Summary
Muis bevruchte eieren en vroege fase embryo's worden beschermd door de zona zitten, een glycoproteïne-matrix die een barrière tegen levering van het gen vormt. Dit artikel beschrijft een protocol voor de zona perforeren met een laser transduce van embryonale cellen met lentivirale vectoren en maken van transgene muizen.
Abstract
Lentivirussen zijn efficiënte vectoren voor gene levering aan zoogdiercellen. Na signaaltransductie, het lentivirale genoom stabiel is geïntegreerd in het host-chromosoom en wordt doorgegeven aan het nageslacht. Ze zijn dus ideale vectoren voor schepping van stabiele cellijnen, in vivo levering van indicatoren, en transductie van eencellige bevruchte eieren maken van transgene dieren. Echter muis bevruchte eieren en vroege fase embryo's worden beschermd door de zona zitten, een glycoproteïne-matrix die een barrière tegen lentivirale gene levering vormt. Lentivirussen zijn te groot om door te dringen de zona en worden meestal geleverd door microinjection van virale deeltjes in de holte van de perivitelline, de ruimte tussen de zona en de embryonale cellen. De behoefte aan hoogopgeleide technologen en gespecialiseerde apparatuur heeft het gebruik van lentivirussen voor gene levering aan muis embryo's tot een minimum beperkt. Dit artikel beschrijft een protocol voor het permeabilizing van de muis bevruchte eieren door de zona perforeren met een laser. Laser-perforatie resulteert niet in enige schade aan embryo's en maakt van lentivirussen toegang te krijgen tot embryonale cellen voor gene levering. Getransduceerde embryo's kunnen uitgroeien tot een blastocyst in vitro en als geïmplanteerd in pseudopregnant muizen, uitgroeien tot transgene pups. De laser gebruikt in dit protocol is effectief en makkelijk te gebruiken. Genen geleverd door lentivirussen stabiel integreren van muis embryonale cellen en zijn germline overdraagbare. Dit is een alternatieve methode voor het maken van transgene muizen die geen micromanipulation vereist en microinjection van bevruchte eieren.
Introduction
Deze methode biedt gedetailleerde instructies voor het permeabilizing van de zona zitten van muis bevruchte eieren embryonale cellen om toegankelijk te maken voor levering van het gen van lentivirussen. Lentivirussen zijn ontworpen door de natuur voor efficiënte gene levering aan zoogdiercellen. Ze verdelen en niet-delende cellen infecteren en het lentivirale genoom te integreren in hun host chromosomen1. Het cellenbereik lentivirale host is gemakkelijk uitgebreid door pseudotyping de recombinante lentivirus met de vesiculaire stomatitis virus glycoproteïne (VSV-G), vanwege de brede tropisme van de VSV-G eiwit2. Na signaaltransductie, lentivirale genen zijn stabiel geïntegreerd en uitgedrukt als onderdeel van hun gastheer chromosomen maken een ideaal hulpmiddel voor het genereren van transgene dieren. Geleverd aan de vroege fase embryonale stamcellen, is het lentivirale genoom gerepliceerd als uitgedrukt in het hele organisme. Lentivirale transductie heeft geleid tot de productie van kwartel, muizen, ratten, kip en varken3,4,5,6,7 onder andere soorten van transgenics. De typische methode van levering van de lentivirale gen, vereist echter geschoolde technici en gespecialiseerde apparatuur te overwinnen van de zona zitten barrière die de vroege fase embryo's kapselt. Het algemene doel van deze methode is om te beschrijven hoe permeabilize de zona met behulp van een laser om lentivirale gene steunverlening te vergemakkelijken.
Zoogdieren eieren zijn omringd door de zona zitten die verhardt na bevruchting de bevruchte eieren tegen polyspermy te beschermen en beperken van de milieu-interacties8,9. De zona vormt een barrière die houdt van lentivirussen weg van de embryonale cellen, totdat de embryo's zijn uitgekomen als een blastocyst. Gekweekte muis bevruchte eieren hatch na 4 dagen en pseudopregnant muizen vóór broedeieren voor normale ontwikkeling in pups moet worden ingeplant. Daarom, voor signaaltransductie, lentivirussen zijn microinjected voor broedeieren van de zona in de holte van de perivitelline, de ruimte tussen de zona en de embryonale cellen.
De zona zitten vaak voor in vitro bevruchting van menselijke eicellen te verhogen van de bevruchting tarief10verwijderd. Echter, chemische verwijdering van muis zona zitten nadelig beïnvloedt muis embryo-ontwikkeling en is schadelijk voor de embryonale cellen11,12. Andere methoden voor gene levering aan muis bevruchte eieren overwonnen de barrière van de zona zitten door directe microinjection van DNA in de cel nucleus13. Pronuclear microinjection is een efficiënt middel van het leveren van genen aan embryo's. Aangezien elk embryo wordt gehouden in de plaats individueel voor microinjection, kan de praktijk echter moeizaam en tijdrovend voor een beginnende gebruiker.
Andere methoden zoals electroporation en photoporation zijn nuttig voor van voorbijgaande aard en op korte termijn gene levering aan muis bevruchte eieren14,15,16. Deze methoden worden uitvoerig gebruikt voor het leveren van CRISPR-Cas9 componenten en recombinases. Nochtans, niet electroporation en photoporation levering van genen efficiënt worden gebruikt voor het maken van transgenics. Spermacellen die worden bijeengezocht uit geperforeerde muis bijbal kunnen ook worden getransduceerde door lentivirussen en gebruikt voor in vitro bevruchting voor de productie van transgene dieren17,18,19, 20.
In dit protocol, wordt de levering van de lentivirale gen aan muis embryo's vergemakkelijkt door de zona met behulp van een laser permeabilizing. De laser XYClone werd ontwikkeld als hulpmiddel voor in vitro bevruchting21 en teelt van embryonale stamcellen22. Het is een klein apparaat dat is eenvoudig te installeren en eenvoudig te gebruiken. Eenmaal geïnstalleerd op een Microscoop, maar de ruimte van een objectief neemt en de bijgeleverde software zorgt voor de laser gericht terwijl u door de Microscoop oculairs (Zie Protocol: hoofdstuk 3). Wanneer de zona wordt geperforeerd door de XYClone laser, kunnen lentivirussen worden toegevoegd aan de voedingsbodems voor gene levering23. Meerdere lentivirussen kunnen worden gebruikt om gelijktijdig meerdere genen voor chromosomale inbouw leveren.
Dit protocol beschrijft hoe te isoleren en cultuur muis eieren bevrucht, illustreert het gebruik van laser voor perforatie van de zona zitten en demonstreert de transductie van muis embryonale cellen door lentivirussen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dierlijke procedures en behandelingen in dit protocol gebruikt werden in overeenstemming met de richtsnoeren van de dierenverzorgers NIH/NIEHS en werden goedgekeurd door de zorg van het dier en gebruik Comité (ACUC) op de NIH/NIEHS, dier Protocol 2010-0004.
1. voorbereiding
- Bereiden/aankoop van recombinante niet-teeltmateriaal lentivirussen uitvoering van uw gen van belang. In deze studie, lentivirus SBI511 uiten eenoogkreeftjes groen fluorescent proteïne (copGFP; afgekort tot GFP) vanaf een rek factor 1a promotor voor signaaltransductie werd gebruikt. 2 werden gebruikt voor de productie van standaardprotocollen en titer lentivirussen op titers hoger dan 1e8 transducing eenheden per mL (TU/mL).
Opmerking: Wees voorzichtig en bleken alle materiaal dat in contact lentivirussen zijn geweest. Verwijzen naar uw instituut richtsnoeren voor veilig gebruik en behandeling van lentivirussen. - Setup fokken paren van gewenste muis stam de dag vóór het oogsten van embryo's. In dit experiment, werd C57BL/6J stam van muizen gebruikt. Vrouwelijke muizen gebruikt voor eierstokken en oviduct collectie werden niet behandeld met hormonen voor superovulatie.
- 2 – 24 h vóór de oogst muis bevrucht de eieren, bereiden verschillende kalium Simplex geoptimaliseerd Medium24 (KSOM) drop platen als volgt: Voeg een druppel van de 50 μl van KSOM medium naar het midden van een 35 mm Weefselkweek behandeld schotel en dek met 2 mL Dimethylpolysiloxaan (DMPS5X) en bij 37 oC, 5% CO2, 5% O2 en 90% N2 equilibreer.
Opmerking: Gebruik wegwerp steriele platen en negeren na blootstelling aan lentivirussen. - Bereiden 1 x oplossing van hyaluronidase in M2 medium uit stockoplossing (100 x, 30 mg/mL, bewaren bij-20 ° C). 100 x stamoplossing bereid was in water.
- 24 h post laser-assisted transductie van muis bevruchte eieren, instellen paren tussen het vasectomized vrouwelijke en mannelijke muizen te bereiden pseudopregnant vrouwelijke muizen fokken.
2. isolatie van muis bevruchte eieren
- 16 – 24 h post paring, selecteer vrouwelijke muizen met vaginale stekkers indicatieve van succesvolle paring en humaan euthanaseren25. De muizen gebruikt in deze studie werden euthanized door cervicale dislocatie onder diepe inademing van CO2 of Isofluraan.
- Isoleren van de eierstokken en oviducts volgens standaardprotocollen25.
- De eierstokken en de oviducts overbrengen in een 35 mm-schotel met M2 media.
- Voor iedere eierstok, scheuren ampul uit elkaar om bevruchte eieren omgeven door cumulus cellen vrij te geven.
- Overdracht van bevruchte eieren en cumulus cellen tot een 35 mm schotel bevattende 1 x hyaluronidase in M2 medium en Incubeer bij kamertemperatuur gedurende 3-5 minuten.
- Pipetteer bevruchte eieren op en neer om de cumulus cellen vrij te geven.
- Bevruchte eieren overbrengen in een 35 mm-schotel met M2 media en Pipetteer op en neer naar hyaluronidase afwassen.
- Bevruchte eieren overbrengen in een 35 mm-schotel met KSOM en Pipetteer omhoog en omlaag om de resterende M2 media en hyaluronidase afwassen.
- Bevruchte eieren over te brengen naar de bereid KSOM drop platen vanaf stap 1.3.
Opmerking: Muis bevruchte eieren in KSOM moeten worden bewaard in een incubator weefselkweek bij 37 ° C, 5% CO2, 5% O2 en 90% N2 equilibreer. Het verwijderen van platen uit de incubator voor langer dan 15 min zal resulteren in schade aan embryo's. - Toestaan dat bevruchte eieren te herstellen voor 2 h in de incubator voordat u naar de volgende stap.
3. perforatie van muis bevruchte eieren met XYClone Laser
- Setup en kalibreren van XYClone laser volgens de aanbevelingen van de fabrikant. Andere lasers, doorgaans gebruikt voor in vitro bevruchting, kunnen worden vervangen voor XYClone laser perforate bevruchte eieren.
- De laser controller vak draad aan de laser apparatuur op de Microscoop te koppelen.
- Bevestig het vak laser controller op de computer met de laser software via een USB-poort. 3.1.3. Sluit de laser-controller en de server inschakelt.
- Kijkend door het oculair, perforate een test sample (bijvoorbeeld droge wissen markeringen op een glasplaatje).
- Gebruik een kleine schroevendraaier (inbegrepen in de laser kit) om te passen van de X- en Y-positie van de laser aan de LED licht zichtbaar door het oculair Microscoop en kalibreren van de laser.
- Plaats een KSOM drop plaat met muis bevruchte eieren in het werkgebied van de Microscoop. Houd niet de plaat buiten de incubator voor langer dan 15 min.
- Kijk door de Microscoop oculair en ervoor zorgen dat de embryo's zona zitten scherpgesteld is en de laser LED-licht zichtbaar.
- Het stadium van de Microscoop te richten op de zona met de LED-licht/laser verplaatsen
- Met behulp van de computersoftware ingesteld XYClone laser op 250 µs.
- De LED licht grootte naar de gewenste afmetingen (het opzetten van 5 in dit experiment) aanpassen.
- De zona van elke bevruchte eicel perforate driemaal met de laser. De zona kan worden doorboord of verdund. Met behulp van de bovenstaande instellingen, zal de laser produceren een gat met een diameter van 10 μm (Figuur 2).
Opmerking: Gericht dicht bij het lichaam van polar houdt laser van de embryonale cel is verwijderd. - Toestaan dat bevruchte eieren te herstellen voor 2 h in de weefselkweek incubator voordat u naar de volgende stap.
4. transductie van muis bevruchte eieren na XYClone Laser perforatie
- Pipetteer 2 μL van geconcentreerde lentivirus (groter dan 1e8 TU/mL titer) in de 50 μl KSOM drop. Doen niet Pipetteer omhoog en omlaag. Bevruchte eieren hechten gemakkelijk aan het uiteinde van de pipet. Gebaseerd op onze ervaring, 1e5-5e5 transducing eenheden van lentivirus in een volume van minder dan 3 μL is optimaal voor de levering van het gen.
- Toestaan dat bevruchte eieren blastocyst ontstaan voor 4 dagen in de incubator. Geen behoefte om te veranderen van de media.
5. niet-chirurgische overdracht van getransduceerde muis embryo's aan pseudo-zwangere muizen
- Gebruik pseudopregnant muizen, 3,5 dag na de paring, bereid in stap 1.5.
- Gebruik niet-chirurgische Embryo Transfer (NSET) apparaat om te inplanteren muis embryo's in pseudopregnant muizen.
- Voeg met behulp van een Microscoop chirurgische of ontleden een vaginaal speculum om de baarmoederhals te visualiseren.
- De niet-chirurgische Embryo Transfer (NSET) apparaat ongeveer 5 mm in de baarmoederhals en storting embryo's in een volume van ongeveer 2 μL invoegen.
Opmerking: Een steriele NSET apparaat gebruikt voor elke overdracht en verwijderd na de ingreep. Alle reagentia gebruikt in de manipulatie van de embryo's moet steriel zijn.
- 10 – 15 gezonde blastocyst in 2 μL hoeveelheid KSOM overbrengen in elke pseudopregnant muizen.
- Blijven volgen en meten van de gewichtstoename bij pseudopregnant muizen in de daaropvolgende dagen om te bepalen of de NSET voltooid is.
- Herstellen pups door waardoor de zwangere muizen om geboorte te geven natuurlijk of het uitvoeren van een keizersnede 17 dagen na de embryotransfer26. Een C-section is vaak noodzakelijk als zeer weinig embryo's aanwezig zijn en ze te groot voor natuurlijke geboorte groeien.
- Weefsel van pups voor genotypering om te bepalen van het aantal Transgenese27verzamelen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ontwikkeling van geïsoleerd/getransduceerde muis bevruchte eieren kan worden gecontroleerd onder de Microscoop dagelijks (Figuur 1). Gezonde embryo's uitgroeien tot het blastocyst binnen 3-4 dagen. In dit protocol uitgroeien 60-70% van de onbehandelde embryo's tot blastocyst23. Uit 114 laser-geperforeerd getransduceerde embryo's 54 uitgegroeid tot blastocyst (snelheid van 47%) en 46 blastocysten uitgedrukt GFP (46/54 = 85%)23.
De muis embryo's waren laser-geperforeerd op de dag van de oogst. De optimale instelling voor de laserbehandeling was 3 gaatjes per bevruchte eicel en 250 ms. de laser gericht moet zijn dunne de zona in plaats van het creëren van een gat (Figuur 2). Hierdoor is de ontwikkelende embryo's om te profiteren van een intact encapsulating zona zitten terwijl steeds vrijblijvend te lentivirale transductie. In deze experimenten, muis embryo's waren getransduceerde met een recombinant lentivirus die eenoogkreeftjes GFP (afgekort GFP uitgedrukt) van een rek factor 1a promotor. Voor signaaltransductie, werd 2 uL van lentivirus geïntroduceerd in de cultuur-media. Het aantal getransduceerde embryo's die GFP uitgedrukt terwijl de negatieve effecten op de ontwikkeling van de embryo's in het blastocyst23verhogen van de hoeveelheid virus, rechtstreeks worden getroffen. Virale volumes die groter zijn dan 10% van KSOM drop volume ook nadelig blastocyst vorming (bijvoorbeeld groter dan 5 μL van virus in een daling van 50 μl KSOM).
Om te controleren de levensvatbaarheid, werden niet-chirurgisch getransduceerde muis embryo's overgebracht naar pseudopregnant muizen. Zes afzonderlijke NSET gebeurtenissen, een totaal van 58 blastocyst, resulteerde in 9 GFP transgene pups uit totaal van 12, opbrengst van 75%-tarief van Transgenese 23overbrengen. Het NSET-protocol is gemeld aan het rendement van 30-35% levendgeborenen28 in vergelijking met 21% rendement die werden waargenomen in onze experimenten (12/58). De lentivirale behandeling kan hebben een rol gespeeld in de ontwikkeling van het embryo en bijgedragen tot de lage embryo transfer rate. Pups met meerdere lentivirale integraties en hoge uitdrukking van GFP zijn visueel groen onder een blauwe Ledlamp (465-470 nm) (Figuur 3). Het aantal opgenomen GFP exemplaren varieerden van 0-6 opgehaald en werd bepaald door het uitvoeren van kwalitatieve PCR op geïsoleerde chromosomale DNA van pup weefsel23.
Figuur 1: ontwikkeling van getransduceerde muis bevruchte eieren in cultuur. De C57BL/6J muis bevruchte eieren werden gecontroleerd op dag 0 (geoogste bevruchte eicel), dag 1 (twee-cel), dag 2 (8-16 cellen), dag 3 (morula) en dag 4 (blastocyst). Embryo's waren getransduceerde met een lentivirus uitvoering een GFP-gen. Aanwezigheid van fluorescentie in getransduceerde embryo's werd duidelijk door de dag 2-3. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2: Laser-behandeling van muis bevruchte eieren. Voorbeelden van de zona te produceren een gat vs uitdunnen van de zona perforeren.
Figuur 3: transgene muizen uiten GFP. Donkere Reader (DR Spot Lamp, DRSL-9) werd gebruikt voor het visualiseren van GFP positieve pups in een donkere omgeving. Non-transgene controle pups werden toegevoegd aan de groep voor contrast. Resulterende pups (rode pijlen) waren gegenotypeerde en ingeperkt van 0-6 exemplaren van de lentivirale gen/GFP.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Het vermogen van de lentivirussen te integreren in hun genoom host maakt hen een ideale vector voor stabiele gene levering. Lentivirale vectoren kunnen maximaal 8,5 kilobase paar (kbp) van genetisch materiaal die geschikt is voor cel-specifieke of afleidbare initiatiefnemers, selectie markeringen of fluorescerende wordt. Opgenomen genomische materiaal kan repliceren als onderdeel van hun gastheer genoom en express te deactiveren op gewenste tijdstippen worden geregeld. Deze vectoren kunnen Spatio controle over genexpressie in verschillende stadia van ontwikkeling en merk lentivirussen als krachtige hulpmiddelen voor het gen levering.
Laser-assisted lentivirale Transgenese is een effectieve en eenvoudig-en-klare methode voor gen expressie in vivo. Deze methode kan worden gebruikt voor in vivo eiwitproductie, expressie of genetisch gecodeerde indicatoren, functionele studies. Vergeleken met andere methoden, laser-assisted lentivirale gene levering is zo effectief als pronuclear microinjection maar vereist geen technische vaardigheden of dure microinjection werkstations. De XYClone laser is klein, draagbaar, en kan gemakkelijk worden gedeeld door verschillende laboratoria.
Laser-assisted lentivirale gene levering is stabiel en niet van voorbijgaande aard, zoals in electroporation of photoporation van bevruchte eieren. Voorbijgaande gene levering is meer voordelen voor de levering van CRISPR-Cas9 componenten of recombinases omdat uitgebreide expressie tot afwijkende gevolgen leiden kan. In dit protocol, de gebrekkige lentivirussen van integrase (IDLVs) kunnen worden vervangen door voorbijgaande transductie van muis bevruchte eieren. IDLVs lentivirale infectiviteit behouden maar slechts een fractie (minder dan 8%) behouden van integratieve capaciteit van lentivirussen29. Laser-assisted lentivirale Transgenese is een extra gen levering optie voor gebruikers om te evalueren op basis van hun gewenste resultaat.
Het grote nadeel van lentivirale transductie is het willekeurig inbrengen van het geleverde gen. Cellen binnen het dezelfde embryo kunnen ook meerdere lentivirale integraties die leidt tot mozaïcisme in de transgene host. Genotypering voor het nageslacht en meerdere rondes van geplande fokken is noodzakelijk om een interne locus transgene dieren. Soortgelijke fokken strategieën zijn ook werkzaam in conventionele Transgenese methoden30.
Een cruciale stap in dit protocol is de lengte van de tijd besteed aan laser perforatie. Muis bevruchte eieren gekweekt in KSOM kunnen niet worden gehouden buiten de incubator voor langer dan 15 min. Een beginnende gebruiker moet de bevruchte eieren verplaatsen naar M2 medium, gebruik van geavanceerde KSOM Embryo Medium of beperken van het aantal embryo's per plaat. Volgens ons resultaat ontwikkelen 47% van de getransduceerde gekweekte muis bevruchte eieren tot blastocysten23. Daarom, kweken van 30-40 bevruchte eieren per plaat zal ervoor zorgen voldoende aantal getransduceerde blastocysten in één plaat voor overdracht in pseudopregnant muizen.
Laser-assisted perforatie van de muis bevrucht ei zona kan ook gelden voor de zona van andere soorten en toestaan voor andere types van virussen of transfectie reagentia.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dit onderzoek werd gesteund door de intramurale programma van het onderzoek van het National Institute of Health (NIH), National Institute of Environmental Health Sciences (NIEHS). Wij zijn dankbaar aan Dr Robert Petrovich en Dr. Jason Williams voor de kritische lezing van het manuscript en nuttig advies. Wij wil ook erkennen en Dr. Bernd Gloss, de Knockout kern, de Stroom Cytometry faciliteit, de fluorescentie microscopie en Imaging Center, en de faciliteiten van de vergelijkende tak van de geneeskunde van de NIEHS voor hun technische bijdrage bedanken. We zouden graag bedank Mr. David Goulding van de vergelijkende tak van de geneeskunde en Ms. Lois Wyrick van het Imaging Center op de NIEHS voor ons te voorzien van foto's en illustraties.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CD510B-1 plasmid | System Biosciences | CD510B-1 | used to package the lentivirus expressing EF1a-copGFP |
| Dimethylpolysiloxane | Sigma | DMPS5X | culturing embryos |
| hyaluronidase | Sigma | H3506 | used to remove cumulus cells |
| XYClone Laser | Hamilton Thorne Biosciences | perforating mouse fertilized eggs | |
| Non-Surgical Embryo Transfer (NSET) Device | ParaTechs | 60010 | NSET of embryos |
| KSOM medium | Millipore | MR-020P-5F | culturing embryos |
| Composition of KSOM: | mg/100mL | ||
| NaCl | 555 | ||
| KCl | 18.5 | ||
| KH2PO4 | 4.75 | ||
| MgSO4 7H2O | 4.95 | ||
| CaCl2 2H2O | 25 | ||
| NaHCO3 | 210 | ||
| Glucose | 3.6 | ||
| Na-Pyruvate | 2.2 | ||
| DL-Lactic Acid, sodium salt | 0.174mL | ||
| 10 mM EDTA | 100µL | ||
| Streptomycin | 5 | ||
| Penicillin | 6.3 | ||
| 0.5% phenol red | 0.1mL | ||
| L-Glutamine | 14.6 | ||
| MEM Essential Amino Acids | 1mL | ||
| MEM Non-essential AA | 0.5mL | ||
| BSA | 100 | ||
| M2 medium | Millipore | MR-015-D | culturing embryos |
| Composition of M2: | mg/100mL | ||
| Calcium Chloride | 25.1 | ||
| Magnesium Sulfate (anhydrous) | 16.5 | ||
| Potassium Chloride | 35.6 | ||
| Potassium Phosphate, Monobasic | 16.2 | ||
| Sodium Bicarbonate | 35 | ||
| Sodium Chloride | 553.2 | ||
| Albumin, Bovine Fraction | 400 | ||
| D-Glucose | 100 | ||
| Na-HEPES | 54.3 | ||
| Phenol Red | 1.1 | ||
| Pyruvic Acid | 3.6 | ||
| DL-Lactic Acid | 295 |
References
- Sakuma, T., Barry, M. A., Ikeda, Y. Lentiviral vectors: basic to translational. Biochemical Journal. 443 (3), 603-618 (2012).
- Salmon, P., Trono, D. Production and titration of lentiviral vectors. Current Protocols in Human Genetics. , Chapter 12 Unit 12 10 (2007).
- Lois, C., Hong, E. J., Pease, S., Brown, E. J., Baltimore, D. Germline transmission and tissue-specific expression of transgenes delivered by lentiviral vectors. Science. 295 (5556), 868-872 (2002).
- Filipiak, W. E., Saunders, T. L. Advances in transgenic rat production. Transgenic Research. 15 (6), 673-686 (2006).
- McGrew, M. J., Sherman, A., Lillico, S. G., Taylor, L., Sang, H. Functional conservation between rodents and chicken of regulatory sequences driving skeletal muscle gene expression in transgenic chickens. BMC Developmental Biology. 10, 26 (2010).
- Zhang, Y., et al. Production of transgenic pigs mediated by pseudotyped lentivirus and sperm. PLoS One. 7 (4), e35335 (2012).
- Zhang, Z., et al. Transgenic quail production by microinjection of lentiviral vector into the early embryo blood vessels. PLoS One. 7 (12), e50817 (2012).
- Wassarman, P. M. Zona pellucida glycoproteins. Annul Review of Biochemistry. 57, 415-442 (1988).
- Clift, D., Schuh, M. Restarting life: fertilization and the transition from meiosis to mitosis. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 14 (9), 549-562 (2013).
- Fong, C. Y., et al. Blastocyst transfer after enzymatic treatment of the zona pellucida: improving in-vitro fertilization and understanding implantation. Human Reproduction. 13 (10), 2926-2932 (1998).
- Nijs, M., Van Steirteghem, A. C. Assessment of different isolation procedures for blastomeres from two-cell mouse embryos. Human Reproduction. 2 (5), 421-424 (1987).
- Ribas, R. C., et al. Effect of zona pellucida removal on DNA methylation in early mouse embryos. Biology of Reproduction. 74 (2), 307-313 (2006).
- Gordon, J. W., Scangos, G. A., Plotkin, D. J., Barbosa, J. A., Ruddle, F. H. Genetic transformation of mouse embryos by microinjection of purified DNA. Proceedings of National Academy of Science U S A. 77 (12), 7380-7384 (1980).
- Kaneko, T., Sakuma, T., Yamamoto, T., Mashimo, T. Simple knockout by electroporation of engineered endonucleases into intact rat embryos. Scientific Reports. 4, 6382 (2014).
- Hosokawa, Y., Ochi, H., Iino, T., Hiraoka, A., Tanaka, M. Photoporation of biomolecules into single cells in living vertebrate embryos induced by a femtosecond laser amplifier. PLoS One. 6 (11), e27677 (2011).
- Horii, T., et al. Validation of microinjection methods for generating knockout mice by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Scientific Reports. 4, 4513 (2014).
- Hamra, F. K., et al. Production of transgenic rats by lentiviral transduction of male germ-line stem cells. Proceedings of National Academy of Science U S A. 99 (23), 14931-14936 (2002).
- Kanatsu-Shinohara, M., et al. Production of transgenic rats via lentiviral transduction and xenogeneic transplantation of spermatogonial stem cells. Biology of Reproduction. 79 (6), 1121-1128 (2008).
- Dann, C. T., Garbers, D. L. Production of knockdown rats by lentiviral transduction of embryos with short hairpin RNA transgenes. Methods in Molecular Biology. 450, 193-209 (2008).
- Chandrashekran, A., et al. Efficient generation of transgenic mice by lentivirus-mediated modification of spermatozoa. FASEB Journal. 28 (2), 569-576 (2014).
- Woods, S. E., et al. Laser-assisted in vitro fertilization facilitates fertilization of vitrified-warmed C57BL/6 mouse oocytes with fresh and frozen-thawed spermatozoa, producing live pups. PLoS One. 9 (3), e91892 (2014).
- Tanaka, N., Takeuchi, T., Neri, Q. V., Sills, E. S., Palermo, G. D. Laser-assisted blastocyst dissection and subsequent cultivation of embryonic stem cells in a serum/cell free culture system: applications and preliminary results in a murine model. Journal of Translational Medicine. 4, 20 (2006).
- Martin, N. P., et al. En masse lentiviral gene delivery to mouse fertilized eggs via laser perforation of zona pellucida. Transgenic Research. 27 (1), 39-49 (2018).
- Lawitts, J. A., Biggers, J. D. Culture of preimplantation embryos. Methods in Enzymology. 225, 153-164 (1993).
- Stein, P., Schindler, K. Mouse oocyte microinjection, maturation and ploidy assessment. Journal of Visualized Experiments. (53), (2011).
- Nagy, A., Gertsenstein, M., Vintersten, K., Behringer, R. Caesarean section and fostering. CSH Protocols. 2006 (2), (2006).
- Chum, P. Y., Haimes, J. D., Andre, C. P., Kuusisto, P. K., Kelley, M. L. Genotyping of plant and animal samples without prior DNA purification. Journal of Visualized Experiments. (67), (2012).
- Bin Ali, R., et al. Improved pregnancy and birth rates with routine application of nonsurgical embryo transfer. Transgenic Research. 23 (4), 691-695 (2014).
- Liu, K. C., et al. Integrase-deficient lentivirus: opportunities and challenges for human gene therapy. Current Gene Therapy. 14 (5), 352-364 (2014).
- Sauvain, M. O., et al. Genotypic features of lentivirus transgenic mice. Journal of Virology. 82 (14), 7111-7119 (2008).
