Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Prekliniske modell av hind lem iskemi i diabetiker kaniner

Published: June 2, 2019 doi: 10.3791/58964
Automatic Translation
1, 2, 3, 2, 1, 2,4, 1,5,6,7
1Department of Biomedical Engineering, University of Texas at Austin, 2Division of Cardiology, University of Texas McGovern Medical School, 3Center for Laboratory Animal Medicine and Care, UT Health Science Center at Houston, 4Memorial Herman Heart and Vascular Center, Texas Medical Center, 5Institute for Cellular and Molecular Biology, University of Texas at Austin, 6The Institute for Computational Engineering and Sciences, University of Texas at Austin, 7Institute for Biomaterials, Drug Delivery and Regenerative Medicine, University of Texas at Austin

Summary

Vi beskriver en kirurgisk prosedyre som brukes til å indusere perifere iskemi i kaniner med hyperlipidemi og diabetes. Denne operasjonen fungerer som en prekliniske modell for tilstander opplevd i perifer arteriesykdom hos pasienter. Angiografi er også beskrevet som et middel for å måle omfanget av innførte iskemi og gjenvinning av.

Abstract

Perifer vaskulær sykdom er et utbredt klinisk problem som rammer millioner av pasienter over hele verden. En viktig konsekvens av perifer vaskulær sykdom er utviklingen av iskemi. I alvorlige tilfeller, pasienter kan utvikle kritiske lem iskemi der de opplever konstant smerte og økt risiko for lem amputasjon. Nåværende terapier for perifere iskemi inkluderer bypass kirurgi eller perkutan intervensjoner som angioplastikk med stenting eller atherektomi å gjenopprette blodstrømmen. Men disse behandlingene ofte ikke til fortsatt progresjon av vaskulær sykdom eller restenosis eller er kontraindisert på grunn av den generelle dårlige helsen til pasienten. En lovende potensiell tilnærming til å behandle perifere iskemi innebærer induksjon av terapeutiske neovascularization å tillate pasienten å utvikle sikkerhet blodkar. Dette nyopprettede nettverket lindrer perifere iskemi ved å gjenopprette til det berørte området. De mest brukte prekliniske modell for perifere iskemi utnytter etableringen av hind lem iskemi i friske kaniner gjennom lårarterien ligation. I det siste, men det har vært en sterk frakobling mellom suksessen til prekliniske studier og svikt i kliniske studier om behandlinger for perifere iskemi. Friske dyr vanligvis har robust vaskulær gjenfødelse som svar på kirurgisk indusert iskemi, i motsetning til den reduserte vascularity og regenerering hos pasienter med kroniske perifere iskemi. Her beskriver vi en optimalisert dyremodell for perifere iskemi i kaniner som inkluderer hyperlipidemi og diabetes. Denne modellen har redusert sikkerhet formasjon og blodtrykk utvinning i forhold til en modell med en høyere kolesterol diett. Således kan modellen gi bedre korrelasjon med menneskelige pasienter med kompromittert angiogenese fra felles Co-morbidities som følger perifer vaskulær sykdom.

Introduction

Perifer arteriell sykdom (PAD) er en vanlig sirkulasjons forstyrrelse der progresjon av aterosklerotiske plakk formasjon fører til en innsnevring av blodkar i lemmer av kroppen. Den nylige økningen i risikofaktorer for aterosklerose, inkludert diabetes, fedme, og inaktivitet, har ført til økt utbredelse av vaskulær sykdom1. Foreløpig er det anslått at 12%-20% av befolkningen generelt over 60 år har perifer arteriell sykdom2. En stor konsekvens av perifer arteriell sykdom er utviklingen av perifere iskemi, oftest funnet i nedre lemmer. I alvorlige tilfeller, pasienter kan utvikle kritiske lem iskemi, en tilstand der det er konstant smerte på grunn av mangel på blodstrøm. Pasienter med kritiske lem iskemi har en 50% sannsynlighet for å ha en lem amputert innen ett år etter diagnose. Videre, pasienter med diabetes har en høyere forekomst av perifer arteriell sykdom og dårligere utfall etter intervensjoner for revaskularisering3,4. Nåværende terapier for perifere iskemi inkluderer perkutan intervensjoner som atherektomi og stenting eller kirurgisk bypass. Men for mange pasienter disse behandlingene bare gi kortsiktige fordeler og mange er ikke frisk nok for store kirurgiske prosedyrer. I dette arbeidet, beskriver vi en prekliniske dyr modell for testing av nye behandlinger rettet mot perifer vaskulær sykdom som inkorporerer generering av perifere iskemi i kaniner gjennom kirurgiske ligation i sammenheng med diabetiker sykdom staten.

Den hind lem-modellen i kaniner har blitt brukt som en fysiologisk modell for obstruktiv vaskulær sykdom og prekliniske forløper til menneskelige studier i over et halvt århundre5,6. Kanin er ofte en foretrakk Art for studier opp på periferisk iskemi på grunn av det bebygget muskulaturen av ankelen og kalv muskelen, inne kontrasten å vanlig stor dyr modeller det er hjortevilt (dyrene med hover). Flere nylige vurderinger har adressert bruken av denne modellen og andre i modellering perifer vaskulær sykdom hos mennesker7,8. Lignende modeller som bruker hind lem iskemi i kaniner ble brukt i prekliniske studier av vekstfaktorer9,10,11,12,13,14, 15,16,17,18,19,20, genterapi21,22,23, 24,25,26,27,28,29,30,31,32, 33,34,35,36,37, 38, 39, 40,41, 42,43,44og stamceller45,46,47,48,49,50 ,51for terapeutiske neovascularization i lemmer. Dessverre viste de kliniske studiene som fulgte disse vellykkede dyre studiene ikke betydelige fordeler for pasienter52.

En foreslått forklaring på årsaken til dette translational svikt er at tilstanden til perifere iskemi i menneskelige pasienter er en som inkluderer motstand mot angiogenic signaler53,54,55, 56 for alle , 57 for alle , 58 for alle , 59. flere studier har vist defekter i angiogenic signalering trasé i diabetes og hyperglykemi. Diabetes og hyperlipidemi føre til tap av heparan sulfat proteoglycans og en økning i enzymer som kutter heparan sulfat, presentere en potensiell mekanisme for resistens mot terapeutisk angiogenese/arteriogenesis med vekstfaktorer60 , 61. således, en viktig funksjon i en modell for perifere iskemi bør inkludere et aspekt av terapeutisk motstand slik at behandling kan evalueres i sammenheng med sykdommen staten stede i menneskelige pasienter.

I dette arbeidet beskriver vi en kanin modell av perifere iskemi gjennom kirurgiske ligation av lår arteriene. En innledende periode med induksjon av diabetes og hyperlipidemi er innlemmet i modellen. Vi sammenlignet denne modellen til en annen modell som inkorporerer en høyere fett diett uten diabetes og fant at modellen med diabetes og lavere nivå av hyperlipidemi var mer effektiv i å redusere blod fartøy vekst. Vår modell kombinerer fremskritt som har blitt brukt av separate grupper, med mål om å gi en praktisk og standardisert metode for å oppnå konsistente resultater i perifer vaskulær sykdom forskning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Studier innvolvere dyrene var utført med det anerkjennelse av det universitet av Texas for Austin og det UTHealth vitenskap senter for Houston institusjonell dyr bekymre og bruk komité (IACUC), det dyr bekymre og bruk anmelde kontor (ACURO) av det Amerika hæren Medisinsk forskning og materiell Command Office of Research beskyttelse, og i samsvar med NIH retningslinjer for dyr omsorg.

1. induksjon av diabetes og hyperlipidemi

  1. Overgangen New Zealand kaniner (4-6 måneder gammel) fra en kopp standard alfalfa Chow til 0,1% kolesterol Chow i løpet av fire dager. For dager 1 – 5, Bruk standard Chow til kolesterol Chow prosenter av 1:0, 3:1, 1:1, 1:3, og 0:1, henholdsvis. Etter to uker på 0,1% kolesterol Chow, indusere kaniner har diabetes bruker alloxan injeksjon som beskrevet i følgende trinn
  2. Sedate kaniner ved hjelp av 35 – 75 mg/mL ketamin og 1 – 2 mg/mL acepromazine via subkutan injeksjon og prep for en INTRAVENØS injeksjon ved å innføre et kateter i marginal venstre øre vene ved hjelp av et 22 g kateter.
  3. Samle en dråpe blod fra kaniner via navet av øret venekateter for Baseline blodsukkernivået (BGL) måling. Alle standard glucosemåler kan brukes. Normal glukose nivåer for en kanin er vanligvis i størrelsesområdet 80 til 150 mg/dL.
  4. Injiser alloxan ved 100 mg/kg tilberedt med saltvann til et volum på 8 mL gjennom øre kateteret langsomt over en 8-minutters periode ved bruk av en sprøyte pumpe.
  5. Sjekk BGL hver time for de neste 12 h ved hjelp av en standard glucosemåler å overvåke for hypoglykemi.
    1. Plasser kaninen i en restrainer.
    2. Bedøve øret med 2,5% lidokain/2.5% Prilocaine krem.
    3. Ta blod fra den laterale øret vene ved hjelp av en 27 G nål og måle BGL ved hjelp av en standard meter.
  6. Mål BGL to ganger om dagen for de første 7 dagene. Gi kaniner en injeksjon av insulin hvis BGL når eller overstiger 350 mg/dL.
  7. Forbered en 3-mm rustfritt stål ball for implantation som en størrelse markør under angiograms før Operasjonsdagen.
    1. Skjær en 10 mm sirkulær stykke Silastic plater ut av et større ark ved hjelp av en biopsi punch.
    2. Monter ballen i midten av arket ved hjelp av klar silikon.
    3. Fullstendig dekke ballen med tetningsmasse. La tetningsmasse til å kurere for minimum 24 h.
    4. Plasser ballen i en åpen 2 tommer x 3 tommer med lav tetthet polyetylen pose og legg den i en steriliserings pose som skal steriliseres med etylen oksid gass.

2. utarbeidelse av kanin for kirurgi

  1. Bedøve kaninen med 20 – 40 mg/kg ketamin og 2 mg/kg midazolam via subkutan injeksjon. Plasser kaninen på 1,5%-3% isoflurane (typisk 2%) gjennom den første sedasjon ved hjelp av en maske. Gi en injeksjon av alfaxalone for å opprettholde anestesi via en intramuskulær injeksjon på 3 mg/kg.
  2. Når anesthetized, Fjern masken og sett inn en håndjern endotrakeal tube, inn i luftveiene og koble til en ventilator. Fortsett å administrere isoflurane ved 1.5% – 3%.
  3. Samle blod fra den sentrale arterien fra begge ørene for en Baseline kjemi panel.
  4. Plasser en 22 G øre venekateter i den laterale øret vene for Lactated ringer ' s Solution dryppe gjennom den kirurgiske prosedyren. Alternativt kan normalt saltvann (0,9% natriumklorid) brukes.
  5. Ved hjelp av lateral vene i det motsatte øret, plassere et kateter i venen og levere alfaxalone ved 6 mg/kg/t. Øk alfaxalone gradvis til 8 mg/kg/t, og Reduser isoflurane til 0,6% i løpet av Forberedelses perioden.
  6. For å begrense smerte og risiko for infeksjon, må du administrere buprenorfin (0,01 mg/kg) og enrofloksacin (5 mg/kg) med en subkutan injeksjon med en 25 G nål.
  7. Trim håret på halsen, høyre og venstre indre lår, og tilbake med Clippers (#40 blad). Håret er fjernet fra baksiden for å opprettholde kontakt med jordings puten.
  8. Plasser en blodtrykks cuff på hver av bakbena og mål innledende blodtrykk. Plasser mansjetten rett under kneet med proben like over pant på den laterale overflaten.
  9. Plasser kaninen på operasjonsbordet på ryggen og kratt og gardin kirurgi nettsteder. Dette inkluderer halsen for hals puls tilgang og indre høyre lår for lår arterie tilgang. Utfør steriliserings skrubb med vekslende scrubs 2% klorheksidin og 70% etanol. Gjenta dette tre ganger, og deretter bruke en endelig spray med 2% klorheksidin løsning.
  10. Plasser en 3-mm rustfritt stål ball som har blitt sterilisert i en lav tetthet polyethyene bag på toppen av høyre (skrubbet) etappe nær den øvre delen av låret for å tjene som en størrelse referanse under angiografi målinger. Plasser en steril gardin over beinet til operasjonstiden. La ballen ligge inne i den sterile plastposen under den første angiografi.

3. angiografi

  1. Utsett den høyre vanlige hals puls arterien
    1. Lag en 4-5 cm lange snitt bare lateral til luftrøret ved hjelp av en skalpell med en #15 blad.
    2. Bruk stump disseksjon for å eksponere halspulsåren og åpne snittet ved hjelp av små Weitlaner sårhaker. Forsiktig isolere hals puls arterien fra halsen vene og vagus nerve. Vanligvis er en buet Metzenbaum saks og en buet mygg hemostat brukes for Butt disseksjon. Sørg for å få full separasjon av hals puls arterien fra nerve og hals vene for å gjøre ligaturer bare ombinde arterien.
  2. Plasser en ligatur ved hjelp av en 4-0 silke Sutur ved proksimale og de andre endene av den eksponerte arterien. Knyt en den andre enden av halsbåndet med en kirurg knute, etterfulgt av fire kvadrat knop. På proksimale enden, bruk en ligaloop for å la den strammes eller løsnes etter behov. Bruk av en ligaloop plassert på den proksimale enden av den eksponerte arterien kan bidra til å sikre Introducer og kateteret.
  3. Administrere 500 IU av heparin gjennom IV. Bruk ca 0,5 mL av 1% lidokain påført langs eksponert hals puls for å dilate fartøyet. En behandling er vanligvis tilstrekkelig, men den kan gjentas etter behov. Skjær omtrent halvveis gjennom hals puls arterien ved hjelp av en skalpell eller Iris saks, deretter plassere 4-tommers wire innsetting verktøyet inn i arterien.
  4. Mate en 0,014 tommer x 185 cm føringstråden gjennom innsetting verktøyet til aorta bifurkasjonen på iliaca Crest i synkende aorta. Fjern innsettings verktøyet, og sett inn en angiografiske med en museflette over ledningen.
  5. Før museflette kateteret for å være 2 cm proksimale til aorta bifurkasjonen ved iliaca toppen i den synkende aorta.
  6. Plasser tuppen av kateteret mellom den syvende korsryggen og den første sakral ryggsøylen. Test plasseringen av kateteret ved å injisere en 2 – 4 mL kontrastmiddel manuelt.
  7. Administrer en intra-arteriell injeksjon av 100 μg nitroglyserin gjennom kateteret for å øke vasodilatasjon.
  8. Administrer 0,8 mL 1% lidokain til kaninen gjennom kateteret for å bistå med vasodilatasjon under angiografi. Fest slangen til injeksjons kateteret og fjern eventuelle luftbobler i linjen. Injiser 8-9 mL kontrast medier ved hjelp av automatisert angiografiske injeksjon gjennom kateteret.
  9. Ta opp serielle bilder av bakbena ved hjelp av angiografi.
    1. Sett kraft injeksjons apparatet til å injisere kontrasten ved 3 mL/sek for totalt 8-9 mL. Utfør Digital subtraksjon angiografi ved 6 bilder per sekund.
    2. Velg de serielle bildene som er opprettet, og endre et bilde av hver angiografi med omtrent 40%-innstilling for å minimere utseendet til benet og ta et fullstendig bilde av fartøyet med kontrast. Et eksempel på angiografi av vaskulær flyt etter lårarterien ligation/forbruker er vist i figur 1.

4. isolering av lårarterien

  1. Lag en langsgående snitt i huden over høyre lårarterien ved hjelp av en skalpell (#15 blad). Sørg for at snittet strekker forsiktig fra lysken leddbånd som slutter på området bare proksimale til patella (ca 6 cm).
  2. Bruk stump disseksjon med buet Metzenbaum saks eller en buet mygg hemostat for å avdekke lårarterien.
  3. Bruk Weitlaner sårhaker å holde snittet åpent.
  4. Tilsett 0,5 mL 1% lidokain lokalt for å redusere nerve irritasjon og fremme vasodilatasjon.
  5. Fortsett med stump Disseksjon av vevet for å frigjøre hele lengden av lårarterien sammen med alle grener av lårarterien, inkludert de underlegne epigastriet, dype lår, lateral cirkumfleks, og overfladiske epigastriet arterier (figur 2a) .
  6. Analysere videre langs popliteal og saphenavenen arterier så vel som den eksterne iliaca arterien (figur 2a). Med jevne mellomrom fukte området med saltvann for å beskytte mot vevskader. Hvis den butte disseksjon er utført langs lår Bens sporet (mellom musklene) er det ikke nødvendig å kutte muskelen.
  7. Forsiktig skille arterien fra venen og nerve som vist i figur 2b, C. Ombinde arteriene indikert av diagrammet med 4,0 silke sting ved å plassere to bånd med nok plass mellom dem til å kutte arterien. Disse båndene er utført med en kirurg ' s knute etterfulgt av fire kvadrat knop.
  8. Skjær mellom de to båndene på ligaturer arteriene ved hjelp av små Metzenbaum saks. Avgiftsdirektoratet lårarterien fra sin proksimale opprinnelse som en gren av den ytre iliaca arterien til det punktet distally der det hvor å danne saphenavenen og popliteal arterier.

5. Gjenta angiografi

  1. Bruk 4-0 silke Sutur å feste Silastic ark, med 3-mm rustfritt stål ball til den øvre delen av quadriceps muskelen. Trekk huden over ballen etter at den er på plass.
  2. Administrer en intra-arteriell injeksjon av 100 μg nitroglyserin gjennom kateteret for å øke vasodilatasjon.
  3. Om nødvendig, administrere en annen 0,8 mL 1% lidokain til kaninen gjennom kateteret for å bistå med vasodilatasjon under angiografi.
  4. Injiser 8-9 mL kontrast medium ved hjelp av en automatisert angiografiske injeksjonssprøyte.
  5. Utfør angiografi som beskrevet i trinn 3,9.

6. sår lukking og gjenoppretting

  1. Fjern kateteret fra høyre arterie. Tie av arterien ved hjelp av 4-0 silke Sutur som allerede er på plass rundt arterien.
  2. Sutur begge sårene lukket. Lukk muskler og subcuticular lag ved hjelp av 4-0 polydioxanone eller 3-0 polyglactin 910 på en taper nål (se tabell over materialer) i et kontinuerlig Sutur mønster. Lukk huden med 4-0 polydioxanone eller 4-0 polyglactin 910 på en omvendt skjære nål (se tabell over materialer) i et begravd kontinuerlig subcuticular Sutur mønster.
    Merk: hvis tilgjengelig, er polydioxanone foretrukket for begge.
  3. Administrer intradermal injeksjoner av 0,25% bupivakain i nærheten av snittene ved hjelp av en sprøyte med en 25 G nål. Sett inn kanylen og Injiser 0,5 mL mens nålen trekkes tilbake. Gi en injeksjon per side av såret for snittet på halsen (to injeksjoner på halsen) og to injeksjoner per side av såret for snittet på beinet (fire injeksjoner på beinet; seks injeksjoner totalt). Det totale volumet som injiseres er 3 mL (0,5 mL x 6 injeksjoner).
  4. Administrering av subkutan injeksjoner av 0,5 mg/kg meloksikam og vedvarende frigivelse av buprenorfin ved 0,12 mg/kg.
  5. Monitor kaninen som den gjenoppretter fra anestesi. Kaninen vil automatisk begynne å svelge som det våkner opp fra anestesi. Når det svale svaret oppstår, Fjern endotrakeal røret. Skaffe slutte avlytting og Thermal oppbacking til kaninen er kjøpedyktig vedlikeholde hjertefunksjonen og kropp temperatur. Retur kaninen å dens avlukke en gang det er en kjøpedyktig ambulering.
  6. Ansette friske grønnsaker og/eller sprøyte fôring av en kritisk omsorg diett sammen med subkutan saltvann injeksjoner hvis kaninen tolererer ikke Chow etter operasjonen. Kål, brokkoli, blomkål, gulrøtter, eller andre i sesongens grønnsaker kan brukes. Makulere grønnsakene og bland dem sammen for å hjelpe i kaninen tilbake til å spise.

7. overvåking

  1. Bedøve det kanin enhver to ukens å erverve blodtrykk opp på begge to Ben idet beskrevet i takt 2,8. Høste blod fra den sentrale arterien i øret for bruk i blod kjemi analyser. Alternativt, ta blod fra saphenavenen vene eller cephalic vene. Ta ca. 2 mL ved hvert tidspunkt. Bruk en standard blod kjemi panel for analyse. Hvis det er nødvendig, legge tester for lav tetthet lipoprotein (LDL), high density lipoprotein (HDL), eller hemoglobin A1c (HbA1c).
  2. Ta en svært liten mengde blod for BGL målinger.

8. behandling

  1. Forbered ti sprøyter med behandling, transportør og tverrbinder. Fyll hver sprøyte like før bruk med 100 μL av kalsium sulfat slurry og deretter 100 μL av 2% natrium alginat med vekstfaktorer eller andre behandlinger slik at alginat er nærmest tuppen av sprøyten.
  2. Administrer en forberedt injeksjon i muskelen før du forbereder den neste. Dette reduserer tiden som alginat samhandler med kalsium sulfat i sprøyten. Plasser injeksjoner jevnt langs begge sider av lårarterien på låret. For å oppnå ensartede injeksjoner, lage en silikon ark med hull for å veilede injeksjon, som beskrevet i andre studier19. Dette kan lett tilberedes ved hjelp av en biopsi punch for å lage hull i kommersielt tilgjengelig silikon plater.

9. ende punkts angiografi, døds aktiv, og fiksering av vev

  1. På sluttpunkt datoen utfører du angiografi som beskrevet i trinn 3, men bruker venstre hals puls arterie for å få tilgang.
  2. Etter angiografi, flytte dyret til obduksjon bordet og utføre en-fiksering for å bevare bakdelen vev:
    1. Øk isoflurane til 3% – 4% og utfør en tå knipe for å bekrefte at anestesi er tilstrekkelig dyp.
    2. Administrer 1000-2000 IE heparin intravenøst.
    3. Lag et snitt langs midtlinjen av brystkasse og spenner over lengden av membranen ved hjelp av en skalpell med et #20 blad.
    4. Med rib bur eksponert, kutt ribbeina akkurat igjen av midtlinjen med rib kniver. Bruk Weitlaner sårhaker å eksponere hjertet.
    5. Sett opp pumpen med utgangsrør med en indre diameter på 1/8 tommer og en 18G nål på slutten. Forhåndslast linjen med saltvann og har minst 600 mL saltvann og formalin fremstilt i separate beholdere for
    6. Sett 18 G nålen koblet til pumpen inn i venstre ventrikkel via toppen av hjertet. Sett inn ytterligere 18 G nål (fristilt til noe) i riktig Atrium og la blodet strømme ut i downdraft av obduksjon tabellen.
    7. Bruk en pumpe for å kontrollere flyten på ca. 500 mL saltvann inn i hjertet. Bruk en pumpe innstilling for å strømme 110 mL/min.
    8. Når væsken kommer fra hjertet er klar, flytter slangen fra saltvann reservoaret til en fylt med en 10% formalin løsning. Rykninger vil forekomme i alle fire lemmer hvis Pump ca 500 mL formalin oppløsning i venstre ventrikkel.
    9. Slå av pumpen og fjern nålene fra hjertet.
  3. Fjern begge bakbena ved hoften ved å skjære rundt hofteleddet med en skalpell med #20 blad. Bruk en liten rib cutter for å fjerne lemmer. Bruk ikke-iskemiske lem som en kontroll.
  4. Oppbevar lemmer i formalin i 24 timer ved 4 ° c og deretter oppbevares i 70% etanol ved 4 ° c.
  5. For histologiske analyse, ta flere biopsier fra lemmer. Vi har brukt åtte 6 mm biopsier tatt i områder over låret og kalv i begge lemmer.
    Merk: mens ankelen blodtrykk måling og angiografi er de mest brukte metodene for å måle utvinning av blodstrøm, kan andre metoder brukes til å spore utvinning av dyrene inkludert Doppler ultralyd, laser Doppler Imaging, infrarød termografi62, mikrosfære bestemt-63,64, beregnet tomografi (CT) bildebehandling og magnetisk resonans imaging (MRI)65.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Etter induksjon av diabetes og initiering av 0,1% kolesterol diett, den totale kolesterol for kaniner med diabetes og kolesterol diett var 123,3 ± 35,1 mg/dL (n = 6 hann kaniner) gjennomsnitt samlet tid poeng og kaniner. Den BGL nivå for disse kaniner var 248,3 ± 50,4 mg/dL (n = 6 mannlige kaniner). En tid kurs for blod kjemikalier og Ben blodtrykk prosenter i en typisk kanin er vist i Figur 3 i forhold til kaniner under et høyere kolesterol diett (1% kolesterol). I ikke-diabetiker dyr, selv med høyere kolesterol, fant vi at det var økt utvinning av blodtrykket i iskemiske lem og vascularity i angiograms på siste tidspunkt (Figur 3). Dyrene på høyere kolesterol/fett diett viste også økte nivåer av lipoprotein A, antyder stress på leveren. Dermed, diabetes med et lavere nivå av kolesterol førte til mer kompromittert ved studien endepunkt. Histologisk, det er endringer i muskel strukturen i samsvar med ødem og iskemiske skader i enkelte steder Figur 4. I noen tilfeller kan man observere endringer/skade i muskel fibrene på grunn av iskemi. Dette kan observeres som tap eller forstyrrelse av muskelfibre i histologiske analyse, som har blitt observert i noen hind lem iskemi modeller i mus. Imidlertid er omsorg nødvendig for å skille disse endringene fra histologiske gjenstander av vev behandling. Immunostaining for PECAM og αSMA kan brukes til å identifisere antall fartøy og større fartøy i vevs seksjonene (Figur 4). Overall, modellen bruker diabetes med et lavere nivå kolesterol diett produsert repeterbar underskudd i blodtrykk og endometrial blodkar over høyere kolesterol diett modell uten diabetes.

Figure 1
Figur 1: Angiograms for bakben av en diabetiker og ikke-diabetiker kanin pre-kirurgi, post-kirurgi og etter utvinning for 70 dager etter lårarterien ligation og forbrukeravgift. (A) angiografi av iskemiske lem (venstre) og kontralateral kontroll lem (høyre). (B) forstørret bilde av iskemiske lem på stedet av ligation. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: induksjon av bakben lem iskemi i kaniner gjennom lårarterien ligation og forbrukeravgift. (A) illustrasjon av vaskulær anatomi av kanin hind lem. Plasser bånd på alle punktene merket for å ombinde arteriene. Modifisert og brukt med tillatelse71. (B) kirurgisk felt som viser snittet ned til lårarterien før ligation. (C) lår arterier med ligations på plass for å indusere hind lem iskemi. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3: typisk blodtrykk og blod kjemikalier for kaniner med hind lem iskemi i løpet av modellen. Den diabetiker/MC gruppen ble overtalt til å ha diabetes og gitt en 0,1% kolesterol diett. Den ikke-diabetiker/HC gruppen ble gitt en 1% kolesterol diett. BGL = blodsukkernivå. TC = total kolesterol. LIPA = lipoprotein (a). BP = blodtrykks forhold mellom iskemiske og ikke-iskemiske lem. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 4
Figur 4: histologiske analyse av muskelen i bakdelen i diabetiker kaniner 70 dager etter lårarterien ligation. H & E flekker samt immunhistokjemiske farging for endothelial markør, PECAM, og vaskulær glatt muskel celle markør, αSMA, ble utført. Vevsprøver ble biopsied fra iskemiske lem og ikke-iskemiske kontralateral kontroll lem. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Vi har forevist en prekliniske modell for inducing bakben armen iskemi inne kanin med diabetes og hyperlipidemi. I mange studier, det er tvetydighet i teknikken brukes til å lage bakben lem iskemi i kaniner. I mus, alvorlighetsgraden og utvinningen fra hind lem iskemi er svært avhengig av plasseringen av ligation og teknikk som brukes til å indusere iskemi. Betydningen av teknikken som presenteres i dette arbeidet er at det gir mulighet for konsistent induksjon av iskemi som ikke helt tilbake etter 8 uker i diabetiker dyr. Spesielt når dyrene ble gitt en høyere kolesterol og fett diett, de var i stand til å gjenopprette til nær Baseline nivåer av lem blodtrykk ratio. I tillegg, på høyere fett diett dyrene hadde endringer i leveren enzymer tyder leverskader. Således, den diabetiker modell med et lavere nivå av kolesterol/fett synes å være en mer konsistent og relevant modell av kroniske iskemi i lem.

Fire viktige trinn kan fremheves i denne modellen, inkludert induksjon av diabetes, angiografi, kirurgisk ligation av lår arteriene og anvendelsen av behandling. Blant disse trinnene, induksjon av diabetes var en av de mest kritiske skritt og en som kan kreve ytterligere optimalisering for hvert laboratorium. Frekvensen av alloxan injeksjon er en viktig faktor som endrer toksisitet og effektiviteten av induksjon av diabetes ved alloxan for kaniner. Når injisert for fort, alloxan forårsaket ustabilitet i BGL og død i kaniner. Dette kan noen ganger observeres som hypoglykemi som ikke er løst gjennom injeksjoner av druesukker løsninger eller i andre tilfeller ekstremt høy BGL. Hvis injisert for sakte kaniner ofte ikke blir diabetiker. Det er en mulig det denne parameter ville nød å bli optimert for kanin fra annerledes kilder. Kanin ville karakteristisk bli hyperglykemiske for 1-3 h, bortsett fra det BGL ville så begynne å miste. Derfor, vanligvis ingen insulin administreres på dagen for diabetes induksjon. Men hvis BGL synker under 100 mg/dL i den første 24 h, kan det økes ved å injisere 10,0 mL 5% druesukker løsning subkutant eller ved å endre vannforsyningen til en 10% druesukker løsning (vanligvis over natten er tilstrekkelig). Når insulin administreres en ekstra BGL test er gjort for å sikre at glukosenivået ikke faller for lavt. Insulin responsen varierer ofte for hver kanin. Dermed er individuelle doseringsregimer brukes til å normalisere BGL basert på hvordan kaninen reagerer på insulin. Diabetes er vanligvis indusert etter 2-3 dager etter alloxan injeksjon.

Som en prekliniske modell av perifer vaskulær sykdom og lem iskemi, har modellen presentert har noen mulige begrensninger. Induksjon av diabetes med alloxan fører til rask utvikling av type I diabetes. Dette er i motsetning til den kroniske utviklingen av type II diabetes som er mest utbredt i menneskelige pasienter. Videre er iskemi utviklet akutt på grunn av kirurgiske ligation snarere enn på grunn av kronisk utvikling av vaskulær sykdom og aterosklerotiske plaketter. En fundamental begrensning av å bruke kaniner er deres skjørhet som et dyr modell. Dyrene vil bare tolerere en begrenset mengde hyperlipidemi i kombinasjon med type I diabetes og optimalisere den maksimale sykdoms mengden uten å ha dyret dø var et viktig mål i å skape denne protokollen. Vår gruppe har hypotetisk gjennomsnitt at pasienter med perifere iskemi utvikle terapeutisk motstand mot angiogenic vekstfaktorer og at dette kan spille en viktig rolle i svikt i vekstfaktor-baserte legemiddel selskap for iskemi66. For dette formål har vi vist et tap i celle overflate proteoglycans og en økning i heparanase i dyre-og vevsprøver55,58,67,68,69,70 . Det er ukjent om kaninen modellen beskrevet her demonstrerer vekstfaktor motstand, selv om observasjon at det er lengre sikt iskemi med diabetes og moderat hyperlipidemi modell i forhold til den høye hyperlipidemi modellen skulle tilsi Det er noe underskudd i revaskularisering prosessen.

For inkludering av behandlinger i modellen, er det viktig å ha en utvinning periode etter induksjon av iskemi for å tillate akutt healing fase skal skje uten inngrep. Hvis terapier er gitt i løpet av denne tiden, ville responsen være mer relevant for å øke responsen på akutte iskemi i stedet for den kroniske iskemi som karakteriserer perifere vaskulær sykdom. En slik modell kan være relevant for akutt iskemiske skader i traumer eller trombose, men vil trolig ikke gi god korrelasjon med kroniske iskemi. Gitt den dårlige sammenhengen mellom positive resultater i prekliniske modeller av iskemi i friske dyr og resultatene av kliniske studier, inkludering av diabetes eller en annen faktor som reduserer vaskulær regenerering er avgjørende for å forsøke å recapitulate lem iskemi i mennesker for etablering av fremtidige terapier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne takknemlig erkjenner finansiering gjennom Department of Defense Congressionally regissert Research program (DOD CDMRP; W81XWH-16-1-0582) til ABB og RS. Forfatterne erkjenner også finansiering gjennom American Heart Association (17IRG33410888), DOD CDMRP (W81XWH-16-1-0580) og National Institutes of Health (1R21EB023551-01; 1R21EB024147-01A1; 1R01HL141761-01) til ABB.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% Sodium Chloride Henry Schein Medical 1537468 / 1531434 250 mL bag / 1000 mL irrigation btl
1 mL Syringe VWR BD309628
10 mL Syringe VWR BD309695
10% Formalin Fisher-Scientific 23-245684
18G Needle VWR 89219-294
20G Needle VWR 89219-340
25G Needle VWR 89219-290
27G Needle VWR 89219-288
5 mL Syringe VWR BD309646
5% Dextrose Patterson Veterinary 07-800-9689
Acepromazine Patterson Veterinary VEDC207
Alfaxalone Patterson Veterinary 07-891-6051
Alginate Sigma-Aldrich PHR1471-1G
Alloxan Monohydrate Sigma-Aldrich A7413
Angiography Equipment Toshiba Infinix-i
Angiography Injector Medrad
Anti-Mouse Ab Alexa 594 Thermo Fisher Scientific A-11032 Secondary Antibody for IHC
Anti-Rabbit Ab Alexa 488 Thermo Fisher Scientific A-11008 Secondary Antibody for IHC
a-SMA Antibody Abcam ab5694 Primary Antibody for IHC
Baytril Bayer Animal Health 724089904201 Enrofloxacin
Blood Chemistry Panel IDEXX 2616 Rabbit Panel
Blood Pressure Cuff WelchAllyn Flexiport Disposable BP Cuff-infant size 7
Blood Pressure Monitor Vmed Technology Vmed Vet-Dop2
Bupivacaine Henry Schein Medical 6023287
Buprenorphine Patterson Veterinary 42023017905
Buprenorphine SR ZooPharm
Calcium Sulfate CB Minerals Food and Pharmaceutical Grade USP and FCC
Chlorhexidine Scrub Patterson Veterinary 07-888-4598
Chloroform Fisher-Scientific C298-4
Cholesterol Sigma-Aldrich C8503
DAPI Thermo Fisher Scientific 62248
Ear Vein Catheter Patterson Veterinary SR-OX165 Surflo IV catheters
Endotracheal tube Patterson Veterinary Sheridan Brand, Depends on Rabbit Size
Glucometer Amazon B001A67WH2 Accu-Chek Aviva
Glucometer Test Strips McKesson Medical-Surgical 788222 Accu-Chek Aviva Plus
Guidewire Boston Scientific 39122-01
Hair Clippers Amazon B000CQZI3Q Oster #40 blade
Heating Pad Cincinnati Subzero 273
Heating Pad Pump Gaymar Gaymar T/Pump
Hemostat Fine Science Tools 13009-12 Curved Mosquito Hemostat
Heparin Patterson Veterinary
Insertion Tool Merit Medical Systems MAP550 metal wire insertion tool
Insulin HPB Pharmacy Novalin R & Novalin N
Insulin Syringes McKesson Medical-Surgical 942674
Introducer Cook Medical G28954 3F Check Flo Performer Introducer
Isoflurane Henry Schein Medical 1100734
Ketamine Patterson Veterinary 856440301
Lactated Ringers McKesson Medical-Surgical 186662
Lidocaine McKesson Medical-Surgical 239936
Lidocaine/Prilocaine cream McKesson Medical-Surgical 761240
Ligaloop V. Mueller CH117 / CH116 White Mini / Yellow Mini
Mazola Corn Oil Amazon B0049IIVCI
Medrad Syringe McKesson Medical-Surgical 346920 150 mL
Meloxicam Patterson Veterinary
Metal ball sutures Ethicon-Johnson & Johnson K891H 4-0 silk C-1 30"
Metzenbaum Scissors Fine Science Tools 14019-13
Midazolam Henry Schein Medical 1215470
Nitroglycerin McKesson Medical-Surgical 927528
PECAM Antibody Novus Biologicals NB600-562 Primary Antibody for IHC
Perfusion Pump Masterflex
Pigtail Catheter Merit Medical Systems 1310-21-0053 3F pigtail
Polydioxanone (PDS II) suture McKesson Medical-Surgical 129271 4-0 taper RB-1 (needle comes on suture)
Polydioxanone (PDS II) suture McKesson Medical-Surgical 129031 4-0 reverse cutting FS-2
Polyglactin 910 (Vicryl) suture Butler 7233-41 3-0 taper RB-1
Polyglactin 910 (Vicryl) suture McKesson 104373 4-0 reverse cutting FS-2
Rabbit Chow (Alfalfa) LabDiet 5321
Rabbit Restrainer VWR 10718-000
Rib Cutters V. Mueller
Scalpel Fine Science Tools 10003-12
Scalpel Blade Fine Science Tools 10015-00 #15 blade
Silk Sutures Ethicon-Johnson & Johnson A183H 4-0 silk ties 18"
Stainless Steel Ball McMaster-Carr 1598K23 3-mm diameter
Surgical Drapes Gepco 8204S
Syringe Pump DRE Veterinary Versaflow VF-300
Visipaque contrast media McKesson Medical-Surgical 509055
Weitlaner Retractor Fine Science Tools 17012-13

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), e38-e360 (2016).
  2. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2011 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 123 (4), e18-e209 (2011).
  3. Shammas, A. N., et al. Limb Outcomes Following Lower Extremity Endovascular Revascularization in Patients With and Without Diabetes Mellitus. Journal of Endovascular Therapy. 24 (3), 376-382 (2017).
  4. Tunstall-Pedoe, H., Peters, S. A. E., Woodward, M., Struthers, A. D., Belch, J. J. F. Twenty-Year Predictors of Peripheral Arterial Disease Compared With Coronary Heart Disease in the Scottish Heart Health Extended Cohort (SHHEC). Journal of the American Heart Association. 6 (9), (2017).
  5. Whiteley, H. J., Stoner, H. B., Threlfall, C. J. The effect of hind limb ischaemia on the physiological activity of rabbit skin). British Journal of Experimental Pathology. 34 (4), 365-375 (1953).
  6. Longland, C. J. Collateral circulation in the limb. Postgraduate Medical Journal. 29 (335), 456-458 (1953).
  7. Waters, R. E., Terjung, R. L., Peters, K. G., Annex, B. H. Preclinical models of human peripheral arterial occlusive disease: implications for investigation of therapeutic agents. Journal of Applied Physiology. 97 (2), 773-780 (2004).
  8. Krishna, S. M., Omer, S. M., Golledge, J. Evaluation of the clinical relevance and limitations of current pre-clinical models of peripheral artery disease. Clinical Science (London. 130 (3), 127-150 (2016).
  9. Zhou, J., et al. Therapeutic angiogenesis using basic fibroblast growth factor in combination with a collagen matrix in chronic hindlimb ischemia). ScientificWorldJournal. , 652794 (2012).
  10. Prochazka, V., et al. Therapeutic Potential of Adipose-Derived Therapeutic Factor Concentrate for Treating Critical Limb Ischemia. Cell Transplantation. 25 (9), 1623-1633 (2016).
  11. Cao, R., et al. Angiogenic synergism, vascular stability and improvement of hind-limb ischemia by a combination of PDGF-BB and FGF-2. Nature Medicine. 9 (5), 604-613 (2003).
  12. Doi, K., et al. Enhanced angiogenesis by gelatin hydrogels incorporating basic fibroblast growth factor in rabbit model of hind limb ischemia. Heart and Vessels. 22 (2), 104-108 (2007).
  13. Nitta, N., et al. Vascular regeneration by pinpoint delivery of growth factors using a microcatheter reservoir system in a rabbit hind-limb ischemia model. Experimental and Therapeutic. 4 (2), 201-204 (2012).
  14. Karatzas, A., et al. NGF promotes hemodynamic recovery in a rabbit hindlimb ischemic model through trkA- and VEGFR2-dependent pathways. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 62 (3), 270-277 (2013).
  15. Stachel, G., et al. SDF-1 fused to a fractalkine stalk and a GPI anchor enables functional neovascularization. Stem Cells. 31 (9), 1795-1805 (2013).
  16. Asahara, T., et al. Synergistic effect of vascular endothelial growth factor and basic fibroblast growth factor on angiogenesis in vivo. Circulation. 92, 365 (1995).
  17. Morishita, R., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human recombinant hepatocyte growth factor in rabbit hind limb ischemia model as cytokine supplement therapy. Hypertension. 33 (6), 1379-1384 (1999).
  18. Walder, C. E., et al. Vascular endothelial growth factor augments muscle blood flow and function in a rabbit model of chronic hindlimb ischemia. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 27 (1), 91-98 (1996).
  19. Anderson, E. M., et al. VEGF and IGF Delivered from Alginate Hydrogels Promote Stable Perfusion Recovery in Ischemic Hind Limbs of Aged Mice and Young Rabbits. Journal of Vascular Research. 54 (5), 288-298 (2017).
  20. Xie, J., et al. Induction of angiogenesis by controlled delivery of vascular endothelial growth factor using nanoparticles. Cardiovascular Therapeutics. 31 (3), e12-e18 (2013).
  21. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  22. Ohara, N., et al. Adenovirus-mediated ex vivo gene transfer of basic fibroblast growth factor promotes collateral development in a rabbit model of hind limb ischemia. Gene Therapy. 8 (11), 837-845 (2001).
  23. Pyun, W. B., et al. Naked DNA expressing two isoforms of hepatocyte growth factor induces collateral artery augmentation in a rabbit model of limb ischemia. Gene Therapy. 17 (12), 1442-1452 (2010).
  24. Kupatt, C., et al. Cotransfection of vascular endothelial growth factor-A and platelet-derived growth factor-B via recombinant adeno-associated virus resolves chronic ischemic malperfusion role of vessel maturation. Journal of the American College of Cardiology. 56 (5), 414-422 (2010).
  25. Olea, F. D., et al. but not single, VEGF gene transfer affords protection against ischemic muscle lesions in rabbits with hindlimb ischemia. Gene Therapy. 16 (6), 716-723 (2009).
  26. Pinkenburg, O., et al. Recombinant adeno-associated virus-based gene transfer of cathelicidin induces therapeutic neovascularization preferentially via potent collateral growth. Human Gene Therapy. 20 (2), 159-167 (2009).
  27. Katsu, M., et al. Ex vivo gene delivery of ephrin-B2 induces development of functional collateral vessels in a rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 49 (1), 192-198 (2009).
  28. Korpisalo, P., et al. Therapeutic angiogenesis with placental growth factor improves exercise tolerance of ischaemic rabbit hindlimbs. Cardiovascular Research. 80 (2), 263-270 (2008).
  29. Chen, F., Tan, Z., Dong, C. Y., Chen, X., Guo, S. F. Adeno-associated virus vectors simultaneously encoding VEGF and angiopoietin-1 enhances neovascularization in ischemic rabbit hind-limbs. Acta Pharmacologica Sinica. 28 (4), 493-502 (2007).
  30. Kobayashi, K., et al. Combination of in vivo angiopoietin-1 gene transfer and autologous bone marrow cell implantation for functional therapeutic angiogenesis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 26 (7), 1465-1472 (2006).
  31. Lee, J. U., et al. A novel adenoviral gutless vector encoding sphingosine kinase promotes arteriogenesis and improves perfusion in a rabbit hindlimb ischemia model. Coronary Artery Disease. 16 (7), 451-456 (2005).
  32. Nishikage, S., et al. In vivo electroporation enhances plasmid-based gene transfer of basic fibroblast growth factor for the treatment of ischemic limb. Journal of Surgical Research. 120 (1), 37-46 (2004).
  33. Ishii, S., et al. Appropriate control of ex vivo gene therapy delivering basic fibroblast growth factor promotes successful and safe development of collateral vessels in rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 39 (3), 629-638 (2004).
  34. Tokunaga, N., et al. Adrenomedullin gene transfer induces therapeutic angiogenesis in a rabbit model of chronic hind limb ischemia: benefits of a novel nonviral vector, gelatin. Circulation. 109 (4), 526-531 (2004).
  35. Yamauchi, A., et al. Pre-administration of angiopoietin-1 followed by VEGF induces functional and mature vascular formation in a rabbit ischemic model. Journal of Gene Medicine. 5 (11), 994-1004 (2003).
  36. Zhong, J., et al. Neovascularization of ischemic tissues by gene delivery of the extracellular matrix protein Del-1. Journal of Clinical Investigation. 112 (1), 30-41 (2003).
  37. Shyu, K. G., Chang, H., Isner, J. M. Synergistic effect of angiopoietin-1 and vascular endothelial growth factor on neoangiogenesis in hypercholesterolemic rabbit model with acute hindlimb ischemia. Life Sciences. 73 (5), 563-579 (2003).
  38. Kasahara, H., et al. Biodegradable gelatin hydrogel potentiates the angiogenic effect of fibroblast growth factor 4 plasmid in rabbit hindlimb ischemia. The Journal of the American College of Cardiology. 41 (6), 1056-1062 (2003).
  39. Rissanen, T. T., et al. Fibroblast growth factor 4 induces vascular permeability, angiogenesis and arteriogenesis in a rabbit hindlimb ischemia model. FASEB Journal. 17 (1), 100-102 (2003).
  40. Taniyama, Y., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human hepatocyte growth factor gene in rat and rabbit hindlimb ischemia models: preclinical study for treatment of peripheral arterial disease. Gene Therapy. 8 (3), 181-189 (2001).
  41. Vincent, K. A., et al. Angiogenesis is induced in a rabbit model of hindlimb ischemia by naked DNA encoding an HIF-1alpha/VP16 hybrid transcription factor. Circulation. 102 (18), 2255-2261 (2000).
  42. Gowdak, L. H., et al. Induction of angiogenesis by cationic lipid-mediated VEGF165 gene transfer in the rabbit ischemic hindlimb model. Journal of Vascular Surgery. 32 (2), 343-352 (2000).
  43. Shyu, K. G., Manor, O., Magner, M., Yancopoulos, G. D., Isner, J. M. Direct intramuscular injection of plasmid DNA encoding angiopoietin-1 but not angiopoietin-2 augments revascularization in the rabbit ischemic hindlimb. Circulation. 98 (19), 2081-2087 (1998).
  44. Witzenbichler, B., et al. Vascular endothelial growth factor-C (VEGF-C/VEGF-2) promotes angiogenesis in the setting of tissue ischemia. The American Journal of Pathology. 153 (2), 381-394 (1998).
  45. Prochazka, V., et al. The Role of miR-126 in Critical Limb Ischemia Treatment Using Adipose-Derived Stem Cell Therapeutic Factor Concentrate and Extracellular Matrix Microparticles. Medical Science Monitor. 24, 511-522 (2018).
  46. Wang, J., et al. A cellular delivery system fabricated with autologous BMSCs and collagen scaffold enhances angiogenesis and perfusion in ischemic hind limb. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 100 (6), 1438-1447 (2012).
  47. Hao, C., et al. Therapeutic angiogenesis by autologous adipose-derived regenerative cells: comparison with bone marrow mononuclear cells. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 307 (6), H869-H879 (2014).
  48. Nemoto, M., et al. Adequate Selection of a Therapeutic Site Enables Efficient Development of Collateral Vessels in Angiogenic Treatment With Bone Marrow Mononuclear Cells. Journal of the American Heart Association. 4 (9), (2015).
  49. Mikami, S., et al. Autologous bone-marrow mesenchymal stem cell implantation and endothelial function in a rabbit ischemic limb model. PLoS One. 8 (7), (2013).
  50. Wang, S., et al. Transplantation of vascular endothelial growth factor 165transfected endothelial progenitor cells for the treatment of limb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 4967-4974 (2015).
  51. Yin, T., et al. Genetically modified human placentaderived mesenchymal stem cells with FGF2 and PDGFBB enhance neovascularization in a model of hindlimb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 5093-5099 (2015).
  52. Annex, B. H. Therapeutic angiogenesis for critical limb ischaemia. Nature Reviews Cardiology. 10 (7), 387-396 (2013).
  53. Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
  54. Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
  55. Monteforte, A. J., et al. Glypican-1 nanoliposomes for potentiating growth factor activity in therapeutic angiogenesis. Biomaterials. 94, 45-56 (2016).
  56. Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
  57. Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomaterialia. 42, 56-65 (2016).
  58. Das, S., Singh, G., Baker, A. B. Overcoming disease-induced growth factor resistance in therapeutic angiogenesis using recombinant co-receptors delivered by a liposomal system. Biomaterials. 35 (1), 196-205 (2014).
  59. Kikuchi, R., et al. An antiangiogenic isoform of VEGF-A contributes to impaired vascularization in peripheral artery disease. Nature Medicine. 20 (12), 1464-1471 (2014).
  60. Shafat, I., Ilan, N., Zoabi, S., Vlodavsky, I., Nakhoul, F. Heparanase levels are elevated in the urine and plasma of type 2 diabetes patients and associate with blood glucose levels. PLoS One. 6 (2), (2011).
  61. Wang, Y., et al. Endothelial cell heparanase taken up by cardiomyocytes regulates lipoprotein lipase transfer to the coronary lumen after diabetes. Diabetes. 63 (8), 2643-2655 (2014).
  62. Fan, C. L., et al. Therapeutic angiogenesis by intramuscular injection of fibrin particles into ischaemic hindlimbs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 33 (7), 617-622 (2006).
  63. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Interventional Radiology. 16 (7), 991-998 (2005).
  64. Gowdak, L. H., et al. Adenovirus-mediated VEGF(121) gene transfer stimulates angiogenesis in normoperfused skeletal muscle and preserves tissue perfusion after induction of ischemia. Circulation. 102 (121), 565-571 (2000).
  65. Zhang, H., Wang, X., Guan, M., Li, C., Luo, L. Skeletal muscle evaluation by MRI in a rabbit model of acute ischaemia. The British Journal of Radiology. 86 (1026), 20120042 (2013).
  66. Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
  67. Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
  68. Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomateriala. 42, 56-65 (2016).
  69. Baker, A. B., et al. Regulation of heparanase expression in coronary artery disease in diabetic, hyperlipidemic swine. Atherosclerosis. 213 (2), 436-442 (2010).
  70. Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind Limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
  71. Popesko, P., Rajtová, V., Ji Horák, A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. , Wolfe Publishing. London. (1992).

Tags

Medisin utgave 148 hind lem iskemi perifer arteriell sykdom perifer vaskulær sykdom kaniner diabetes hyperlipidemi angiografi
Prekliniske modell av hind lem iskemi i diabetiker kaniner
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Sligar, A. D., Howe, G., Goldman,… More

Sligar, A. D., Howe, G., Goldman, J., Felli, P., Karanam, V., Smalling, R. W., Baker, A. B. Preclinical Model of Hind Limb Ischemia in Diabetic Rabbits. J. Vis. Exp. (148), e58964, doi:10.3791/58964 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter