Summary
La stimulation transcrânienne courant continu (CDV) est une technique thérapeutique proposée pour traiter les maladies psychiatriques. Un modèle animal est essentiel pour comprendre les altérations biologiques spécifiques évoquées par STD. Ce protocole décrit un modèle de souris de CDV qui utilise une électrode chroniquement implantée.
Abstract
La stimulation transcrânienne courant continu (CDV) est une technique non invasive de neuromodulation proposée comme un traitement alternatif ou complémentaire pour plusieurs maladies neuropsychiatriques. Les effets biologiques des CDV ne sont pas totalement comprises, qui s’explique en partie en raison de la difficulté à obtenir des tissus cérébraux humains. Ce protocole décrit un modèle de souris de CDV qui utilise une électrode chroniquement implantée permettant l’étude des effets biologiques durables de STD. Dans ce modèle expérimental, tDCS modifie l’expression des gènes corticale et offre une contribution importante à la compréhension de la justification de son utilisation thérapeutique.
Introduction
La Stimulation transcrânienne courant continu (CDV) est une technique non invasive, peu coûteux, thérapeutique, qui met l’accent sur la modulation neuronale par l’utilisation de courant continu de faible intensité1. Il y a actuellement deux configurations (anodiques et cathodiques) pour CDV. Tandis que la stimulation anodique exerce un champ électrique courant trop faible pour déclencher des potentiels d’action, les études électrophysiologiques ont montré que cette méthode produit des changements dans la plasticité synaptique2. Par exemple, les éléments de preuve montrent que tDCS induit des effets de potentialisation (pp) à long terme tels que l’amplitude de crête accrue des potentiels postsynaptiques excitateurs3,4 et la modulation de l’excitabilité corticale5.
À l’inverse, cathodique stimulation induit une inhibition, résultant dans hyperpolarisation de la membrane6. Une hypothèse pour ce mécanisme repose sur les constatations physiologiques où tDCS est décrite pour moduler la fréquence de potentiel d’action et la durée dans le corps neuronaux3. Notamment, cet effet n’évoque pas directement les potentiels d’action, même si elle peut passer le seuil de dépolarisation et faciliter ou entraver neuronale tir7. Ces effets contrastants ont été précédemment démontrés. Par exemple, stimulation anodique et cathodique produit des effets adverses conditionné réponses enregistrées par électromyographie activité lapins8. Cependant, les études ont également montré que des séances de stimulation anodiques prolongée peuvent diminuent l’excitabilité tandis qu’augmentant courants cathodiques peut conduire à l’excitabilité, présentant Self contrastées effets3.
Des stimuli fois anodiques et cathodiques agrègent l’utilisation de paires d’électrodes. Par exemple, stimulation anodique, « actif » ou « anode » électrode est placée au-dessus de la région du cerveau pour être modulé, tandis que l’électrode « référence » ou « cathode » est situé dans une région où l’effet du courant est censé pour être insignifiante9. Dans la stimulation cathodique, disposition de l’électrode est inversée. L’intensité de stimulation pour tDCS efficace dépend de l’intensité du courant et dimensions des électrodes, qui affectent l’électrique sur le terrain différemment10. Dans la plupart des études publiées, l’intensité du courant moyenne est entre 0,10 à 2,0 mA et 0,1 mA à 0,8 mA pour l’homme et la souris, respectivement de6,11. Bien que la taille de l’électrode de 35 cm2 est généralement utilisée chez l’homme, il n’y a aucune bonne compréhension concernant les dimensions de l’électrode pour rongeurs et une enquête plus approfondie est nécessaire6.
TDC a été proposé dans les études cliniques avec la tentative de proposer un traitement alternatif ou complémentaire pour plusieurs troubles neurologiques et neuropsychiatriques11 tels que l’épilepsie12/12,13de trouble bipolaire, AVC5 , major dépression,14,15de la maladie d’Alzheimer, sclérose en plaques,16 et17de la maladie de Parkinson. Malgré l’intérêt croissant STD et son utilisation dans des essais cliniques, cellulaire détaillée et des altérations moléculaires évoquées dans le tissu cérébral, court et effets de longue durée, ainsi que résultats comportements, sont encore pour être plus profondément étudié18, 19. comme une approche humaine directe à étudier en profondeur tDCS n’est pas viable, l’utilisation d’un modèle animal de la TDC peut offrir des renseignements précieux sur les événements cellulaires et moléculaires qui sous-tendent les mécanismes thérapeutiques de STD en raison de l’accessibilité à la tissus cérébraux de l’animal.
Éléments de preuve disponibles est limitée concernant les modèles de CDV chez la souris. La plupart des modèles signalés utilisé différentes mises en page implanter, les dimensions de l’électrode et matériaux. Par exemple, Winkler et al. (2017) implanté l’électrode tête (Ag/AgCl, 4 mm de diamètre) rempli de solution saline et fixé au crâne avec vis et ciment acrylique20. Différent de notre approche, les électrodes de la poitrine a été implanté (platine, 20 x 1, 5 mm). Ngoudjou et al. (2017) a utilisé une procédure très semblable aux nôtres, même si l’électrode thoracique était issu d’une éponge imbibée d’une solution saline (carbone remplis, 9,5 cm2)21. Une autre étude implanté les deux électrodes dans la tête de l’animal, qui a été réalisée en utilisant des plaques fixes et couvrant la tête de l’animal avec un hydrogel conducteur22. Nous décrivons ici un modèle de souris de CDV qui utilise une électrode chroniquement implantée par simple configuration TDC et les procédures chirurgicale (Figure 1).
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Protocol
Logement individuel mâle adulte (8-12 semaines) souris C57BL/6 ont été utilisés dans cette expérience. Les animaux ont reçu des soins appropriés avant, pendant et après les procédures expérimentales avec la nourriture et l’eau ad libitum. Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité de l’éthique animale de l’Université fédérale de Minas Gerais (protocole numéro 59/2014).
1. Placement des électrodes
-
Sédatifs et fixer l’animal sur l’appareil stéréotaxique
- Stériliser tous les instruments chirurgicaux nécessaires.
Roman Instruments chirurgicaux ont été stérilisés pendant 3 minutes à 440 ° C. Tampons de coton ont été stérilisés à l’autoclave à 20 psi (livres par pouce carré) à 121 ° C pendant 20 min. - Régler le régulateur thermique plate-forme à 37 ° C.
- Peser l’animal et de calculer la dose appropriée pour l’induction de l’anesthésie. Utilisez un mélange de kétamine et de xylazine à une dose de 100 mg/kg la kétamine et 8 mg/kg de xylazine, donné par voie intrapéritonéale (aiguilles, 31 G). L’animal doit s’endormir dans les 2 à 3 min.
- Utilisez un rasoir électrique ou un rasoir pour raser vers le bas du site chirurgical.
- Plaque chauffante place l’animal sur l’appareil stéréotaxique sur la pré chauffé.
- Tenir la tête de l’animal et insérer les barres d’oreilles pointe dans chacun des oreilles de l’animal pour le fixer à la plate-forme stéréotaxique.
- Vérifier il n’y aucun déplacement tête latérale et le mouvement vertical peu après en le déplaçant lentement de positionnement de la tête de l’animal.
- Doucement glisser le masque d’anesthésie sur nez de la souris et le fixer en place en serrant la vis.
- Affectez l’isoflurane 1 % à 1,0 L/min d’O2.
- Pommade oculaire aux yeux de l’animal pour éviter le dessèchement cornée au cours de la chirurgie.
- Stériliser tous les instruments chirurgicaux nécessaires.
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Fixation de l’implant à la tête de l’animal
- Les écouvillons en coton permet de préparer le site chirurgical avec trois gommages alternance de povidone-iode (ou chlorhexidine 2 %) et l’éthanol à 70 %.
- Utilisez une paire de pincettes pour vérifier la profondeur de l’anesthésie par légèrement serrant les orteils de l’animal et la vérification de la perte du réflexe de retrait pédale (pincement de l’orteil) de l’animal.
- Faire une incision de 3 mm en arrière de la ligne d’oreille de l’animal et arrêt à la ligne des yeux. Le site d’incision doit avoir environ 1 cm de longueur pour être assez grand pour recevoir l’implant.
- Grattez légèrement le crâne avec un grattoir d’OS pour améliorer la colle et l’adhérence du ciment. Faire cette lumière lui tout dans le but de créer des micro rayures.
- Placez soigneusement agrafes chirurgicales pour la peau lâche de maintenir un champ opératoire ouvert et libre d’obstacles tels que peau et fourrure.
- Utiliser un coton-tige stériles pour sécher le cuir chevelu de l’animal.
- Un microscope à dissection permet de visualiser le haut du crâne de l’animal.
- Raccorder une aiguille au titulaire stéréotaxique et pousser le bregma. Placez l’aiguille directement au-dessus de la tête de l’animal toucher légèrement le bregma.
- Toutes les coordonnées sur le traceur numérique à zéro et puis relever l’aiguille.
- Fixer l’implant CDV sur le support stéréotaxique. Positionner l’implant sur la tête de l’animal et l’abaisser lentement sur la région d’intérêt en utilisant les coordonnées stéréotaxiques appropriées.
- Utilisez une aiguille pour écarter 1 goutte (environ 35 μL) de la super colle sur base de l’implant.
- Déplacez lentement vers le bas le support jusqu'à ce qu’il touche le crâne. N’oubliez pas que la base de l’implant est entièrement en contact avec la surface.
- Préparer le ciment chirurgical selon les instructions du fabricant.
- Après un positionnement précis, appliquer 3, mince couche uniforme de ciment entre le crâne et sur la partie inférieure de l’implant. Verser goutte par goutte d’eau à l’aide d’une brosse d’application. Couches doivent former une structure en forme de colline pour davantage de soutien structurel de l’implant.
- Quitter le pas de vis de l’implant de ciment pour permettre une connexion lisse, vue dégagée.
- Permettre à chaque couche sécher pendant environ 4 minutes.
- Lorsqu’il est sec, enlever soigneusement le support jusqu'à ce qu’il est complètement détaché de l’implant. Toujours faire très attention lorsque vous manipulez l’implant, car elle peut être accidentellement extraite du crâne de l’animal.
-
Finition de la chirurgie et les soins post-opératoires
- Hydrater la peau de l’animal dans l’incision avec un coton-tige imbibé d’une solution saline.
- Enduire la peau au-dessus de la base de l’implant de STD.
- Utilisez une paire de pinces à réunir le tissu et refermer l’incision avec une goutte de colle chirurgicale tissulaire par 0,2 cm de tissu.
- S’infiltrer dans les 1-2 % de lidocaïne dans l’incision et qui sous-tendent les tissus.
- Hydrater la souris avec 500 µL de solution de Ringer lactate par voie sous-cutanée.
- Placez la souris dans une cage propre et simple logés de préchauffé (37 ° C).
- Mettre un petit plat avec des boulettes de nourriture humide dans la cage pour un accès facile à la nourriture dans les heures suivantes.
- Enregistrer le poids après une chirurgie de l’animal.
- Donner le kétoprofène animal (5 mg/kg) par voie sous-cutanée après la chirurgie, ainsi que sur les 2 prochains jours.
- Surveiller la récupération de l’animal étroitement pendant au moins 1 semaine. Évaluer des signes de détresse, comme horripilation, manque de toilettage, locomotion réduite, plaie de grattage et inflammation du site chirurgical.
2. tDCS Setup et Stimulation
-
tDCS Setup (voir Figure 2)
Remarque. Assurez-vous que le stimulateur tDCS est entièrement chargé.- Fixez les câbles de l’anode et la cathode sur le stimulateur STD et rendez-les disponible près du site de stimulation. Fixer l’électrode encliquetables au titulaire stéréotaxique.
- Définissez la plate-forme thermique à 37 ° C.
- Allumez le débitmètre oxygène sur le système d’anesthésie par inhalation à 1 L/min.
- Placez votre souris dans la chambre de l’induction de l’anesthésie.
- Allumez le vaporisateur isoflurane à 3 %. Laisser l’animal à subir l’isoflurane effets pendant 4 min.
- Alors que l’animal est dans la chambre de l’induction, utiliser une seringue stérile pour remplir l’électrode de corps avec la solution saline à 0,9 %.
- Retirer l’animal de la chambre de l’induction et placer sa poitrine sur l’électrode de corps.
- Doucement glisser le masque d’anesthésie sur nez de la souris et le fixer en place. Réduire la production d’isoflurane à 1,5 %.
- Remplir l’implant et l’électrode encliquetables avec du sérum physiologique et attachez-les avec soin.
- Ajuster le temps de stimulation et d’intensité du courant.
- Vérifier la qualité du contact sur le stimulateur STD. Contact optimal va de 7 à 10 sur une échelle de 1 à 10.
-
Stimulation
- Commencer la stimulation.
- Observer la montée en puissance actuelle pendant 30 s à la valeur sélectionnée et se maintenir stable pour le moment établi, puis, à la fin de la session ramping vers le bas encore une fois.
- Activez le bouton sham pour souris témoins.
- Observer la montée en puissance actuelle pendant 30 s à la valeur sélectionnée, puis vers le bas pour 1 pour le reste de la période de stimulation avec une rampe finale à la valeur sélectionnée à la fin avec une rampe consécutive.
- Une fois terminée la séance de stimulation, transvaser avec soin l’animal à une cage préchauffé (37 ° C) pendant 10 min.
Roman Animaux commence à s’éveiller après 3 min. - Désactivez le système d’anesthésie par inhalation.
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Representative Results
Le protocole chirurgical présente stabilité à long terme de l’implant pendant au moins un mois, aucun signal inflammatoire sur le site stimulé, ni tout autre effet indésirable. Tous les animaux ont survécu aux sessions de procédure et tDCS chirurgicales (n = 8). Dans cette expérience, tDCS implants ont été placés sur le cortex M1 et M2 (+1,0 mm antéro-postérieur et latéral de 0.0 mm à bregma). Une semaine plus tard, STD (n = 3-4) et sham (n = 3) souris ont été stimulés pendant cinq jours consécutifs pendant 10 min à 0,35 mA. Valeurs de contact qualité (CQ) ont été enregistrées afin d’évaluer la viabilité de l’implant, et aucune des différences significatives entre les groupes au cours d’une procédure de stimulation de 5 jours (Figure 3 a). En utilisant ce modèle animal, succès de la stimulation peut être déterminé par l’évaluation des niveaux d’expression de gène pour le facteur neurotrophique dérivé du cerveau (BDNF) et protéine fibrillaire acide gliale (GFAP). Tant BDNF et GFAP ont présenté des niveaux d’ARNm significativement plus élevés dans la zone de cortex sous l’implant par rapport à du groupe fictif. Les effets du CDV sur l’expression des gènes semblent se limiter à des gènes spécifiques, étant donné que l’expression des niveaux de la protéine associée au cytosquelette activité réglementée (ARC) et synapsin 1 (SYN1) gènes n’étaient pas changé (Figure 3 b).
Figure 1 . Les étapes expérimentales utilisées pour l’implant chirurgie et stimulation. Un diagramme schématique des étapes par le biais de tDCS implant placement tDCS installation et procédure de stimulation. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 . tDCS Setup. L’image supérieure droite correspond au aschematic de la CDV actuel stimulateur (A), qui contient un affichage pendant la durée de stimulation et d’intensité courante (B), un affichage de CQ (C) mise à l’échelle de 1 à 10 et un vrai écran actuel (D). Le stimulateur tDCS a également des boutons pour activer la stimulation sham (E), pour commencer la stimulation (F) et d’abandonner le protocole (G). Les deux boutons sont utilisés pour le réglage de l’intensité du courant (H) et la durée de la stimulation (I). L’interrupteur marche/arrêt est situé à l’arrière (J). Deux entrées insérables femelles sont utilisées pour les câbles d’électrode (K, pôle négatif) (L, pôle positif). L’image droite inférieure showsthe animale le programme d’installation avec l’électrode tête en Ag/AgCl (O) et l’électrode de corps fait d’ensembles en laiton nickelé (M) et leurs dimensions respectives. Une plateforme thermique auto ajustée (N) maintient la température de l’animal, et isoflurane mélangé avec 100 % d’oxygène (P) est fourni par le masque à gaz stéréotaxique (Q). L’encart (R) montre le positionnement de l’anode par rapport à des régions du cortex moteurs M1 et M2 (S). Le tDCS préamplificateur est composé d’un titulaire implantable (T) rempli de solution saline (0,9 % NaCl) (U) qui est fermée avec une électrode encliquetables (V) attachée à un capuchon en plastique (W). Les dimensions respectives sont représentées en millimètres (D = diamètre, H = hauteur, ID = diamètre intérieur). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 . Contact qualité et gène variations d’expression induites par le CDV. (A) aucune différence statistique ont été observés pour contacter qualité (CQ) entre les groupes. ANOVA, traitement contre jour interaction à mesures répétées bidirectionnelle (F4.30 = 0,552, P = 0,698), facteur de traitement (F4.30 = 0,349, P = 0,810), facteur de jour (F1,30 = 0,157, P = 0,694). (B) données d’expression de gène quantitative polymerase réaction en chaîne de BDNF (Brain-derived neurotrophic factor)la GFAP (glial fibrillary protéine acide)ARC (activité réglementée de protéines associées au cytosquelette) et SYN1 (synapsin 1). les niveaux d’ARNm de deux BDNF (p = 0,0081) et GFAP (p = 0.0108) ont augmenté alors qu’aucun changement n’a été détecté pour ARC (p = 0.0760) et SYN1 (p = 0,508), selon le test de normalité D'Agostino-Pearson suivie non appariés test t de Student paramétrique. Variations de pli ont été calculées à l’aide de la méthodeΔΔCQ - 2 par rapport au gène RPL13A . Dans tous les graphes, groupe TDC est magenta et groupe fictif est verte ; n = 3 à 4/groupe. Données sont exprimées en moyenne et ± S.E.M. barres d’erreur. n.-é = non significatives, p ≤ 0,05, p ≤ 0,01 * *. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Ces dernières années, les techniques de neurostimulation ont été entrant pratique clinique comme une procédure prometteur pour traiter les troubles neuropsychiatriques23. Pour réduire la contrainte imposée par le manque de connaissance des mécanismes de la neurostimulation, nous avons présenté ici un modèle de souris tDCS transportant une électrode qui peut cibler des régions du cerveau. L’électrode étant chroniquement implantable, ce modèle animal permet l’étude des effets biologiques durables évoquées par CDV (pendant au moins 1 mois) dans les modèles complexes de la stimulation. Le modèle animal décrit tDCS présente implant haute tolérance et peu de chances d’infection si exécutée correctement. Dans l’ensemble, les mesures de chirurgie pour placer l’implant sont d’exécution simple et rapide (30 min/animal). Un autre avantage de ce modèle STD, c’est qu’il est possible de suivre la qualité contact de l’électrode et les valeurs réelles de la stimulation actuelle.
Le principal inconvénient de ce modèle animal est la fixation de l’implant appropriée sur le crâne de la souris. Pendant la chirurgie, il est essentiel de limiter la tête de l’animal d’une manière où aucune tête latérale déplacement n’est possible (la tête se déplace seulement verticalement). Cela assure que le cuir chevelu de l’animal est entièrement aligné sur base de l’implant, ce qui permet la fixation adéquate avec le ciment dentaire et une plus grande précision dans la modulation de la zone cible. Il est essentiel de faire l’incision assez grande pour recevoir l’implant. Une coupe plus grande peut être nécessaire pour certains implants STD. Au moyen de deux à quatre crochets chirurgicaux issus des aiguilles hypodermiques augmentera la zone cimentée. Toutefois, évitez de placer les crochets trop près des yeux de l’animal pour éliminer toute possibilité de lésions. Considérant que gratter doucement le cuir chevelu améliorera l’adhérence de la colle Super et le ciment sur le crâne, les débris résiduels peuvent empêcher implant bonne adhérence. En outre, lorsque vous appliquez le ciment dentaire, préparer la première couche avec une viscosité plus élevée, ce qui évite le ciment de couler sur le crâne de l’animal. Chaque couche de ciment doit laisser sécher pendant au moins 4 min parce qu’appliquer le ciment sur couches humides va retarder le séchage des couches de fond et peut causer l’implant à bouger ou même tomber. Par expérience, il doit y avoir pas plus de 3 couches de ciment autour de l’implant pour éviter l’obstruction du filetage de la vis. Pour la colle et du ciment, veillez à maintenir leur application limitée à la base de l’implant. Évitez de résidus à se répandre au sein de l’implant, ce qui diminuera la conductivité superficielle et réduire les effets de STD.
Les électrodes implantables utilisés dans cette procédure n’a pas fabriqué en interne, mais acquis auprès d’un médecin recherche entreprise spécialisée dans la production de dispositifs de neuromodulation. Les implants sont fabriqués en polypropylène avec 9 mm de hauteur et un diamètre externe et interne de 5,7 mm et 3,5 mm, respectivement. Il peut contenir un volume total de solution salin de 80 µL. La partie supérieure de l’implant est préparée avec un pas de vis pour recevoir un porte-électrode de broches. Corps extérieur du porte-électrode encliquetables est aussi faite de polypropylène mesurant 4 mm de hauteur avec un diamètre extérieur de 5,3 mm et un diamètre intérieur de 3. 75 mm. La broche de l’électrode est en Ag/AgCl, une substance inerte utilisée en raison de ses propriétés non dissolution (Figure 2). Étant donné que l’emplacement de l’implant est un facteur critique pour tDCS efficace, il est essentiel de sélectionner une taille d’électrode appropriée selon la région d’intérêt. L’implant utilisé dans ce modèle animal occupe une superficie de 9,61 cm2, répartissant le champ électrique sur un rayon de 1,75 mm de la coordonnée de cerveau prévue aboutissant à une densité de courant 36,3967 μA/cm2 . Éventuellement, le stimulus tDCS exécuté dans ce protocole visait principalement le cortex M1 et M2.
Généralement, la configuration d’électrodes varie selon les effets prévus stimulation excitatrices ou inhibitrices (anodiques et cathodiques). Bien que les courants coulera toujours hors de l’anode en direction de la cathode, en plaçant l’électrode en position terminale inversée permet des effets de différents électrophysiologie. Par exemple, lorsque les ions circule de la cathode en direction de l’anode, la procédure est généralement définie comme une stimulation cathodiques24. Dans cette expérience, nous avons effectué une stimulation anodique dans laquelle l’anode est placée au-dessus du cortex M1/M2 et la cathode a été placée vers le bas sur le thorax de l’animal. Ainsi, dans notre configuration TDC, il est prévu que la stimulation produit potentiels excitateurs25. L’effet tDCS peut également être réglée à travers les changements dans la durée et l’intensité du courant. La plupart des études chez les rongeurs ont utilisé des courants variant de 0,2 à 1,0 mA. tDCS courants sont censés générer la chaleur concentrée, voyageant à travers l’électrode. Il faut éviter le contact direct de l’électrode de CDV à la tête de l’animal. L’utilisation des médiums s’étend de la distance entre l’électrode et la boîte crânienne et prévient les effets néfastes des réactions chimiques locales sur les tissus biologiques. Il est possible qu’une forte concentration ionique dans des milieux liquides conduite peut entraîner la formation de gaz et bulles résultent d’électrolyse23,24. Toutefois, il s’agit probablement pas arrivé dans notre modèle tDCS depuis une solution saline isotonique et faible prestation actuelle peut diminuer le risque de ces complications24. Néanmoins, autres médias conductrice utilisable également avec des rendements similaires, tels que conducteurs gélatineux et crème-comme24.
En choisissant le tDCS stimulateur, il est essentiel d’examiner les possibilités de configuration flexible. Pour ce protocole, nous avons utilisé un stimulateur alimenté par piles alcalines deux 9V, qui rendent une durée prévue de 1 h de stimulation à 0,35 mA. Ce stimulateur possède une gamme actuelle de 0,02 à 1 mA avec une résolution de 10 µA, idéale pour la stimulation de rongeur. Il est essentiel que le stimulateur tDCS est équipé d’un réel indicateur système actuel et contact qualité (CQ) vos commentaires pour vérifier les conditions de stimulation optimale. L’indicateur actuel assure quand l’intensité de la stimulation programmée est respectée. Dans ce modèle STD, le facteur le plus courant pour le courant défectueux est la présence de bulles dans la solution saline. Ce problème peut être indiqué par le système de rétroaction de CQ, qui mesure le contact de deux électrodes à travers le milieu conducteur et corps de l’animal. Le tDCS stimulateur utilisé tout au long de cette expérience affiche les valeurs de CQ (SMARTscan) variant de 1 à 10 sur une échelle de led. Cette échelle est basée sur des valeurs de tension qui peuvent déduire la résistance selon la Loi d’Ohm. 1 LED indique peu ou atypique faible résistance, 2 led indique un circuit ouvert et 3 led à 10 qualité médiocre à optimale (Figure 2-point C). La CQ a été enregistrée tous les jours pour les groupes tant STD et sham vérifier la viabilité de l’électrode. Il convient de noter que la valeur moyenne de CQ au cours de la séance de stimulation était supérieure à 7, ce qui signifie que désirés courants sont fournies. Dans l’ensemble, aucune différence statistique ont été observés pour CQ parmi les groupes ou le jour de la stimulation (Figure 3 a). Afin de valider davantage notre modèle STD, nous avons effectué des réactions en chaîne par polymérase quantitative (qPCR) afin d’examiner si la cinq tDCS séances (10 min, 350 μA) modifier l’expression génétique corticale. Nous avons constaté que les niveaux d’ARNm de BDNF et GFAP sont augmentées dans le cortex M1/M2 des groupes STD, par rapport aux souris de Sham (Figure 3 b). Ces résultats sont compatibles avec les autres études19,25.
Neurostimulation études chez des animaux de laboratoire peuvent apporter un nouvel éclairage sur les mécanismes cérébraux présentant de l’intérêt pour les troubles neuropsychiatriques. Selon la configuration expérimentale, l’Assemblée tDCS dans ce modèle animal peut aussi être combinée avec un optogenetic existant ou préamplificateur d’électrophysiologie pour produire un programme d’installation pour l’enregistrement simultané et stimulation, aux côtés d’une multitude de cerveau expériences de l’échantillon. Ces approches seraient difficile à réaliser chez l’homme. Par conséquent, la possibilité d’insérer les ajouts flexibles au tDCS animal actuellement déclaré offre qu'une contribution importante pour la compréhension de la neural soustrait de CDV et la justification de son utilisation thérapeutique.
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Disclosures
Aucun
Acknowledgments
Nous remercions M. Rodrigo de Souza pour assistance au maintien de colonies de souris. L.A.V.M est un postdoc CAPES. Ce travail a été soutenu par la subvention PRONEX (FAPEMIG : APQ-00476-14).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
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