Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Preklinisch model van de achterste ledematen ischemie bij diabetische konijnen

Published: June 2, 2019 doi: 10.3791/58964
Automatic Translation
1, 2, 3, 2, 1, 2,4, 1,5,6,7
1Department of Biomedical Engineering, University of Texas at Austin, 2Division of Cardiology, University of Texas McGovern Medical School, 3Center for Laboratory Animal Medicine and Care, UT Health Science Center at Houston, 4Memorial Herman Heart and Vascular Center, Texas Medical Center, 5Institute for Cellular and Molecular Biology, University of Texas at Austin, 6The Institute for Computational Engineering and Sciences, University of Texas at Austin, 7Institute for Biomaterials, Drug Delivery and Regenerative Medicine, University of Texas at Austin

Summary

Wij beschrijven een chirurgische procedure die wordt gebruikt om perifere ischemie in konijnen met hyperlipidemie en diabetes te veroorzaken. Deze operatie fungeert als een preklinisch model voor aandoeningen ervaren in perifeer vaatlijden bij patiënten. Angiografie wordt ook beschreven als een middel om de omvang van de geïntroduceerde ischemie en het herstel van de doorbloeding te meten.

Abstract

Perifere vasculaire aandoeningen is een wijdverbreid klinisch probleem dat miljoenen patiënten wereldwijd treft. Een belangrijk gevolg van perifere vasculaire ziekte is de ontwikkeling van ischemie. In ernstige gevallen, kunnen de patiënten kritieke lidmaat ischemie ontwikkelen waarin zij constante pijn en een verhoogd risico van lidmaat amputatie ervaren. Huidige therapieën voor perifere ischemie omvatten bypass operatie of percutane interventies zoals angioplastie met Stenting of atherectomie om de bloedstroom te herstellen. Echter, deze behandelingen vaak niet aan de voortdurende progressie van vasculaire aandoeningen of restenose of zijn gecontra-indiceerd als gevolg van de algehele slechte gezondheid van de patiënt. Een veelbelovende potentiële benadering om perifere ischemie te behandelen impliceert de inductie van therapeutische neovascularisatie om de patiënt toe te staan om collaterale vasculatuur te ontwikkelen. Dit nieuw gevormde netwerk vermindert perifere ischemie door het herstel van de bloeding naar het getroffen gebied. De meest gebruikte preklinisch model voor perifere ischemie maakt gebruik van de oprichting van achterste ledematen ischemie bij gezonde konijnen door femorale slagader afbinding. In het verleden, echter, is er een sterke discrepantie tussen het succes van preklinische studies en het falen van klinische proeven betreffende behandelingen voor perifere ischemie geweest. Gezonde dieren hebben meestal robuuste vasculaire regeneratie in reactie op chirurgisch geïnduceerde ischemie, in tegenstelling tot de verminderde vasculaire en regeneratie bij patiënten met chronische perifere ischemie. Hier, beschrijven wij een geoptimaliseerd dierlijk model voor perifere ischemie in konijnen die hyperlipidemie en diabetes omvat. Dit model heeft een verminderde collaterale vorming en bloeddruk herstel in vergelijking met een model met een hoger cholesterol dieet. Aldus, kan het model betere correlatie met menselijke patiënten met gecompromitteerde bloedvat van de gemeenschappelijke co-morbiditeit verstrekken die perifere vasculaire ziekte begeleiden.

Introduction

Perifere arteriële ziekte (PAD) is een gemeenschappelijke bloedsomloop aandoening waarbij de progressie van atherosclerotische plaquevorming leidt tot een vernauwing van de bloedvaten in de ledematen van het lichaam. De recente toename van de risicofactoren voor atherosclerose, met inbegrip van diabetes, obesitas en inactiviteit, heeft geleid tot een toenemende prevalentie van vasculaire ziekte1. Momenteel wordt geschat dat 12%-20% van de algemene bevolking van meer dan 60 jaar oud heeft perifere arteriële ziekte2. Een belangrijk gevolg van perifere arteriële ziekte is de ontwikkeling van perifere ischemie, meestal gevonden in de onderste ledematen. In ernstige gevallen kunnen patiënten ontwikkelen kritische ledemaat ischemie, een toestand waarin er sprake is van constante pijn als gevolg van een gebrek aan bloedtoevoer. Patiënten met een kritische ledemaat ischemie hebben een 50% waarschijnlijkheid van het hebben van een ledemaat afgestaan binnen een jaar van de diagnose. Bovendien hebben patiënten met diabetes een hogere incidentie van perifere arteriële ziekte en armere uitkomsten na interventies voor revascularisatie3,4. Huidige therapieën voor perifere ischemie omvatten percutane interventies zoals atherectomie en Stenting of chirurgische bypass. Echter, voor veel patiënten deze behandelingen bieden alleen op korte termijn voordelen en velen zijn niet gezond genoeg voor grote chirurgische ingrepen. In dit werk beschrijven we een preklinisch diermodel voor het testen van nieuwe behandelingen gericht op perifere vasculaire aandoeningen die de generatie van perifere ischemie in konijnen door middel van chirurgische afbinding in de context van de diabetische ziekte staat bevat.

De achterste ledematen ischemie model in konijnen is gebruikt als een fysiologisch model voor obstructieve vasculaire ziekte en preklinische voorloper van de menselijke studies voor meer dan een halve eeuw5,6. De konijnen zijn vaak een aangewezen soort voor studies op perifere ischemie toe te schrijven aan het ontwikkelde spierstelsel van de enkel en kuitspier, in tegenstelling tot gemeenschappelijke grote dierlijke modellen die hoefdieren zijn (dier met hoeven). Verscheidene recente overzichten hebben het gebruik van dit model en anderen in het modelleren van perifere vasculaire ziekte bij mensen7,8aangepakt. Soortgelijke modellen met behulp van achterpoot ischemie bij konijnen werden gebruikt in preklinische studies van de groeifactoren9,10,11,12,13,14, 15,16,17,18,19,20, gentherapie21,22,23, 24,25,26,27,28,29,30,31,32, 33,34,35,36,37,38,39,40,41, 42,43,44, en stamcellen45,46,47,48,49,50 ,51voor therapeutische neovascularisatie in de ledematen. Helaas, de klinische studies die deze succesvolle dierstudies gevolgd niet toonde aanzienlijke voordelen voor patiënten52.

Één voorgestelde verklaring van de reden voor deze translationele mislukking is dat de voorwaarde van perifere ischemie bij menselijke patiënten één is die weerstand tegen angiogene signalen53,54,55omvat, 56 , 57 , 58 , 59. verschillende studies hebben aangetoond gebreken in angiogene signalering trajecten in diabetes en hyperglycemie. Diabetes en hyperlipidemie leiden tot een verlies van heparan sulfaat proteoglycanen en een toename van enzymen die gesneden heparan sulfaat, de presentatie van een potentieel mechanisme voor resistentie tegen therapeutische bloedvat/arteriogenesis met groeifactoren60 , 61. aldus, zou een zeer belangrijk kenmerk van een model voor perifere ischemie een aspect van therapeutische weerstand moeten omvatten zodat de therapie in de context van de ziekte staat kan worden geëvalueerd die in menselijke patiënten aanwezig is.

In dit werk beschrijven we een konijn model van perifere ischemie door middel van chirurgische Afbinding van de femorale slagaders. Een lead-in periode met de inductie van diabetes en hyperlipidemie is opgenomen in het model. We vergeleken dit model naar een ander model dat een hoger vet dieet bevat zonder diabetes en vond dat het model met diabetes en lagere niveau van hyperlipidemie was effectiever in het verminderen van de bloedvaten groei. Ons model combineert vooruitgang die zijn gebruikt door aparte groepen, met als doel het verstrekken van een praktische en gestandaardiseerde methode om consistente resultaten in perifere vasculaire ziekteonderzoek te bereiken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Studies met betrekking tot dieren werden uitgevoerd met de goedkeuring van de Universiteit van Texas in Austin en de UTHealth Science Center in Houston Institutional Animal zorg and use Comite (DEC), de Animal Care en use Review Office (ACURO) van de Verenigde Staten Army Medisch onderzoek en materieel bevel Bureau van onderzoek beschermingen, en overeenkomstig richtlijnen NIH voor dierlijke zorg.

1. inductie van diabetes en hyperlipidemie

  1. Overgang van de Nieuw-Zeelandse konijnen (4-6 maanden oud) van een kopje standaard Alfalfa Chow tot 0,1% cholesterol Chow in de loop van vier dagen. Voor dagen 1 – 5, gebruik standaard Chow naar cholesterol Chow ratio's van 1:0, 3:1, 1:1, 1:3, en 0:1, respectievelijk. Na twee weken op 0,1% cholesterol Chow, induceren konijnen te hebben diabetes met behulp van alloxaan injectie zoals beschreven in de volgende stappen
  2. Kalmeren de konijnen met behulp van 35-75 mg/mL ketamine en 1-2 mg/mL Acepromazine via subcutane injectie en prep voor een IV injectie door de invoering van een katheter in de marginale linker oor ader met behulp van een 22 g katheter.
  3. Verzamel een druppel bloed van de konijnen via de hub van de oor-ader katheter voor de baseline bloedglucosespiegel (BGL) meting. Elke standaard Glucometer kan worden gebruikt. Normale glucose niveaus voor een konijn zijn meestal in het bereik van 80 tot 150 mg/dL.
  4. Injecteren alloxaan op 100 mg/kg opnieuw samengesteld in een zoutoplossing tot een volume van 8 mL door de oor-katheter langzaam over een periode van 8 minuten met behulp van een spuitpomp.
  5. Controleer de BGL elk uur voor de komende 12 uur met behulp van een standaard Glucometer te controleren voor hypoglykemie.
    1. Plaats het konijn in een beteugeling.
    2. Verdoven het oor met 2,5% lidocaïne/2,5% prilocaine crème.
    3. Neem het bloed van de laterale oor ader met behulp van een 27 G naald en meet BGL met behulp van een standaard meter.
  6. Meet de BGL twee keer per dag gedurende de eerste 7 dagen. Geef de konijnen een injectie van insuline als de BGL bereikt of groter is dan 350 mg/dL.
  7. Bereid een 3-mm roestvrijstalen bal voor implantatie als een maat marker tijdens angiograms voorafgaand aan de dag van de operatie.
    1. Snijd een 10-mm cirkelvormig stuk van SILASTIC afdekken van een groter vel met behulp van een biopsie Punch.
    2. Monteer de bal in het midden van het vel met behulp van duidelijke siliconen sealant.
    3. Bedek de bal volledig met de kit. Laat de kit te genezen voor een minimum van 24 uur.
    4. Plaats de bal in een open 2 inch x 3 inch lage dichtheid polyethyleen zak en plaats deze in een sterilisatie zak te worden gesteriliseerd met ethyleenoxide gas.

2. bereiding van konijn voor chirurgie

  1. Verdoven het konijn met 20 – 40 mg/kg ketamine en 2 mg/kg midazolam via onderhuidse injectie. Plaats het konijn op 1,5% – 3% Isofluraan (typisch 2%) gedurende de eerste sedatie met behulp van een masker. Geef een injectie van alfaxalone om anesthesie te handhaven via een intramusculaire injectie van 3 mg/kg.
  2. Zodra verdoofd, verwijder het masker en steek een geboeid endotracheale buis, in de luchtweg en aansluiten op een ventilator. Isofluraan blijven beheren op 1,5% – 3%.
  3. Verzamel bloed van de centrale slagader van beide oor voor een baseline chemie paneel.
  4. Plaats een 22 G oor veneuze katheter in de laterale oor ader voor de oplossing van zogende beltoon druppelen gedurende de chirurgische procedure. Alternatief, kan de normale zoute (0,9% natriumchloride) worden gebruikt.
  5. Met behulp van de laterale ader in het tegenovergestelde oor, plaats een katheter in de ader en leveren alfaxalone op 6 mg/kg/h. Verhoog geleidelijk de alfaxalone tot 8 mg/kg/h, terwijl het verminderen van Isofluraan tot 0,6% tijdens de prep periode.
  6. Om de pijn en het risico van infectie te beperken, beheert buprenorfine (0,01 mg/kg) en enrofloxacin (5 mg/kg) met behulp van een onderhuidse injectie met een 25 G naald.
  7. Trim het haar op de nek, rechts en links binnenste dijen, en terug met behulp van tondeuse (#40 mes). Haar wordt verwijderd uit de rug om contact te onderhouden met de aarding pad.
  8. Plaats een bloeddruk manchet op elk van de achterste ledematen en meet de initiële bloeddruk. Plaats de manchet net onder de knie met de sonde net boven de spronggewricht op de laterale oppervlak.
  9. Plaats het konijn op de operatietafel op zijn rug en scrub en draperen de chirurgie sites. Dit omvat de nek voor de halsslagader toegang en innerlijke rechter dij voor femorale slagader toegang. Voer de sterilisatie scrub met afwisselende Scrubs van 2% chloorhexidine en 70% ethylalcohol. Herhaal dit drie keer, breng dan een laatste spray met 2% chloorhexidine oplossing.
  10. Plaats een 3-mm roestvrijstalen bal die is gesteriliseerd in een lage dichtheid polyethyene zak op de top van de juiste (geschrobd) been in de buurt van het bovenste deel van de dij te dienen als een grootte referentie tijdens angiogram metingen. Plaats een steriele gedrapeerde over het been tot het moment van de operatie. Laat de bal in de steriele plastic zak tijdens de eerste angiogram.

3. angiografie

  1. Bloot de juiste gemeenschappelijke halsslagader
    1. Maak een 4 tot 5 cm lange incisie net lateraal van de luchtpijp met behulp van een scalpel met een #15 mes.
    2. Gebruik botte dissectie om de halsslagader bloot te leggen en open de incisie met behulp van kleine Weitlaner OPROLMECHANISMEN. Zorgvuldig isoleren van de halsslagader van de halsader ader en nervus vagus. Typisch, worden een gebogen Metzenbaum schaar en een gebogen mug hemostaat gebruikt voor de botte dissectie. Zorg ervoor dat u de volledige scheiding van de halsslagader te krijgen van de zenuw en halsader ader om de ligaturen alleen binden de slagader.
  2. Plaats een ligaturen met behulp van een 4-0 zijden hechting aan de proximale en distale uiteinden van de blootgestelde slagader. Bind de distale uiteinde van de halsslagader met de knoop van een chirurg, gevolgd door vier vierkante knopen. Op de proximale einde, gebruik maken van een ligaloop te laten worden aangescherpt of losgemaakt als nodig is. Het gebruik van een ligaloop geplaatst aan de proximale uiteinde van de blootgestelde slagader kan helpen beveiligen van de introducer en katheter.
  3. Beheer 500 IU van heparine door IV. Gebruik ongeveer 0,5 mL van 1% lidocaïne toegepast langs de blootgestelde halsslagader om het schip te verwijden. Een behandeling is meestal voldoende, maar het kan worden herhaald als nodig is. Snijd ongeveer de helft weg door de halsslagader met behulp van een scalpel of Iris schaar, plaats dan de 4-inch draad insertie tool in de slagader.
  4. Voer een 0,014 inch x 185 cm Guidewire door de insertie tool om de aorta bifurcatie op de iliacale kuif in de aflopende aorta. Verwijder de insertie tool en plaats een 3F pigtail angiografische katheter over de draad.
  5. Advance de pigtail katheter te worden 2 cm proximaal van de aorta-bifurcatie op de iliacale kuif in de dalende aorta.
  6. Plaats het uiteinde van de katheter tussen de zevende lumbale en de eerste sacrale wervels. Test de locatie van de katheter door handmatig een 2 – 4 mL contrastmiddel in te spuiten.
  7. Beheer een intra-arteriële injectie van 100 μg nitroglycerine door de katheter om vasodilatatie te verhogen.
  8. Beheer 0,8 mL van 1% lidocaïne aan het konijn door de katheter om te helpen met vasodilatatie tijdens de angiogram. Bevestig de slang voor de injector aan de katheter en verwijder eventuele luchtbellen in de lijn. Injecteren 8-9 mL contrast media met behulp van geautomatiseerde angiografische injector via de katheter.
  9. Record seriële beelden van de achterste ledematen met behulp van angiografie.
    1. Zet de Power injector om contrast te injecteren op 3 mL/SEC voor een totaal van 8-9 mL. Voer digitale aftrekken angiografie op 6 frames per seconde.
    2. Selecteer de seriële beelden aangemaakt en wijzigen van een foto van elke angiogram met behulp van ongeveer-40% instelling om het uiterlijk van het bot te minimaliseren en een compleet beeld van het schip doorbloeding met contrast vast te leggen. Een voorbeeld angiogram van de vasculaire stroom na femorale slagader afbinding/besnijdenis is weergegeven in Figuur 1.

4. isolatie van de femorale slagader

  1. Maak een longitudinale incisie in de huid over de rechter femorale slagader met behulp van een scalpel (#15 mes). Zorg ervoor dat de incisie inferieur uitbreidt van de lies ligament eindigt op het gebied net proximaal van de knieschijf (ongeveer 6 cm).
  2. Gebruik botte dissectie met gebogen Metzenbaum schaar of een gebogen mug hemostaat om de femorale slagader bloot.
  3. Gebruik Weitlaner OPROLMECHANISMEN om de incisie open te houden.
  4. Voeg 0,5 mL van 1% lidocaïne lokaal om zenuw irritatie te verminderen en te bevorderen vasodilatatie.
  5. Doorgaan botte dissectie van de weefsels vrij te maken van de gehele lengte van de femorale slagader, samen met alle takken van de femorale slagader, met inbegrip van de inferieure epigastrische, diepe femorale, laterale circumflex, en oppervlakkige epigastrische slagaders (Figuur 2a) .
  6. Ontleden verder langs de popliteale en Vena slagaders evenals de externe iliacale slagader (Figuur 2a). Regelmatig Bevochtig het gebied met een zoutoplossing te beschermen tegen beschadiging van het weefsel. Als de botte dissectie wordt uitgevoerd langs de femorale groef (tussen de spieren) is er geen noodzaak om de spier te snijden.
  7. Scheid de slagader van de ader en de zenuw, zoals weergegeven in Figuur 2b, C. Binden de slagaders aangegeven door het diagram met 4,0 zijden hechtingen door het plaatsen van twee banden met voldoende ruimte tussen hen om de slagader te snijden. Deze banden worden uitgevoerd met de knoop van een chirurg, gevolgd door vier vierkante knopen.
  8. Snijd tussen de twee banden op de afgebonden slagaders met behulp van de kleine Metzenbaum schaar. Accijns de femorale slagader van de proximale oorsprong als een tak van de externe iliacale slagader tot het punt distally waar het splitst om de Vena en popliteale slagaders te vormen.

5. Herhaal angiografie

  1. Gebruik 4-0 zijden hechtdraad aan de SILASTIC blad, met 3-mm roestvrijstalen bal hechten aan het bovenste deel van de quadriceps spier. Trek de huid over de bal nadat deze is op zijn plaats.
  2. Beheer een intra-arteriële injectie van 100 μg nitroglycerine door de katheter om vasodilatatie te verhogen.
  3. Indien nodig, het beheer van een andere 0,8 mL van 1% lidocaïne aan het konijn via de katheter om te helpen met vasodilatatie tijdens de angiogram.
  4. Injecteer 8-9 mL contrast media met behulp van een geautomatiseerde angiografische injector.
  5. Voer angiografie uit zoals beschreven in stap 3,9.

6. wondsluiting en herstel

  1. Verwijder de katheter van de rechter slagader. Bind de slagader met behulp van de 4-0 zijde hechting die al op zijn plaats rond de slagader.
  2. Hechting beide wonden gesloten. Sluitspier-en subcuticular lagen met behulp van 4-0 polydioxanone of 3-0 polyglactin 910 op een spitse naald (Zie de lijst van materialen) in een ononderbroken hechting patroon. Sluit de huid met behulp van 4-0 polydioxanone of 4-0 polyglactin 910 op een omgekeerde snij naald (Zie tabel van materialen) in een begraven continue subcuticular hechting patroon.
    Opmerking: indien beschikbaar, polydioxanone is de voorkeur voor beide.
  3. Beheer intradermale injecties van 0,25% bupivacaïne in de buurt van de incisies met behulp van een spuit met een 25 G naald. Plaats de naald en Injecteer 0,5 mL, terwijl de naald terug wordt getrokken. Geef een injectie per zijde van de wond voor de incisie op de hals (twee injecties op de nek) en twee injecties per zijde van de wond voor de incisie op het been (vier injecties op het been; zes injecties in totaal). Het totale ingespoten volume is 3 mL (0,5 mL x 6 injecties).
  4. Beheer subcutane injecties van 0,5 mg/kg Meloxicam en aanhoudende vrijgave buprenorfine bij 0,12 mg/kg.
  5. Monitor het konijn als het herstelt van de anesthesie. Het konijn zal automatisch beginnen te slikken als het wakker wordt van de anesthesie. Zodra het slikken reactie optreedt, verwijder de endotracheale buis. Zorgen voor een nauwe controle en thermische ondersteuning tot het konijn in staat is om cardiovasculaire functie en lichaamstemperatuur te handhaven. Terug het konijn naar de behuizing als het eenmaal in staat is om ambulate.
  6. Gebruik verse groenten en/of spuit voeding van een kritische zorg dieet samen met onderhuidse zout injecties als het konijn niet tolereren Chow na de operatie. Kool, broccoli, bloemkool, wortelen, of andere in seizoensgebonden groenten kunnen worden gebruikt. Versnipper de groenten en meng ze samen om te helpen bij het konijn terug te keren naar het eten.

7. monitoring

  1. Verdoven de konijnen om de twee weken om de bloeddruk te verwerven op beide benen, zoals beschreven in stap 2,8. Oogst bloed van de centrale slagader van het oor voor gebruik in de analyses van de bloed chemie. Als alternatief, neem bloed van de Vena ader of cephalic ader. Neem ongeveer 2 mL bij elke keerpunt. Gebruik een standaard bloed chemie panel voor analyse. Indien nodig, toe te voegen tests voor lage dichtheid lipoprotein (LDL), hoge dichtheid lipoprotein (HDL), of hemoglobine A1c (HbA1c).
  2. Neem een zeer kleine hoeveelheid bloed voor BGL metingen.

8. behandeling

  1. Bereid tien spuiten met behandeling, drager, en vernetter. Vul elke spuit net voor gebruik met 100 l van calciumsulfaat drijfmest en vervolgens 100 l van 2% natrium alginaat met groeifactoren of andere behandelingen zodanig dat de alginaat is het dichtst bij de punt van de spuit.
  2. Beheer een voorbereid injectie in de spier vóór de voorbereiding van de volgende. Dit vermindert de tijd dat de alginaat in wisselwerking met het calciumsulfaat in de spuit. Ruimte de injecties gelijkmatig langs beide zijden van de femorale slagader op de dij. Om eenvormige injecties te bereiken, creër een silicone blad met gaten om de injectie te leiden, zoals die in andere studies wordt beschreven19. Dit kan eenvoudig worden voorbereid met behulp van een biopsie punch om gaten te maken in de handel verkrijgbare siliconen folie.

9. endpoint angiografie, euthanasie, doorbloeding fixatie en weefsel oogst

  1. Op het eindpunt datum, uit te voeren angiografie zoals beschreven in stap 3, maar gebruik de linker halsslagader voor toegang.
  2. Na angiografie, verplaats het dier naar de necropsie tafel en uit te voeren doorbloeding fixatie voor het behoud van de achterste ledematen weefsels:
    1. Verhoog de Isofluraan tot 3% – 4% en voer een teen knijpen om de anesthesie te bevestigen is voldoende diep.
    2. Intraveneus beheren 1000-2000 IU van heparine.
    3. Maak een incisie langs de middellijn van de ribcage en het overspannen van de lengte van het middenrif met behulp van een scalpel met een #20 mes.
    4. Met de ribben kooi blootgesteld, snijd de ribben net links van de middellijn met behulp van RIB cutters. Gebruik Weitlaner OPROLMECHANISMEN om het hart bloot te leggen.
    5. Stel de pomp met de uitgang van de slang met een binnendiameter van 1/8 inch en een 18G naald aan het eind. Preload de lijn met een zoutoplossing en hebben ten minste 600 mL zout en formaline bereid in aparte containers voor de doorbloeding.
    6. Plaats de 18 G naald aangesloten op de pomp in de linker ventrikel via de top van het hart. Plaats een andere 18 G naald (niet bevestigd aan iets) in het rechter atrium en laat het bloed uit te stromen in de downdraft van de necropsie tafel.
    7. Gebruik een infuuspomp om de stroom van ongeveer 500 mL van de zoutoplossing in het hart te controleren. Gebruik een pomp instelling te stromen 110 mL/min.
    8. Zodra de vloeistof uit het hart is duidelijk, verplaats de slang van het zoute reservoir naar een gevuld met een 10% formaline oplossing. Spiertrekkingen zal plaatsvinden in alle vier de ledematen als de bloeding goed werkt. Pomp ongeveer 500 mL van formaline oplossing in de linker ventrikel.
    9. Draai de pomp uit en verwijder de naalden uit het hart.
  3. Verwijder beide achterpoten in de heup door te snijden rond het heupgewricht met een scalpel met #20 mes. Gebruik een kleine rib Cutter om de ledematen te verwijderen. Gebruik de niet-ischemische ledemaat als een controle.
  4. Bewaar de ledematen in formaline voor 24 uur bij 4 °C en vervolgens opgeslagen in 70% ethanol bij 4 °C.
  5. Voor histologische analyse, neem meerdere Biopten van de ledematen. We hebben gebruikt acht 6-mm biopten genomen op regio's over de dij en kalf in beide ledematen.
    Opmerking: terwijl enkel bloeddruk meting en angiografie zijn de meest gebruikte methoden voor het meten van het herstel van de bloedstroom, andere methoden kunnen worden gebruikt om het herstel van de dieren met inbegrip van Doppler echografie track, laser Doppler Imaging, infrarood Thermografie62, micro Sphere bepaald doorbloeding63,64, computertomografie (CT) Imaging, en Magnetic Resonance Imaging (MRI)65.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Na inductie van diabetes en initiatie van de 0,1% cholesterol dieet, de totale cholesterol voor de konijnen met diabetes en cholesterol dieet was 123,3 ± 35,1 mg/dL (n = 6 mannelijke konijnen) gemiddeld totale tijdpunten en konijnen. Het BGL niveau voor deze konijnen was 248,3 ± 50,4 mg/dL (n = 6 mannelijke konijnen). Een tijd cursus voor bloed chemie en been bloeddruk verhoudingen in een typisch konijn wordt getoond in Figuur 3 in vergelijking met konijnen onder een hoger cholesterol dieet (1% cholesterol). Bij niet-diabetische dieren, zelfs met een hoger cholesterol, vonden we dat er een verhoogd herstel van de bloeddruk in de ischemische ledematen en vasculaire in de angiograms op de laatste tijdpunt (Figuur 3). De dieren op de hogere cholesterol/vet dieet bleek ook verhoogde niveaus van lipoprotein A, suggereert stress op de lever. Zo, diabetes met een lager niveau van cholesterol leidde tot meer gecompromitteerde doorbloeding op de studie eindpunt. Histologisch, er zijn veranderingen in de spier structuur in overeenstemming met oedeem en ischemische schade in sommige locaties Figuur 4. In sommige gevallen kan men observeren veranderingen/schade in de spiervezels als gevolg van de ischemie. Dit kan worden waargenomen als verlies of verstoring van de spiervezels in de histologische analyse, zoals is waargenomen in sommige achterste ledematen ischemie modellen in muizen. Nochtans, is de zorg nodig om deze veranderingen van histologische artefacten van de weefsel verwerking te onderscheiden. Immunokleuring voor PECAM en αSMA kunnen worden gebruikt om het aantal vaartuigen en grotere vaartuigen in de weefselsecties te identificeren (Figuur 4). Algemeen, het model met behulp van diabetes met een lager niveau cholesterol dieet geproduceerd herhaalbare tekorten in de bloeddruk en vascularisatie over de hogere cholesterol dieet model zonder diabetes.

Figure 1
Figuur 1: Angiograms voor de achterste ledematen van een diabetische en niet-diabetische konijn pre-operatie, post-chirurgie en na herstel voor 70 dagen na femorale slagader afbinding en accijnzen. (A) angiogram van ischemische ledematen (links) en contralaterale controle ledemaat (rechts). (B) vergrote beeld van de ischemische ledematen op de site van afbinding. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: inductie van achterpoten ischemie bij konijnen door femorale slagader afbinding en de besnijdenis. (A) illustratie van de vasculaire anatomie van het konijn achterste lidmaat. Plaats banden op alle punten gemarkeerd om binden de slagaders. Gewijzigd en gebruikt met toestemming71. (B) chirurgisch veld met de verlaging van de femorale slagader voorafgaand aan afbinding. (C) femorale slagaders met ligations in de plaats te induceren achterpoot ischemie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: typische bloeddruk en bloed chemie voor de konijnen met achterste ledematen ischemie in de loop van het model. De diabetische/MC groep werd geïnduceerd om diabetes te hebben en krijgen een 0,1% cholesterol dieet. De niet-diabetische/HC groep kreeg een 1% cholesterol dieet. BGL = bloedsuikerspiegel. TC = totaal cholesterol. LIPA = lipoprotein (a). BP = bloeddruk ratio tussen de ischemische en niet-ischemische ledemaat. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 4
Figuur 4: histologische analyse van de spier van de achterste ledematen in diabetische konijnen 70 dagen na femorale slagader afbinding. H & E kleuring evenals immunohistochemische kleuring voor de endothelial marker, PECAM, en vasculaire gladde muscle Cell marker, αSMA, werd uitgevoerd. Weefselmonsters werden biopsie van de ischemische ledematen en de niet-ischemische contralaterale controle ledemaat. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Wij hebben een preklinisch model voor het induceren van achterpoten ischemie in konijnen met diabetes en hyperlipidemie. In vele studies, is er ambiguïteit aan de techniek die wordt gebruikt om achterste lidmaat ischemie in konijnen te creëren. In muizen, is de strengheid en de terugwinning van achterste lidmaat ischemie hoogst afhankelijk van de plaats afbinding en de techniek die wordt gebruikt om ischemie te veroorzaken. De betekenis van de techniek die in dit werk wordt voorgesteld is dat het voor de verenigbare inductie van ischemie toestaat die niet volledig na 8 weken in diabetes dieren terugkrijgt. In het bijzonder, toen de dieren een hoger cholesterol en vet dieet werden gegeven, konden zij aan dichtbijgelegen basislijn niveaus van de bloeddruk verhouding van het lidmaat terugkrijgen. Bovendien, op het hogere vette dieet hadden de dieren veranderingen in leverenzymen die leverschade voorstellen. Zo, het diabetische model met een lager niveau van cholesterol/vet lijkt een meer consistente en relevante model van chronische ischemie in de ledematen.

Vier essentiële stappen kunnen worden benadrukt binnen dit model met inbegrip van de inductie van diabetes, angiografie, chirurgische Afbinding van de femorale slagaders en de toepassing van de behandeling. Onder deze stappen, de inductie van diabetes was een van de meest kritieke stappen en een die verdere optimalisatie voor elk laboratorium kan vereisen. Het tarief van alloxaan injectie is een belangrijke factor die de giftigheid en de doeltreffendheid van inductie van diabetes door alloxaan voor konijnen verandert. Wanneer te snel geïnjecteerd, alloxaan veroorzaakte instabiliteit in de BGL en de dood in de konijnen. Dit kan soms worden waargenomen als hypoglykemie die niet is opgelost door middel van injecties van dextrose oplossingen of in andere gevallen zeer hoge BGL. Als geïnjecteerd te langzaam de konijnen vaak niet te worden diabetische. Het is mogelijk dat deze parameter zal moeten worden geoptimaliseerd voor konijnen uit verschillende bronnen. Konijnen zal typisch worden hyperglycemische voor 1-3 h, maar de BGL zal dan beginnen te dalen. Daarom, meestal geen insuline wordt toegediend op de dag van diabetes inductie. Echter, als de BGL daalt onder 100 mg/dL in de eerste 24 h, kan het worden verhoogd door het injecteren van 10,0 mL van 5% dextrose oplossing onderhuids of door het veranderen van de watertoevoer naar een 10% dextrose oplossing (meestal 's nachts is voldoende). Wanneer insuline wordt toegediend een extra BGL test wordt gedaan om ervoor te zorgen de glucosespiegels niet dalen te laag. De insuline responsiviteit varieert vaak voor elk konijn. Zo worden individuele doseringsschema's gebruikt om de BGL te normaliseren op basis van hoe het konijn reageert op de insuline. Diabetes wordt meestal geïnduceerd na 2-3 dagen na de alloxaan injectie.

Als een preklinisch model van perifere vasculaire aandoeningen en ledematen ischemie, het model gepresenteerd heeft wel een aantal potentiële beperkingen. De inductie van diabetes met alloxaan is leidt tot een snelle ontwikkeling van type I diabetes. Dit is in tegenstelling tot de chronische ontwikkeling van type II diabetes, dat is het meest voorkomende bij menselijke patiënten. Voorts wordt de ischemie ontwikkeld scherp wegens chirurgische afbinding eerder dan wegens chronische ontwikkeling van vasculaire ziekte en atherosclerotische plaques. Een fundamentele beperking van het gebruik van konijnen is hun kwetsbaarheid als een diermodel. De dieren zullen alleen tolereren een beperkte hoeveelheid hyperlipidemie in combinatie met type I diabetes en het optimaliseren van de maximale hoeveelheid van de ziekte zonder dat het dier sterven was een belangrijk doel in het creëren van dit protocol. Onze groep heeft hypothetische dat de patiënten met perifere ischemie therapeutische weerstand tegen angiogene groeifactoren ontwikkelen en dat dit een belangrijke rol in de mislukking van de groeifactor-gebaseerde therapeutische voor ischemie66kan spelen. Hiertoe hebben we een verlies in proteoglycanen en een toename van heparanase in dierlijke en menselijke weefselmonsters55,58,67,68,69,70 . Het is onbekend of het konijn model hier beschreven toont groeifactor weerstand, hoewel de observatie dat er langere termijn ischemie met diabetes en gematigde hyperlipidemie model in vergelijking met de hoge hyperlipidemie model zou suggereren Er is een tekort in het revascularisatie proces.

Voor de opneming van behandelingen in het model, is het belangrijk om een terugwinningsperiode na de inductie van ischemie te hebben om de scherpe helende fase toe te staan zonder interventie voor te komen. Als de therapie tijdens dit keer wordt gegeven, zou de reactie relevanter zijn om de reactie op scherpe ischemie eerder dan de chronische ischemie te verbeteren die perifere vasculaire ziekte kenmerkt. Zulk een model kan voor scherpe ischemische verwonding in trauma of trombose relevant zijn, maar zou waarschijnlijk geen goede correlatie met chronische ischemie verstrekken. Gezien de slechte correlatie tussen positieve resultaten in preklinische modellen van ischemie bij gezonde dieren en de resultaten van klinische proeven, is de opneming van diabetes of een andere factor die vasculaire regeneratie vermindert essentieel voor het proberen om recapituleren lidmaat ischemie bij de mens voor de oprichting van toekomstige therapieën.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

De auteurs dankbaar erkennen financiering via het ministerie van defensie conregressie gericht onderzoekprogramma (DOD CDMRP; W81XWH-16-1-0582) naar ABB en RS. De auteurs erkennen ook de financiering via de American Heart Association (17IRG33410888), de DOD CDMRP (W81XWH-16-1-0580) en de National Institute of Health (1R21EB023551-01; 1R21EB024147-01A1; 1R01HL141761-01) aan ABB.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% Sodium Chloride Henry Schein Medical 1537468 / 1531434 250 mL bag / 1000 mL irrigation btl
1 mL Syringe VWR BD309628
10 mL Syringe VWR BD309695
10% Formalin Fisher-Scientific 23-245684
18G Needle VWR 89219-294
20G Needle VWR 89219-340
25G Needle VWR 89219-290
27G Needle VWR 89219-288
5 mL Syringe VWR BD309646
5% Dextrose Patterson Veterinary 07-800-9689
Acepromazine Patterson Veterinary VEDC207
Alfaxalone Patterson Veterinary 07-891-6051
Alginate Sigma-Aldrich PHR1471-1G
Alloxan Monohydrate Sigma-Aldrich A7413
Angiography Equipment Toshiba Infinix-i
Angiography Injector Medrad
Anti-Mouse Ab Alexa 594 Thermo Fisher Scientific A-11032 Secondary Antibody for IHC
Anti-Rabbit Ab Alexa 488 Thermo Fisher Scientific A-11008 Secondary Antibody for IHC
a-SMA Antibody Abcam ab5694 Primary Antibody for IHC
Baytril Bayer Animal Health 724089904201 Enrofloxacin
Blood Chemistry Panel IDEXX 2616 Rabbit Panel
Blood Pressure Cuff WelchAllyn Flexiport Disposable BP Cuff-infant size 7
Blood Pressure Monitor Vmed Technology Vmed Vet-Dop2
Bupivacaine Henry Schein Medical 6023287
Buprenorphine Patterson Veterinary 42023017905
Buprenorphine SR ZooPharm
Calcium Sulfate CB Minerals Food and Pharmaceutical Grade USP and FCC
Chlorhexidine Scrub Patterson Veterinary 07-888-4598
Chloroform Fisher-Scientific C298-4
Cholesterol Sigma-Aldrich C8503
DAPI Thermo Fisher Scientific 62248
Ear Vein Catheter Patterson Veterinary SR-OX165 Surflo IV catheters
Endotracheal tube Patterson Veterinary Sheridan Brand, Depends on Rabbit Size
Glucometer Amazon B001A67WH2 Accu-Chek Aviva
Glucometer Test Strips McKesson Medical-Surgical 788222 Accu-Chek Aviva Plus
Guidewire Boston Scientific 39122-01
Hair Clippers Amazon B000CQZI3Q Oster #40 blade
Heating Pad Cincinnati Subzero 273
Heating Pad Pump Gaymar Gaymar T/Pump
Hemostat Fine Science Tools 13009-12 Curved Mosquito Hemostat
Heparin Patterson Veterinary
Insertion Tool Merit Medical Systems MAP550 metal wire insertion tool
Insulin HPB Pharmacy Novalin R & Novalin N
Insulin Syringes McKesson Medical-Surgical 942674
Introducer Cook Medical G28954 3F Check Flo Performer Introducer
Isoflurane Henry Schein Medical 1100734
Ketamine Patterson Veterinary 856440301
Lactated Ringers McKesson Medical-Surgical 186662
Lidocaine McKesson Medical-Surgical 239936
Lidocaine/Prilocaine cream McKesson Medical-Surgical 761240
Ligaloop V. Mueller CH117 / CH116 White Mini / Yellow Mini
Mazola Corn Oil Amazon B0049IIVCI
Medrad Syringe McKesson Medical-Surgical 346920 150 mL
Meloxicam Patterson Veterinary
Metal ball sutures Ethicon-Johnson & Johnson K891H 4-0 silk C-1 30"
Metzenbaum Scissors Fine Science Tools 14019-13
Midazolam Henry Schein Medical 1215470
Nitroglycerin McKesson Medical-Surgical 927528
PECAM Antibody Novus Biologicals NB600-562 Primary Antibody for IHC
Perfusion Pump Masterflex
Pigtail Catheter Merit Medical Systems 1310-21-0053 3F pigtail
Polydioxanone (PDS II) suture McKesson Medical-Surgical 129271 4-0 taper RB-1 (needle comes on suture)
Polydioxanone (PDS II) suture McKesson Medical-Surgical 129031 4-0 reverse cutting FS-2
Polyglactin 910 (Vicryl) suture Butler 7233-41 3-0 taper RB-1
Polyglactin 910 (Vicryl) suture McKesson 104373 4-0 reverse cutting FS-2
Rabbit Chow (Alfalfa) LabDiet 5321
Rabbit Restrainer VWR 10718-000
Rib Cutters V. Mueller
Scalpel Fine Science Tools 10003-12
Scalpel Blade Fine Science Tools 10015-00 #15 blade
Silk Sutures Ethicon-Johnson & Johnson A183H 4-0 silk ties 18"
Stainless Steel Ball McMaster-Carr 1598K23 3-mm diameter
Surgical Drapes Gepco 8204S
Syringe Pump DRE Veterinary Versaflow VF-300
Visipaque contrast media McKesson Medical-Surgical 509055
Weitlaner Retractor Fine Science Tools 17012-13

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), e38-e360 (2016).
  2. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2011 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 123 (4), e18-e209 (2011).
  3. Shammas, A. N., et al. Limb Outcomes Following Lower Extremity Endovascular Revascularization in Patients With and Without Diabetes Mellitus. Journal of Endovascular Therapy. 24 (3), 376-382 (2017).
  4. Tunstall-Pedoe, H., Peters, S. A. E., Woodward, M., Struthers, A. D., Belch, J. J. F. Twenty-Year Predictors of Peripheral Arterial Disease Compared With Coronary Heart Disease in the Scottish Heart Health Extended Cohort (SHHEC). Journal of the American Heart Association. 6 (9), (2017).
  5. Whiteley, H. J., Stoner, H. B., Threlfall, C. J. The effect of hind limb ischaemia on the physiological activity of rabbit skin). British Journal of Experimental Pathology. 34 (4), 365-375 (1953).
  6. Longland, C. J. Collateral circulation in the limb. Postgraduate Medical Journal. 29 (335), 456-458 (1953).
  7. Waters, R. E., Terjung, R. L., Peters, K. G., Annex, B. H. Preclinical models of human peripheral arterial occlusive disease: implications for investigation of therapeutic agents. Journal of Applied Physiology. 97 (2), 773-780 (2004).
  8. Krishna, S. M., Omer, S. M., Golledge, J. Evaluation of the clinical relevance and limitations of current pre-clinical models of peripheral artery disease. Clinical Science (London. 130 (3), 127-150 (2016).
  9. Zhou, J., et al. Therapeutic angiogenesis using basic fibroblast growth factor in combination with a collagen matrix in chronic hindlimb ischemia). ScientificWorldJournal. , 652794 (2012).
  10. Prochazka, V., et al. Therapeutic Potential of Adipose-Derived Therapeutic Factor Concentrate for Treating Critical Limb Ischemia. Cell Transplantation. 25 (9), 1623-1633 (2016).
  11. Cao, R., et al. Angiogenic synergism, vascular stability and improvement of hind-limb ischemia by a combination of PDGF-BB and FGF-2. Nature Medicine. 9 (5), 604-613 (2003).
  12. Doi, K., et al. Enhanced angiogenesis by gelatin hydrogels incorporating basic fibroblast growth factor in rabbit model of hind limb ischemia. Heart and Vessels. 22 (2), 104-108 (2007).
  13. Nitta, N., et al. Vascular regeneration by pinpoint delivery of growth factors using a microcatheter reservoir system in a rabbit hind-limb ischemia model. Experimental and Therapeutic. 4 (2), 201-204 (2012).
  14. Karatzas, A., et al. NGF promotes hemodynamic recovery in a rabbit hindlimb ischemic model through trkA- and VEGFR2-dependent pathways. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 62 (3), 270-277 (2013).
  15. Stachel, G., et al. SDF-1 fused to a fractalkine stalk and a GPI anchor enables functional neovascularization. Stem Cells. 31 (9), 1795-1805 (2013).
  16. Asahara, T., et al. Synergistic effect of vascular endothelial growth factor and basic fibroblast growth factor on angiogenesis in vivo. Circulation. 92, 365 (1995).
  17. Morishita, R., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human recombinant hepatocyte growth factor in rabbit hind limb ischemia model as cytokine supplement therapy. Hypertension. 33 (6), 1379-1384 (1999).
  18. Walder, C. E., et al. Vascular endothelial growth factor augments muscle blood flow and function in a rabbit model of chronic hindlimb ischemia. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 27 (1), 91-98 (1996).
  19. Anderson, E. M., et al. VEGF and IGF Delivered from Alginate Hydrogels Promote Stable Perfusion Recovery in Ischemic Hind Limbs of Aged Mice and Young Rabbits. Journal of Vascular Research. 54 (5), 288-298 (2017).
  20. Xie, J., et al. Induction of angiogenesis by controlled delivery of vascular endothelial growth factor using nanoparticles. Cardiovascular Therapeutics. 31 (3), e12-e18 (2013).
  21. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  22. Ohara, N., et al. Adenovirus-mediated ex vivo gene transfer of basic fibroblast growth factor promotes collateral development in a rabbit model of hind limb ischemia. Gene Therapy. 8 (11), 837-845 (2001).
  23. Pyun, W. B., et al. Naked DNA expressing two isoforms of hepatocyte growth factor induces collateral artery augmentation in a rabbit model of limb ischemia. Gene Therapy. 17 (12), 1442-1452 (2010).
  24. Kupatt, C., et al. Cotransfection of vascular endothelial growth factor-A and platelet-derived growth factor-B via recombinant adeno-associated virus resolves chronic ischemic malperfusion role of vessel maturation. Journal of the American College of Cardiology. 56 (5), 414-422 (2010).
  25. Olea, F. D., et al. but not single, VEGF gene transfer affords protection against ischemic muscle lesions in rabbits with hindlimb ischemia. Gene Therapy. 16 (6), 716-723 (2009).
  26. Pinkenburg, O., et al. Recombinant adeno-associated virus-based gene transfer of cathelicidin induces therapeutic neovascularization preferentially via potent collateral growth. Human Gene Therapy. 20 (2), 159-167 (2009).
  27. Katsu, M., et al. Ex vivo gene delivery of ephrin-B2 induces development of functional collateral vessels in a rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 49 (1), 192-198 (2009).
  28. Korpisalo, P., et al. Therapeutic angiogenesis with placental growth factor improves exercise tolerance of ischaemic rabbit hindlimbs. Cardiovascular Research. 80 (2), 263-270 (2008).
  29. Chen, F., Tan, Z., Dong, C. Y., Chen, X., Guo, S. F. Adeno-associated virus vectors simultaneously encoding VEGF and angiopoietin-1 enhances neovascularization in ischemic rabbit hind-limbs. Acta Pharmacologica Sinica. 28 (4), 493-502 (2007).
  30. Kobayashi, K., et al. Combination of in vivo angiopoietin-1 gene transfer and autologous bone marrow cell implantation for functional therapeutic angiogenesis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 26 (7), 1465-1472 (2006).
  31. Lee, J. U., et al. A novel adenoviral gutless vector encoding sphingosine kinase promotes arteriogenesis and improves perfusion in a rabbit hindlimb ischemia model. Coronary Artery Disease. 16 (7), 451-456 (2005).
  32. Nishikage, S., et al. In vivo electroporation enhances plasmid-based gene transfer of basic fibroblast growth factor for the treatment of ischemic limb. Journal of Surgical Research. 120 (1), 37-46 (2004).
  33. Ishii, S., et al. Appropriate control of ex vivo gene therapy delivering basic fibroblast growth factor promotes successful and safe development of collateral vessels in rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 39 (3), 629-638 (2004).
  34. Tokunaga, N., et al. Adrenomedullin gene transfer induces therapeutic angiogenesis in a rabbit model of chronic hind limb ischemia: benefits of a novel nonviral vector, gelatin. Circulation. 109 (4), 526-531 (2004).
  35. Yamauchi, A., et al. Pre-administration of angiopoietin-1 followed by VEGF induces functional and mature vascular formation in a rabbit ischemic model. Journal of Gene Medicine. 5 (11), 994-1004 (2003).
  36. Zhong, J., et al. Neovascularization of ischemic tissues by gene delivery of the extracellular matrix protein Del-1. Journal of Clinical Investigation. 112 (1), 30-41 (2003).
  37. Shyu, K. G., Chang, H., Isner, J. M. Synergistic effect of angiopoietin-1 and vascular endothelial growth factor on neoangiogenesis in hypercholesterolemic rabbit model with acute hindlimb ischemia. Life Sciences. 73 (5), 563-579 (2003).
  38. Kasahara, H., et al. Biodegradable gelatin hydrogel potentiates the angiogenic effect of fibroblast growth factor 4 plasmid in rabbit hindlimb ischemia. The Journal of the American College of Cardiology. 41 (6), 1056-1062 (2003).
  39. Rissanen, T. T., et al. Fibroblast growth factor 4 induces vascular permeability, angiogenesis and arteriogenesis in a rabbit hindlimb ischemia model. FASEB Journal. 17 (1), 100-102 (2003).
  40. Taniyama, Y., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human hepatocyte growth factor gene in rat and rabbit hindlimb ischemia models: preclinical study for treatment of peripheral arterial disease. Gene Therapy. 8 (3), 181-189 (2001).
  41. Vincent, K. A., et al. Angiogenesis is induced in a rabbit model of hindlimb ischemia by naked DNA encoding an HIF-1alpha/VP16 hybrid transcription factor. Circulation. 102 (18), 2255-2261 (2000).
  42. Gowdak, L. H., et al. Induction of angiogenesis by cationic lipid-mediated VEGF165 gene transfer in the rabbit ischemic hindlimb model. Journal of Vascular Surgery. 32 (2), 343-352 (2000).
  43. Shyu, K. G., Manor, O., Magner, M., Yancopoulos, G. D., Isner, J. M. Direct intramuscular injection of plasmid DNA encoding angiopoietin-1 but not angiopoietin-2 augments revascularization in the rabbit ischemic hindlimb. Circulation. 98 (19), 2081-2087 (1998).
  44. Witzenbichler, B., et al. Vascular endothelial growth factor-C (VEGF-C/VEGF-2) promotes angiogenesis in the setting of tissue ischemia. The American Journal of Pathology. 153 (2), 381-394 (1998).
  45. Prochazka, V., et al. The Role of miR-126 in Critical Limb Ischemia Treatment Using Adipose-Derived Stem Cell Therapeutic Factor Concentrate and Extracellular Matrix Microparticles. Medical Science Monitor. 24, 511-522 (2018).
  46. Wang, J., et al. A cellular delivery system fabricated with autologous BMSCs and collagen scaffold enhances angiogenesis and perfusion in ischemic hind limb. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 100 (6), 1438-1447 (2012).
  47. Hao, C., et al. Therapeutic angiogenesis by autologous adipose-derived regenerative cells: comparison with bone marrow mononuclear cells. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 307 (6), H869-H879 (2014).
  48. Nemoto, M., et al. Adequate Selection of a Therapeutic Site Enables Efficient Development of Collateral Vessels in Angiogenic Treatment With Bone Marrow Mononuclear Cells. Journal of the American Heart Association. 4 (9), (2015).
  49. Mikami, S., et al. Autologous bone-marrow mesenchymal stem cell implantation and endothelial function in a rabbit ischemic limb model. PLoS One. 8 (7), (2013).
  50. Wang, S., et al. Transplantation of vascular endothelial growth factor 165transfected endothelial progenitor cells for the treatment of limb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 4967-4974 (2015).
  51. Yin, T., et al. Genetically modified human placentaderived mesenchymal stem cells with FGF2 and PDGFBB enhance neovascularization in a model of hindlimb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 5093-5099 (2015).
  52. Annex, B. H. Therapeutic angiogenesis for critical limb ischaemia. Nature Reviews Cardiology. 10 (7), 387-396 (2013).
  53. Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
  54. Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
  55. Monteforte, A. J., et al. Glypican-1 nanoliposomes for potentiating growth factor activity in therapeutic angiogenesis. Biomaterials. 94, 45-56 (2016).
  56. Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
  57. Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomaterialia. 42, 56-65 (2016).
  58. Das, S., Singh, G., Baker, A. B. Overcoming disease-induced growth factor resistance in therapeutic angiogenesis using recombinant co-receptors delivered by a liposomal system. Biomaterials. 35 (1), 196-205 (2014).
  59. Kikuchi, R., et al. An antiangiogenic isoform of VEGF-A contributes to impaired vascularization in peripheral artery disease. Nature Medicine. 20 (12), 1464-1471 (2014).
  60. Shafat, I., Ilan, N., Zoabi, S., Vlodavsky, I., Nakhoul, F. Heparanase levels are elevated in the urine and plasma of type 2 diabetes patients and associate with blood glucose levels. PLoS One. 6 (2), (2011).
  61. Wang, Y., et al. Endothelial cell heparanase taken up by cardiomyocytes regulates lipoprotein lipase transfer to the coronary lumen after diabetes. Diabetes. 63 (8), 2643-2655 (2014).
  62. Fan, C. L., et al. Therapeutic angiogenesis by intramuscular injection of fibrin particles into ischaemic hindlimbs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 33 (7), 617-622 (2006).
  63. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Interventional Radiology. 16 (7), 991-998 (2005).
  64. Gowdak, L. H., et al. Adenovirus-mediated VEGF(121) gene transfer stimulates angiogenesis in normoperfused skeletal muscle and preserves tissue perfusion after induction of ischemia. Circulation. 102 (121), 565-571 (2000).
  65. Zhang, H., Wang, X., Guan, M., Li, C., Luo, L. Skeletal muscle evaluation by MRI in a rabbit model of acute ischaemia. The British Journal of Radiology. 86 (1026), 20120042 (2013).
  66. Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
  67. Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
  68. Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomateriala. 42, 56-65 (2016).
  69. Baker, A. B., et al. Regulation of heparanase expression in coronary artery disease in diabetic, hyperlipidemic swine. Atherosclerosis. 213 (2), 436-442 (2010).
  70. Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind Limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
  71. Popesko, P., Rajtová, V., Ji Horák, A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. , Wolfe Publishing. London. (1992).

Tags

Geneeskunde kwestie 148 achterste lidmaat ischemie perifere arteriële ziekte perifere vasculaire ziekte konijnen diabetes hyperlipidemie angiografie
Preklinisch model van de achterste ledematen ischemie bij diabetische konijnen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Sligar, A. D., Howe, G., Goldman,… More

Sligar, A. D., Howe, G., Goldman, J., Felli, P., Karanam, V., Smalling, R. W., Baker, A. B. Preclinical Model of Hind Limb Ischemia in Diabetic Rabbits. J. Vis. Exp. (148), e58964, doi:10.3791/58964 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter