Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Præklinisk model af Hind Ekstremitets iskæmi i diabetisk kaniner

Published: June 2, 2019 doi: 10.3791/58964
Automatic Translation
1, 2, 3, 2, 1, 2,4, 1,5,6,7
1Department of Biomedical Engineering, University of Texas at Austin, 2Division of Cardiology, University of Texas McGovern Medical School, 3Center for Laboratory Animal Medicine and Care, UT Health Science Center at Houston, 4Memorial Herman Heart and Vascular Center, Texas Medical Center, 5Institute for Cellular and Molecular Biology, University of Texas at Austin, 6The Institute for Computational Engineering and Sciences, University of Texas at Austin, 7Institute for Biomaterials, Drug Delivery and Regenerative Medicine, University of Texas at Austin

Summary

Vi beskriver en kirurgisk procedure, der anvendes til at inducere perifer iskæmi hos kaniner med hyperlipidæmi og diabetes. Denne operation fungerer som en præklinisk model for tilstande oplevet i perifer arterie sygdom hos patienter. Angiografi er også beskrevet som et middel til at måle omfanget af indførte iskæmi og genvinding af perfusion.

Abstract

Perifer vaskulær sygdom er et udbredt klinisk problem, der påvirker millioner af patienter over hele verden. En væsentlig konsekvens af Perifer vaskulær sygdom er udviklingen af iskæmi. I svære tilfælde, patienter kan udvikle kritisk ekstremitetiskæmi, hvor de oplever konstante smerter og en øget risiko for lemmer amputation. Nuværende behandlinger for perifer iskæmi omfatter bypass kirurgi eller perkutane interventioner såsom ballonudvidelse med stent eller atherektomi at genoprette blodgennemstrømningen. Men, disse behandlinger ofte undlader at den fortsatte progression af vaskulær sygdom eller restenose eller er kontraindiceret på grund af den samlede dårlige helbred af patienten. En lovende potentiel tilgang til behandling af perifer iskæmi indebærer induktion af terapeutisk neovaskularisering at give patienten mulighed for at udvikle sikkerhed vaskulatur. Dette nydannede netværk Linderer perifer iskæmi ved at genskabe perfusion til det berørte område. Den hyppigst anvendte prækliniske model for perifer iskæmi udnytter skabelsen af bagekstremitet iskæmi i raske kaniner gennem femoral arterie ligation. I fortiden, dog har der været en stærk afbrydelse mellem succes prækliniske undersøgelser og svigt af kliniske forsøg vedrørende behandlinger for perifer iskæmi. Sunde dyr har typisk robust vaskulær regenerering som reaktion på kirurgisk induceret iskæmi, i modsætning til den reducerede vaskularisering og regenerering hos patienter med kronisk perifer iskæmi. Her beskriver vi en optimeret dyremodel for perifer iskæmi i kaniner, der omfatter hyperlipidæmi og diabetes. Denne model har reduceret sikkerhed dannelse og blodtryk opsving i forhold til en model med en højere kolesterol kost. Således kan modellen give bedre korrelation med humane patienter med kompromitteret angiogenese fra de fælles co-morbiditeter, der ledsager Perifer vaskulær sygdom.

Introduction

Perifer arteriel sygdom (PAD) er en fælles kredsløbssygdomme, hvor progression af aterosklerotisk plaque dannelse fører til en forsnævring af blodkar i lemmer af kroppen. Den nylige stigning i risikofaktorer for åreforkalkning, herunder diabetes, fedme, og inaktivitet, har ført til stigende prævalens af vaskulær sygdom1. I øjeblikket anslås det, at 12%-20% af den almindelige befolkning over 60 år har perifer arteriel sygdom2. En væsentlig konsekvens af perifer arteriel sygdom er udviklingen af perifer iskæmi, mest almindeligt forekommende i de nedre lemmer. I svære tilfælde, patienter kan udvikle kritisk ekstremitet iskæmi, en tilstand, hvor der er konstant smerte på grund af manglende blodgennemstrømning. Patienter med kritisk ekstremitet iskæmi har en 50% sandsynlighed for at have en lemmer amputeret inden for et år af diagnosen. Desuden har patienter med diabetes en højere incidens af perifer arteriel sygdom og dårligere resultater efter interventioner for revaskularisering3,4. Nuværende behandlinger for perifer iskæmi omfatter perkutane interventioner såsom atherektomi og stent eller kirurgisk bypass. Men, for mange patienter disse behandlinger kun giver kortsigtede fordele og mange er ikke sundt nok til større kirurgiske procedurer. I dette arbejde, beskriver vi en præklinisk dyremodel til afprøvning af nye behandlinger rettet mod Perifer vaskulær sygdom, der inkorporerer dannelsen af perifer iskæmi i kaniner gennem kirurgisk ligation i forbindelse med diabetisk sygdom tilstand.

Bagekstremiteten iskæmi model i kaniner har været anvendt som en fysiologisk model for obstruktiv vaskulær sygdom og prækliniske forløber for humane undersøgelser i over et halvt århundrede5,6. Kaniner er ofte en foretrukken art for undersøgelser af perifer iskæmi på grund af den udviklede muskulatur i anklen og kalve musklen, i modsætning til almindelige store dyremodeller, der er hovdyr (dyr med hove). Flere nylige anmeldelser har behandlet brugen af denne model og andre i modellering Perifer vaskulær sygdom hos mennesker7,8. Lignende modeller, der anvender bagekstremitetsiskæmi hos kaniner, blev anvendt i prækliniske studier af vækstfaktorer9,10,11,12,13,14, 15,16,17,18,19,20, genterapi21,22,23, 24,25,26,27,28,29,30,31,32, 33,34,35,36,37,38,39,40,41, 42,43,44og stamceller45,46,47,48,49 , 50 ,51til terapeutisk neovascularisering i arme og ben. Desværre, de kliniske forsøg, der fulgte disse vellykkede dyreforsøg viste ikke betydelige fordele for patienter52.

En foreslået forklaring på årsagen til denne translationel fiasko er, at tilstanden af perifer iskæmi i humane patienter er en, der omfatter resistens over for angiogene signaler53,54,55, 56 af , 57 af , 58 af , 59. flere undersøgelser har vist defekter i angiogene signalering veje i diabetes og hyperglykæmi. Diabetes og hyperlipidæmi føre til et tab af dermatansulfat sulfat proteoglycaner og en stigning i enzymer, der skærer dermatansulfat sulfat, præsenterer en potentiel mekanisme for resistens over for terapeutisk angiogenese/arteriogenesis med vækstfaktorer60 , 61. et centralt element i en model for perifer iskæmi bør derfor omfatte et aspekt af terapeutisk resistens, således at terapier kan evalueres i forbindelse med den sygdomstilstand, der findes hos humane patienter.

I dette arbejde beskriver vi en kanin model af perifer iskæmi gennem kirurgisk ligation af femorale arterier. En bly-in periode med induktion af diabetes og hyperlipidæmi er indarbejdet i modellen. Vi sammenlignede denne model med en anden model, der inkorporerer en højere fedt diæt uden diabetes og fandt, at modellen med diabetes og lavere niveau af hyperlipidæmi var mere effektiv til at reducere blodkar vækst. Vores model kombinerer fremskridt, der er blevet brugt af separate grupper, med det formål at give en praktisk og standardiseret metode til at opnå konsistente resultater i Perifer vaskulær sygdom forskning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Undersøgelser, der involverer dyr blev udført med godkendelse af University of Texas i Austin og UTHealth Science Center i Houston institutionel Animal Care og use Committee (IACUC), dyrepasning og brug Review Office (ACURO) af den amerikanske hær Medicinsk forskning og materiel kommando kontoret for forskning beskyttelse, og i overensstemmelse med NIH retningslinjer for dyrepasning.

1. induktion af diabetes og hyperlipidæmi

  1. Overgang New Zealand kaniner (4 – 6 måneder gamle) fra en kop standard Lucerne Chow til 0,1% kolesterol Chow i løbet af fire dage. For dag 1 – 5, brug standard Chow til kolesterol Chow ratio af 1:0, 3:1, 1:1, 1:3, og 0:1, hhv. Efter to uger på 0,1% kolesterol Chow, inducerer kaniner at have diabetes ved hjælp af alloxan injektion som beskrevet i følgende trin
  2. Der sederes kaniner ved hjælp af 35 – 75 mg/mL ketamin og 1 – 2 mg/mL Acepromazin via subkutan injektion og forberedelse til en INTRAVENØS injektion ved at indføre et kateter i den marginale venstre øregang ved hjælp af et 22 g kateter.
  3. Der opsamles en dråbe blod fra kaninerne via knudepunktet i ørevene kateteret til måling af baseline blodglucose (BGL). Alle standard-glucometer kan anvendes. Normale glukose niveauer for en kanin er typisk i intervallet 80 til 150 mg/dL.
  4. Injicer alloxan ved 100 mg/kg rekonstitueret i saltvand til et volumen på 8 mL gennem ørekankatetret langsomt over en 8-minutters periode ved hjælp af en sprøjtepumpe.
  5. Kontroller BGL hver time for de næste 12 timer ved hjælp af en standard glucometer til at overvåge for hypoglykæmi.
    1. Anbring kaninen i et fastholdelses stativ.
    2. Anæstetize øret med 2,5% lidocaine/2,5% prilocain creme.
    3. Tag blod fra den laterale øre vene ved hjælp af en 27 G nål og måle BGL ved hjælp af en standard måler.
  6. Mål BGL to gange om dagen i de første 7 dage. Giv kaniner en injektion af insulin, hvis BGL når eller overstiger 350 mg/dL.
  7. Forbered en 3 mm rustfri stålkugle til implantation som en størrelses markør under angiogrammer før operationsdagen.
    1. Skær et 10 mm cirkulært stykke silastisk folie ud af et større ark ved hjælp af en biopsi punch.
    2. Monter bolden i midten af arket ved hjælp af klar silikone tætningsmiddel.
    3. Helt dække bolden med fugemasse. Lad fugemassen helbrede i mindst 24 timer.
    4. Placer bolden i en åben 2 tommer x 3 tommer lav densitet polyethylen taske og placere den i en steriliserings pose, der skal steriliseres med ethylenoxid gas.

2. fremstilling af kanin til kirurgi

  1. Anæstetize kanin ved hjælp af 20 – 40 mg/kg ketamin og 2 mg/kg midazolam via subkutan injektion. Anbring kaninen på 1,5% – 3% isofluran (typisk 2%) gennem den indledende sedation ved hjælp af en maske. Giv en injektion af alfaxalone for at opretholde anæstesi via en intramuskulær injektion på 3 mg/kg.
  2. Når anæstesi, fjerne masken og indsætte en cuffed endotrakeal tube, ind i luftvejene og tilslutte til en ventilator. Fortsætte med at administrere isofluran med 1,5% – 3%.
  3. Saml blod fra den centrale arterie fra enten øre til en baseline kemi panel.
  4. Anbring et 22 G øretelefon i den laterale øregang for den Lakterede Ringers opløsning i løbet af den kirurgiske procedure. Alternativt kan der anvendes normalt saltvand (0,9% natriumchlorid).
  5. Brug den laterale vene i det modsatte øre til at placere et kateter i venen og Levér alfaxalene ved 6 mg/kg/t. gradvist øge alfaxalone til 8 mg/kg/t mens reducere isofluran til 0,6% i forberedelsesperioden.
  6. For at begrænse smerte og infektionsrisiko skal du administrere buprenorphin (0,01 mg/kg) og enrofloxacin (5 mg/kg) ved hjælp af en subkutan injektion med en 25 G kanyle.
  7. Trim håret på halsen, højre og venstre inderlår, og ryg ved hjælp af klippemaskiner (#40 klinge). Hår er fjernet fra ryggen for at opretholde kontakten med jording pad.
  8. Anbring et blodtryks manchet på hver af bagbenene og mål det initiale blodtryk. Anbring manchetten lige under knæet med sonden lige overhånd fladen på den laterale overflade.
  9. Placer kaninen på operationsbordet på ryggen og skrub og drapere Operations stederne. Dette omfatter halsen for carotis arterie adgang og indre højre lår for femoral arterie adgang. Udfør steriliserings skrubbe med vekslende scrubs på 2% chlorhexidin og 70% ethylalkohol. Gentag dette tre gange, og Påfør derefter en endelig spray med 2% chlorhexidin opløsning.
  10. Anbring en 3 mm rustfri stålkugle, der er blevet steriliseret inde i en polyethylen-pose med lav densitet oven på højre (skrubbet) ben nær den øvre del af låret, så den kan bruges som reference under angiogram målingerne. Anbring en steril drapere over benet indtil operationstidspunktet. Lad bolden være inde i den sterile plastikpose under det første angiogram.

3. angiografi

  1. Eksponere den rigtige fælles carotis-arterie
    1. Lav en 4 – 5 cm lang indsnit bare lateral til luftrøret ved hjælp af en skalpel med en #15 klinge.
    2. Brug stump dissektion til at eksponere halspulsåren og åbne indsnittet ved hjælp af små Weitlaner retraktorer. Isoler forsigtigt halspulsåren fra den jonkulære vene og vagus nerven. Typisk anvendes en buet Metzenbaum saks og en buet Mosquito hemostat til den sløve dissektion. Vær sikker på at få fuld adskillelse af carotis arterien fra nerve og jonkel vene til at gøre ligaturer kun fast arterien.
  2. Anbring en ligatur ved hjælp af en 4-0 silke sutur i de proverale og distale ender af den eksponerede arterie. Binde den distale ende af carotis med en kirurgens knude efterfulgt af fire firkantede knob. På den proximale ende skal du bruge en ligaloop, så den kan strammes eller løsnes efter behov. Brugen af en ligaloop placeret i den proksimale ende af den eksponerede arteriel kan hjælpe med at sikre introducer og kateter.
  3. Administrer 500 IE heparin gennem I.V.. Brug ca. 0,5 mL 1% lidocain påført langs det eksponerede carotis til at udstråle beholderen. En behandling er normalt tilstrækkelig, men det kan gentages efter behov. Skær ca. halvvejs gennem halspulsåren ved hjælp af en skalpel eller iris saks, og anbring derefter 4-tommers tråds indsætnings værktøjet i arterien.
  4. Fodre en 0,014 tommer x 185 cm guidewire gennem indsætnings værktøjet til aorta bifurcation på bækkenbens Crest i den faldende aorta. Fjern indsættelses værktøjet, og Indsæt et 3F-Pigtail Angiografisk kateter overtråden.
  5. Før grisehale kateteret at være 2 cm proksimalt til aorta bifurcation på bækkenbens Crest i faldende aorta.
  6. Anbring spidsen af kateteret mellem den syvende lænde og første Sakral hvirvler. Test placeringen af kateteret ved manuelt at injicere en 2 – 4 mL kontrastmiddel.
  7. Administration af en intraarteriel injektion på 100 μg nitroglycerin gennem kateteret for at øge vasodilatation.
  8. Der administreres 0,8 mL 1% lidocain til kanin gennem kateteret for at hjælpe med vasodilatation under angiogrammet. Fastgør slangen til injektoren til kateteret og fjern eventuelle luftbobler i linjen. Injicer 8-9 mL kontraststof ved hjælp af automatiseret Angiografisk injektor gennem kateteret.
  9. Optag serielle billeder af bagbenene ved hjælp af angiografi.
    1. Indstil effekt injektoren til at injicere kontrast ved 3 mL/sek i alt 8-9 mL. Udfør digital subtraktion angiografi ved 6 billeder pr. sekund.
    2. Vælg de serielle billeder oprettet og ændre et foto af hvert angiogram ved hjælp af ca-40% indstilling for at minimere udseendet af knogle og fange et komplet billede af beholderen perfusion med kontrast. Et eksempel angiogram af det vaskulære flow efter femoral arterie ligation/excision er vist i figur 1.

4. isolering af femoral arterie

  1. Lav en langsgående indsnit i huden over den højre femoral arterie ved hjælp af en skalpel (#15 klinge). Sørg for, at indsnit udvider inferiorly fra lyske ligament slutter på området lige proksimal til patella (ca. 6 cm).
  2. Brug stump dissektion med buet Metzenbaum saks eller en buet Mosquito hemostat til at eksponere femoral arterie.
  3. Brug Weitlaner retraktorer til at holde incisionen åben.
  4. Tilsæt 0,5 mL af 1% lidocain lokalt for at reducere nerve irritation og fremme vasodilatation.
  5. Fortsæt stump dissektion af vævet for at frigøre hele længden af femoral arterie sammen med alle grene af femoral arterie, herunder ringere epigastrisk, dyb femoral, lateral circumflex, og overfladiske epigastriske arterier (figur 2a) .
  6. Dissect yderligere langs de popliteale og saphena arterier samt den eksterne bækkenbens arterien (figur 2a). Regelmæssigt fugte området med saltvand for at beskytte mod vævsskade. Hvis den stumpe dissektion udføres langs femoral rille (mellem musklerne) er der ingen grund til at skære musklen.
  7. Omhyggeligt adskille arterien fra vene og nerve som vist i figur 2b, C. Ligate arterierne indikeret af diagrammet med 4,0 silke suturer ved at placere to bånd med nok plads mellem dem til at skære arterien. Disse bånd er udført med en kirurgs knude efterfulgt af fire firkantede knob.
  8. Skær mellem de to bånd på de ligerede arterier ved hjælp af den lille Metzenbaum saks. Punktafgift femoral arterie fra sin proksimale oprindelse som en gren af den eksterne bækkenbens arterien til det punkt distalt, hvor det bifurcates at danne saphena og popliteale arterier.

5. Gentag angiografi

  1. Brug 4-0 silke sutur til fastgørelse af silastiske plader med 3 mm rustfri stålkugle til den øvre del af quadriceps musklen. Træk huden over bolden, når den er på plads.
  2. Administration af en intraarteriel injektion på 100 μg nitroglycerin gennem kateteret for at øge vasodilatation.
  3. Hvis det er nødvendigt, skal du administrere en anden 0,8 mL 1% lidocain til kanin gennem kateteret for at hjælpe med vasodilatation under angiogrammet.
  4. Injicer 8-9 mL kontraststof ved hjælp af en automatiseret Angiografisk injektor.
  5. Udfør angiografi som beskrevet i trin 3,9.

6. sårlukning og-genvinding

  1. Fjern kateteret fra den højre arterie. Binde arterien ved hjælp af 4-0 silke sutur, der allerede er på plads omkring arterien.
  2. Sutur begge sår lukket. Tætte muskler og subcukulære lag ved hjælp af 4-0 polydioxanon eller 3-0 polyglaktin 910 på en taper nål (Se tabel over materialer) i et kontinuerligt sutur mønster. Luk huden ved hjælp af 4-0 polydioxanon eller 4-0 polyglaktin 910 på en omvendt skære pind (Se tabel over materialer) i et begravet kontinuerligt subcukulært sutur mønster.
    Bemærk: Hvis det er muligt, foretrækkes polydioxanon for begge.
  3. Indgiv intradermal injektion af 0,25% bupivacaintil i nærheden af indsnit ved hjælp af en sprøjte med en 25 G kanyle. Stik kanylen ind og Injicer 0,5 mL, mens nålen trækkes tilbage. Giv en injektion per side af såret for indsnit på halsen (to injektioner på halsen) og to injektioner per side af såret for indsnit på benet (fire injektioner på benet; seks injektioner i alt). Det totale injicerede volumen er 3 mL (0,5 mL x 6 injektioner).
  4. Injicer subkutane injektioner af 0,5 mg/kg meloxicam og vedvarende frigivelse af buprenorphin ved 0,12 mg/kg.
  5. Overvåg kaninen, da den genopretter fra anæstesi. Kanin vil automatisk begynde at sluge, da det vågner op fra anæstesi. Når synke reaktionen opstår, skal du fjerne endotrakeal røret. Give tæt overvågning og termisk støtte indtil kanin er i stand til at opretholde hjerte-kar-funktion og kropstemperatur. Returner kaninen til sit kabinet, når den er i stand til at ambulere.
  6. Ansæt friske grøntsager og/eller sprøjte fodring af en kritisk pleje kost sammen med subkutane salt indsprøjtninger, hvis kanin ikke tåler Chow efter operationen. Kål, broccoli, blomkål, gulerødder, eller andre i årstidens grøntsager kan anvendes. Shred grøntsagerne og bland dem sammen for at hjælpe i kanin vender tilbage til at spise.

7. overvågning af

  1. Anæstetize kaniner hver anden uge for at erhverve blodtryk på begge ben som beskrevet i trin 2,8. Høst blod fra den centrale arterien i øret til brug i blodkemi assays. Alternativt kan du tage blod fra saphena vene eller cephalvene. Der tages ca. 2 mL på hvert tidspunkt. Brug et standard blodkemi panel til analyse. Hvis det er nødvendigt, tilføje tests for lav densitet lipoprotein (LDL), high density lipoprotein (HDL), eller hæmoglobin A1c (HbA1c).
  2. Tag en meget lille mængde blod til BGL-målinger.

8. behandling af

  1. Forbered ti sprøjter med behandling, Carrier og Cross linker. Fyld hver sprøjte lige før brug med 100 μL calciumsulfat gylle og derefter 100 μL af 2% natrium alginat med vækstfaktorer eller andre behandlinger, således at alginat er nærmest spidsen af sprøjten.
  2. Administrer en forberedt injektion i musklen, før du forbereder den næste. Dette reducerer den tid, at alginat interagerer med calciumsulfat i sprøjten. Plads injektionerne jævnt langs begge sider af femoral arterie på låret. For at opnå ensartede injektioner, oprette en silikone ark med huller til at guide injektionen, som beskrevet i andre undersøgelser19. Dette kan let forberedes ved hjælp af en biopsi punch til at skabe huller i kommercielt tilgængelige silikone folie.

9. Endpoint angiografi, eutanasi, perfusion fiksering og vævs høst

  1. På slutpunktet dato, udføre angiografi som beskrevet i trin 3, men brug venstre carotis arterien for adgang.
  2. Efter angiografi, flytte dyret til nekropsy tabel og udføre perfusion fiksering for at bevare bagekstremiteterne væv:
    1. Forøg isofluran til 3% – 4% og Udfør en tå knivspids for at bekræfte anæstesi er tilstrækkelig dyb.
    2. Administrer 1000-2000 IE heparin intravenøst.
    3. Opret et snit langs midterlinjen af ribburet og spænder mellem mellemgulvet ved hjælp af en skalpel med en #20 klinge.
    4. Med ribbenene eksponeret, skæres ribbenene lige til venstre for midterlinjen ved hjælp af rib kuttere. Brug Weitlaner retraktorer til at eksponere hjertet.
    5. Indstil pumpen med udgangs slange med en indvendig diameter på 1/8 tommer og en 18G nål i slutningen. Der skal være mindst 600 mL saltvand og formalin i separate beholdere til perfusionen.
    6. Sæt den 18 G-nål, der er forbundet med pumpen, ind i venstre ventrikel via hjertets spids. Indsæt en anden 18 G nål (løsnede til noget) i det højre atrium og lad blodet flyde ud i nedtræk af nekropsy bordet.
    7. Brug en perfusion pumpe til at styre strømmen af ca 500 mL saltvand i hjertet. Brug en pumpe indstilling til at flyde 110 mL/min.
    8. Når væsken kommer fra hjertet er klar, flytte slangen fra saltvand reservoir til en fyldt med en 10% formalin opløsning. Twitching vil forekomme i alle fire lemmer, hvis perfusionen fungerer korrekt. Pumpen ca 500 mL formalin opløsning i venstre ventrikel.
    9. Sluk for pumpen og fjern nålene fra hjertet.
  3. Fjern begge baglemmer ved hoften ved at skære rundt om hofteleddet med en skalpel med #20 klinge. Brug en lille ribskærer til at fjerne lemmerne. Brug ikke-iskæmisk lemmer som kontrol.
  4. Benene opbevares i formalin i 24 timer ved 4 °C og opbevares derefter i 70% ethanol ved 4 °C.
  5. Til histologisk analyse, tage flere biopsier fra lemmer. Vi har brugt otte 6-mm biopsier taget i regioner over låret og kalv i begge lemmer.
    Bemærk: mens ankel blodtryk måling og angiografi er de mest almindeligt anvendte metoder til måling af genvinding af blodgennemstrømning, andre metoder kan bruges til at spore inddrivelse af dyrene, herunder Doppler ultralyd, Laser Doppler Imaging, infrarød termo grafi62, mikrosfære bestemt perfusion63,64, computertomografi (CT) og magnetisk resonansbilleddannelse (MRI)65.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Efter induktion af diabetes og initiering af 0,1% kolesterol kost, det totale kolesterol for kaniner med diabetes og kolesterol kost var 123,3 ± 35,1 mg/dL (n = 6 hankaniner) gennemsnitlige samlede tidspunkter og kaniner. BGL-niveauet for disse kaniner var 248,3 ± 50,4 mg/dL (n = 6 hankaniner). Et tidsforløb for blodkemi og benblodtryks forhold i en typisk kanin er vist i figur 3 i forhold til kaniner under en højere kolesterol diæt (1% kolesterol). Hos ikke-diabetikere dyr, selv med højere kolesterol, vi fandt, at der var øget bedring af blodtrykket i iskæmisk lemmer og vaskularisering i angiogrammer på det sidste tidspunkt (figur 3). Dyrene på den højere kolesterol/fedt kost viste også forhøjede niveauer af lipoprotein A, tyder stress på leveren. Således, diabetes med et lavere niveau af kolesterol førte til mere kompromitteret perfusion på undersøgelsens endepunkt. Histologisk, der er ændringer i muskelstrukturen i overensstemmelse med ødem og iskæmisk skade i nogle steder figur 4. I nogle tilfælde kan man observere ændringer/skader i muskelfibrene på grund af iskæmi. Dette kan observeres som tab eller afbrydelse af muskelfibrene i den histologiske analyse, som er blevet observeret i nogle bagekstremiteter iskæmi modeller i mus. Men, pleje er nødvendig for at skelne disse ændringer fra histologiske artefakter af vævs behandling. Immun farvning for PECAM og αSMA kan bruges til at identificere antallet af fartøjer og større fartøjer i vævs afsnittene (figur 4). Samlet set modellen ved hjælp af diabetes med en lavere niveau kolesterol kost produceret repeterbare underskud i blodtryk og vaskularisering over den højere kolesterol kost model uden diabetes.

Figure 1
Figur 1: Angiogrammer for bagekstremiteten af en diabetisk og ikke-diabetisk kanin præ-kirurgi, post-kirurgi og efter bedring i 70 dage efter femoral arterie ligation og excision. (A) angiogram iskæmisk ekstremitet (venstre) og kontralateral kontrol ekstremitet (højre). (B) forstørret billede af iskæmisk ekstremitet på ligations stedet. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2: induktion af bagekstremitet iskæmi i kaniner gennem femoral arterie ligation og excision. (A) illustration af den vaskulære anatomi af kanin bagekstremiteten. Placer slips på alle de punkter, der er markeret til at fast arterierne. Ændret og brugt med tilladelse71. (B) kirurgisk felt, der viser snittet ned til femoral arterie før ligation. C) femorale arterier med ligationer på plads til at inducere bagekstremitet iskæmi. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 3
Figur 3: typisk blodtryk og blodkemiske stoffer til kaniner med bagekstremitet iskæmi i løbet af modellen. Diabetisk/MC gruppen blev induceret til at have diabetes og givet en 0,1% kolesterol kost. Den ikke-diabetisk/HC gruppe fik en 1% kolesterol diæt. BGL = Blodglukoseniveau. TC = total kolesterol. LIPA = lipoprotein (a). BP = blodtryks forholdet mellem iskæmisk og ikke-iskæmisk ekstremitet. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 4
Figur 4: histologisk analyse af musklen på bagekstremiteten i diabetikere kaniner 70 dage efter femoral arterie ligation. H & E farvning samt immunohistokemisk farvning for endotel markør, PECAM, og vaskulære glatte muskel cellemarkør, αSMA, blev udført. Vævsprøverne blev biopsieret fra iskæmisk lemmer og den ikke-iskæmiske kontralaterale kontrol ekstremitet. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Vi har præsenteret en præklinisk model for inducerende bagekstremitet iskæmi i kaniner med diabetes og hyperlipidæmi. I mange undersøgelser, der er tvetydighed til den teknik, der anvendes til at skabe bagekstremitet iskæmi i kaniner. I mus, sværhedsgraden og nyttiggørelse fra bagekstremitet iskæmi er meget afhængig af placeringen af ligation og teknik, der anvendes til at inducere iskæmi. Betydningen af den teknik, der præsenteres i dette arbejde er, at det giver mulighed for konsekvent induktion af iskæmi, der ikke helt inddrive efter 8 uger i diabetisk dyr. Især, når dyrene fik en højere kolesterol og fedt kost, de var i stand til at inddrive til nær baseline niveauer af lemmer blodtryk ratio. Desuden, på den højere fedt diæt dyrene havde ændringer i leverenzymer tyder leverskader. Således, diabetisk model med et lavere niveau af kolesterol/fedt synes at være en mere konsekvent og relevant model af kronisk iskæmi i ekstremiteten.

Fire væsentlige trin kan fremhæves i denne model, herunder induktion af diabetes, angiografi, kirurgisk ligation af femorale arterier og anvendelse af behandling. Blandt disse trin, induktion af diabetes var en af de mest kritiske trin, og en, der kan kræve yderligere optimering for hvert laboratorium. Satsen for alloxan injektion er en vigtig faktor, der ændrer toksiciteten og effektiviteten af induktion af diabetes af alloxan til kaniner. Når injiceres for hurtigt, alloxan forårsagede ustabilitet i BGL og død i kaniner. Dette kan undertiden observeres som hypoglykæmi, der ikke er løst gennem injektioner af dextrose opløsninger eller i andre tilfælde ekstremt høj BGL. Hvis injiceres for langsomt kaninerne ofte undlader at blive diabetiker. Det er muligt, at denne parameter skal optimeres for kaniner fra forskellige kilder. Kaniner vil typisk blive hyperglykæmisk for 1-3 h, men BGL vil derefter begynde at falde. Derfor, normalt ingen insulin administreres på dagen for diabetes induktion. Hvis BGL falder til under 100 mg/dL i de første 24 timer, kan den dog øges ved at injicere 10,0 mL 5% dextrose-opløsning subkutant eller ved at ændre vandforsyningen til en 10% dextrose opløsning (typisk natten over er tilstrækkelig). Når der indgives insulin, foretages der en ekstra BGL-test for at sikre, at glukose niveauerne ikke falder for lavt. Insulin reaktionsevnen varierer ofte for hver kanin. Således anvendes individuelle doseringsregimer til at normalisere BGL baseret på, hvordan kanin reagerer på insulin. Diabetes er typisk induceret efter 2-3 dage efter alloxan injektion.

Som en præklinisk model af Perifer vaskulær sygdom og ekstremitets iskæmi, den præsenterede model har nogle potentielle begrænsninger. Induktion af diabetes med alloxan fører til hurtig udvikling af type I diabetes. Dette er i modsætning til den kroniske udvikling af type II diabetes, der er mest udbredt i humane patienter. Desuden, iskæmi er udviklet akut på grund af kirurgisk ligation snarere end på grund af kronisk udvikling af vaskulær sygdom og aterosklerotiske plaques. En grundlæggende begrænsning af brugen af kaniner er deres skrøbelighed som en dyremodel. Dyrene vil kun tolerere en begrænset mængde hyperlipidæmi i kombination med type I diabetes og optimering af den maksimale mængde af sygdom uden at have dyret dø var et vigtigt mål i at skabe denne protokol. Vores gruppe har en hypotese, at patienter med perifer iskæmi udvikle terapeutisk resistens over for angiogene vækstfaktorer, og at dette kan spille en stor rolle i svigt af vækstfaktor-baseret terapeutisk for iskæmi66. Til dette formål har vi vist et tab i celleoverfladen proteoglycaner og en stigning i heparanase i dyre-og humane vævsprøver55,58,67,68,69,70 . Det vides ikke, om kanin model beskrevet her viser vækstfaktor resistens, selv om observation, at der er længere sigt iskæmi med diabetes og moderat hyperlipidæmi model i forhold til den høje hyperlipidæmi model ville foreslå der er et vist underskud i revasculariserings processen.

For medtagelse af behandlinger i modellen, er det vigtigt at have en restitutionsperiode efter induktion af iskæmi for at tillade den akutte healing fase at forekomme uden intervention. Hvis terapier er givet i løbet af denne tid, ville reaktionen være mere relevant for at forbedre reaktionen på akut iskæmi snarere end kronisk iskæmi, der karakteriserer Perifer vaskulær sygdom. En sådan model kan være relevante for akut iskæmisk skade i traumer eller trombose, men vil sandsynligvis ikke give god korrelation med kronisk iskæmi. I betragtning af den dårlige korrelation mellem positive resultater i prækliniske modeller af iskæmi hos raske dyr og resultaterne af kliniske forsøg, inklusion af diabetes eller en anden faktor, der reducerer vaskulær regenerering er afgørende for at forsøge at genrekapitulere ekstremitets iskæmi hos mennesker med henblik på at skabe fremtidige terapier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

Forfatterne anerkender taknemmeligt finansiering gennem Department of Defense Congressionally instrueret Research program (DOD CDMRP; W81XWH-16-1-0582) til ABB og RS. Forfatterne anerkender også finansiering gennem American Heart Association (17IRG33410888), DOD CDMRP (W81XWH-16-1-0580) og de nationale institutter for sundhed (1R21EB023551-01; 1R21EB024147-01A1; 1R01HL141761-01) til ABB.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% Sodium Chloride Henry Schein Medical 1537468 / 1531434 250 mL bag / 1000 mL irrigation btl
1 mL Syringe VWR BD309628
10 mL Syringe VWR BD309695
10% Formalin Fisher-Scientific 23-245684
18G Needle VWR 89219-294
20G Needle VWR 89219-340
25G Needle VWR 89219-290
27G Needle VWR 89219-288
5 mL Syringe VWR BD309646
5% Dextrose Patterson Veterinary 07-800-9689
Acepromazine Patterson Veterinary VEDC207
Alfaxalone Patterson Veterinary 07-891-6051
Alginate Sigma-Aldrich PHR1471-1G
Alloxan Monohydrate Sigma-Aldrich A7413
Angiography Equipment Toshiba Infinix-i
Angiography Injector Medrad
Anti-Mouse Ab Alexa 594 Thermo Fisher Scientific A-11032 Secondary Antibody for IHC
Anti-Rabbit Ab Alexa 488 Thermo Fisher Scientific A-11008 Secondary Antibody for IHC
a-SMA Antibody Abcam ab5694 Primary Antibody for IHC
Baytril Bayer Animal Health 724089904201 Enrofloxacin
Blood Chemistry Panel IDEXX 2616 Rabbit Panel
Blood Pressure Cuff WelchAllyn Flexiport Disposable BP Cuff-infant size 7
Blood Pressure Monitor Vmed Technology Vmed Vet-Dop2
Bupivacaine Henry Schein Medical 6023287
Buprenorphine Patterson Veterinary 42023017905
Buprenorphine SR ZooPharm
Calcium Sulfate CB Minerals Food and Pharmaceutical Grade USP and FCC
Chlorhexidine Scrub Patterson Veterinary 07-888-4598
Chloroform Fisher-Scientific C298-4
Cholesterol Sigma-Aldrich C8503
DAPI Thermo Fisher Scientific 62248
Ear Vein Catheter Patterson Veterinary SR-OX165 Surflo IV catheters
Endotracheal tube Patterson Veterinary Sheridan Brand, Depends on Rabbit Size
Glucometer Amazon B001A67WH2 Accu-Chek Aviva
Glucometer Test Strips McKesson Medical-Surgical 788222 Accu-Chek Aviva Plus
Guidewire Boston Scientific 39122-01
Hair Clippers Amazon B000CQZI3Q Oster #40 blade
Heating Pad Cincinnati Subzero 273
Heating Pad Pump Gaymar Gaymar T/Pump
Hemostat Fine Science Tools 13009-12 Curved Mosquito Hemostat
Heparin Patterson Veterinary
Insertion Tool Merit Medical Systems MAP550 metal wire insertion tool
Insulin HPB Pharmacy Novalin R & Novalin N
Insulin Syringes McKesson Medical-Surgical 942674
Introducer Cook Medical G28954 3F Check Flo Performer Introducer
Isoflurane Henry Schein Medical 1100734
Ketamine Patterson Veterinary 856440301
Lactated Ringers McKesson Medical-Surgical 186662
Lidocaine McKesson Medical-Surgical 239936
Lidocaine/Prilocaine cream McKesson Medical-Surgical 761240
Ligaloop V. Mueller CH117 / CH116 White Mini / Yellow Mini
Mazola Corn Oil Amazon B0049IIVCI
Medrad Syringe McKesson Medical-Surgical 346920 150 mL
Meloxicam Patterson Veterinary
Metal ball sutures Ethicon-Johnson & Johnson K891H 4-0 silk C-1 30"
Metzenbaum Scissors Fine Science Tools 14019-13
Midazolam Henry Schein Medical 1215470
Nitroglycerin McKesson Medical-Surgical 927528
PECAM Antibody Novus Biologicals NB600-562 Primary Antibody for IHC
Perfusion Pump Masterflex
Pigtail Catheter Merit Medical Systems 1310-21-0053 3F pigtail
Polydioxanone (PDS II) suture McKesson Medical-Surgical 129271 4-0 taper RB-1 (needle comes on suture)
Polydioxanone (PDS II) suture McKesson Medical-Surgical 129031 4-0 reverse cutting FS-2
Polyglactin 910 (Vicryl) suture Butler 7233-41 3-0 taper RB-1
Polyglactin 910 (Vicryl) suture McKesson 104373 4-0 reverse cutting FS-2
Rabbit Chow (Alfalfa) LabDiet 5321
Rabbit Restrainer VWR 10718-000
Rib Cutters V. Mueller
Scalpel Fine Science Tools 10003-12
Scalpel Blade Fine Science Tools 10015-00 #15 blade
Silk Sutures Ethicon-Johnson & Johnson A183H 4-0 silk ties 18"
Stainless Steel Ball McMaster-Carr 1598K23 3-mm diameter
Surgical Drapes Gepco 8204S
Syringe Pump DRE Veterinary Versaflow VF-300
Visipaque contrast media McKesson Medical-Surgical 509055
Weitlaner Retractor Fine Science Tools 17012-13

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mozaffarian, D., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), e38-e360 (2016).
  2. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2011 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 123 (4), e18-e209 (2011).
  3. Shammas, A. N., et al. Limb Outcomes Following Lower Extremity Endovascular Revascularization in Patients With and Without Diabetes Mellitus. Journal of Endovascular Therapy. 24 (3), 376-382 (2017).
  4. Tunstall-Pedoe, H., Peters, S. A. E., Woodward, M., Struthers, A. D., Belch, J. J. F. Twenty-Year Predictors of Peripheral Arterial Disease Compared With Coronary Heart Disease in the Scottish Heart Health Extended Cohort (SHHEC). Journal of the American Heart Association. 6 (9), (2017).
  5. Whiteley, H. J., Stoner, H. B., Threlfall, C. J. The effect of hind limb ischaemia on the physiological activity of rabbit skin). British Journal of Experimental Pathology. 34 (4), 365-375 (1953).
  6. Longland, C. J. Collateral circulation in the limb. Postgraduate Medical Journal. 29 (335), 456-458 (1953).
  7. Waters, R. E., Terjung, R. L., Peters, K. G., Annex, B. H. Preclinical models of human peripheral arterial occlusive disease: implications for investigation of therapeutic agents. Journal of Applied Physiology. 97 (2), 773-780 (2004).
  8. Krishna, S. M., Omer, S. M., Golledge, J. Evaluation of the clinical relevance and limitations of current pre-clinical models of peripheral artery disease. Clinical Science (London. 130 (3), 127-150 (2016).
  9. Zhou, J., et al. Therapeutic angiogenesis using basic fibroblast growth factor in combination with a collagen matrix in chronic hindlimb ischemia). ScientificWorldJournal. , 652794 (2012).
  10. Prochazka, V., et al. Therapeutic Potential of Adipose-Derived Therapeutic Factor Concentrate for Treating Critical Limb Ischemia. Cell Transplantation. 25 (9), 1623-1633 (2016).
  11. Cao, R., et al. Angiogenic synergism, vascular stability and improvement of hind-limb ischemia by a combination of PDGF-BB and FGF-2. Nature Medicine. 9 (5), 604-613 (2003).
  12. Doi, K., et al. Enhanced angiogenesis by gelatin hydrogels incorporating basic fibroblast growth factor in rabbit model of hind limb ischemia. Heart and Vessels. 22 (2), 104-108 (2007).
  13. Nitta, N., et al. Vascular regeneration by pinpoint delivery of growth factors using a microcatheter reservoir system in a rabbit hind-limb ischemia model. Experimental and Therapeutic. 4 (2), 201-204 (2012).
  14. Karatzas, A., et al. NGF promotes hemodynamic recovery in a rabbit hindlimb ischemic model through trkA- and VEGFR2-dependent pathways. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 62 (3), 270-277 (2013).
  15. Stachel, G., et al. SDF-1 fused to a fractalkine stalk and a GPI anchor enables functional neovascularization. Stem Cells. 31 (9), 1795-1805 (2013).
  16. Asahara, T., et al. Synergistic effect of vascular endothelial growth factor and basic fibroblast growth factor on angiogenesis in vivo. Circulation. 92, 365 (1995).
  17. Morishita, R., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human recombinant hepatocyte growth factor in rabbit hind limb ischemia model as cytokine supplement therapy. Hypertension. 33 (6), 1379-1384 (1999).
  18. Walder, C. E., et al. Vascular endothelial growth factor augments muscle blood flow and function in a rabbit model of chronic hindlimb ischemia. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 27 (1), 91-98 (1996).
  19. Anderson, E. M., et al. VEGF and IGF Delivered from Alginate Hydrogels Promote Stable Perfusion Recovery in Ischemic Hind Limbs of Aged Mice and Young Rabbits. Journal of Vascular Research. 54 (5), 288-298 (2017).
  20. Xie, J., et al. Induction of angiogenesis by controlled delivery of vascular endothelial growth factor using nanoparticles. Cardiovascular Therapeutics. 31 (3), e12-e18 (2013).
  21. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  22. Ohara, N., et al. Adenovirus-mediated ex vivo gene transfer of basic fibroblast growth factor promotes collateral development in a rabbit model of hind limb ischemia. Gene Therapy. 8 (11), 837-845 (2001).
  23. Pyun, W. B., et al. Naked DNA expressing two isoforms of hepatocyte growth factor induces collateral artery augmentation in a rabbit model of limb ischemia. Gene Therapy. 17 (12), 1442-1452 (2010).
  24. Kupatt, C., et al. Cotransfection of vascular endothelial growth factor-A and platelet-derived growth factor-B via recombinant adeno-associated virus resolves chronic ischemic malperfusion role of vessel maturation. Journal of the American College of Cardiology. 56 (5), 414-422 (2010).
  25. Olea, F. D., et al. but not single, VEGF gene transfer affords protection against ischemic muscle lesions in rabbits with hindlimb ischemia. Gene Therapy. 16 (6), 716-723 (2009).
  26. Pinkenburg, O., et al. Recombinant adeno-associated virus-based gene transfer of cathelicidin induces therapeutic neovascularization preferentially via potent collateral growth. Human Gene Therapy. 20 (2), 159-167 (2009).
  27. Katsu, M., et al. Ex vivo gene delivery of ephrin-B2 induces development of functional collateral vessels in a rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 49 (1), 192-198 (2009).
  28. Korpisalo, P., et al. Therapeutic angiogenesis with placental growth factor improves exercise tolerance of ischaemic rabbit hindlimbs. Cardiovascular Research. 80 (2), 263-270 (2008).
  29. Chen, F., Tan, Z., Dong, C. Y., Chen, X., Guo, S. F. Adeno-associated virus vectors simultaneously encoding VEGF and angiopoietin-1 enhances neovascularization in ischemic rabbit hind-limbs. Acta Pharmacologica Sinica. 28 (4), 493-502 (2007).
  30. Kobayashi, K., et al. Combination of in vivo angiopoietin-1 gene transfer and autologous bone marrow cell implantation for functional therapeutic angiogenesis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 26 (7), 1465-1472 (2006).
  31. Lee, J. U., et al. A novel adenoviral gutless vector encoding sphingosine kinase promotes arteriogenesis and improves perfusion in a rabbit hindlimb ischemia model. Coronary Artery Disease. 16 (7), 451-456 (2005).
  32. Nishikage, S., et al. In vivo electroporation enhances plasmid-based gene transfer of basic fibroblast growth factor for the treatment of ischemic limb. Journal of Surgical Research. 120 (1), 37-46 (2004).
  33. Ishii, S., et al. Appropriate control of ex vivo gene therapy delivering basic fibroblast growth factor promotes successful and safe development of collateral vessels in rabbit model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 39 (3), 629-638 (2004).
  34. Tokunaga, N., et al. Adrenomedullin gene transfer induces therapeutic angiogenesis in a rabbit model of chronic hind limb ischemia: benefits of a novel nonviral vector, gelatin. Circulation. 109 (4), 526-531 (2004).
  35. Yamauchi, A., et al. Pre-administration of angiopoietin-1 followed by VEGF induces functional and mature vascular formation in a rabbit ischemic model. Journal of Gene Medicine. 5 (11), 994-1004 (2003).
  36. Zhong, J., et al. Neovascularization of ischemic tissues by gene delivery of the extracellular matrix protein Del-1. Journal of Clinical Investigation. 112 (1), 30-41 (2003).
  37. Shyu, K. G., Chang, H., Isner, J. M. Synergistic effect of angiopoietin-1 and vascular endothelial growth factor on neoangiogenesis in hypercholesterolemic rabbit model with acute hindlimb ischemia. Life Sciences. 73 (5), 563-579 (2003).
  38. Kasahara, H., et al. Biodegradable gelatin hydrogel potentiates the angiogenic effect of fibroblast growth factor 4 plasmid in rabbit hindlimb ischemia. The Journal of the American College of Cardiology. 41 (6), 1056-1062 (2003).
  39. Rissanen, T. T., et al. Fibroblast growth factor 4 induces vascular permeability, angiogenesis and arteriogenesis in a rabbit hindlimb ischemia model. FASEB Journal. 17 (1), 100-102 (2003).
  40. Taniyama, Y., et al. Therapeutic angiogenesis induced by human hepatocyte growth factor gene in rat and rabbit hindlimb ischemia models: preclinical study for treatment of peripheral arterial disease. Gene Therapy. 8 (3), 181-189 (2001).
  41. Vincent, K. A., et al. Angiogenesis is induced in a rabbit model of hindlimb ischemia by naked DNA encoding an HIF-1alpha/VP16 hybrid transcription factor. Circulation. 102 (18), 2255-2261 (2000).
  42. Gowdak, L. H., et al. Induction of angiogenesis by cationic lipid-mediated VEGF165 gene transfer in the rabbit ischemic hindlimb model. Journal of Vascular Surgery. 32 (2), 343-352 (2000).
  43. Shyu, K. G., Manor, O., Magner, M., Yancopoulos, G. D., Isner, J. M. Direct intramuscular injection of plasmid DNA encoding angiopoietin-1 but not angiopoietin-2 augments revascularization in the rabbit ischemic hindlimb. Circulation. 98 (19), 2081-2087 (1998).
  44. Witzenbichler, B., et al. Vascular endothelial growth factor-C (VEGF-C/VEGF-2) promotes angiogenesis in the setting of tissue ischemia. The American Journal of Pathology. 153 (2), 381-394 (1998).
  45. Prochazka, V., et al. The Role of miR-126 in Critical Limb Ischemia Treatment Using Adipose-Derived Stem Cell Therapeutic Factor Concentrate and Extracellular Matrix Microparticles. Medical Science Monitor. 24, 511-522 (2018).
  46. Wang, J., et al. A cellular delivery system fabricated with autologous BMSCs and collagen scaffold enhances angiogenesis and perfusion in ischemic hind limb. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 100 (6), 1438-1447 (2012).
  47. Hao, C., et al. Therapeutic angiogenesis by autologous adipose-derived regenerative cells: comparison with bone marrow mononuclear cells. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 307 (6), H869-H879 (2014).
  48. Nemoto, M., et al. Adequate Selection of a Therapeutic Site Enables Efficient Development of Collateral Vessels in Angiogenic Treatment With Bone Marrow Mononuclear Cells. Journal of the American Heart Association. 4 (9), (2015).
  49. Mikami, S., et al. Autologous bone-marrow mesenchymal stem cell implantation and endothelial function in a rabbit ischemic limb model. PLoS One. 8 (7), (2013).
  50. Wang, S., et al. Transplantation of vascular endothelial growth factor 165transfected endothelial progenitor cells for the treatment of limb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 4967-4974 (2015).
  51. Yin, T., et al. Genetically modified human placentaderived mesenchymal stem cells with FGF2 and PDGFBB enhance neovascularization in a model of hindlimb ischemia. Molecular Medicine Reports. 12 (4), 5093-5099 (2015).
  52. Annex, B. H. Therapeutic angiogenesis for critical limb ischaemia. Nature Reviews Cardiology. 10 (7), 387-396 (2013).
  53. Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
  54. Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
  55. Monteforte, A. J., et al. Glypican-1 nanoliposomes for potentiating growth factor activity in therapeutic angiogenesis. Biomaterials. 94, 45-56 (2016).
  56. Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
  57. Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomaterialia. 42, 56-65 (2016).
  58. Das, S., Singh, G., Baker, A. B. Overcoming disease-induced growth factor resistance in therapeutic angiogenesis using recombinant co-receptors delivered by a liposomal system. Biomaterials. 35 (1), 196-205 (2014).
  59. Kikuchi, R., et al. An antiangiogenic isoform of VEGF-A contributes to impaired vascularization in peripheral artery disease. Nature Medicine. 20 (12), 1464-1471 (2014).
  60. Shafat, I., Ilan, N., Zoabi, S., Vlodavsky, I., Nakhoul, F. Heparanase levels are elevated in the urine and plasma of type 2 diabetes patients and associate with blood glucose levels. PLoS One. 6 (2), (2011).
  61. Wang, Y., et al. Endothelial cell heparanase taken up by cardiomyocytes regulates lipoprotein lipase transfer to the coronary lumen after diabetes. Diabetes. 63 (8), 2643-2655 (2014).
  62. Fan, C. L., et al. Therapeutic angiogenesis by intramuscular injection of fibrin particles into ischaemic hindlimbs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 33 (7), 617-622 (2006).
  63. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Interventional Radiology. 16 (7), 991-998 (2005).
  64. Gowdak, L. H., et al. Adenovirus-mediated VEGF(121) gene transfer stimulates angiogenesis in normoperfused skeletal muscle and preserves tissue perfusion after induction of ischemia. Circulation. 102 (121), 565-571 (2000).
  65. Zhang, H., Wang, X., Guan, M., Li, C., Luo, L. Skeletal muscle evaluation by MRI in a rabbit model of acute ischaemia. The British Journal of Radiology. 86 (1026), 20120042 (2013).
  66. Jang, E., Albadawi, H., Watkins, M. T., Edelman, E. R., Baker, A. B. Syndecan-4 proteoliposomes enhance fibroblast growth factor-2 (FGF-2)-induced proliferation, migration, and neovascularization of ischemic muscle. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (5), 1679-1684 (2012).
  67. Das, S., et al. Syndesome Therapeutics for Enhancing Diabetic Wound Healing. Advanced Healthcare Materials. 5 (17), 2248-2260 (2016).
  68. Das, S., Majid, M., Baker, A. B. Syndecan-4 enhances PDGF-BB activity in diabetic wound healing. Acta Biomateriala. 42, 56-65 (2016).
  69. Baker, A. B., et al. Regulation of heparanase expression in coronary artery disease in diabetic, hyperlipidemic swine. Atherosclerosis. 213 (2), 436-442 (2010).
  70. Das, S., et al. Syndecan-4 Enhances Therapeutic Angiogenesis after Hind Limb Ischemia in Mice with Type 2 Diabetes. Advanced Healthcare Materials. 5 (9), 1008-1013 (2016).
  71. Popesko, P., Rajtová, V., Ji Horák, A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. , Wolfe Publishing. London. (1992).

Tags

Medicin bagekstremitet iskæmi perifer arteriel sygdom Perifer vaskulær sygdom kaniner diabetes hyperlipidæmi angiografi
Præklinisk model af Hind Ekstremitets iskæmi i diabetisk kaniner
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Sligar, A. D., Howe, G., Goldman,… More

Sligar, A. D., Howe, G., Goldman, J., Felli, P., Karanam, V., Smalling, R. W., Baker, A. B. Preclinical Model of Hind Limb Ischemia in Diabetic Rabbits. J. Vis. Exp. (148), e58964, doi:10.3791/58964 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter