Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

إعداد نشط إيقاعي في الحبل الشوكي الدماغ القوارض الولدان المختبر وشريحة رقيقة

doi: 10.3791/58870 Published: March 23, 2019

Summary

هذا البروتوكول على حد سواء بصريا يتصل إعداد الحبل الشوكي الدماغ وتوضح إعداد شرائح عرضية جذع الدماغ بطريقة تدريجية شاملة. أنه صمم لزيادة إمكانية تكرار نتائج وتعزز احتمال الحصول على شرائح قابلة للاستمرار، وطويلة الأمد، إيقاعي نشطة لتسجيل الإخراج العصبية من مناطق الدماغ الجهاز التنفسي.

Abstract

يتم إنشاء إيقاع الشهيقيه الثدييات من شبكة الخلايا العصبية في منطقة لب يسمى preBötzinger في مجمع (pBC)، التي تنتج إشارة القيادة الإيقاعي انكماش العضلات الشهيقيه. النشاط العصبي الإيقاعية المتولدة في لجنة البرنامج والميزانية وإلى تجمعات الخلايا العصبية الأخرى لمحرك الأقراص قد درس عضلات التنفس باستخدام مختلف النهج، بما في ذلك كتلة من الأعصاب التسجيلات والتسجيلات شريحة عرضية. ومع ذلك، أساليب سبق نشرها لا على نطاق واسع وصف عملية تشريح النخاع الشوكي الدماغ بطريقة شفافة واستنساخه للدراسات المستقبلية. هنا، يقدم نظرة شاملة لأسلوب يستخدم لتكاثر قطع شرائح الدماغ النشطة إيقاعي يحتوي على الدوائر العصبية ضرورية وكافية لتوليد ونقل محرك الأقراص الشهيقيه. يستند هذا العمل إلى الحبل الشوكي الدماغ الكهربية البروتوكولات السابقة تعزيز احتمال موثوق بها الحصول على شرائح قابلة للاستمرار وايقاعي نشطة لتسجيل إخراج الخلايا العصبية من لجنة البرنامج والميزانية، الخلايا العصبية premotor hypoglossal (المجنحة الثاني عشر)، و هيبوجلوسال الخلايا العصبية الحركية (بالمليون الثاني عشر). ويتوسع العمل قدم الطرق المنشورة السابقة بتقديم توضيحات مفصلة، خطوة بخطوة للتشريح، من الفئران كله ألجرو، إلى شريحة في المختبر الذي يحتوي على rootlets الثاني عشر.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

وتوفر الشبكة العصبية الجهاز التنفسي من جذع الدماغ مجال خصبة لفهم الخصائص العامة للشبكات العصبية الإيقاعي. على وجه الخصوص، المصلحة في تطوير القوارض الولدان في التنفس، وفهم كيفية تطور إيقاع التنفس. وهذا قد يكون تم استخدام نهج متعدد المستويات، بما في ذلك فيفو بليثيسموجرافي الحيوان كله، في المختبر كتلة تسجيلات العصبية، وفي المختبر شريحة التسجيلات التي تحتوي على مولد إيقاع التنفس. الاختزالية في المختبر أون الكتلة وشريحة التسجيلات طريقة مفيدة للاستخدام عند استجواب الآليات وراء رهيثموجينيسيس الجهاز التنفسي والدوائر العصبية في منطقة الحبل الشوكي الدماغ النامية القوارض. ويشمل تطوير الجهاز التنفسي تقريبا أنواع الخلايا 40، تتميز بإطلاق النار النمط، بما في ذلك الجهاز التنفسي المركزي1،2. وتشمل الشبكة الجهاز التنفسي وسط مجموعة من الخلايا العصبية نشطة إيقاعي يقع في لب فينترولاتيرال روسترال،من13. يتم إنشاء رهيثموجينيسيس الرئوي الثدييات من أوتورهيثميك إينتيرنيورون الشبكة التي يطلق عليها اسم preBötzinger معقدة (pBC)، التي كانت مترجمة تجريبيا عن طريق التحضير الكتلة شريحة واون من الثدييات حديثي الولادة جذع الدماغ-الشوكي الحبال3،4،،من56،،من78. يؤدي وظيفة مماثلة للعقدة sinoatrial (SA) في القلب هذه المنطقة ويقوم بإنشاء نظام توقيت الشهيقيه للتنفس بالسيارة. ويتم إيقاع الشهيقيه من لجنة البرنامج والميزانية، إلى مناطق أخرى في جذع الدماغ (بما في ذلك نواة موتور hypoglossal) وتجمعات السيارات العمود الفقري (مثل فرنك الخلايا العصبية الحركية التي تدفع الحجاب الحاجز)9.

النشاط الإيقاعي يمكن الحصول عليها باستخدام جذع الدماغ الحبل الشوكي أون الكتلة الاستعدادات أو شرائح من مجموعة متنوعة من السكان الخلية، بما في ذلك C3 C5 العصب rootlets، rootlets العصب الثاني عشر، نواة موتور hypoglossal (بالمليون الثاني عشر)، والخلايا العصبية premotor hypoglossal (ثاني عشر المجنحة)، و لجنة البرنامج والميزانية3،10،،من1112. بينما نجحت هذه أساليب جمع البيانات عبر عدد قليل من المختبرات، العديد من البروتوكولات لا تعرض بطريقة يتم استنساخه بالكامل للباحثين الجديد دخول الميدان. يتطلب الحصول على قابلة للاستمرار وايقاعي نشطة في التحضيرات الكتلة وشريحة اهتمام حاد بالتفصيل من خلال جميع الخطوات للتشريح وبروتوكول قطع شريحة. البروتوكولات السابقة على نطاق واسع تصف مختلف إجراءات التسجيل والكهربية، ولكن تفتقر إلى التفاصيل في الجزء الأكثر أهمية للحصول على إعداد أنسجة قابلة للتطبيق: تنفيذ إجراء تشريح وشريحة الحبل الشوكي جذع الدماغ.

يتطلب كفاءة الحصول على تحضير الكتلة أو شريحة إيقاعي نشطة وقابلة للتطبيق في الحبل الشوكي الدماغ الكهربية تسجيلات إجراء جميع الخطوات بشكل صحيح، بعناية وسرعة (عادة، الإجراء برمته ذات الصلة يمكن أن تكون هنا إجراء حوالي 30 دقيقة). وتشمل النقاط الحرجة البروتوكول الكهربية الحبل الشوكي الدماغ التي قد لا مسبقاً كذلك وصفت تشريح العصب rootlets وإجراء تشريح على فيبرتوم. هذا البروتوكول الأول من التدرجي مرئي تشريح النخاع الشوكي الدماغ جديد من الباحثين والخبراء في هذا المجال. ويوضح هذا البروتوكول أيضا دقة التقنيات الجراحية، والمعالم، وغيرها من الإجراءات لمساعدة الباحثين مستقبلا في توحيد شرائح و كتلة الأعمال التحضيرية لاحتواء الدوائر الدقيقة المطلوبة في كل تجربة. يمكن استخدام الإجراءات المعروضة هنا في الجراء الولدان الجرذ والفأر.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

تم قبول البروتوكول التالي ووافق على "رعاية الحيوان المؤسسية" واستخدام اللجنة (إياكوك) من جامعة لوما ليندا. يتم اتباع المبادئ التوجيهية للمعاهد الوطنية للصحة للمعاملة الأخلاقية للحيوانات في جميع التجارب على الحيوانات في المختبر. وقد أيدت جميع المعايير الأخلاقية الأفراد الذين يؤدون هذا البروتوكول.

1-الحلول

  1. تحضير السائل الدماغي النخاعي الاصطناعية (قام).
    1. إعداد جديدة قام مساء اليوم أمام تجربة في دفعات 1 لتر باستخدام ما يلي وصفه: 7.250 ز كلوريد الصوديوم (124 ملم)، 0.224 ز بوكل (3 مم)، 2.100 ز ناكو3 (25 مم)، 0.069 ز نة2بو4 • ح2س (0.5 ملم)، 0.247 ز مجسو4 • 7 ح2 O (1.0 مم)، و 5.410 ز د-الجلوكوز (30 مم)، ز 0.221 كاكل2 • 2 ح2س (1.5 مم). دائماً إضافة كاكل2 • 2 ح2س آخر.
    2. يذوب المكونات في 1 لتر مياه. يحرك لمدة 20-30 دقيقة.
    3. قياس درجة الحموضة من قام وضبط إلى 7.40 ± 0.02 استخدام كميات صغيرة (عادة < 0.5 مل) من هيدروكسيد الصوديوم أو كوه أو HCl مخفف.
      ملاحظة: يمكن تخزينها في الثلاجة (4 درجات مئوية، ودرجة الحموضة 7.40 ± 0.02) قام مستعدا لمدة ثلاثة أيام قبل أن يؤثر النمو البكتيري على صلاحية الأنسجة أثناء تجربة. استخدم 0.2 ميكرون المرشحات لتقليل التلوث بالفطريات أو البكتيريا الموجودة في المختبر منذ التجارب يمكن أن تستمر ما يصل إلى 36 س. للكفاءة، قد الارتقاء بوصفه قام وصف لدفعات ل 4 بعد البروتوكول نفسه، وهذا الحجم سوف تستمر لمدة تصل إلى ثلاثة أيام تجارب.

2-إعداد التشريح وتلاعب فيبرتوم

  1. إعداد شفرة.
    1. استخدام شفرات الحلاقة الطازج ذو حدين لقطع الأنسجة على فيبرتوم. أغسل الشفرة مع الإيثانول 100% والشطف بالمياه قبل قطع أو العض بليد في نصف وإدراج الشفرة في تصاعد المشبك في فيبرتوم.
    2. تغيير الشفرة كل مرة إعداد أنسجة جديدة هي التي شنت على فيبرتوم لتقطيع أو إذا تخفيضات في لوح البرافين بينما تشريح. أي بقايا البارافين سيجعل من المستحيل تقريبا قطع نظيفة من خلال الأنسجة العصبية في الأطفال حديثي الولادة.
  2. قم بإعداد لوح شمع البارافين.
    1. استخدام أي شمع البارافين أسلوب التضمين. ضع 10 غم من تضمين الوسائط في كوب زجاج تتحمل حرارة واستخدام الحرارة المنخفضة لإذابة الخرز شمع البارافين للسائل.
    2. إضافة حوالي 0.5 غم مسحوق الجرافيت ومزيج حل شامل وموحد في البارافين السائل.
    3. استخدام لوح بلاستيكية صغيرة كالركيزة البارافين. قطع قطعة صغيرة (0.5-1 سم وما يقرب من 2 × 2 سم2 على نطاق واسع) من البلاستيك (البولي أو الألومنيوم يمكن أيضا استخدامها). استخدام الملف في الماكنة الأخاديد التسويد في البلاستيك أستهيس سيضمن أن البارافين تتمسك بالبلاستيك.
      ملاحظة: بدلاً من ذلك، استخدام إبرة حقن ز 18 ساخنة على مكان الزاوية ثقوب في الورقة لضمان أن تلتزم البارافين-الجرافيت المخلوط بالبلاستيك.
    4. استخدام الجزء الخلفي من قضيب نصيحة القطن بالتنقيط مزيج البارافين-الجرافيت على البلاستيك بغمس قضيب في الخليط المنصهر البارافين-الجرافيت مرارا وتكرارا، وتتساقط الملاط على كتلة البلاستيك، وبناء البارافين-الجرافيت إلى حوالي 1.5 سم في سمك على رأس البلاستيكية.
    5. مجرد طبقة سميكة بما فيه الكفاية من مزيج البارافين-الجرافيت مودعة لدى الكتلة، تعيين كتلة جانبا لتبرد ثم الشكل لاستيعاب الحبل الشوكي جذع الدماغ.

3-تشريح وعزله نيوراكسيس

  1. إجراء التشريح الأولى وأنيسثيتيزيشن.
    ملاحظة:
    الحيوانات المستخدمة في هذه الدراسة قد تتراوح في حجمها الجنينية يوم 18 (E18) بعد الولادة يوم 10-20 في الفئران أو الجرذان تتراوح E18 يوما بعد الولادة 5/6. يمكن استخدام الجرذان أو الفئران من أي سلالة أو العلاج، أو نوع الجنس، اعتماداً على التصميم التجريبي. إجراء التخدير والتشريح الأولى تحت غطاء دخان حيث يتم استخدام إيسوفلوراني (0.25 مل في دائرة 25 مل).
    1. وزن ألجرو وثم وضعه في دائرة تخدير ليحتوي على 0.25 مل إيسوفلوراني توضع على 2 × 2 بوصة2 قطعة من الشاش. بعد وصول الحيوان إلى طائرة جراحية التخدير (يتم التحقق برشة أخمص القدمين مع لا انسحاب العاكسة)، دبوس الحيوان على طبق بيتري مليئة الاستومر البارافين أو السيليكون.
      ملاحظة: القوارض الولدان أيضا قد تكون تخديره عبر كريوانيسثيسيا13،14, isoflurane تبخير15، أو حقن16 متوازنة مع الأكسجين.
    2. ضع الجانب البطني الحيوان إلى أسفل وجعل شق من خط الوسط من خلف العينين إلى منطقة منتصف القطني في العمود الفقري مع شفرة المبضع عدد 10 أو 11 أو المقص الجراحي. تعكس البشرة وديسيريبراتي الحيوان على مستوى خياطة الجداري/القفوية (انظر الشكل 1) وإزالة الجلد ترانسيكتينج الحيوان تحت الحجاب الحاجز. قم بإزالة الأسلحة بالقطع في مفصل الكتف مع مقص أو مشرط.
    3. بمجرد إزالة الجلد، نقل الحيوان إلى دائرة التروية مع سيليكون الاستوميرين الأسفل لمزيد من التشريح، وإعداد الحبل الشوكي جذع الدماغ.
    4. فقاعة خزان قام (زجاجة الجانب المنفذ 500 مل) بشكل مستمر مع المثلجة (4 درجة مئوية ودرجة الحموضة 7.40 ± 0.02) قام والأوكسجين مع خليط من 95% O2 و 5% أول أكسيد الكربون2 (وتسمى أيضا "كاربوجين"). أثناء التشريح، استخدام قام مبردة لمسح دورياً الدائرة بتوفير قام اﻷوكسيجين الطازجة في جميع أنحاء عزلة الحبل الشوكي جذع الدماغ.
      ملاحظة: يمكن رؤية خلايا الدم الحمراء في الشرايين والاوردة المتبقية، وعندما بما فيه الكفاية اﻷوكسيجين، هذه أحمر.
    5. استخدام نضح خطورة التدفق عبر الأنابيب ومحبس الحنفية، إلى بشكل متقطع أو بشكل مستمر نتخلل الأنسجة مع اﻷوكسيجين قام (بلعه وحدة التخزين، أو عن طريق بطيئة بالتنقيط استخدام محبس الحنفية, حوالي 0.5-1.0 مل/دقيقة). وهذا الأكسجين في الأنسجة ويحافظ على حقل جراحية واضحة.
    6. إزالة السوائل الزائدة حسب الحاجة بنظام الترشيح شفط فراغ.
    7. إجراء التشريح استخدام مجهر تشريح. ويفضل نموذج تكبير مستمر للسماح بتسوية غرامة للتكبير، والسماح للتصور الأمثل لمنطقة الاهتمام خلال كل خطوة من التشريح.
      ملاحظة: أدوات الجراحة أوصى تشمل طائفة من ملقط مسنن الأنسجة، الملقط حادة، الملقط #5، ملقط الأنسجة المائلة، طائفة من مقص تشريح الصغرى (مقص الربيع)، والحشرات منتظمة ودبابيس تشريح الصغرى.
    8. كشف الدماغ عبر خط منتصف الجزء من الجمجمة على طول خياطة السهمي ثم دبوس أسفل اللوحات ينعكس مع دبابيس صغيرة تشريح ودبوس في العمود الفقري في نهاية والذيلية إلى أسفل قاعة التشريح باستخدام ز 27 المغطاة سيليكون إبرة.
      ملاحظة: ويتطلب بقية التشريح مجهر تشريح توفير صورة أوضح للأنسجة والمعالم المستخدمة لضمان أقصى احتمال الحصول على إخراج وهمية الإيقاعي في rootlets الجمجمة للدماغ والعمود الفقري rootlets. تنفيذ الخطوات التالية للتشريح باستخدام مقص الربيع متوسطة أو قزحية مقص وملقط غرامة.
  2. على الفور نقل جذع معزولة من الحيوان إلى غرفة تشريح التهوية. ضع الجانب الأنسجة الظهرية يصل مع نهاية روسترال (الدماغ) التي تواجه جبهة الدائرة. دبوس الأنسجة في الكتفين ونهاية والذيلية أكثر من الحبل الشوكي.
    1. جعل شق منتصف السهمي عن طريق الجمجمة بعد خياطة الجدارية لتجنب إتلاف اللحاء والدماغ الكامنة في الجمجمة.
      ملاحظة: نسيج العظام الأطفال حديثي الولادة هو ليس كاملا متكلسة وهو هش جداً. نسيج العظام/ستكون مرنة إلى حد ما، ولكن أكثر صرامة من الضامة المحيطة وأنسجة العضلات.
    2. استخدام مقص الربيع أو القزحية المتوسط لقص خيوط والقفويه الجمجمة، بدءاً خياطة السهمي وتعمل أفقياً. سيؤدي هذا إلى إنشاء "اللوحات" للجمجمة التي يمكن أن تنعكس والمثبتة لترسيخ الجزء روسترال من الجمجمة وتوفير بعض الاستقرار للأنسجة (انظر الشكل 2أ).
    3. بعد تعكس اللوحات الجمجمة، وقطع بقية قشرة الدماغ، تاركاً الجزء والذيلية من المخيخ (ودودة) سليمة نسبيا (الشكل 2ب).
  3. أداء الصفيحة الظهرية.
    1. إزالة العضلات المحيطة بالجمجمة والعمود الفقري باستخدام مقص الربيع الصغير والملقط. إزالة الأنسجة على طول الجانب الظهرية من القفص الصدري، ترك القفص الصدري سليمة، كما أن هذا سوف يعلق لاحقاً إلى ربط الأنسجة أثناء الاستئصال البطني، تقليل فرصة الضرر للحبل الشوكي.
    2. قص بعناية بعيداً عمليات الأفقي عن العمود الفقري باستخدام مقص الربيع متوسطة أو مقص آيريس غرامة. قص بعيداً أي أنسجة تغمر بونس ولب. الآن ستكون مرئية بوضوح (الشكل 2ج) ودودة، المخيخ، بونس، وبداية من الحبل الشوكي.
  4. إجراء الاستئصال البطني.
    1. رفض الجانب الأنسجة الظهرية ودبوس في القفص الصدري والأكثر والذيلية نهاية العمود الفقري. دبوس في الجانب روسترال من الأنسجة باستمرار استخدام اللوحات الجمجمة (الشكل 3أ).
    2. إزالة النصف البطني من القفص الصدري، بما في ذلك القص، وجميع أجهزة البطن باستخدام نفس المقص والملقط. تشريح الأنسجة اللينة بعيداً يعلق على القفص الصدري فضح الأضلاع والحبل الشوكي (الشكل 3ب).
    3. إزالة اللسان المريء والقصبة الهوائية، والحنجرة، وجميع الآخرين الأنسجة اللينة وعضلات تعلوها قاعدة الجمجمة والعمود الفقري (كما يتضح في الشكل 3ج).
    4. تشريح الأنسجة السطحية البالته الثابت. تحديد الحنك الصلب عن طريق تحديد موقع لوحة مستطيلة من العظام في قاعدة الجمجمة مع المسافة بادئة شكل الخامس على ذلك (الشكل 3ج). قص على طول خط الوسط للحنك، بعناية رفعه إلى أعلى، وأداء عرضية قطع لإزالته (الشكل 4أ).
    5. تبدأ الاستئصال البطني عن طريق إزالة عن تعريض السطح البطني جذع الدماغ والحبل الشوكي من أول فقرة سرطان عنق الرحم لحوالي الصدر فقرة 7 (T7) كما هو موضح في الشكل 4ب.
    6. وفي هذه المرحلة، سوف تكون rootlets البطني مرئية. استخدام تشريح مايكرو الصغيرة أو مقص الربيع، الحرص على جعل التخفيضات أقرب عن وكما بعيداً عن الأصل جذور في الحبل الشوكي قدر الإمكان؛ تجنب تمتد الجذور.
    7. 5-10 ملم على طول جانبي العمود الفقري في عن القصاصة. لا تقطع قريبة جداً للنخاع الشوكي أو في الفقرات. تسمح هذه الخطوة إزالة فقرات عنق الرحم للكشف عن الحبل الشوكي. تجنب قطع في rootlets.
    8. قص rootlets حوالي 20-25 مم (ثنائي) على طول العمود الفقري (T7 تقريبا). في جميع أنحاء هذا الإجراء تجنب قطع في الحبل الشوكي والتلاعب بحواف الفقرات كما هو موضح في الشكل 4ج.
    9. إزالة C1 و C2 و C3 برفع حافة روسترال لكل من الفقرات بعناية والقطع عن كثب تحت العظم. أقرب إلى عظم القص بذل، ويعد في روتليت. استخدام مدمن مخدرات أو بنت الملقط للمساعدة في تحقيق من أحكام قبضتهم على كل فقرة عنق الرحم أثناء إجراء تخفيضات (الشكل 4ج).
    10. حالما يتم عزل الطول المطلوب للحبل الشوكي وتشريح من العمود الفقري، جعل قطع عرضية لإزالة الحبل الشوكي (الشكل 5A و الرقم 5ب).
  5. إزالة الأم الجافية.
    ملاحظة:
    الحبل الشوكي الدماغ معزولة يمكن استخدامها لتسجيل كتلة في المختبر كما تم وصفه سابقا3،7. مع الحبل الشوكي الدماغ إزالتها من العمود الفقري، يجب إزالة دوراً توفير الوصول الأمثل لأقطاب شفط لإجراء التسجيلات من قطع الجمجمة والعمود الفقري روتليس. بالإضافة إلى ذلك، إزالة دوراً يجعل من الممكن نظيفة شريحة جذع الدماغ، والحصول على شرائح رقيقة إيقاعي نشطة لتسجيل في المختبر.
    1. عناية روتليس دبوس معزولة جذع الدماغ-الشوكي الحبل الأنسجة الظهرية الجانبية يصل السماح بالوصول إلى بلده دوراً المحيطة الجمجمة (الشكل 5ب). وينبغي تطبيق دبابيس من خلال الهامش الجانبي من جذع الدماغ، روسترال إلى rootlets الثاني عشر.
    2. إزالة دوراً من سطح الظهرية جذع الدماغ برفع في بلده دوراً بالملقط غرامة (#5) في الهامش الظهرية دوراً وقطع من جانبية للأنسي عبر طول جذع الدماغ مع مقص الربيع الجميلة. كن حذراً لتجنب قطع في الدماغ نفسه. بلطف رفع الأوعية الدموية من سطح الدماغ وقطع لتجنب عائق النصل فيبرتوم عند تقطيع جذع الدماغ.
    3. عناية تشريح دوراً من الجوانب الآنسي والوحشي للدماغ، كما rootlets الأعصاب القحفية يمر بلده دوراً وسهولة وقع بعيداً عندما يرفع دوراً. تقليل احتمالية حدوث rootlets يجري اقتلع بقطع بلطف حولها مع مقص الربيع الصغيرة.
    4. الوجه الحبل الشوكي الدماغ حيث أن يواجه السطح البطني و rootlets الجمجمة مرئية بوضوح. تشريح دوراً من الجهة الظهرية من جذع الدماغ رفع في بلده دوراً بلطف مباشرة عبر postrema المنطقة، قطع من روسترال إلى والذيلية. سوف تظهر postrema المنطقة الوردي قليلاً بسبب العدد الكبير من ميكروكابيلاريس بيرفوسينج في هذه المنطقة.
    5. استخدام pin الحشرات الجميلة لندف بعيداً أي دوراً المتبقية وإزالة المتبقي من الأوعية الدموية بالقرب من rootlets الجمجمة وسرطان عنق الرحم.

4-شريحة البروتوكول

  1. بعد إزالة في دوراً، مكان في الدماغ في وسط منصة البارافين على كتلة البلاستيك (يشار إليه فيما يلي "كتلة قطع"). دبوس والذيلية نهاية الدماغ عن طريق الحبل الشوكي القاصي استخدام دبابيس الحشرات الدقيقة التي تم اقتطاعها بطول لا يزيد عن 1 سم كما هو موضح في الشكل 5ج.
  2. محاذاة الكتلة قطع البارافين المغطاة جذع الدماغ المثبتة في حامل كتلة فيبرتوم حيث أن الشفرة تخفيضات التعامد على وجه روسترال جذع الدماغ.
  3. جعل شريحة أولى لإزالة الأنسجة متفاوتاً، دخيلة على نهاية روسترال معظم. يمكن أن يكون هذا الخفض الأولى 200-300 ميكرون عادة ولكن بعناية تجنب إزالة rootlets الجمجمة التاسع والعاشر والثاني عشر. هذه الخطوة عادة ما تكشف عن مدى والذيلية نواة الوجه (السابع) و rootlets جلوسوفارينجيل ويجعل من الممكن لمحاذاة جذع الدماغ حيث يكون الوجه الاسمية المستوية إلى شفرة فيبرتوم. إجراء تعديلات صغيرة عند الاقتضاء لكفالة قدم المساواة-بلاناريتي وإجراء تخفيضات صغيرة لإزالة أنسجة غير متكافئ.
    ملاحظة: Rootlets Glossopharyngeal (تاسعا) ستكون مرئية في الحافة الجانبية للدماغ واحدة يقطع كل شريحة المتعاقبة، وهذه توفر معلما لمسافة rostro والذيلية للدوائر العصبية جذع الدماغ اللازمة لتوليد الإيقاع. على الجانب البطني من الدماغ، rootlets هيبوجلوسال (ثاني عشر) ينبغي أيضا مرئية والذيلية طفيفة في الوجه قطع عرض rootlets التاسع. ستكون معلما نهائي obex (نقطة في الدماغ البشري الذي يضيق البطين الرابع لتصبح القناة المركزية للحبل الشوكي) في وجه الظهرية جذع الدماغ. مع هذه النقاط الثلاث من مرجع مرئي، الصحيح القطع المنشأة (انظر الشكل 6A) وسيتم الحصول على شريحة نشطة إيقاعي موثوق بها.
  4. يستمر قطع روسترال إلى والذيلية rootlets التاسع بالقرب من سطح قطع وجه جذع الدماغ.
  5. الرجوع إلى الرقم 6 للمعالم والتوجه الصحيح. ضبط البارافين-لوح في المشبك فيبرتوم حيث أن زاوية ترانسيكشن القادم سوف إنشاء شكل طفيف جداً "آسفين" لقص الشريحة وقطع شرائح من حوالي 100-200 ميكرون حتى يمكن أن تكون معالم وصف يرى بوضوح (الشكل 6A).
    ملاحظة: قطع هذا آسفين طفيفا يزيد من العدد من الخلايا العصبية الحركية الثاني عشر أسر في الشريحة ويزيد من احتمال الحصول على النشاط الإيقاعي أثناء التسجيل. باستخدام المعالم الموصوفة (rootlets روسترال من حزمة العصب glossopharyngeal، rootlets من حزمة العصب هيبوجلوسال، obex) سوف تضمن أن الشريحة تحتوي على تكاثر على الأقل جزء كبير من لجنة البرنامج والميزانية (الشكل 6ب).
  6. قص شريحة 300-500 ميكرون من جذع الدماغ من هذه العلامات نيورواناتوميكال روسترال للقبض على لجنة البرنامج والميزانية، وانتقال الدوائر المرتبطة.
    ملاحظة: سيحتوي شريحة "مثالية" روتليت روسترال أكثر من حزمة روتليت هيبوجلوسال للحصول على نشاط الشهيقيه موثوق بها دون اللجوء إلى التسجيلات السطحية باستخدام شفط كهربائي عبر المكاني إيقاع-توليد/يحيل بها داخل جذع الدماغ.

5-تسجيل الإجراءات

  1. ضع الشريحة في دائرة تسجيل ونتخلل باستمرار مع قام (0.5-1.0 مل/دقيقة) واستخدام أقطاب شفط أو خارج الخلية للنشاط السكاني سجل من rootlets الثاني عشر، أو من لجنة البرنامج والميزانية، "بمنس الثاني عشر"، أو الثاني عشر موتونيورونس. للحصول على إجراءات تسجيل مفصلة، انظر المنشورات السابقة في الحبل الشوكي الدماغ الكهربية والتصحيح لقط10،11.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

الطريقة المعروضة هنا يسمح باحث المهتمة في الحصول على شرائح إيقاعي النشطة من جذع الدماغ تكاثر وموثوق بها قص شريحة قابلة للحياة وقوية تتيح تسجيل الإخراج موتور وهمية لعدة ساعات. ويمكن التقاط جميع عناصر الدارة العصبية الحد الأدنى اللازم لتوليد ويحيل بها إيقاع الشهيقيه في شريحة رقيقة باستخدام هذا الأسلوب. وتشمل هذه العناصر: preBötzinger معقدة، والخلايا العصبية بريموتور توقع للخلايا العصبية الحركية hypoglossal (بكسي MNs) والخلايا العصبية الحركية hypoglossal (MNs الثاني عشر) والعصب هيبوجلوسال rootlets. لجنة البرنامج والميزانية، وإكسيين و C4 rootlets العصب تستخدم عادة لتسجيلات إيقاع الشهيقيه، كما هو موضح في الشكل 7.

الاستخدام الناجح لهذا الإجراء سوف تنتج إعداد كتلة قابلة للاستمرار ونشط إيقاعي أون في 10-15 دقيقة، أو شريحة إيقاعي نشطة في < 30 دقيقة. بعد عزلة جذع الدماغ الشوكي كتلة أو شريحة رقيقة، 15 دقيقة للموازنة في دائرة تسجيل كافية لإنتاج إخراج السيارات وهمية. في حالة الشريحة، سوف تنتج زيادة في خارج الخلية [ك +] إلى حوالي 8-9 مم محرك العصبية قوية يمكن أن تستمر ح 24 إلى 36 في تجربة هذا المختبر. وينبغي الإعداد سوبيرفوسيد باستمرار مع كاربوجيناتيد (95% O25% CO2) وقام ساخنة (~ 27 درجة مئوية). تشريح الناجحة يتم تنفيذها بسرعة، وتجنب معسر، وتمتد، أو إتلاف العصب rootlets المستخدمة للتسجيلات. لتحقيق أفضل النتائج، يتم تنفيذ كافة الخطوات في هذا الإجراء سريعاً ويجب أن تكون حمم الأنسجة أو perfused باستمرار مع قام كاربوجيناتيد عند إجراء التشريح والأنسجة العزلة (كما هو موضح أعلاه). لتفاصيل مستفيضة تتعلق بالتشريح والأطالس جذع الدماغ دقة، الرجاء مراجعة أعمال13،روانجكيتيساكول et al.14،15 من بالانيي والزملاء. البروتوكول المعروضة هنا هو أحد الأساليب التي ثبت موثوقاً به في المختبر لمقدم البلاغ كبار وهذا التقرير يوفر طريقة رسومية، خطوة بخطوة لتوليد هذه الشرائح الاعتماد فقط على السطح معالم مرئية في الدماغ أو داخل جذع الدماغ بالتفصيل هنا.

Figure 1
الشكل 1 : الأولى تشريح لاستخراج النخاع الشوكي الدماغ. (أ) ألجرو أنيسثيتيزيد المثبتة للتشريح. تشير الخطوط المتقطعة إلى شق المبادئ التوجيهية لشق السهمي في الجلد وعرضية تخفيضات والذيلية للعيون وتحت الحجاب الحاجز. (ب) دليل لإزالة الجلد والأمامية من الحيوان. (ج) الجانب الظهرية من القوارض البشرة. تشير الخطوط المتقطعة إلى شق المبادئ التوجيهية للجمجمة-رفرف التعرض "المحارة". الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 2
الشكل 2 : مراحل الصفيحة الظهرية. تشير الخطوط المتقطعة (A) إلى شق المبادئ التوجيهية لإزالة في المخ. (ب) النتيجة بعد إزالة الأنسجة. تشير الخطوط المتقطعة إلى شق المبادئ التوجيهية للصفيحة الظهرية. (ج) يتعرض الدماغ الشوكي الحبل عقب الصفيحة الظهرية. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 3
الشكل 3 : المراحل الأولى من التشريح البطني. (أ) الجانب البطني من القوارض البشرة مع forebrain مقطوعة وبطنه. تشير الخطوط المتقطعة إلى شق مبادئ توجيهية لإزالة عملية إكسيفويد وفتح القفص الصدري لإزالة الأجهزة تجويف البطن والصدر في وقت لاحق. (ب) أجهزة تجويف البطن والصدر إزالتها. (ج) هياكل المكنسية إزالتها. تشير الخطوط المتقطعة إلى شق المبادئ التوجيهية لإزالة الحنك الصلب. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 4
الشكل 4 : مراحل الاستئصال البطني. الحنك الصلب (A) وتبقى أجزاء الجمجمة إزالتها. وتشير المبادئ التوجيهية شق كيفية إزالة باقي الأنسجة المحيطة بالحبل الشوكي الدماغ. (ب) أول عنق الرحم فقرة (C1) مكشوف. (ج) مظاهرة في رفع C1 وصنع قطع عرضية للجسم العمود الفقري لإزالته. الأعصاب يتم بعناية قطع تدفق إلى الجهة الظهرية من الجسم الفقري قبل إزالته. هذه هي الخطوة الأكثر أهمية في التشريح. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم- 

Figure 5
الشكل 5 : إعداد الحبل الشوكي الدماغ لتقطيع. (أ) C1-C3 إزالتها من الحبل الشوكي. وتشير المبادئ التوجيهية شق مكان قطع الحبل الشوكي الدماغ من الحبل الشوكي والذيلية. (ب) الجانب البطني للدماغ الشوكي مع الأعصاب المسمى rootlets. وتشير المبادئ التوجيهية شق ترانسيكشن الموصى بها أو تبقى هياكل روسترال في بونتو النخاع قبل التسجيل من منطقة الحبل الشوكي جذع الدماغ. لوح البرافين (ج) الإعداد لتقطيع على فيبرتوم. وتشمل منطقة تشريح الأنسجة بين الأعصاب القحفية التاسع والثاني عشر. لا تضع دبابيس صغيرة في منطقة تشريح. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم- 

Figure 6
الرقم 6 : المعالم المستخدمة للحصول على شرائح مع نواة موتور هيبوجلوسال سليمة ومجمع PreBötzinger- (أ) عرض عرضية من الحبل الشوكي الدماغ بعد قص الأولية قد أحرز روسترال إلى rootlets جلوسوفارينجيل (IX). المبدأ التوجيهي شق يشير إلى مستوى ترانسيكتيون والذيلية فقط إلى rootlets (ثاني عشر) هيبوجلوسال. (ب) التوجه لكتلة البارافين إلى شفرة قبل قطع شريحة تحتوي على لجنة البرنامج والميزانية ونواة موتور هيبوجلوسال. إنشاء قطع شكل المنحرف "آسفين" يزيد من احتمال التقاط ما يكفي من الخلايا العصبية الشهيقيه في الشريحة للحصول على النشاط الإيقاعي أثناء التسجيل. وسوف تشمل الاسفين لجنة البرنامج والميزانية، والخلايا العصبية بريموتور هيبوجلوسال، والخلايا العصبية الحركية هيبوجلوسال، التي توفر مجتمعة الدوائر اللازمة أحيل الإيقاعي بالسيارة، وفهرس رهيثموجينيسيس الجهاز التنفسي. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 7
الشكل 7 : تسجيلات الممثل من استعدادات الكتلة أو شريحة en- (أ) تتبع متكاملة من روتليت الثاني عشر. (ب) تتبع المتكاملة من لجنة البرنامج والميزانية. استخدام إعداد كتلة أون سيتطلب تسجيل من لجنة البرنامج والميزانية المشبك تصحيح أعمى. (ج) تتبع متكاملة من روتليت الأعصاب C4. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

تكييف البروتوكول المقدمة هنا إلى كتلة en أو شريحة سير العمل مفيد للمختبرات والدراسات التي تود أن تستخدم أما جذع الدماغ الشوكي كتلة و/أو رقيقة شريحة الأعمال التحضيرية للتسجيلات الكهربية. طريقة التشريح وشريحة عرض، جنبا إلى جنب مع الأساليب التي ذكرت سابقا قبل الآخرين17،،من1819، سيتيح إعداد استنساخه من أنسجة قوية وقابلة للتطبيق التي قابلة للتكيف على نطاق واسع لمجموعة من تجارب باستخدام hindbrain القوارض أو الحبل الشوكي. تشريح المقدمة هي مفصلة للغاية ويشمل الصفيحة الظهرية والبطني، فضلا عن تفاصيل مستفيضة فيما يتعلق باتجاه الحبل الشوكي الدماغ عندما تستعد لقطع شرائح. يسمح البروتوكول التشريح وشريحة التفصيلية المقدمة الباحث تشمل جميع الدوائر اللازمة لتوليد ونقل إيقاع الشهيقيه. وتشمل العصبية السكان/الهياكل الرئيسية التي يمكن الحصول عليها باستخدام هذا الأسلوب: الخلايا العصبية بريموتور هيبوجلوسال ونواة موتور هيبوجلوسال preBötzinger المعقدة. علما بأن مناطق الدماغ التي تحتوي على مجسات2 CO المركزية أو الزفير المدرة لإيقاع الدوائر (شبكة مواضيعية إقليمية/فرج) غير مضمنة في الإعداد مفصلة هنا20،21. بمجرد إعداد الكتلة en أو شريحة قد حصل، يمكن الحصول على النشاط الإيقاعي باستخدام أقطاب شفط أو أقطاب سطحية أو أساليب تسجيل خلية واحدة مثل وحدة خارج الخلية أو التصحيح لقط أساليب3،10 ،11.

والهدف من هذا البروتوكول توفير طريقة واضحة وسهلة لمتابعة لتوليد إعداد حبل الشوكي الدماغ أو شريحة رقيقة، إيقاعي نشطة. هذا البروتوكول ينبغي أن تكون ذات قيمة للباحثين ذوي الخبرة والجديدة على حد سواء المهتمة في إدماج الإيقاعي جذع الدماغ/شريحة الأعمال التحضيرية في عتاد، كما أن هناك العديد من الخطوات الحاسمة بالتفصيل ضمن الإجراءات التي تسهل القبض على شرائح إيقاعي نشطة قوية، واستنساخه، وتدوم طويلاً.

متى أصبحت مريحة مع تحديد المعالم التشريحية والمهارات اللازمة لتشريح الباحث، سيزيد من سرعة التشريح، والإجراءات التي يمكن أن يكون الأمثل لكل محقق الفردية. كان يدرس البروتوكول بالتفصيل هنا لصاحب البلاغ كبار (CGW) أثناء عمله بعد الدكتوراه مع جيفري سميث، المنشئ ل إعداد شريحة الدماغ الإيقاعي3. لضمان النشاط الإيقاعي والسلامة في كل من شرائح واون التحضير الكتلة، ينبغي الانتهاء من جميع الإجراءات لإنشاء شريحة داخل حوالي 30 دقيقة من بداية الإجراء إلى شريحة في دائرة تسجيل. مع التروية المستمرة، هناك سوى تأثير ضئيل جداً على بقاء الأنسجة ولكن تقليل الوقت لتشريح يسمح لتسجيل أطول والحصول على البيانات. الدراسات التنفسية، شريحة رقيقة مثل حوالي 280 ميكرومتر سميكة3 سيكون النشاط الشهيقيه الإيقاعي، وقوية، ولكن قد تتراوح شرائح يصل إلى 550 ميكرون17،،،من1819،22. ممارسة الحذر مطلوب لتطوير المهارات اللازمة للقيام بهذا الإجراء، وتقليل التفاوت في سمك وموقف روسترال والذيلية لكل شريحة. إدراج أو استبعاد فئات معينة من السكان خلية سوف تؤثر نوعية ومتانة النشاط الإيقاعي التي تم الحصول عليها في وقت لاحق تسجيل نويات كل من ضادات والمثبطة في الدماغ يمكن أن تؤثر "نوعية" للايقاع المسجلة من شريحة 3.

أخيرا، من المهم أيضا أن قام مستعدة تماما وفقا للبروتوكول، وهو مستوى الرقم الهيدروجيني موحدة20ودرجة الحرارة والأوكسجين. لن تكون نشطة إيقاعي وصول الأعمال التحضيرية وسوف تؤثر على البيانات جمع21.

وهناك العديد من الخطوات الرئيسية في الإجراء التي تيسر التقاط محقق الإعداد قابلة للاستمرار وايقاعي النشطة. خلال الاستئصال البطني، المساس القفص الصدري الظهرية يسمح ضغط إضافي، ويوفر المزيد من الأنسجة لتأمين إعداد أثناء إجراء عزل الحبل الشوكي الدماغ حساسة نسبيا من العمود الفقري. يمكن إهماله تشريح تسمح الخطوات مفصلة هنا المحقق لسهولة إنتاج أون الاستعدادات الكتلة أو شرائح رقيقة حتى، بالضرورة، خطوات إضافية مفصلة أن الحصول على مجرد شريحة رقيقة. نصائح مفيدة أخرى تشمل، أثناء إجراء الاستئصال البطني، من المهم للحصول أحكام قبضتهم على جسم العمود الفقري لرفعه إلى أعلى بينما قطع rootlets الأعصاب. حالما تم تشريح النخاع الشوكي الدماغ واستخراجها، ويجب أن تشريح الأم الجافية والمفرج المتبقية الخروج من سطح الأنسجة العصبية. الأوعية الدموية ودورا صعبة ويمكن منع بليد فيبرتوم من قطع شريحة نظيفة. تشريح لدورا ليس حيويا لإعداد الكتلة أون، ولكن يوصي بتحسين الربط الكهربائي العصب شفط. وأخيراً، الممارسة دقيق ومنهجي في استخدام فيبرتوم أمر ضروري لقطع شريحة نظيفة واستنساخه. يوفر هذا البروتوكول قائمة شاملة للغاية للحصول على خطوات تفصيلية للتشريح والإجراءات المشتركة. يتم التركيز هنا تقديم قائمة مفصلة خطوة بخطوة لمحقق لاستخدامها كأداة تدريبية مؤسسة موثوق بها ومن خلالها يمكن تعديل الإجراءات المختبرية حسب الحاجة.

ككل، تمثل هذه المنهجية ثلاثين سنة تطور أساليب الكهربية في المختبر. نطاق هذه الورقة تركز على التوحيد كتلة وشريحة الحبل الشوكي الدماغ التسجيلات التي يتم استخدامها عادة لدراسة النشاط الشهيقيه في الجرذان والفئران P0 P522. ومع ذلك، يمكن استخدام هذا عملية تشريح عبر مجموعة من الأحجام الحيوانية والإعمار والأنواع لمجموعة متنوعة من الدراسات، بما في ذلك E18 الفئران/الفئران والجرذان حديثي الولادة والفئران (0 إلى 6 أيام بعد الولادة)، والفئران الكبار. الدراسات المستقبلية قد تستخدم الأساليب التي قدمت إلى تبسيط البروتوكولات عبر الأنواع والإعمار، والسماح للدراسات استجواب الآليات في توليد إيقاع أو العملية الفسيولوجية الأخرى عبر الأنواع والإعمار. وفي نهاية المطاف، تغيير التوجه، أو سمك، أو الموقع من الشريحة أو كتلة ستؤثر إعداد النشاط الإيقاعي23. الأدب واسعة النطاق وقد صدرت في الماضي فيما يتعلق بالسكان العصبية استولت عليها إجراءات شريحة وهناك الفئران ستيريوتاكسيك والأطالس الماوس لتوفير المزيد من التفاصيل فيما يتعلق بالدوائر العصبية وناقش هنا24، ،من 2526. وتنص هذه الإجراءات المعروضة هنا تفاصيل مستفيضة مع الرسوم التوضيحية واضحة تسمح محقق جديدة لتعلم كيفية قطع شرائح الإيقاعي من معالم العيان تحت مختبر تشريح نطاق.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

Acknowledgments

S.B.P هو أحد المستلمين من "زمالة البحوث الجامعية الصيفية جامعة لوما ليندا".

Materials

Name Company Catalog Number Comments
NaCl Fisher Scientific S271-500
KCl Sigma Aldrich P5405-1KG
NaHCO3 Fisher Scientific BP328-1
NaH2PO4 •H2O Sigma Aldrch S9638-25G
CaCl2•2H2O Sigma Aldrich C7902-500G
MgSO4•7H2O Sigma Aldrich M7774-500G
D-Glucose Sigma Aldrich G8270-1KG
Cold-Light source Halogen lamp 150 W AmScope H2L50-AY
Dissection Microscope Leica M-60
Vibratome 1000 Plus Vibratome W3 69-0353
Magnetic Base Kanetic MB-B-DG6C
Isoflurane, USP Patterson Veterinary NDC 14043-704-06
Sword Classic Double Edge Blades Wilkinson 97573
Histoclear Sigma-Aldrich H2779
Dumont #5 Fine Forceps Fine Science Tools 11254-20
Dumont #5/45 Forcep Fine Science Tools 11251-35
Scalpel Blades #10 Fine Science Tools 10010-00
Scalpel Handel #3 Fine Science Tools 10003-12
Spring Scissors Straight  Fine Science Tools 15024-10
Narrow Pattern Forcep Serrated/straight Fine Science Tools 11002-12
Castroviejo Micro Dissecting Spring Scissors; Straight Roboz RS-5650
Vannas Scissors 3" Curved Roboz RS-5621
Insect pins, 0 Fine Science Tools/8840604 26000-35 
Insect pins, 0, SS Fine Science Tools 26001-35
Insect pins, 00 Fine Science Tools 26000-30
Insect pins, 00, SS Fine Science Tools 26001-30
Insect pins, 000 Fine Science Tools 26000-25
Insect pins, 000, SS Fine Science Tools 26001-25
Minutien pins, 0.10 mm Fine Science Tools 26002-10
Minutien pins, 0.15 mm Fine Science Tools 26002-15
Minutien pins, 0.2 mm Fine Science Tools 26002-20
Fisher Tissue prep Parafin  fisher T56-5
Graphite  fisher  G67-500
Delrin Plastic  Grainger 3HMT2
18 Gauge Hypodermic Needle BD 305195

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hilaire, G., Duron, B. Maturation of the Mammalian Respiratory System. Physiological Reviews. 79, 325-360 (1999).
  2. Pinkerton, K. E., Joad, J. P. The Mammalian Respiratory System and Critical Windows of Exposure for Children's Health. Environmental Health Perspectives. 108, 6 (2000).
  3. Smith, J. C., Ellenberger, H. H., Ballanyi, K., Richter, D. W., Feldman, J. L. Pre-Bötzinger complex: a brainstem region that may generate respiratory rhythm in mammals. Science. 254, 726-729 (1991).
  4. Smith, J. C., et al. Respiratory rhythm generation in neonatal and adult mammals: the hybrid pacemaker-network model. Respiration Physiology. 122, 131-147 (2000).
  5. Ramirez, J. M., Schwarzacher, S. W., Pierrefiche, O., Olivera, B. M., Richter, D. W. Selective lesioning of the cat pre-Bötzinger complex in vivo eliminates breathing but not gasping. The Journal of Physiology. 507, 895-907 (2004).
  6. Butera, R. J., Rinzel, J., Smith, J. C. Models of Respiratory Rhythm Generation in the pre-Bötzinger Complex: II. Populations of Coupled Pacemaker Neurons. Journal of Neurophysiology. 82, 398-415 (1999).
  7. Suzue, T. Respiratory rhythm generation in the in vitro brain stem-spinal cord preparation of the neonatal rat. Journal of Physiology (London). 354, 173-183 (1984).
  8. Feldman, J. L., Del Negro, C. A., Gray, P. A. Understanding the rhythm of breathing: so near, yet so far. Annual Review of Physiology. 75, 423-452 (2013).
  9. Rekling, J. C., Shao, X. M., Feldman, J. L. Electrical Coupling and Excitatory Synaptic Transmission between Rhythmogenic Respiratory Neurons in the PreBötzinger Complex. Journal of Neuroscience. 20, 113 (2000).
  10. Rousseau, J. -P., Caravagna, C. Electrophysiology on Isolated Brainstem-spinal Cord Preparations from Newborn Rodents Allows Neural Respiratory Network Output Recording. Journal of Visualized Experiments. e53071 (2015).
  11. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices. Journal of Visualized Experiments. (112), e54024 (2016).
  12. Koizumi, H., et al. Functional Imaging, Spatial Reconstruction, and Biophysical Analysis of a Respiratory Motor Circuit Isolated In Vitro. Journal of Neuroscience. 28, 2353-2365 (2008).
  13. Danneman, P., Mandrell, T. Evaluation of five agents/methods for anesthesia of neonatal rats. Laboratory Animal Science. 47, 386-395 (1997).
  14. Umezawa, N., et al. Orexin-B antagonized respiratory depression induced by sevoflurane, propofol, and remifentanil in isolated brainstem-spinal cords of neonatal rats. Respiratory Physiology & Neurobiology. 205, 61-65 (2015).
  15. Bierman, A. M., Tankersley, C. G., Wilson, C. G., Chavez-Valdez, R., Gauda, E. B. Perinatal hyperoxic exposure reconfigures the central respiratory network contributing to intolerance to anoxia in newborn rat pups. Journal of Applied Physiology. 116, 47-53 (2014).
  16. Formenti, A., Zocchi, L. Error signals as powerful stimuli for the operant conditioning-like process of the fictive respiratory output in a brainstem-spinal cord preparation from rats. Behavioural Brain Research. 272, 8-15 (2014).
  17. Negro, C. A. D., et al. Sodium and Calcium Current-Mediated Pacemaker Neurons and Respiratory Rhythm Generation. Journal of Neuroscience. 25, 446-453 (2005).
  18. Johnson, S. M., Koshiya, N., Smith, J. C. Isolation of the Kernel for Respiratory Rhythm Generation in a Novel Preparation: The Pre-Bötzinger Complex "Island". Journal of Neurophysiology. 85, 1772-1776 (2001).
  19. Funk, G. D., et al. Functional respiratory rhythm generating networks in neonatal mice lacking NMDAR1 gene. Journal of Neurophysiology. 78, 1414-1420 (1997).
  20. Campos, M., Bravo, E., Eugenín, J. Respiratory dysfunctions induced by prenatal nicotine exposure. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 36, 1205-1217 (2009).
  21. Ballanyi, K., Volker, A., Richter, D. W. Anoxia induced functional inactivation of neonatal respiratory neurones in vitro. NeuroReport. 6, 165-168 (1994).
  22. Ruangkittisakul, A., et al. High Sensitivity to Neuromodulator-Activated Signaling Pathways at Physiological [K+] of Confocally Imaged Respiratory Center Neurons in On-Line-Calibrated Newborn Rat Brainstem Slices. Journal of Neuroscience. 26, 11870-11880 (2006).
  23. Rybak, I. A., et al. Modeling the ponto-medullary respiratory network. Respiratory Physiology & Neurobiology. 143, 307-319 (2004).
  24. Ruangkittisakul, A., Kottick, A., Picardo, M. C. D., Ballanyi, K., Del Negro, C. A. Identification of the pre-Bötzinger complex inspiratory center in calibrated 'sandwich' slices from newborn mice with fluorescent Dbx1 interneurons. Physiological Reports. 2, (2014).
  25. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. Academic Press, Inc. (1997).
  26. Franklin, K. B. J., Paxinos, G. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. Academic Press, Inc. (2008).
إعداد نشط إيقاعي في الحبل الشوكي الدماغ القوارض الولدان المختبر وشريحة رقيقة
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Palahnuk, S. B., Abdala, J. A., Gospodarev, V. V., Wilson, C. G. Preparation of Rhythmically-active In Vitro Neonatal Rodent Brainstem-spinal Cord and Thin Slice. J. Vis. Exp. (145), e58870, doi:10.3791/58870 (2019).More

Palahnuk, S. B., Abdala, J. A., Gospodarev, V. V., Wilson, C. G. Preparation of Rhythmically-active In Vitro Neonatal Rodent Brainstem-spinal Cord and Thin Slice. J. Vis. Exp. (145), e58870, doi:10.3791/58870 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter