatore, ad esempio come un indicatore di malignità6. La capacità di combinare applicazioni di microfluidica con microscopia ha aumentato ulteriormente l'utilità di queste piattaforme, consentendo per i dispositivi che misurano i biomarcatori multipli simultaneamente7.

QPM è una tecnica di microscopia che misura lo sfasamento come luce passa attraverso e interagisce con la materia all'interno di campioni trasparenti. La massa delle singole celle può essere calcolata da misurazioni QPM, utilizzando la nota relazione tra l'indice di rifrazione e la densità di biomassa8,9. Il lavoro precedente ha indicato che QPM è in grado di misurare parametri clinicamente rilevanti come cella crescita10,11 e cella proprietà meccaniche tramite disordine forza12. Quando combinato con microfluidica, QPM potenzialmente può essere utilizzato per misurare il comportamento delle cellule in un ambiente altamente controllato in vitro. Una delle sfide principali per combinando QPM con microfluidica è l'alto indice di rifrazione della maggior parte dei polimeri utilizzati per costruire canali microfluidici via litografia soft13.

Una sfida importante la combinazione di microfluidica con varie tecniche di microscopia è la mancata corrispondenza tra l'indice di rifrazione del materiale dispositivo rispetto l'indice di rifrazione dell'acqua14,15. Un metodo per risolvere questo problema è attraverso l'uso di un polimero di basso indice di rifrazione come CYTOP16 o MY133-V200013. Quest'ultimo è un fluorurati ultravioletto (UV)-polimero di acrilato curabile che ha un indice di rifrazione simile all'acqua (n = 1.33) e che è compatibile con le tecniche di litografia soft, consentendo una facile integrazione nel molti affermati microfluidica Workflow di fabbricazione del dispositivo. Questo rende MY133-V2000 adatto non solo per la fabbricazione di dispositivi microfluidici, ma permette anche di essere facilmente combinato con QPM e altri approcci di microscopia, per misurare il comportamento delle cellule sia a Colonia che a livello di singola cellula. MY133-V2000 Elimina artefatti a causa di fase scartare producendo poco, se del caso, spostamento di fase come luce passa attraverso l'interfaccia acqua-MY133.

Anche se eliminando la mancata corrispondenza in indice di rifrazione, una sfida importante connessa con i dispositivi fabbricati da polimeri fluorurati, ad esempio MY133-V2000, è il basso rispetto ad altri materiali come vetro o PDMS. Il lavoro attuale dimostra la realizzazione di un dispositivo di MY133-V2000 microfluidici mediante litografia soft. Usando O2 plasma per trattare la superficie di entrambi il canale e il PDMS substrato combinato con un supporto acrilico personalizzato-fabbricato assicura che il dispositivo aderisce al substrato, creando un canale sigillato. Questo dispositivo è adatto per colture cellulari e QPM per misurare la massa delle cellule nel canale, che ha importanti applicazioni per misurare la crescita di cellule vive e il trasporto intracellulare di biomassa cellulare, entrambi i quali hanno rilevanza clinica nella diagnostica medicina e droga scoperta.

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Protocol

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1. fabbricazione del negativo polidimetilsilossano

  1. Preparazione di polidimetilsilossano
    1. Misura 18 g di elastomero di silicone PDMS e 1,8 g del reagente polimerizzazione. Versare il reagente di polimerizzazione in una barca di misurazione contenenti elastomero.
    2. Mescolare l'elastomero e il reagente di polimerizzazione vigorosamente per 1 min e mettere il composto in una camera a vuoto per 30 min.
    3. Rimuovere il PDMS dal vuoto, pour 15 g sul negativo utilizzando una taglierina del biscotto (raggio = 3,8 cm) per mantenere il PDMS da in esecuzione da un lato e coprire il restante composto PDMS.
    4. Mettere lo stampo contenente il PDMS nella camera del vuoto per 10 min.
    5. Rimuovere lo stampo contenente il PDMS da camera del vuoto, posto su una piastra calda impostata su 150 ° C per 60 min a curare e coprirlo con un foglio di alluminio.
    6. Versare il restante PDMS su un vetro invertito di Petri (10 cm di diametro), utilizzando un'altra formina come uno stampo, per creare un cuscinetto di PDMS. Mettere questo nella camera del vuoto fino a quando il negativo PDMS è completamente guarito.
    7. Trasferimento di Petri con il PDMS dal vuoto alla piastra calda preriscaldata per curare a 150 ° C per 60 min.
  2. Trattamento superficiale al plasma di polidimetilsilossano
    1. Inserire una lama di rasoio affilata sotto il PDMS e cookie cutter per rimuovere con cautela il PDMS dal negativo.
    2. Usare un taglierino affilato per tagliare fuori il negativo dal pezzo più grande di PDMS; esso deve essere tagliato con un'area sufficiente buffer per allegare un altro pezzo di PDMS su di esso senza ostruire il negativo.
    3. Inserire una lama di rasoio affilata sotto il PDMS curata con il negativo a rimuovere con attenzione il PDMS da di Petri.
    4. Utilizzare un taglierino per tagliare un pezzo di PDMS dal tampone che è la stessa dimensione come il pezzo di taglio per il negativo. Quindi, tagliare un rettangolo fuori il nuovo pezzo di PDMS con spazio a sufficienza per circoscrivere il microchannel quando viene posizionato in cima il negativo.
    5. Mettere due pezzi di PDMS (il negativo e il rettangolo) su un substrato piatto (ad esempio una diapositiva fatta da vetro, quarzo, polistirolo o altro materiale) e inserirli in un plasma di radiofrequenza (RF) pulitore. Chiudere lo sportello e sigillare la camera di evacuare l'aria utilizzando una pompa a vuoto. Iniettare aria fino ad una pressione di 400 mTorr utilizzando un regolatore di pressione di vuoto digitale.
      Nota: Se il substrato utilizzato per la pulizia al plasma non è stato utilizzato nel plasma pulitore, metterlo nel plasma cleaner da sè per 60 prima della s a trattare il negativo, al fine di impedire che lo strato di base acrilico aderiscano al substrato.
    6. Attivare l'impostazione di RF ad alta e un plasma ad aria rosa dovrebbe apparire nella finestra di visualizzazione. Plasma-trattare i due pezzi di PDMS per 30 s, quindi disattivare l'impostazione di RF. Permettere all'aria di rientrare lentamente la camera al fine di impedire un flusso d'aria turbolento di disturbare il contenuto della camera.
    7. Rimuovere il PDMS dal plasma cleaner e posizionarlo su un benchtop. Quindi, accuratamente Invertire rettangolo PDMS sul negativo e premerlo verso il basso con un paio di pinze. Lasciate riposare per 10 minuti consentire i due pezzi di PDMS ad aderire a vicenda.
  3. Trattamento di superficie di Fluorosilane del polidimetilsilossano negativo
    1. Utilizzare un contagocce per mettere 2 gocce di tricloro (1h, 1h, 2H, 2h-perfluoro-ottilico) Silano (PFOTS) in un piccolo pesare barca e inserirlo in una camera a vuoto vetro.
    2. Invertire il PDMS su un pezzo di carta stagnola (in modo che il negativo di microchannel sia rivolta verso l'alto) e metterlo nella camera del vuoto di vetro. Quindi, evacuare la camera continuamente per 24 h.

2. fabbricazione di Microchannel il MY133

  1. Che formano la struttura di microchannel MY133-V2000
    1. Riempire il PDMS negativo con 400 µ l di MY133-V2000.
      Nota: Il negativo deve essere leggermente riempito troppo.
    2. Posizionare il PDMS MY133-V2000-riempita negativo nella camera del vuoto per 2 h rimuovere eventuali bolle.
    3. Rimuovere MY133-V2000 dal vuoto e premere lentamente un vetrino contro la parte superiore del negativo leggermente troppo piena per creare una superficie piana di MY133-V2000 e impediscono all'ossigeno inibendo la polimerizzazione.
      Nota: PDMS, sulla superficie di canale, parzialmente inibisce la polimerizzazione, abilitazione incollaggio in fasi successive. La diapositiva di vetro ha una trasparenza UV leggermente ridotta (35%) rispetto al quarzo, che aiuta a prevenire qualsiasi ingiallimento del dispositivo curato.
    4. Inserire un forno UV W 400 MY133-V2000 e impostare la radiazione UV al 50% dell'intensità massima per 300 s per curare la MY133-V2000 microchannel.
      Nota: La lunghezza d'onda di picco usata per curare il dispositivo è di circa 375 nm con una larghezza di banda di circa 25 nm. Circa 4.500 mJ/cm2 di potenza veniva utilizzata per curare il microchannel, che è leggermente più doppio minimo indurimento alimentazione consigliato dal produttore.
  2. Costruire il titolare acrilico
    1. Disegnare lo strato acrilico di base utilizzando un software di disegno vettoriale. Assicurarsi che lo strato di base è un rettangolo che è di 1,5 mm di spessore, 75 mm lungo e 25 mm di larghezza, con un rettangolo centrato che misura 25 x 11 mm.
    2. Disegnare l'acrilico strato intermedio utilizzando un software di disegno vettoriale. Assicurarsi che lo strato intermedio è un rettangolo (spessore 1,5 mm, 75 mm di lunghezza e 25 mm di larghezza) con un quadrato centrato (5 x 5 mm) e due cerchi (entrambi con un diametro di 3 mm) separati da 15 mm.
    3. Disegnare lo strato acrilico superiore utilizzando un software di disegno vettoriale. Assicurarsi che lo strato superiore è un rettangolo (spessore 3 mm, 30 mm di lunghezza e 25 mm di larghezza) con un quadrato centrato (5 x 5 mm) e due cerchi (entrambi con un diametro di 3 mm) separati da 15 mm.
    4. Tagliare i disegni di dispositivo creati nel software di disegno vettoriale con una taglierina laser. Utilizzare le impostazioni di esempio del 100% di potenza e 30% di velocità. Eseguire il programma due volte a garantire che l'acrilico è tagliato fuori.
    5. Toccare i fori nello strato superiore acrilico utilizzando uno strumento di 0.80 mm maschiatura M5 dimensioni.
    6. Pulire i pezzi di acrilico con acetone per rimuovere qualsiasi residui marchi o ustioni.
  3. Incollaggio di MY133-V2000 in supporto acrilico
    1. Fissare lo strato di base di acrilico al substrato di vetro usando un adesivo, ad esempio super colla cianoacrilato. Inserire due piccole gocce sui bordi dell'acrilico e quindi utilizzare uno strumento monouso per distribuire uniformemente la colla. Collocare il substrato di vetro sull'acrilico e consentire che la colla si asciughi utilizzando il peso del vetro per tenerlo in posizione.
    2. Cappotto il vetro esposto con 100 µ l di PDMS utilizzando una pipetta volumetrica; poi, inserire lo strato di base in una macchina a vuoto spin e impostare a 1.500 giri/min per 2 min ricoprire uniformemente il vetro con un film PDMS circa 10 µm spessore.
    3. Rimuovere lo strato di base dalla SPALMATRICE di spin e accuratamente spazzare via qualsiasi PDMS in eccesso che ha ricoperto l'acrilico con acetone e carta asciugamani. Fare attenzione a non disturbare il PDMS non polimerizzato.
    4. Cuocere lo strato di base con il PDMS in un forno a 65 ° C per 2 h per curare il PDMS.
    5. Pipettare 1 mL di PDMS su una lastra di vetro e, quindi, utilizzare un altro vetrino per distribuire uniformemente il PDMS finché inizia a stillare fuori i lati. Curare questo su un piatto caldo a 150 ° C per 10 min.
    6. Tagliare il PDMS curata in un rettangolo con le stesse dimensioni come il dispositivo di MY133-V2000 e, quindi, utilizzando il mid-strato dell'acrilico come uno stampo, perforare i fori per il serbatoio e ritagliare un quadrato di finestra di visualizzazione nel PDMS per rendere la guarnizione PDMS.
    7. Posizionare il MY133-V2000, lato canale up, sullo stesso o su un substrato piatto simile come quello usato per il trattamento a plasma, il PDMS nel passaggio 1.2.5. Posizionare lo strato acrilico di base contenente il substrato PDMS polimerizzato lungo il canale di MY133-V2000 nel plasma di2 O più pulito. Impostare la pressione di vuoto mTorr 200 e RF al più alto livello e superficie-trattamento del substrato di vetro e canale per 30 s.
    8. Usando il forcipe, posizionare immediatamente il canale MY133-V2000 appoggiato nel ritaglio rettangolare dell'acrilico strato di base tale che il MY133-V2000 contatti il PDMS.
    9. Posizionare la guarnizione PDMS sopra il dispositivo di MY133-V2000, allineando i fori della guarnizione con i serbatoi nel dispositivo.
    10. Posizionare il dispositivo incompiuto su una piattaforma rialzata sopra la panca per fornire una superficie di bloccaggio per montaggio del dispositivo.
    11. Estrarre 3 mL di cemento acrilico usando una siringa. Distribuire abbastanza cemento acrilico sopra lo strato di base per fornire un rivestimento sottile. Rendono il pelo come anche come possibile e non lasciare che il materiale si filtrano nel canale.
    12. Posizionare il pezzo di acrilico di strato intermedio in cima l'acrilico di strato di base. Assicurarsi che i fori siano allineati con i serbatoi del canale MY133-V2000.
    13. Utilizzare 3 piccoli morsetti per tenere lo strato di base e metà strato insieme come strettamente possibile per 2 min mentre il cemento acrilico si indurisce, per legare i pezzi di acrilico insieme. Garantire che i serbatoi non siano ostruiti durante questo passaggio per impedire all'aria intrappolata sotto il dispositivo di MY133-V2000.
    14. Togliere la pressione dal dispositivo e inserire il cemento acrilico su strato intermedio nei luoghi di contatto previsto con lo strato superiore dell'acrilico.
    15. Posizionare lo strato superiore dell'acrilico sul pezzo strato intermedio dell'acrilico, assicurandosi che i fori siano allineati con le riserve e lasciarlo resto in panchina per 2 min, mentre si asciuga il cemento acrilico.

3. sperimentazione e l'uso del dispositivo MY133-V2000

  1. Prova di tenuta
    1. Testare il dispositivo di MY133-V2000 aggiungendo 10 µ l di colorante alimentare o acqua deionizzata in uno dei fori serbatoio per verificare l'adesione e il flusso.
    2. Inserire un filmato (con un diametro esterno di 1/8-a) nel serbatoio e collegare l'altra estremità a una trappola vuoto. Attivare il vuoto a tirare la tintura o acqua attraverso il canale per assicurarsi che venga creato un dispositivo di successo.
    3. Controllare al microscopio per verificare che non ci siano perdite nel canale o serbatoio, riempire il serbatoio con etanolo e consentire l'etanolo riposare a temperatura ambiente per 10 min. Quindi, tirare l'etanolo attraverso il vuoto, per pulire la tintura o acqua fuori del canale.
    4. Spruzzare il canale con etanolo e metterlo in un piatto di polistirolo sterile. Avvolgere con parafilm e conservarlo in un ambiente sterile fino a quando necessario.
      Nota: A questo punto, il dispositivo deve essere maneggiato in modo asettico al fine di prevenire la contaminazione. Quando si è pronti per utilizzare il dispositivo, all'esterno del contenitore deve essere sterilizzato usando etanolo e portato in una cappa di biosicurezza prima dell'apertura del contenitore.
  2. Placcatura cellule MCF7 nel dispositivo MY133-V2000
    1. Crescere le cellule MCF7 su 10 cm di Petri in un completo media costituito da medium essenziale minimo di Dulbecco (DMEM), supplementato con 10% siero bovino fetale, penicillina-streptomicina, glutammina e aminoacidi non essenziali, in un'incubatrice di coltura cellulare che mantiene un'atmosfera umida contenente 5% CO2 e 20% O2 ad una temperatura di 37 ° C. Crescere le cellule per circa 80% confluenza prima li semina nel microchannel.
    2. In primo luogo, spruzzare il polistirolo piatto contenente il microchannel con etanolo al 70%. Quindi, portarlo nella cappa di biosicurezza prima di rimuovere il parafilm proteggere il canale dall'ambiente di laboratorio ambientale.
    3. Immobilizzare umani-plasma-derivato di fibronectina sulla superficie microchannel diluendo in soluzione tampone fosfato di Dulbecco (DPBS) a 10 µ g/mL. Iniettare 20 µ l di questa soluzione per il canale, quindi incubare a 20 ° C per 45 min.
    4. Lavare la soluzione di fibronectina fuori del canale di iniezione 20 µ l di terreno di coltura delle cellule nel canale e consentirle di incubare a 20 ° C per 10 min.
    5. Lavare le cellule con 10 mL di DPBS e tripsinizzano le cellule aggiungendo 1 mL di tripsina 1x. Incubare le cellule a 37 ° C per 7 min neutralizzare la tripsina con 9 mL di multimediale completo.
    6. Iniettare 20 µ l di cellule nel canale e li Incubare a 37 ° C per 45-120 min consentire l'allegato per il substrato prima di formazione immagine.

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Representative Results

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Questo protocollo descrive la fabbricazione di MY133-V2000, un polimero fluorurato con un basso indice di rifrazione corrispondente a quello dell'acqua. Una caratteristica fondamentale di questo protocollo è come superare la mancanza di aderenza che è caratteristica di polimeri fluorurati utilizzando il plasma ad ossigeno e fabbricando il dispositivo all'interno di un supporto acrilico per fornire la forza extra meccanica necessaria per sigillare il canale contro il substrato PDMS (Figura 1). Il basso indice di rifrazione del dispositivo finale è chiaramente visibile su scala macroscopica (Figura 2). I bordi di un canale fatto da questo materiale sono chiaramente visibili in aria (Figura 2A), ma diventa difficile distinguere quando immerso in acqua (Figura 2B) a causa della stretta corrispondenza in indice di rifrazione. Questo fornisce un rapido controllo delle proprietà ottiche del materiale dopo la lavorazione. Un dispositivo completato correttamente è illustrato nella Figura 2C, dove può essere visto il microchannel MY133-V2000 incapsulato dall'acrilico che fornisce la forza extra meccanica necessaria per sigillare il microchannel. Un dispositivo di successo dovrebbe mostrare una buona adesione (privo di bolle d'aria) tra il dispositivo e il substrato. La presenza di una bolla d'aria al centro del canale della periferica indica che l'aria non era consentito di fuggire durante l'incollaggio, probabilmente a causa di un'ostruzione dei serbatoi quando l'acrilico set del cemento. Questo dispositivo mostra anche strati di acrilico/vetro ben aderito con minima curvatura del substrato di vetro. Problemi in questa zona possono essere affrontati ripartendo l'adesivo tra gli strati di vetro e acrilico in modo più uniforme o riducendo lo spessore del dispositivo microfluidico per prevenire lo stress sul supporto. Infine, i serbatoi in tutti e tre i pannelli mostrano margini netti, senza lacune di aria ai bordi. Si tratta di un'altra area potenziale problema per adesione al dispositivo-substrato che viene eliminato tramite l'uso di uno stampo di dispositivo con aspersione porte costruiti.

Su una scala microscopica, pochi, se del caso, gli artefatti sono introdotto dovuto fase scartare abbinando gli indici di rifrazione del microchannel e terreni di coltura delle cellule. Questo dimostra che la massa delle cellule può essere quantificata con precisione anche in prossimità delle mura di canale (Figura 3). Collettivamente, questi risultati indicano, su scala macroscopica e su una scala microscopica, i vantaggi di usando un polimero fluorurato per abbinare gli indici di rifrazione tra il materiale di fabbricazione di microchannel di terreni di coltura cellulare acquosa.

Figure 1
Figura 1 : Flusso di lavoro di MY133-V2000 litografia soft. (A) dopo aver riempito lo stampo con MY133-V2000, il menisco è stata compressa utilizzando una lastra di vetro per creare un piatto superficiale e polimerizzato in un forno UV. Si noti che l'altezza del negativo dei serbatoi è paragonabile all'altezza dello stampo per creare giacimenti profondi 3 mm di diametro. (B) dopo aver tagliato l'acrilico, lo strato acrilico di fondo è incollato al vetrino coprioggetti prima del rivestimento per rotazione con PDMS. I primi due strati di acrilico sono laminati insieme usando cemento acrilico. (C), il curato MY133-V2000 dispositivo (lato canale alto) e la lamella sono trattata in superficie con il plasma2 O. (D) Infine, il dispositivo è montato aderendo insieme ai lati della superficie trattata del dispositivo e del vetrino coprioggetto. La guarnizione PDMS è poi collocata in cima al dispositivo di MY133-V2000 e l'acrilico è collegato utilizzando cemento acrilico, con i fori della guarnizione PDMS e il mid-strato di acrilico allineando con i serbatoi. Il dispositivo assemblato viene quindi fissato a mano per 2 min fino a quando il cemento acrilico asciuga. (E) una vista esplosa del dispositivo Mostra come il dispositivo è montato. (F), un disegno mostra la sezione trasversale attraverso il microchannel del dispositivo finito. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2 : Immagini di completato MY133-V2000 dispositivi. (A) i bordi del dispositivo MY133-V2000 sono distintamente visibili in aria. (B) quando immerso in acqua, i bordi dello stesso dispositivo MY133-V2000 scomparire a causa della stretta corrispondenza in indici di rifrazione. (C), questa fotografia mostra un dispositivo finito con un supporto acrilico. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3 : Massa cellulare può essere quantificato con precisione vicino a strutture di microchannel. Misurazioni della massa delle cellule delle cellule MCF7 appena seminate nel microchannel MY133-V2000 non mostrano artefatti a causa di spostamento di fase (A e B) la parete o (C), al centro del canale. Questi artefatti sono evitati nel canale MY133-V2000 a causa gli indici di rifrazione strettamente abbinati del canale materiale e terreno di coltura delle cellule. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Discussion

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MY133-V2000 può essere utilizzato come alternativa ai materiali di fabbricazione tradizionali litografia soft come PDMS. Il lavoro precedente ha indicato che materiali con un alto indice di rifrazione, come ad esempio PDMS, introducano artefatti significativi nei pressi delle mura di canale a causa del disadattamento indici di rifrazione tra il materiale di fabbricazione e la soluzione acquosa all'interno del canale 13. MY133-V2000 Abilita la corrispondenza l'indice di rifrazione del dispositivo microfluidico per le soluzioni acquose comunemente utilizzato in applicazioni biomediche. Questo riduce gli artefatti imaging quando si combinano microfluidica con tecniche di microscopia avanzata, fornendo un vantaggio distinto sopra microfluidici tradizionali materiali di fabbricazione. La riduzione di artefatto in canali microfluidici ha reso possibile questo sistema consente di fluorescenza e microscopia quantitativa fase (Figura 3) segnali di essere più precisamente quantificato, anche in prossimità di microchannel strutture13.

Come un polimero fluorurato, MY133-V2000 esibisce in genere bassa adesione tra la struttura di canale e altri materiali, introducendo così una limitazione maggiore rispetto ai materiali di fabbricazione tradizionali. Per superare questa sfida, vengono utilizzati entrambi trattamento chimico superficiale (plasma di2 O) oltre a compressione meccanica creato comprimendo il dispositivo e la guarnizione PDMS fra il substrato e un pezzo di acrilico. Il modulo elastico inferiore del PDMS (rispetto a MY133-V2000) è fondamentale per trasferire la forza meccanica dall'acrilico al dispositivo MY133-V2000, perché è abbastanza deformabile per essere compresso, permettendo così di tenere il microchannel in posizione mentre allo stesso tempo mantenendolo sigillato contro il substrato.

Due importanti punti di errore possono essere rilevati quando fabbrica microcanali utilizzando questo metodo e deve essere noto quando risoluzione dei problemi. Si tratta di perdite dal serbatoio a causa delle scorie in eccesso e perdite dal centro del canale dove la forza da compressione meccanica è minimo. Anche una piccola quantità di scorie dalla punzonatura fori per i serbatoi impedito di aderire al substrato correttamente il serbatoio. Per evitare perdite dal serbatoio, il negativo di microchannel contiene piccoli pilastri, 3 mm di diametro, che sono simili in altezza come lo stampo, in modo che i serbatoi possono essere lanciati come parte del microchannel senza dover utilizzare uno strumento per perforare i fori per i serbatoi. Punzonatura di fori per serbatoi dopo indurimento crea scorie che devono essere lavata via senza danneggiare il canale (Figura 1A). Questo è difficile da realizzare nella pratica. Per evitare perdite dal centro del canale, fosse fondamentale non per coprire i serbatoi durante il montaggio, al fine di permettere all'aria di fuoriuscire da sotto il dispositivo. Se i serbatoi sono ostruiti durante l'incollaggio del dispositivo insieme, aria sotto il dispositivo è in grado di fuggire, creando uno spazio per il liquido di penetrare fuori del canale.

Questo protocollo, pertanto, presenta un metodo per migliorare l'adesione tramite trattamento superficiale e montaggio del dispositivo in un supporto acrilico, mitigare gli effetti negativi di fluorurazione sulle proprietà adesive del polimero. I dispositivi erano pieni di liquido e incubati per 24 h, dimostrando che il dispositivo rimanga funzionale per la durata di un tipico esperimento di formazione immagine. MY133-V2000, come un materiale di fabbricazione per i dispositivi microfluidici, possono essere combinati con QPM per misurare la biomassa delle cellule. In precedenza, QPM è stato indicato per misurare la crescita di cellule vive con una precisione maggiore approcci convenzionali17. Utilizzando QPM, una risposta di cellule vive di droga può essere misurata con cella singola risoluzione11,18,19. Quando combinato con MY133-V2000, le cellule possono essere coltivate nel canale per almeno 1 d, consentendo il tasso di crescita delle cellule per essere determinata con precisione. Combinando i vantaggi di microfluidica e QPM consente la misurazione della crescita e vive le risposte farmacologiche delle cellule in condizioni controllate.

Future applicazioni di questa tecnica coinvolgono incorporandola in microfluidica più avanzato ed esperimenti di microscopia quantitativa. L'elasticità della MY133-V200013 è compatibile con tecniche avanzate microfluidici come valvole pneumatiche, consentendo inoltre la realizzazione di geometrie complesse e disegni sperimentali. I risultati presentati qui illustrano l'utilizzo di questo materiale per fare misurazioni quantitative utilizzando QPM. MY133-V2000 dovrebbe anche essere compatibile con altre tecniche di microscopia quantitativa, come Frster energia trasferimento o fluorescenza durata microscopia a risonanza. Questo approccio consente anche al dispositivo di essere montato su e sigillato contro un substrato PDMS, abilitazione disegni sperimentali avanzate quali incapsulamento fluorofori nel substrato. Nel complesso, MY133-V2000 riduce gli artefatti quando si effettuano misurazioni quantitative in soluzioni acquose a microcanali, che lo rende un materiale ideale per la realizzazione di canali microfluidici per effettuare misure biomediche ad alta precisione.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Acknowledgments

Questo lavoro è stato supportato dall'Università dello Utah, ufficio del Vice Presidente per la ricerca, così come dai fondi in combinazione con concedere P30 CA042014 premiato il Huntsman Cancer Institute e al programma CRR del Huntsman Cancer Institute.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
MY133-V2000 MY Polymers MY133-V2000
Sylgard 184 Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG
Fisher Premium microscope slides Fisher Scientific 12-544-4
.118"(3.0mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet United States Plastic Corp 44290
.060"(1.5mm) x 12" x 12" Acrylic Sheet United States Plastic Corp 44200
SCIGRIP 3 Very Fast Set Acrylic Cement United States Plastic Corp 45735
Standard Aluminum Foil (.6 mm thick) VWR 89107-726
Kim Wipes Fisher Scientific 06-666
Insta-Cure+ Super Glue Bob Smith Industries BSI-109
1/8" PVC tubing McMaster Carr 5231K55
McCormick Food Coloring Target 13353207
X-Acto #1 Precision Knife X-Acto X3201
X-Acto #18 Heavyweight wood chiseling blade X-Acto X218
VWR Razor Blades VWR 55411-055
Surface Treated Cell Culture Dishes Fisher Scientific FBO12922
Fibronectin Human Plasma Sigma-Aldritch F0895-1MG
Trypsin-EDTA 10x Fisher Scientific 15-400-054
Corning Dulbecco's Phosphate Buffered Saline Fisher Scientific MT21030CM
Gibco Penicillin-Streptomycin Fisher Scientific 15-140-148
HyClone Nonessential Amino Acids 100x Fisher Scientific SH3023801
Fetal Bovine Serum Omega Scientific FB-12
Corning DMEM with L-glutamine and glucose Fisher Scientific MT10013CV
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane Sigma-Aldritch 448931 Reacts violently with water
Ethanol, 200 proof Decon Labs Fisher Scientific 04-355-223
Acetone Fisher Scientific A18P-4
Bel-Art 42025 Plastic Dessicator Cole-Parmer EW-06514-30
Epilog Fusion Laser Cutter, 120 W Epilog Laser Epilog Fusion M2 32 Laser
Isotemp Stirring Hotplate Fisher Scientific SP88850200
Ateco 14111 1.5 inch stainless steel cutter Ateco 14111
Pyrex Glass Cell Culture Dish Fisher Scientific 08-747B
Radio Frequency Plasma Cleaner Harrick Plasma PDC-32G Used with Oxygen gas
Black Hole Laboratories Digivac Black Hole Laboratories Model 215
Intelli-Ray Ultraviolet Oven Uvitron UVO338
Compact Spin Coater MTI Corporation VTC-100A
Fisher Brand Isotemp Oven Fisher Scientific 15-103-0510 Forced Air Convection
Gilson Positive Displacement Pipette P1000 Fisher Scientific FD10006G
HeraCell VIOS 160i Fisher Scientific 13 998 212PM

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References

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Fabbricazione di dispositivi rifrangenti-Indice-abbinati per biomedica microfluidica
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Polanco, E. R., Western, N., Zangle, T. A. Fabrication of Refractive-index-matched Devices for Biomedical Microfluidics. J. Vis. Exp. (139), e58296, doi:10.3791/58296 (2018).More

Polanco, E. R., Western, N., Zangle, T. A. Fabrication of Refractive-index-matched Devices for Biomedical Microfluidics. J. Vis. Exp. (139), e58296, doi:10.3791/58296 (2018).

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