기본 Murine 골격 근육 Microvascular 내 피 세포의 고립
Summary
Microvascular 내 피 세포 골격 근육 (MMEC)의 근육 모세 혈관의 안 벽을 형성 하 고 둘 다 조절 근육 조직과 혈액 사이 (면역) 세포의 마이그레이션 및 체액/분자의 교환. 기본 murine MMEC의 격리, 여기에 설명 된 대로 “myovascular 단위”의 종합 체 외 조사 수 있습니다.
Abstract
골격 근육의 모세 혈관 (근육 microvascular 내 피 세포, MMEC)의 내 피 세포 혈 류 감염에 대 한 면역 반응 뿐만 아니라 체액과 영양분의 교류를 통제 하는 골격 근육 사이 장벽을 구축합니다 면역 세포 이동 제어 하 여 대리인입니다. 이러한 기능에 대 한 MMEC 형성 기능 “myovascular 단위” (MVU), 더 세포 유형, 섬유 아 세포, pericytes 및 골격 근육 세포 등으로. 따라서, MMEC 및 MVU는의 역 기능 다양 한 myopathies에 기여 한다. 그러나, 건강과 질병에 있는 MMEC의 규제 메커니즘 충분 이해 남아 있고 그들의 설명 앞 myopathies에 대 한 좀 더 구체적인 치료. 분리와 기본 MMEC 함수는 MVU의 맥락에서의 심층 조사 이러한 프로세스의 더 나은 이해를 용이 하 게 수 있습니다.
이 문서는 골격 근육의 기본 murine MMEC 정화 및 문화 유지 보수 단계를 포함 하 여 기계 및 효소 분리 하 여 격리 프로토콜을 제공 합니다.
Introduction
혈 류를 통해 , 세포와 장기 산소, 기판 및 다른 필요한 분자와 함께 제공 됩니다. 이 교환 모 세관, 작은 혈관에서에서 일어난다. 모 세관 내부 내 피 세포 (EC) 층이 누구의 무결성 유지 혈관 내 고 중간 공간 사이의 근육 항상성의 성공적인 규제에 조건 형성 된다. 수용 성 요소와 세포의 선택적 전환할 수 있도록, EC 꽉 연결 되어 단층 및 외화 접속점 1을 구성 합니다. 영양소 또는 대사 제품에 대 한 장벽으로 서의 역할 외 EC 염증 과정에서 백혈구의 채용을 통제 한다. 염증이 나 조직 손상 접착 분자의 최대 규정 EC 표면에 발산 촉진 백혈구 첨부 파일 및 대상 조직 2로 환생의 생산 리드. 따라서, EC 비판적으로 병원 체 또는 조직 복구에 대 한 방어와 같은 염증 성 프로세스의 규칙에서 포함 된다.
EC의 장애는 직접 관련 혈관 질환, 만성 신부전, 정 맥 혈전 증 심한 병원 체 감염 된. 또한, EC는 거의 항상 당뇨병 mellitus 또는 다 발성 경화 증 3같은 기관 특정 면역에 관여 하 고. 혈 류 및 기관 사이의 장벽 기능 따라서 다른 종류의 공동된 작용에 의해 제어 됩니다. 골격 근육 microvascular 내 피 세포 (MMEC) 근육 세포와 섬유 아 세포와 pericytes 형성 기능 단위, “myovascular 단위” (MVU). 따라서,는 MVU의 부전 myopathies의 이상에서 중요 한 역할을 재생할 수 있습니다. 그러나, 이러한 규제 메커니즘에 대 한 깊은 이해는 여전히 누락 이며 현재 myopathies에 새로운, 긴급 하 게 필요한, 치료 대상의 식별을 방해.
복잡 한 생리 적 및 병 태 생리 기계 장치를 조사, 동물 모델은 일반적으로 사용 됩니다. 그러나, 생체 외에서 모델 제외 혼동 요인의 다양 한 관심 주제에 초점을 이점을 제공 합니다. 프로세스를 조사 하기 위해 생체 외에서 그것은 순수 하 고 가능한 1 차 셀을 분리 하는 데 필요한입니다. 셀 라인, 달리 1 차 셀 유전자 변형 동물에서 분리 가능 유전 수정은 체 외의 결과 조사
여기, 뒤에 자석 활성화 된 셀 정렬 기법 (MCS) 정화 기계 및 효소 분리를 사용 하 여 기본 murine MMEC를 분리 하는 방법을 설명 합니다. 이 목적을 위해 특정 표면 표식에 대 한 자석 구슬 사용 됩니다. 혈소판 내 피 성장 세포 접착 분자-1 (PECAM1, CD31)은 주로 EC에 표현 하 고이 셀 종류를 풍부 하 게 사용할 수 있습니다. 높은 셀 순도 보증 하기 위하여 원래 조 혈 모 세포 (PTPRC, CD45) 단백질 티로신 인산 가수분해 효소 수용 체 유형 C에 대 한 부정적인 선택에 의해 제외 됩니다. 또한, 품질 컨트롤, 기본 murine MMEC, 잠재적인 응용 프로그램 제한 뿐만 아니라 특별 한 고려의 재배 되 게 됩니다.
Protocol
Representative Results
Discussion
Microvascular 내 피 세포는 모든 조직에 장벽 기능과 관련된 장기 3의 질병에 그들의 기능 장애 결과 제공합니다. 또한, microvascular EC의 기관 특정 연구 새로운 치료 전략에 대 한 방법을 포장 수 있습니다. 따라서, microvascular EC 기능 생리 및 병 태 생리 조건 하에서 깊은 이해 큰 과학적인 관심입니다. 백혈구/endothelium 상호 작용의 모듈레이션 natalizumab, 림프 구 접착을 방지 하는 항 체?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 작품으로는 “다른 Kröner-Fresenius-재단”을 지원 했다 (2018_A03 TR), “혁신적인 Medizinische Forschung (IMF) Münster” (나-RU211811 TR에)와 독일 연구 재단 (DFG, INST 2105/27-1, 나 3283/5-1, 그리고 나 3283/6-1 SGM). 일러스트 이미지가 케 블 룸에서 제공 합니다.
Materials
| 0,25% Trypsin-EDTA | Thermo Fisher | 25200-056 | ready to use |
| ACK buffer | 150 mM NH4Cl, 10 mM KHCO3, 0.1 mM EDTA in water at a pH of 7.3 | ||
| Anti-mouse CD31-FITC (clone MEC13.3) | Biolegend | 102506 | Isotype control: FITC Rat IgG2a, κ Isotype Ctrl |
| Anti-mouse CD45-PE (clone 30-F11) | Biolegend | 103106 | Isotype control: PE Rat IgG2b, κ Isotype Ctrl |
| bFGF | Peprotech | 100-18B | Basic fibroblast growth factor |
| BSA | Sigma Aldrich | A4503 | |
| CD31 MicroBeads mouse | Miltenyi Biotec | 130-097-418 | |
| CD45 MicroBeads mouse | Miltenyi Biotec | 130-052-301 | |
| Collagenase-Dispase | Roche | 10269638001 | Collagenase from V. alginolyticus, Dispase from B. polymyxa |
| Corning Costar TC-Treated Multiple 6-Well Plates | Corning | 3516 | |
| Cy3-conjugated anti-rat IgG antibody | dianova | 712-166-153 | |
| DAPI (ProLong Gold antifade reagent with DAPI) | Thermo Fisher | P36935 | |
| Desoxyribonuclease | Sigma Aldrich | D4513 | Deoxyribonuclease I from bovine pancreas |
| Diethylpyrocarbonat treated water | Thermo Fisher | AM9916 | |
| DMEM, containing Glutamin Supplement and pyruvate | Thermo Fisher | 31966-021 | warm up to 37 °C before use |
| dNTP Mix (10 mM) | Thermo Fisher | R0192 | 1 mL |
| EDTA | Sigma Aldrich | E5134 | |
| FACS tubes | Sarstedt | 551,579 | |
| Falcon 70 μm Cell Strainer | Corning | 352350 | |
| FC buffer | 0.1% BSA, 0.2% NaN3, 2 mM EDTA | ||
| Fetal calf serum | Sigma Aldrich | F6178 | Fetal calf serum |
| Fixable Viability Dye eFluor780 | Thermo Fisher | 65-0865-14 | |
| Forceps (serrated, straight, 12 cm) | Fine Science Tools | 11002-12 | |
| Forceps (serrated, straight, 12 cm) | Fine Science Tools | 11009-13 | |
| Insulin syringe 100 Solo 1ml (Omnifix) | Braun | 9161708V | |
| large magnetiv columns (LS columns) | Miltenyi Biotec | 130-042-401 | for CD45-MACS-step |
| MCS buffer | 0.5% BSA, 2 mM EDTA in PBS at a pH of 7.2 | ||
| Medium magnetic column (MS column) | Miltenyi Biotec | 130-042-201 | for CD31-MACS-step |
| Nuclease free water | Thermo Fisher | R0581 | |
| PBS | Sigma Aldrich | Phosphate buffered saline, ready to use | |
| PCR buffer (5x) | Thermo Fisher | EP0742 | in a kit with the reverse transcriptase |
| Pecam1 rat α-mouse | SantaCruz | Sc-52713 | 100 µg/mL |
| Penicillin-Streptomycin | Sigma Aldrich | P4333 | |
| primary murine muscle cells | celprogen | 66066-01 | |
| Primer Cdh15 (M-Cadherin) | Thermo Fisher | Mm00483191_m1 | FAM labeled |
| Primer Cldn5 (claudin-5) | Thermo Fisher | Mm00727012_s1 | FAM labeled |
| Primer Ocln (occludin) | Thermo Fisher | Mm00500912_m1 | FAM labeled |
| Primer Pax-7 | Thermo Fisher | Mm01354484_m1 | FAM labeled |
| Primer Tjp-1 (Zonula occludens 1) | Thermo Fisher | Mm00493699_m1 | FAM labeled |
| Primer 18s rRNA (Eukaryotic endogenous control) | Thermo Fisher | 4310893E | VIC labeled |
| qPCR buffer (Maxima Probe/ROX qPCR Master Mix (2X) | Thermo Fisher | K0231 | 2 x 1,25 mL; for 200 reactions each |
| Random mixture of single-stranded primer | Thermo Fisher | SO142 | Random Hexamer Primer |
| Reverse Transcriptase (200 U/μL) + PCR buffer (5x) | Thermo Fisher | EP0742 | |
| Rnase Inhibitor (40 U/μL) | Thermo Fisher | EO0381 | |
| Scissor (cutting edge 23 mm, sharp/sharp) ) | Fine Science Tools | 14088-10 | |
| Scissor (cutting edge 42 mm, sharp/blunt) | Fine Science Tools | 14001-13 | |
| Speed Coating solution | PeloBiotech | PB-LU-000-0002-00 |
References
- Rodrigues, S. F., Granger, D. N. Blood cells and endothelial barrier function. Tissue Barriers. 3 (1-2), e978720 (2015).
- Michiels, C. Endothelial cell functions. Journal of Cellular Physiology. 196 (3), 430-443 (2003).
- Pierce, R. W., Giuliano, J. S., Pober, J. S. Endothelial cell function and dysfunction in critically ill children. Pediatrics. 140 (1), (2017).
- Nasdala, I., Wolburg-Buchholz, K., Wolburg, H., et al. A transmembrane tight junction protein selectively expressed on endothelial cells and platelets. Journal of Biological Chemistry. 277 (18), 16294-16303 (2002).
- Sano, H., Sano, Y., Ishiguchi, E., et al. Establishment of a new conditionally immortalized human skeletal muscle microvascular endothelial cell line. Journal of Cellular Physiology. 232 (12), 3286-3295 (2017).
- Kappos, L., Bates, D., Edan, G., et al. Natalizumab treatment for multiple sclerosis: Updated recommendations for patient selection and monitoring. Lancet Neurology. 10 (8), 745-758 (2011).
- Birbrair, A., Zhang, T., Wang, Z. M., et al. Skeletal muscle pericyte subtypes differ in their differentiation potential. Stem Cell Research. 10 (1), 67-84 (2013).
- Ruck, T., Bittner, S., Epping, L., Herrmann, A. M., Meuth, S. G. Isolation of primary murine brain microvascular endothelial cells. Journal of Visualized Experiments. (93), e52204 (2014).
- Hwang, I., An, B. S., Yang, H., Kang, H. S., Jung, E. M., Jeung, E. B. Tissue-specific expression of occludin, zona occludens-1, and junction adhesion molecule A in the duodenum, ileum, colon, kidney, liver, lung, brain, and skeletal muscle of C57BL mice. Journal of Physiology and Pharmacology. 64 (1), 11-18 (2013).
- Frye, C. A., Patrick, C. W. Isolation and culture of rat microvascular endothelial cells. In Vitro Cellular & Developmental Biology – Animal. 38 (4), 208-212 (2002).
- Le, G. Y., Essackjee, H. C., Ballard, H. J. Intracellular adenosine formation and release by freshly-isolated vascular endothelial cells from rat skeletal muscle: Effects of hypoxia and/or acidosis. Biochemical and Biophysical Research Communications. 450 (1), 93-98 (2014).
- Cheung, K. C., Marelli-Berg, F. M. Isolation of microvascular endothelial cells. Bio-protocol. 8 (12), (2018).
- Ieronimakis, N., Balasundaram, G., Reyes, M. Direct isolation, culture and transplant of mouse skeletal muscle derived endothelial cells with angiogenic potential. PLoS One. 3 (3), e0001753 (2008).
- Pham, M. T., Pollock, K. M., Rose, M. D., et al. Generation of human vascularized brain organoids. Neuroreport. 29 (7), 588-593 (2018).
