Summary
Transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS) ist eine therapeutische Technik, die zur Behandlung von psychiatrischer Erkrankungen vorgeschlagen. Einem Tiermodell ist unerlässlich für das Verständnis der spezifischen biologischen Veränderungen hervorgerufen durch tDCS. Dieses Protokoll beschreibt eine tDCS-Maus-Modell, das eine chronisch implantierte Elektrode verwendet.
Abstract
Transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS) ist eine nicht-invasive Neuromodulation Technik als eine alternative oder ergänzende Behandlung für mehrere neuropsychiatrischen Erkrankungen vorgeschlagen. Die biologischen Wirkungen von tDCS sind nicht vollständig geklärt, teilweise aufgrund der Schwierigkeiten bei der Beschaffung von menschlichen Hirngewebe erklärt wird. Dieses Protokoll beschreibt eine tDCS-Maus-Modell, das eine chronisch implantierte Elektrode, so dass die Studie der lang andauernde biologische Wirkungen der tDCS verwendet. In diesem experimentellen Modell tDCS wechselt die kortikalen Genexpression und bietet einen herausragenden Beitrag zum Verständnis der Beweggründe für den therapeutischen Einsatz.
Introduction
Transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS) ist eine nicht-invasive, kostengünstige, therapeutische Technik, die auf neuronalen Modulation durch kontinuierliche Ströme geringer Intensität1konzentriert. Derzeit gibt es zwei Setups (anodal und cathodal) für tDCS. Während die anodal Stimulation eine aktuelle elektrische Feld zu schwach übt, um Aktionspotentiale auslösen, haben Elektrophysiologie Studien gezeigt, dass diese Methode Änderungen in Synaptische Plastizität2erzeugt. Beispielsweise zeigt Beweise, dass tDCS Potenzierung (LTP) Langzeiteffekte wie erhöhte Peak Amplitude der exzitatorischen postsynaptischen Potenziale3,4 und Modulation der kortikale Erregbarkeit5induziert.
Im Gegensatz dazu induziert cathodal Stimulation Hemmung, wodurch Membran Hyperpolarisation6. Eine Hypothese für diesen Mechanismus basiert auf den physiologischen Erkenntnissen, wo tDCS um zu modulieren, Aktionspotential-Frequenz und Dauer in den neuronalen Körper3beschrieben wird. Vor allem ist dieser Effekt nicht direkt Aktionspotentiale, evozieren, obwohl es kann die Depolarisation Schwelle zu verlagern und erleichtern oder behindern neuronale feuern7. Diese gegensätzlichen Wirkungen wurden bisher nachgewiesen. Zum Beispiel produziert anodal und cathodal Stimulation gegenläufige Effekte konditionierte Antworten registriert über Elektromyographie Aktivität in Kaninchen8. Jedoch haben Studien auch gezeigt, dass längere anodal Stimulationssitzungen Erregbarkeit verringern können, während steigende cathodal Strömungen zu Erregbarkeit, präsentieren sich gegensätzliche Effekte3führen kann.
Anodal und cathodal Reize aggregieren die Verwendung von Elektrodenpaare. Beispielsweise wird in anodal Stimulation, die "aktiv" oder "Anode" Elektrode platziert, über die Region des Gehirns moduliert werden, während die "Referenz" oder "Kathode" Elektrode über einer Region befindet sich wo die Wirkung des Stromes angenommen wird, unbedeutend9. In der cathodal Stimulation Elektrode Disposition invertiert. Die Intensität der Stimulation für effektive tDCS hängt von der Stromstärke und Elektrode Dimensionen, betreffen das elektrische Feld anders10. In die meisten veröffentlichten Studien, ist die durchschnittliche Stromstärke zwischen 0,10 bis 2,0 mA und 0,1 mA bis 0,8 mA für Menschen und Mäusen, bzw.6,11. Obwohl die elektrodengröße 35 cm2 in der Regel bei Menschen verwendet wird, gibt es kein richtiges Verständnis bezüglich Elektrode Dimensionen für Nagetiere und eine gründlichere Untersuchung ist benötigten6.
tDCS wurde in klinischen Studien mit dem Versuch des bietet einer alternativen oder ergänzenden Behandlung für verschiedene neurologische und neuropsychiatrische Erkrankungen11 wie Epilepsie12, bipolare Störung13, Schlaganfall5 vorgeschlagen , major Depression14, Alzheimer-Krankheit15, Multiple Sklerose16 und der Parkinson-Krankheit17. Trotz der zunehmenden Interesse an tDCS und seine Verwendung in klinischen Studien, detaillierte zelluläre und molekulare evozierten Veränderungen im Hirngewebe, kurze und lang anhaltende Effekte sowie Verhaltens Ergebnisse, sind noch tiefer werden,18, untersucht 19. da ein direkter menschlichen Ansatz gründlich studieren tDCS nicht vertretbar ist, kann die Verwendung von einem Tiermodell tDCS bieten wertvolle Einblicke in die zellulären und molekularen Ereignisse zugrunde liegen die therapeutischen Mechanismen der tDCS aufgrund der Zugänglichkeit zu den des Tieres Hirngewebe.
Verfügbaren Daten beschränkt sich bezüglich tDCS Modelle bei Mäusen. Die meisten gemeldeten Modelle verwendet verschiedene implantierenden Layouts, Elektrode Abmessungen und Materialien. Z. B. Winkler Et al. (2017) implantiert die Kopf Elektrode (Ag/AgCl, 4 mm Durchmesser) mit Kochsalzlösung gefüllt und an den Schädel mit Acryl Zement und Schrauben20befestigt. Anders als bei unseren Ansatz, war ihre Brust-Elektrode implantiert (Platin, 20 x 1,5 mm). Nasehi Et al. (2017) verwendet ein Verfahren sehr ähnlich wie bei uns, obwohl die thorakale Elektrode aus einer Kochsalzlösung getränkten Schwamm (Kohlenstoff gefüllt, 9,5 cm2)21war. Eine weitere Studie implantiert beide Elektroden in den Kopf des Tieres, die durch die Verwendung von fester Platten und bedeckt den Kopf des Tieres mit einem Hydrogel Dirigent22erreicht wurde. Hier beschreiben wir eine tDCS-Maus-Modell, das eine chronisch implantierte Elektrode durch einfache chirurgische Verfahren und tDCS Setup (Abbildung 1) verwendet.
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Protocol
Männlichen Erwachsenen einzeln untergebracht (8-12 Wochen) C57BL/6 Mäusen wurden in diesem Experiment verwendet. Tiere erhalten Sorgfalt vor, während und nach der experimentellen Verfahren mit Nahrung und Wasser ad libitum. Alle Verfahren wurden von der tierischen Ethikkommission vom föderalen Universität von Minas Gerais genehmigt (Protokoll Nr. 59/2014).
(1) Platzierung der Elektrode
-
Sedierende und fixieren das Tier auf der stereotaktischen Apparat
- Sterilisieren Sie alle notwendigen chirurgischen Instrumente.
Hinweis. Chirurgische Instrumente wurden für 3 Minuten bei 440 ° c sterilisiert. Wattestäbchen wurden bei 20 Psi (Pfund pro Quadratzoll) bei 121 ° C für 20 min autoklaviert. - Anpassen des thermischen Plattform-Controllers auf 37 ° C.
- Wiegen Sie das Tier und berechnen Sie die entsprechende Dosis für Anästhesie Induktion zu. Verwenden Sie eine Mischung von Ketamin und Xylazin bei einer Dosis von 100 mg/kg Ketamin und 8 mg/kg Xylazin, intraperitoneal gegeben (Nadelstärke, 31 G). Das Tier sollte innerhalb von 2 bis 3 Minuten einschlafen.
- Verwenden Sie einen elektrischen Rasierer oder Rasierklinge unten der Operationsstelle rasiert.
- Ort des Tieres auf der stereotaktischen Apparat über die vorgewärmten Heizplatte.
- Halten Sie den Kopf des Tieres und stecken Sie die Spitze Ohr Bars in aller Ohren des Tieres, der stereotaktischen Plattform zu befestigen.
- Stellen Sie sicher, gibt es keine Kopf Querverschub und kleine vertikale Bewegung nach durch Verlagerung langsam den Kopf des Tieres Positionierung.
- Sanft gleiten Sie die Anästhesie-Maske über die Maus Nase und durch Anziehen der Schraubenkopfes befestigen.
- Legen Sie die Isofluran auf 1 % mit 1,0 L/min O2.
- Augen des Tieres zu verhindern Hornhaut Austrocknen während der Operation zuweisen Sie Augensalbe.
- Sterilisieren Sie alle notwendigen chirurgischen Instrumente.
-
Befestigen das Implantat auf den Kopf des Tieres
- Verwenden Sie die Wattestäbchen an der Operationsstelle mit drei wechselnden Peelings von Povidon-Jod (oder 2 % Chlorhexidin) vorbereiten und 70 % Ethanol.
- Verwenden Sie ein paar Pinzette, um Anästhesie Tiefe zu überprüfen, indem Sie leicht zusammendrücken des Tieres Zehen und Überprüfung des Verlust des Tieres Pedal Rückzug (Zehe Prise) Reflex.
- Machen Sie einen Einschnitt ca. 3 mm posterior des Tieres Ohr Linie und halten Sie an das Auge. Die Schnitt-Website muss ca. 1 cm in der Länge zu groß genug, um das Implantat zu erhalten.
- Kratzen Sie sanft die Schädel mit einem Knochen Schaber zur Verbesserung der Leim und Einhaltung zu zementieren. Tun Sie dieses Licht im Alleingang zu schaffen Mikro-Kratzer.
- Positionieren Sie sorgfältig chirurgische Haken, um die lose Haut pflegen ein offene OP-Feld und frei von Hindernissen wie Haut und Fell.
- Verwenden Sie einem sterilen Wattestäbchen zum Trocknen des Tieres Kopfhaut.
- Verwenden Sie einen sezierenden Mikroskop an um der Spitze der Schädel des Tieres zu visualisieren.
- Legen Sie eine Nadel auf der stereotaktischen Inhaber und suchen Sie die Bregma. Positionieren Sie die Nadel direkt über den Kopf des Tieres leicht berühren die Bregma.
- Alle Koordinaten auf der digitalen Tracer auf NULL und dann die Nadel nach oben bringen.
- Befestigen Sie die tDCS Implantat auf der stereotaktischen Halter. Positionieren Sie das Implantat über den Kopf des Tieres und senken Sie es langsam auf die Region des Interesses unter Verwendung der richtigen stereotaktischen Koordinaten.
- Verwenden Sie eine Nadel, um 1 Tropfen (ca. 35 μL) zu verbreiten, Sekundenkleber auf das Implantat.
- Langsam bewegen den Halter nach unten, bis er den Schädel berührt. Achten Sie darauf, dass die implantatbasis vollständig in Kontakt mit der Oberfläche ist.
- Vorbereiten des chirurgischen Zements gemäß den Anweisungen des Herstellers.
- Nach der genauen Positionierung gelten 3 dünne, gleichmäßige Schicht von Zement über den Schädel und auf den unteren Teil des Implantats. Gelten Sie Tropfen pro Tropfen mit einem Pinsel Anwendung. Schichten müssen eine Hügel-förmige Struktur für die weitere strukturelle Unterstützung des Implantats bilden.
- Lassen Sie das Implantat Gewinde sauber von Zement, eine glatte, freie Verbindung zuzulassen.
- Lassen Sie jede Schicht ca. 4 Minuten trocknen.
- Nach dem Trocknen entfernen Sie vorsichtig den Halter, bis es völlig losgelöst vom Implantat ist. Immer extreme Vorsicht im Umgang mit das Implantat, da es versehentlich aus der Tier-Schädel extrahiert werden kann.
-
Veredelung, Operation und postoperative Pflege
- Die Haut des Tieres in der Schnitt-Site mit einer Kochsalzlösung getränkten Wattestäbchen-Hydrat.
- Mantel der Haut über der Basis des Implantats tDCS.
- Verwenden der Pinzette zusammen zu bringen das Gewebe und den Schnitt mit einem Rückgang der chirurgische Gewebekleber pro 0,2 cm Gewebe in der Nähe.
- 1-2 % Lidocain in der Schnitt-Website zu infiltrieren und zugrunde liegenden Gewebe.
- Die Maus mit 500 µL Laktat-Ringer Lösung subkutan Hydrat.
- Platzieren Sie den Mauszeiger in eine vorgewärmte (37 ° C) sauber, Einzelzimmer untergebracht-Käfig.
- Legen Sie eine kleine Schale mit Nassfutter Pellets in den Käfig für den einfachen Zugriff auf Nahrung in den folgenden Stunden.
- Registrieren Sie das Gewicht des Tieres nach dem chirurgischen Eingriff.
- Geben Sie dem Tier Ketoprofen (5 mg/kg) subkutan nach der Operation und über die nächsten 2 Tage.
- Überwachen Sie die Wiederherstellung des Tieres eng für mindestens 1 Woche. Zeichen der Not, wie Piloerection, mangelnde Pflege, reduzierte Fortbewegung, Wunde kratzen und Entzündungen an der Operationsstelle zu beurteilen.
(2) tDCS Setup und Stimulation
-
tDCS Setup (siehe Abbildung 2)
Hinweis. Stellen Sie sicher, dass die tDCS Stimulator vollständig geladen ist.- Befestigen Sie die Anode und Kathode Kabel zu den tDCS-Stimulator und in der Nähe der Stimulation stellen Sie zur Verfügung zu. Befestigen Sie Pin-Typ-Elektrode an der stereotaktischen Halter.
- Legen Sie die thermische Plattform auf 37 ° C.
- Der Sauerstoff-Durchflussmesser auf die Inhalation Anästhesiesystem auf 1 L/min schalten.
- Platzieren Sie den Mauszeiger in die Anästhesie-Induktion-Kammer.
- Schalten Sie den Verdampfer Isoflurane auf 3 %. Lassen Sie das Tier Isofluran Effekte für 4 min zu unterziehen.
- Während das Tier in der Induktion Kammer ist, verwenden Sie eine sterile Spritze Körperelektrode mit 0,9 % Kochsalzlösung füllen.
- Entfernen Sie das Tier aus der Induktion Kammer und seine Brust über die Körperelektrode.
- Sanft gleiten Sie die Anästhesie-Maske über die Maus Nase und befestigen. Die Isofluran-Ausgabe auf 1,5 % zu senken.
- Füllen Sie das Implantat und die Pin-Typ-Elektrode mit Kochsalzlösung und befestigen Sie sie vorsichtig.
- Zeit der Stimulation und Stromstärke einstellen.
- Überprüfen Sie die Kontaktqualität auf der tDCS-Stimulator. Optimaler Kontakt reicht von 7 bis 10 auf einer Skala von 1 bis 10.
-
Stimulation
- Beginnen Sie die Stimulation.
- Beachten Sie die aktuellen Hochlauf für 30 s, um den ausgewählten Wert und Pflege selbst zu stabilisieren, zum etablierten Mal, dann am Ende der Sitzung wieder Herunterfahren.
- Aktivieren Sie die Schaltfläche "Schein" für Kontroll-Mäusen.
- Beachten Sie die aktuellen Hochlauf für 30 s auf den eingestellten Wert und dann hinunter zu 1 für den Rest der stimulationsdauer mit einer endgültigen Rampe auf den eingestellten Wert am Ende mit einer aufeinanderfolgenden Rampe nach unten.
- Nachdem die Stimulationssitzung abgeschlossen ist, übertragen Sie sorgfältig das Tier auf einem vorgewärmten (37 ° C) Käfig für 10 min.
Hinweis. Tiere beginnen, nach 3 min zu wecken. - Die Inhalation Anästhesiesystem ausschalten.
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Representative Results
Das chirurgische Protokoll überreichte langfristige Implantatstabilität für mindestens einen Monat keine entzündlichen Signale bei angeregt Ortsbild noch andere unerwünschte Wirkung. Alle Tiere überlebten die chirurgischen Verfahren und tDCS Sessions (n = 8). In diesem Experiment wurden tDCS Implantate über die M1 und M2 Cortex (+1,0 mm anterior-posterioren und 0.0 mm seitlich, Bregma) positioniert. Eine Woche später, tDCS (n = 3-4) und Sham (n = 3) Mäuse wurden angeregt, für fünf aufeinander folgenden Tagen während 10 min bei 0,35 mA. Kontaktqualität (CQ) Werte wurden registriert, um Implantat Lebensfähigkeit zu beurteilen und fanden keine signifikanten Unterschiede zwischen den Gruppen bei einer 5-Tage-Stimulation-Verfahren (Abb. 3A). Mithilfe dieses Tiermodell Stimulation Erfolg ermittelt werden, durch die Auswertung von Gen Ausdruck Niveaus für Brain-derived Neurotrophic Factor (BDNF) und glial fibrillary sauren Protein (GFAP). BDNF und GFAP präsentiert deutlich höhere mRNA-Niveaus in der Kortex-Bereich unter das Implantat im Vergleich zu der Sham-Gruppe. Die Auswirkungen der tDCS auf die Genexpression scheinen auf bestimmte Gene beschränkt werden, da Ausdruck waren Ebene der Aktivität reguliert Zytoskelett-assoziierten Proteins (ARC) und Wirbeltiere 1 (SYN1) Gene nicht (Abb. 3 b verändert).
Abbildung 1 . Experimentelle Schritte zur Implantat-Chirurgie und Stimulation. Eine schematische Flussdiagramm der Schritte durch tDCS Implantat Platzierung, tDCS Setup und Stimulation Verfahren. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2 . tDCS Setup. Das Recht überlegene Bild entspricht aschematisch der die tDCS aktuelle Stimulator (A), die eine Anzeige für die aktuelle Intensität und Stimulation Dauer (B), eine CQ-Anzeige (C) Skalierung von 1 bis 10 und eine wahre aktuelle Anzeige (D) enthält. Die tDCS Stimulator hat auch Tasten, Schein-Stimulation (E), Stimulation (F) starten und Abbrechen des Protokolls (G) zu aktivieren. Die beiden Knöpfe dienen zum Einstellen der Stromstärke (H) und Dauer der Stimulation (I). Der Ein-/Ausschalter befindet sich auf der Rückseite (J). Zwei weibliche einführbar Eingänge werden eingesetzt für die Elektrodenkabel (K, Minuspol) (L, Pluspol). Das Recht minderwertig Showsthe Tier Bildeinstellung mit dem Kopf Elektrode gemacht Ag/AgCl (O) und die Körperelektrode hergestellt aus Messing vernickelt (M)-Sets und ihre jeweiligen Dimensionen. Eine thermische-Plattform automatisch angepasst (N) hält die Temperatur des Tieres und Isofluran gemischt mit 100 % Sauerstoff (P) wird durch die stereotaktischen Gasmaske (Q) geliefert. Der Inset (R) zeigt die Positionierung der Anode im Vergleich zu den kortikalen motorischen Regionen M1 und M2 (S). Die tDCS-Headstage besteht aus einem implantierbaren Halter (T) mit Kochsalzlösung gefüllt (0,9 % NaCl) (U) die geschlossen wird, mit einer Pin-Typ-Elektrode (V) mit einer Kunststoffkappe (W) verbunden. Die jeweiligen Abmessungen in Millimeter dargestellt (D = Durchmesser, H = Höhe, ID = Innendurchmesser). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3 . Wenden Sie sich an Qualität und Gen Ausdruck Änderungen hervorgerufen durch tDCS. (A) Kontaktqualität (CQ) wurden keine statistischen Unterschiede zwischen den Gruppen beobachtet. Beide Richtungen wiederholt Maßnahmen ANOVA, Behandlung im Vergleich zu Tag Interaktion (F4,30 = 0.552, P = 0.698), Behandlung Faktor (F4,30 = 0.349, P = 0.810), Tag Faktor (F1.30 = 0,157, P = 0.694). (B) Quantitative Polymerase-Kettenreaktion Genexpressionsdaten für BDNF (Brain-derived Neurotrophic Factor)GFAP (glial fibrillary sauren Protein)ARC (Aktivität reguliert Zytoskelett-assoziierten Protein) und SYN1 (Wirbeltiere 1). mRNA-Niveaus von beiden BDNF (p = 0.0081) und GFAP (p = 0,0108) wurden erhöht, während keine Änderung für Bogen erkannt wurde (p = 0.0760) und SYN1 (p = 0.508), nach D'Agostino-Pearson Normalität Test gefolgt von ungepaarte parametrische Student t-Test. Fache Veränderungen wurden mit der 2- ΔΔCQ -Methode im Vergleich zu RPL13A gen berechnet. Alle Grafiken tDCS Gruppe ist Magenta und Sham-Gruppe ist grün; n = 3-4/Gruppe. Daten sind als Mittelwert und ± S.E.M Fehlerindikatoren ausgedrückt. n.s. = unwichtigen, p ≤ 0.05*, p ≤ 0.01* *. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
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Discussion
In den letzten Jahren haben Neurostimulation Techniken klinischen Praxis als viel versprechende Verfahren zur Behandlung von neuropsychiatrischen Störungen23eingeben. Um die Einschränkung auferlegt durch den Mangel an Wissen über die Mechanismen der Neurostimulation zu reduzieren, haben wir hier tDCS-Maus-Modell mit einer Elektrode, die Gehirnregionen zugeordnet werden kann. Da die Elektrode chronisch implantierbare ist, ermöglicht dieses Tiermodell die Untersuchung von dauerhaften biologischen Wirkungen hervorgerufen durch tDCS (für mindestens 1 Monat) in komplexen Stimulation Mustern. Die beschriebenen tDCS Tiermodell präsentiert hohe Implantat Toleranz und kaum eine Chance der Infektion korrekt ausgeführt. Alles in allem sind die Chirurgie Schritte um das Implantat zu platzieren der schnelle und unkomplizierte Ausführung (30 min/Tier). Ein zusätzlicher Vorteil dieses tDCS-Modells ist, dass es möglich ist, die Elektrode Kontaktqualität und die Istwerte der aktuellen Stimulation zu verfolgen.
Der größte Nachteil dieses Tiermodell ist die richtige Implantat Fixierung auf die Maus Schädel. Während der Operation ist es wichtig, den Kopf des Tieres in einer Art und Weise zu beschränken, in denen keine seitliche Kopf verschieben möglich ist (wird nur vertikal bewegen Sie den Kopf). Damit wird sichergestellt, das das Tier Kopfhaut vollständig mit implantatbasis ermöglicht die ordnungsgemäße Fixierung mit der dental Zement und höhere Präzision Modulation des beabsichtigten Zielbereichs ausgerichtet ist. Es ist entscheidend für den Schnitt groß genug, um das Implantat zu erhalten. Ein größeren Schnitt kann für einige tDCS Implantate erforderlich sein. Mit zwei bis vier chirurgischen Haken gemacht von Injektionsnadeln wird die zementierten Bereich zu vergrößern. Aber vermeiden Sie es, die Haken zu nahe an das Tier Augen, jede Möglichkeit der Läsionen zu entfernen. Während sanft die Kopfhaut kratzen das Anhaften von der Super-Kleber und der Zement auf den Schädel verbessern, kann jede verbleibende Rückstand gut Implantat Einhaltung verhindern. Darüber hinaus bei der Anwendung des zahnärztlichen Zements bereiten Sie die erste Schicht mit höherer Viskosität, der wodurch den Zement liefen Schädel des Tieres vermieden werden. Jede Zementschicht darf für mindestens 4 min trocknen, denn Zement über nassen Schichten die Aushärtung der unteren Schichten verzögert und dazu führen, das Implantat dass kann zu verschieben oder sogar fallen. Aus Erfahrung darf es nicht mehr als 3 Schichten aus Zement um das Implantat zu Behinderung des Schraubgewindes zu vermeiden. Achten Sie für den Kleber und den Zement auf ihre Anwendung auf die implantatbasis beschränkt. Vermeiden Sie Rückstände innerhalb des Implantats zu verbreiten, verringern die Oberflächenleitfähigkeit und senken die tDCS-Effekte.
Die implantierbare Elektrode verwendet in diesem Verfahren nicht im eigenen Haus hergestellt, sondern erworben aus medizinischer Forschung spezialisiert in der Herstellung von Geräten der Neuromodulation. Die Implantate bestehen aus Polypropylen mit 9 mm Höhe und einem äußeren und inneren Durchmesser von 5,7 mm und 3,5 mm. Es kann eine Kochsalzlösung Gesamtvolumen von 80 µL halten. Der überlegene Teil des Implantats ist mit einem Gewinde bereit, um eine Pin-Typ Elektrodenhalter zu erhalten. Der Pin-Typ Elektrodenhalter äußeren Körper erfolgt ebenfalls aus Polypropylen 4 mm hoch, mit einem äußeren Durchmesser von 5,3 mm und einem 3,75 mm Innendurchmesser messen. Die Elektrode Pin besteht aus Ag/AgCl, einem inerten Material verwendet, aufgrund seiner Eigenschaften nicht auflösen (Abbildung 2). Da die Implantat Lage ist ein entscheidender Faktor für effektive tDCS, unbedingt eine richtige elektrodengröße gemäß des Interessenbereichs wählen. Das Implantat verwendet in diesem Tiermodell belegt eine Fläche von 9,61 cm2, das elektrische Feld über einem 1,75 mm Radius von der beabsichtigten Gehirn Koordinate, wodurch eine 36,3967 μA/cm2 Stromdichte zu verbreiten. Möglicherweise war die tDCS Reiz in diesem Protokoll ausgeführt meist auf der M1 und M2 Cortex gerichtet.
Die Elektrode Konfiguration schwankt je nach der beabsichtigten erregenden oder hemmenden Stimulation (anodal vs. cathodal). Obwohl Strömungen immer aus der Anode in der Richtung der Kathode fließen werden, ermöglicht indem man die Elektrode in inverted terminal Positionen verschiedene Elektrophysiologie Effekte. Zum Beispiel wenn Ionen von der Kathode in Richtung der Anode fließen, das Verfahren in der Regel eine cathodal Stimulation24bezeichnet. In diesem Experiment haben wir anodal Anregung in der Anode wurde über die M1/M2 Cortex gelegt, und die Kathode auf das Tier Brustkorb gelegt wurde. So wird in unserem tDCS Setup erwartet, dass Stimulation exzitatorischen Potenziale25erzeugt. Die tDCS-Effekt kann auch durch die Änderungen im aktuellen Intensität und Dauer geregelt werden. Die meisten Studien an Nagern habe Ströme variiert von 0,2 bis 1,0 mA. tDCS Ströme sollen konzentrierte Wärmeerzeugung durch die Elektrode zu reisen. Der direkte Kontakt der tDCS-Elektrode auf den Kopf des Tieres muss vermieden werden. Die Verwendung der Durchführung von Medien erstreckt sich den Abstand zwischen der Elektrode und des Schädels und verhindert die schädlichen Auswirkungen von lokalen chemischen Reaktionen auf das biologische Gewebe. Es ist möglich, dass eine hohe Konzentration der ionische Flüssigkeit Verhalten Medien kann dazu führen, dass Gasbildung Bläschen ergaben sich aus Elektrolyse23,24. Jedoch dies ist unwahrscheinlich, dass in unserem tDCS-Modell seit Isotonische Kochsalzlösung geschehen sind und niedrige aktuelle Lieferung kann die Chance, solche Komplikationen24verringern. Dennoch können andere leitfähigen Medien auch mit ähnlichen Wirkungsgraden, wie gallertartige und Creme-wie Dirigenten24verwendet werden.
Bei der Auswahl des tDCS Stimulators ist es wichtig zu prüfen, flexible Konfigurationsmöglichkeiten. Für dieses Protokoll verwendet wir eine Stimulator angetrieben durch zwei 9 V alkaline-Batterien, wodurch eine voraussichtliche Dauer 1 h der Stimulation auf 0,35 mA. Dieser Stimulator besitzt einen Strombereich von 0,02 bis 1 mA mit einer Auflösung von 10 µA, ideal für Nager Stimulation. Es ist wichtig, dass die tDCS-Stimulator mit einer tatsächlichen aktuellen Indikator und Kontakt Qualität (CQ) Feedback-System ausgestattet ist, um optimale Stimulation Bedingungen zu überprüfen. Anzeige für die aktuelle versichert wenn die programmierte Reizintensität eingehalten wird. In diesem Modell tDCS ist die häufigste Faktor für fehlerhafte aktuelle Bläschen in der Salzlösung. Dieses Problem kann durch die CQ-Feedback-System misst den Kontakt der beiden Elektroden durch die Durchführung von Medium und Körper des Tieres angegeben werden. Der tDCS Stimulator in diesem Experiment verwendet werden CQ (SMARTscan) Werte variiert von 1 bis 10 auf einer led-Skala angezeigt. Diese Skala basiert auf Spannungswerte, die Widerstand nach dem Ohmschen Gesetz ableiten kann. LED 1 zeigt wenig oder atypische niederohmig, led 2 kennzeichnet offenen Stromkreis und led 3 bis 10 Armen sind, um optimale Qualität (Abbildung 2-Element C). Der CQ registriert wurde täglich für tDCS und Sham Gruppen um die Elektrode Lebensfähigkeit zu überprüfen. Es ist bemerkenswert, dass der Mittelwert der CQ im Rahmen stimulationsanwendung war höher als 7, was bedeutet, dass die gewünschten Ströme geliefert werden. Insgesamt wurden keine statistischen Unterschiede zwischen den Gruppen oder Tag der Stimulation (Abbildung 3A) CQ beobachtet. Um unsere tDCS-Modell weiter zu überprüfen, führten wir quantitative Polymerase-Kettenreaktionen (qPCR) zu untersuchen, ob fünf tDCS Sitzungen (10 min, 350 μA) kortikale Genexpression verändern. Wir fanden, dass die mRNA BDNF und GFAP im M1/M2 Kortex tDCS Gruppen im Vergleich zu den Schein-Mäusen (Abb. 3 b) erhöht wurden. Diese Ergebnisse stehen im Einklang mit anderen Studien19,25.
Neurostimulation-Studien bei Versuchstieren können neue Erkenntnisse über die Mechanismen des Gehirns mit Relevanz für neuropsychiatrische Störungen liefern. Abhängig von der experimentellen Konfiguration die tDCS Versammlung in diesem Tiermodell auch mit einer vorhandenen optogenetische oder Elektrophysiologie Headstage, eine Setup für die gleichzeitige Aufnahme und Stimulation, neben einer Vielzahl von Gehirn zu produzieren kombinierbar Probieren Sie Experimente. Diese Ansätze würde schwierig sein, Menschen durchzuführen. Daher bietet die Möglichkeit für das Einfügen von flexiblen Ergänzungen zu den aktuell gemeldete Tier tDCS subtrahiert ein prominenten Beitrag für das Verständnis der neuronalen tDCS und die Begründung für den therapeutischen Einsatz.
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Disclosures
Keine
Acknowledgments
Wir danken Herrn Rodrigo de Souza für Hilfe bei der Aufrechterhaltung der Maus Kolonien. L.A.V.M ist CAPES postdoctoral Fellow. Diese Arbeit wurde unterstützt durch den Zuschuss PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
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