Summary
En hurtigt deployerbare, off-grid laboratorium har designet og bygget til remote, ressource-begrænset globale indstillinger. Funktioner og kritiske aspekter af modulerne logistisk forbedret, kan udvides, multifunktionelle laboratorium udforskes. En tjekliste for en grundlæggende laboratorium arbejdsproces og en protokol for en respiratorisk viral diagnostiske test er udviklet og præsenteret.
Abstract
En uptick i seneste pandemier (Ebola, Zika, MERS, influenza, etc.) understreger behovet for en mere "adræt' koordineret svar, der omhandler en lang række emner, lige fra transport, adgang, faciliteter, udstyr og kommunikation til udbyder uddannelse. For at imødegå dette behov, har vi udviklet en innovativ, skalerbar, logistik-forstærket, mobil, laboratorium facilitet for nødsituationer og epidemier i ressource-begrænset globale indstillinger. Udnytte en baggrund i kliniske operationer som en akademisk medical center, vi designet en hurtigt deployerbare, modulære BSL-2 og BSL-3 anlæg med brugervenlig software til sporing og administration af medicin og forsyninger i afsidesliggende regioner under epidemier og udbrud. Her præsenterer vi vores intermodale, mobil, udvidelig skibscontainer laboratorium enheder. Design af laboratoriet letter off-grid forbrug ved at minimere strømforbruget og alternative vandkilder. Enhedens oplysninger kommunikations teknologi (IKT) platform giver a brugervenlige tablet-baseret dokumentation, (ii) øget sporing af patienter og forsyninger, og (iii) integreret kommunikation onsite med indbygget telehealth kapaciteter. For at sikre kvalitet i eksterne miljøer, har vi udviklet en tjekliste for en grundlæggende laboratorium arbejdsproces og en protokol for respiratorisk viral diagnose ved hjælp af reverse-transskription Polymerasekædereaktionen (RT-PCR). Som beskrevet, denne innovative og omfattende tilgang giver mulighed for levering af laboratoriet evne i ressource-begrænset globale miljøer.
Introduction
Hurtig diagnostik er et afgørende instrument i rettidig viral infektion control, især hvis tidlige symptomatologi er umulig at skelne til en lang række infektion sygdomme. Det seneste udbrud af Ebola (2014-2015) i Vestafrika1,2, Zika virus epidemier (2015-2016) i Asien og Latinamerika3,4, fremkomsten af Mellemøsten respiratorisk syndrom (MERS) coronavirus infektioner5,6, og usædvanligt dødelige (influenza) influenzaepidemier (2017-2018) i kr.7,8 udækket behov for hurtigt deployerbare, laboratoriefaciliteter, som omhandler en lang række spørgsmål fra transport, adgang, faciliteter, udstyr og kommunikation.
Off-grid kapacitet (autonom magt og vandforsyning, etc.) er afgørende i landdistrikterne, ressource-begrænset globale indstillinger9,10,11. Vores erfaring i klinisk operationer og globale programmer på Baylor College of Medicine blev brugt til at designe og bygge en container-baserede mobile laboratorium med funktioner til nem installation, opsætning og multifunktionelle skik (BSL-2 og BSL-3). Billeder af denne alsidige, logistisk forbedrede laboratorium facilitet er vist i figur 1.
Dette hurtigt deployerbare, laboratorium anlæg har en udvidbar design svarende til den tidligere beskrevne container Klinik ('nødsituation Smart Pod')12,13,14, udviklet af Baylor College of Medicine og sponsoreret af USAID. En enkelt pakket enhed (i transporttilstand) har dimensioner af 9 fod 9 tommer x 8 fod x 8 fod (figur 1A, B), og udvider sig til et område af 170 kvadratfod (15.75 m2) (figur 1 c, D). Enheden kan installeres af to til fire personer i mindre end ti minutter.
Det eksterne laboratorium er bygget til en BSL-2 lab facilitet (figur 2A) med en særskilt, modulære, udlæg, BSL-3 enhed (figur 2B) designet til at arbejde med smitstoffer, der kan forårsage alvorlige eller potentielt dødbringende sygdom gennem indånding 15. forbindelse af to laboratorium moduler giver mulighed for optimering af arbejdsprocesser, eksperimenter, deling af ressourcer, og omkostningsbesparelser (Figur 2 C-E).
Modulerne er lufttæt og vand-stram til at skabe en behagelig, energi effektive mobile husly. Varme-, ventilations- og klimaanlæg (HVAC) system anvendes til centraliseret og temperatur-kontrollerede enheder. I almindelighed, minimerer design af laboratoriet enheder strømforbruget ved brug af deres egen alternative energikilder såsom solpaneler og/eller en uafhængig elektriske generator. Hver enhed indeholder en håndvask og øjenskyller station, elektrisk strøm og vand stik (Fig. 3A-C). IKT-platform leverer en valgfri, tablet-baserede (Android telefon/Tablet eller iPhone/iPad) dokumentation app til levering tracking og laboratorium resultat dokumentation (figur 3D) udviklet i partnerskab med Baylors oplysninger Technology (IT) forskningsgruppe, der er godt erfarne i arbejdet i eksterne miljøer med begrænset forbindelse. Systemet kan fungere ved hjælp af cellulære eller trådløse signaler, og tillader dokumentation uden connectivity, med øjeblikkelig sikkerhedskopi eller overførsel til en sikker-cloud baseret serveren når forbindelsen er genoprettet.
Laboratoriet har flere centrale infektionskontrol funktioner, herunder: a negative pres luft flow, (b) en handskerummet eller biosikkerhed kabinet, (c) en sundhed risikostyring system: en bakteriedræbende ultraviolet (UV-C) belysningssystem ved hjælp af 4 hierarkier af defense bevist at fjerne 99,7% af patogener, der forårsager sundhedsrelaterede infektioner. Anlægget er nemt desinficeret med brintoverilte eller natriumhypochlorit (blegemiddel) systemer til effektiv dekontaminering. 16
Sikring af kvalitet laboratorium resultater afhænger af en forpligtelse til at vurdere alle aspekter af den helhed diagnostiske teste proces. Her præsenterer vi en tjekliste for BSL-2 og BSL-3 laboratoriet arbejdsprocessen, og en protokol for hurtig respiratoriske virus diagnostiske test. Den foreslåede diagnosen af virale sygdomme er baseret på påvisning af viral RNA eller DNA i modellen (nasal vask, blod, afføring, og urin, etc.) via real-time reverse-transskription polymerase kæde reaktion (RT-PCR). Evnen til at hurtigt estimere viral belastninger i prøvemateriale gør PCR et effektivt redskab for viral sygdom screening17,18. Gennemførelsen af roman, Molekylær diagnostisk assays giver mulighed for udvidelse af diagnosticeringsmuligheder for vira såsom Ebola19,20,21, influenza8,22, og tuberkulose (TB )23.
Målet med dette arbejde er at validere en roman modulære og hurtigt deployerbare laboratorium facilitet og give en uddannelse guide for laboratoriepersonalet arbejder i sen, lav-ressource miljøer under epidemier, naturkatastrofer eller andre nødhjælp situation. Vi præsenterer her, en protokol for respiratorisk influenza diagnose i denne innovative, bærbare laboratorium.
Protocol
1. installation
Bemærk: Kun 2-4 personer er nødvendige for at implementere "Lego-lignende" laboratorium enhed. Optimalt, 4 personer ville blive brugt til at installere, men det er muligt med kun 2.
- Udnytte en fork lift lastbil (figur 1A,B) eller andre egnede løfteanordningen at håndtere beholderen. Bruge en gaffel gaffeltruck med mindst syv tonsvis af hejse kapacitet til at håndtere de to typer af containere24.
- For at oprette et laboratorium enhed, skal du vælge en patch af ca 90 x 60 firkant feet (27,4 x 18,3 m2) på et fladt landskab at sikre, at ingen forhindringer hindrer korrekt layout. Sikre, at webstedet har veldrænet jord at forsikre sårdrænage, da dette kan forårsage potentielle problemer med vand varmeafledning efter regn falder. Bruge grunde der har været tidligere fladet og der er hårdt komprimeret jord af en minimal trykstyrke af 10 kN/dm2. Det omkringliggende område bør tillade adgang til nødvendige udstyr til aflæsning enhed fra sin befordring enhed og rumme støtte udstyr nødvendigt at udføre opgaven.
- Placere den enhed eller enheder i sin» transportform» i midten af valgte site og justere niveauet. Hver enhed er udstyret med fire nivellering knægte til at tillade installation på et websted, der har en maksimal kvalitet på 6,5% (~ 4 grader). Den mindste højde for containerne er ~ 6 inches til at sikre, at gulvafløb og decharge rør fungerer korrekt. Ikke udvide stik mere end 12 inches. Tillægge arm af jack støtte beslag. Sikre, at beholderen er niveau ved at placere en boble udjævnerdøre i midten af hver bunden jernbane. Undlad at udvide enheden, indtil det er blevet placeret korrekt!
- Udvid enheden ved at åbne paneler for fuld funktionalitet. Først skal du finde den todelte støtte pol. Forbinde støtte pole, så dens højde er næsten lige så højt som container enhed. Stangen tillader brugeren at åbne panelet og bære vægten af panelet tag som side dørene åbnes. Der er en sikkerhed clip, der fungerer som en pin til at holde panelerne låst. Fjern sikkerhed klip først, derefter løft og træk cam lås pin fra hullet. Placer pin bag håndtaget og vejen cam låseknappen placeret på bunden (kan udvides) sider af beholderen.
- Hæv roof Panel 1 i betragtning af at dette panel har gas stivere og når panelet dørene er låst op, stivere vil frigive. Dette vil give mulighed for brugeren at hæve tag (Panel 1) ved hjælp af den todelte støtte pol. Flytte støtte pole tip under panelet tag midlertidigt støtte det (figur 4A).
- Mens bedrift op panelet tag med støtte sækken, finde sikkerhedskæden, beliggende på øverst til venstre side af beholderen. Med bistand fra 2-3 personer, forsigtigt trække ned Panel 2 indtil sikkerhedskæden er lige, besiddelse vægten af panelet 2 og har engageret.
- Tilslut spiltrukket rem bælte til lug mount i hånden ved at omkranse dem omkring ydersiden af gas spankulere. Bemærk Hvis der er ingen spiltrukket værktøj, forrige trin kan udføres manuelt med mindst to personer på hver side af panelet holding og sænke det manuelt.
Forsigtig: Vægten af panelet er 260 £!
- Sikre, at der er ingen mennesker eller elementer Panel 2 og ved hjælp af spillet og bore, fortsætte med at sænke panelet (figur 4B). Når panelet 2 er helt sænket, afbryde spiltrukket rem og rulle det tilbage i spillet. Fjerne spiltrukket og placere den på den modsatte side af beholderen under forberedelse til brug. Begge sider af enheden er identiske og følg de samme trin over for anden siden af enheden.
- Fuldstændig implementering af den første side, nå til panelet (som er i øjeblikket gulvet) og med mindst to personer på hver side, manuelt løfte Panel 3 opad på plads som døren og forreste væg af side (figur 4 c). De to folk vil forblive for at holde Panel 3, mens den tredje person fjerner støtte pole.
Forsigtig: ingen bør være inde i enheden eller under tag indtil Panel 3 væg er på plads! - Fra indersiden af panelet 3 Find de to hængsler og låse dem på plads ved hjælp af sikkerhed strop. Sørg for, at sort tag panel gummipakninger er trukket ud til ansigt indersiden af enhederne. Dette skal gøres for at forhindre, at regn og andre vand indtrængen i enheden.
- Fra indersiden af beholderen, låse Panel 4. Når ulåst, skubbe ud Panel 4 (figur 4D) så det svinger åbne som en dør. Lås to safety låse på inde i væggen. Låse Panel 5 og genganger den samme foranstaltninger nemlig Panel 4. Sikre dette Panel med samme interne afkrogningsbeskyttelse. Når hele enheden interiør er blevet låst, spænd spændemøtrikken indtil gulvet og gavlene er forseglet.
- Når begge sider af beholderen er sikkert udvidet, tjekke stikkene og foretage de nødvendige justeringer fra skiftende, der evt. Kontrollere husly for at blive niveau ugentligt. Efter ekstreme vejrforhold (regn eller vind) inspicere knægte på containere og justere i overensstemmelse hermed.
- Udvide den anden container, hvis connectable laboratorium moduler er planlagt til brug (figur 5).
- Slut enhederne til strømkilde og vandforsyning. En detaljeret instruktion om installation af en dieselgenerator tilsluttet enheder gennem et breaker box kan findes i de ifølge manuelle24.
Bemærk: Fjernbetjening laboratorium enhed er nu installeret. Den indre ikke-sammenklappelig volumen af enheden giver mulighed for at gemme minimum af udstyr og laboratorie levering nødvendige for særlige diagnostiske tests. Installation af opretholdelse tryk i hovedbrandledningssystemet system for BSL-3 modul er beskrevet i detaljer24 og kræver yderligere kvalitetskontrol. 24
2. Tjekliste for personlig beskyttelse og grundlæggende laboratorium arbejdsproces
Bemærk: En fejl i nogen af de generelle sikkerheds- og laboratorieundersøgelser krav faser kan omstøde resultaterne af hele testprocessen.
- Før forberede at indtaste den installerede laboratorium enhed, sikre at alle BSL-2 eller BSL-3 sikkerhedskrav der redegøres for: dressing med passende personale beskyttelsesudstyr (PPE), vaske hænder, iført handsker, og dekontaminerer nogen arbejdsområder, der er der skal anvendes.
- Følg checklisten i tabel 1 , som indeholder sikkerhedskrav til personlige beskyttelse under tests køre i lab BSL-2 og BSL-3 modul (den forsamlede handskerummet værelse - undertryk og PCR værelse - positivt pres).
- Rense alle arbejdsplads og forsyninger i laboratoriet. Hvis planlægger at bruge natriumhypochlorit løsning (0,5%), også kendt som flydende blegemiddel, for at dekontaminere arbejdsområde og forsyninger, også bruger 70% ethanol til at rengøre alle områder udsat for blegemiddel, som blegemiddel kan blandes med andre kemikalier i arbejdsområdet for at oprette giftige dampe. Bortskaf alle blegemiddel produkter i deres egen udpegede affald bin.
- Før du begynder at arbejde i laboratoriet enhed, blive fortrolig med sin ordning og layout. Strenge regler for behandling af prøver i handskerum (GB) værelse. GB plads er undertryk! For at betjene et handskerum, check fabrikantens anvisninger. Flere kilder giver detaljeret tutorials på handskerummet operation25.
Bemærk: Formålet med denne analyse er at udtrække og rense ribonukleinsyre (RNA) eller deoxyribonukleinsyre (DNA), hvis den findes, fra prøver. Den udpakkede RNA/DNA vil blive afprøvet ved en real-time RT-PCR til påvisning af tilstedeværelse eller fravær af målrettede virale patogener - influenza (INF).
3. hurtige influenza virus diagnostik af RT-PCR i en BSL-2 laboratorium facilitet
- Modtage og registrere
- Anvende tjeklisten for PPE (Se afsnit 2). INF er en klasse 2 agent kræver BSL-2 praksis. PPE passende for BSL-2 praksis er påkrævet. Derudover bære sikkerhedsbriller og cuffed ærme lab frakker til at minimere potentielle hud eksponering.
- Ifølge World Health Organization (WHO) henstillinger26, bruge sterile Dacron eller rayon svaberprøver med plast skakter for prøveudtagning fra luftvejene.
Bemærk: Bomuld eller calcium calciumalginat svaberprøver eller svaberprøver med træstave kan indeholde stoffer, der inaktiverer nogle vira og hæmme PCR test26,27. - Da prøven svaberprøver er taget fra patienter, transportere dem til funktionen laboratorium fra det felt eller klinik. Overføre prøver via vinduet pass-through; i dette vindue kan ikke åbnes fra begge sider.
- I vinduet pass-through-spray rør indeholdende prøver med blegemiddel i 1 min. efterfulgt af 70% ethanol og tør for at give hensigtsmæssig dekontaminering, inden de træder laboratorium enhed. Efter neddykning, laborant inde i enheden vil åbne vinduet pass-through- og indsamle prøver fra objektbeholderen blegemiddel skal registreres. Normalt, den person, der passerer sample og den person, der udvinder prøven er ikke det samme.
- Åbn vinduet pass-through- og indsamle prøver at blive registreret. Tør ned eventuelle prøver, der var desinficeres i blegemiddel og ethanol. Tør ned indre af pass-through-vinduet med blegemiddel efterfulgt af 70% ethanol opløsning. Registrere en prøve inden for interaktiv tavle-pc-baseret system eller en bærbar computer. Identificere en prøve med følgende oplysninger:
-Indsamling dato
-Debut dato
-Patientens alder og køn
-Modellen type (e.g., nasal vatpind)
-Entydige identifikatorer
-Andre relevante oplysninger - Du kan bruge stregkoder til mærkning rør. Tilføje stregkode til hver prøveglas og fire tomme rør udpeget til delprøver. Flytte prøverne til udluftning hætte. Scan en stregkode på hver tube og sørg for at korrekt prøve identifikationsoplysninger vises på tablet-baseret system eller bærbare computer skærmen. Hvis stregkoder ikke er tilgængelige, brug en alkohol resistente markør. Altid markere hætteglasset, selv, aldrig fælles landbrugspolitik, som dette kan få skiftes under håndtering! Fuldføre registreringsprocessen.
- Prøven alikvot
- Når reagensglas har været mærket, skal du bruge en certificeret klasse 2 biosikkerhed kabinet til at håndtere enheder og gøre delprøver af prøver. En alikvot kan bruges til umiddelbar test og de andre beholdt til reference formål eller efterprøvning.
- Som prøverne ankommer med nasal vatpind tip i viral transportmediet, ophidse vatpind tip i medium for 30 s og klem det imod siden af hætteglasset. Derefter fjerne det fra medium og disponere over det med en biologisk affald protokol (passende kassere, autoklave eller hænge i 1: 100 kloropløsning).
Bemærk: Den mindste mængde af medium, der skal opbevares er 0,5 mL. Således, en 3 mL prøve kan være opdelt i seks delprøver (delprøver). Brug 1 mL cryo opbevaring rør for hver prøve af 0,5 mL for at fastsaette frossen medium ekstra volumen. - Når du tager delprøver, bruge friske sterile eller engangs pipetter til hver prøve og kassere dem til biologisk affald beholdere for at undgå krydskontaminering. Sørg for hver tube er tæt forseglet og lukket.
- Udnytte en alikvot pr. eksemplar til øjeblikkelig udvinding og gemme eventuelle andre delprøver i fryseren (på-80 ° C som det er en respiratorisk modellen) til senere brug.
- Inden du flytter til arbejdspladsen, rense alle workspace overflader og udstyr med blegemiddel efterfulgt af 70% ethanol løsning.
- Ekstraktion og oprensning
- For at sikre kvaliteten af testning, flytte barcoded prøve PCR delprøver fra præparatbehandling område at arbejde station (BSL-2 sikkerhed kabinet) udpeget for udvinding. Denne sikkerhed kabinet har et separat sæt af pipetter til håndtering af prøven.
- Bruge viral RNA mini kit for udvinding af RNA prøver. Følg producentens anvisninger til rensning af viral RNA af spin protokol. Forberede master mix afhængig af antallet af prøver, der skal udvindes. Holde den prøve og lysis buffer master mix ved stuetemperatur.
- Forberede antallet stikprøver, der skal udvindes. Mærke 1,5 mL micro-centrifugeglas med stregkode numre eller entydigt id.
- Sæt pipette til 560 µL. anvende en ren pipette tip. Tilføje 560 µL af lysisbuffer til hver mærket tube. Kassér tip. Anvende en ren pipette tip. Tilføje 140 µL af prøven. Kassere gamle og anvende en ren pipette tip. Gentag med anden prøven. Anvende en ren pipette tip. Tilføje 140 µL buffer til negativ kontrol tube. Luk hver tube sikkert.
- Puls-vortex prøve alikvot 1 med lysisbuffer for 15 s. Gentag med prøven alikvot 2 og kontrol tube. Mikro-centrifuge hver prøve for 5 s. Incubate prøver i 10 min ved stuetemperatur.
- Efter 10 min inkubation, centrifugeres igen rør for at fjerne enhver dråber fra indersiden af hver tube låg. Tilføje 560 µL af ethanol løsning til prøven. Ændre pipette tip. Gentag med de resterende eller yderligere prøver. Lukker hvert prøveglas sikkert og puls-vortex hver prøve for 15 s. mikro-centrifuge prøver for 5 s.
- Påfør blandingen til kolonnen spin. Få ren 2 mL indsamling rør. Tilføje spin kolonner, og mærke dem for at matche prøverne. Overføre 630 µL af prøven til tilsvarende kolonne, i overensstemmelse hermed.
- Sikre caps og flytte til centrifugen. Jævnt distribuere prøver i centrifuge. Der centrifugeres ved 6.000 × g i 1 min til at fjerne lysisbuffer. Vende tilbage til arbejdspladsen. Erstatte indsamling rør. Tilsæt de resterende lysisbuffer og Gentag trinnet centrifugering. Kassér de oprindelige alikvot rør.
- Afhænde eluatet og vaske kolonnen spin med to buffere. Anvende 500 µL af Buffer AW1. Gentag med hver prøve. Sikre caps af hver prøve, og der centrifugeres ved 6.000 × g i 1 minut. Gentag med den anden Buffer AW2 og centrifugeres ved 20.000 × g i 3 min.
- Endelig elueres RNA ved at tilføje eluering buffer. Placere kolonnen i en ren 1,5 mL tube, åbne kolonnen og tilføje 60 µL af Buffer AVE. Inkuber ved stuetemperatur i 1 min og centrifugeres ved 6.000 x g i 1 min. Prøverne er nu klar til PCR analyse.
- PCR-amplifikation og påvisning
- Udføre PCR-amplifikation i et separat område udpeget til PCR. Udføre PCR-amplifikation af viral målet ved hjælp af PCR-protokol for ét trin procedure efter fabrikantens anvisninger. Bemærk, en master mix er lavet ved hjælp af viral specifikke primere, sonder, 2 x RT-PCR buffer og RT-PCR enzym. Tilføje master mix til plader eller rør og derefter tilføje og bland individuelle prøver (Se afsnit 4.4).
- Overføre pladen til PCR-maskine og kører viral target forstærkning betingelser. Når prøverne er læsset på PCR instrument tager det ca 90 minutter hen til hel opstille.
- Vedligeholdelse efter udstyr usage
- Udføre regelmæssig og periodisk vedligeholdelse efter udstyr usage ifølge tabel 2.
4. hurtige influenza virus diagnostik af RT-PCR i en BSL-3 laboratoriet facilitet
Bemærk: Under BSL-3 forhold, den forsøgsplan vil forblive den samme, men sikkerhedsforanstaltninger vil have forrang frem for alt andet. Inden du indtaster BSL-3 laboratoriet, ser gennem det gennemsigtige vindue være sikker på at undertryk har været etableret i handskerummet enhed. Det vil være indlysende at undertryk er fastslået, når en lyserød bold i en væg er synlige.
- Modtage og registrere
- Når undertryk er blevet etableret, åbner døren og angive enheden. Straks vaske hænder og derefter fortsætte med PPE-gruppen. Anvende tjeklisten for PPE og workflow BSL-3 (Se afsnit 2).
- Gå videre til at sætte på PPE i følgende rækkefølge: under handsker, kjole, sko covers, maske, ansigtsskærm, andet par handsker. Iført en fuld kjole, der beskytter hele kroppen anbefales.
- Tænd maskinen og tillade pres i handskerummet at stabilisere. Brug en blegemiddel spray løsning til at rense alle områder og forsyninger til brug i og uden for handskerummet. Bortskaffe affald klorvandsprodukter i en blegemiddel kun beholder. Brug 70% ethanol løsning til at rense off nogen områder for blegemiddel er blevet brugt.
- Overføre prøven via pass-through-vinduet.
Bemærk: Før tabes på pass gennem vinduet, desinficere rør indeholdende prøver ved nedsænkning i et hypokloritiske bad for 1-2 min. især, spray prøver med en blegemiddelopløsning og forlade alene for mindst 1 min og pass-through-før de modtager dem inde i BSL-3 enheden. Den person, der passerer sample fra ydersiden og den person, der modtager, bør udtrække udsnit inde i BSL-3 laboratoriet ikke være den samme. - Modtage prøver inde i BSL-3 apparatet og rense dem før du går til registrering og mærkning trin.
- Registrere en prøve med den interaktive tavle-pc-baseret system eller en bærbar computer. Identificere en prøve med følgende oplysninger (Se afsnit 3.1.5).
- Du kan bruge stregkoder til mærkning rør. Hvis stregkoder ikke er tilgængelige, brug en alkohol resistente markør.
Bemærk: Markere altid hætteglasset selv, aldrig fælles landbrugspolitik som dette kan få skiftes under håndtering!
- Prøven alikvot
- Når prøver er registreret og rør har været mærket, skal du placere prøverne i den certificerede handske boks via luft låst bakke til at hente prøver fra inde i handskerummet. Luk døren. Derefter åbne anden dør gennem handskerummet at hente prøverne. Må ikke åbne begge døre på én gang. Åbne og lukke hvert døren i to forskellige trin for sikkerhedsforanstaltninger. Drej på UV-C lys.
- Når prøverne er blevet sikkert flyttet til handskerummet interiør, Følg trinene tidligere beskrevet til at skabe prøve delprøver i en handskerummet. En alikvot af prøven kan bruges til umiddelbar test og de andre beholdt til reference formål eller efterprøvning. Prøverne ankommer med nasal vatpind spids i den virale transportmedium. Tage prøver og sætte en i hvert hætteglas. Rør vatpind tip i medium for 30 s og klem det mod siden af hætteglasset før at fjerne det fra medium og bortskaffelse det udnytter en biologisk affald protokol (passende kassere, autoklave eller hænge i 1: 100 kloropløsning).
Bemærk: Den mindste mængde af medium, der skal opbevares er 0,5 mL, brug 1 mL hætteglas til dette formål. Således, en 3 mL prøve kan være opdelt i seks delprøver (delprøver). - Bruge friske sterile eller engangs pipetter til hver prøve og kassere dem som biologisk affald. Når prøverne er aliquoted, flytte prøver i en lufttæt beholder. Luk hætteglas med beskyttelse og fjerne fra handskerummet.
- I handskerummet, lukke smittefarligt affald taske og forberede en ny affald taske til at undgå krydskontaminering. Dekontaminering arbejdsområdet handskerummet anvende bleach for 5 min og 70% ethanol opløsning bagefter.
- Udnytte en alikvot pr eksemplar for umiddelbar analyse og gemme andre i fryseren ved-80 ° C, da det er en respiratorisk modellen. Efter dekontaminering bevarer en alikvot for afprøvning, flytte alle prøver ud af handske boks til opbevaring i-80 ° C fryser.
- Ekstraktion og oprensning
- Efter dekontaminering, flytte barcoded prøve delprøver nødvendigt til PCR analyse fra præparatbehandling området tilbage i handskerummet.
- I handskerummet, skal du udføre alle lysis trin for ekstraktionsmetode. Bruge viral RNA mini kit for udvinding af RNA prøver efter fabrikantens anvisninger. Følg den trinvise vejledning til rensning af viral RNA af spin protokol i fabrikantens anvisninger.
- Forberede antallet stikprøver, der skal udvindes. Mærke 1,5 mL micro centrifugeglas med stregkode numre eller entydigt id.
- Tilføje 560 µL af lysisbuffer til 140 µL af prøven og puls vortex. Der inkuberes i 10 minutter ved stuetemperatur.
Bemærk: Proceduren for inaktivering kan variere afhængigt af BSL-3 patogen, der er udvundet og yderligere inaktivering kan i nogle tilfælde være nødvendigt. - Efter trinnet lysis stramt forsegle hætter på hver prøve og placere i trykluft låst passage (hvis centrifugen er placeret uden for boksen handske). Overføre de lysed prøver til biosikkerhed kabinet for resten af proceduren.
Bemærk: Proceduren til ekstraktion og oprensning af RNA kan være afsluttet i handskerummet eller i en handskerummet, efterfulgt af bio-sikkerhed kabinet BSL-3 patogen og protokoller kræves. - Sørg for at rense arbejdsområde og forsyninger i handskerummet igen ved hjælp af blegemiddel, og 70% ethanol løsning til at rense alle områder udsat tidligere til at afblege.
- Følg trinnene i afsnittet 3.3.6 - 3.3.10 til vask og rensning af RNA.
- Efter ekstraktion, overføre prøverne til vinduet pass-through-PCR analyse.
- Efter prøver er fjernet og overført, dekontaminering arbejdsområdet laboratorium uden for handskerummet, afsnit 2.
- Før du fjerner PPE vente indtil luftcirkulation i apparatet har sikkert nået det korrekte antal filtrering cyklusser før du begynder at fjerne PPE. Umiddelbart efter fjernelse og bortskaffelse af alle PPE i PPE Affaldscontainer, fortsætte med at vaske hænder i laboratoriet med sæbe og vand før du afslutter enheden, afsnit 2.
- PCR-amplifikation og påvisning
Bemærk: PCR-amplifikation er udført i et separat område udpeget til PCR og forbundet med området handskerummet via pass-through-vindue. Arbejdsområdet og forsyninger skal være dekontamineres før en test.- Fjerne de udpakkede RNA prøver fra pass-through-vinduet.
- Udføre PCR-amplifikation af det virale mål ved hjælp af et-trins PCR-protokol. Forberede en master mix bruger viral specifikke primere, sonder, 2 x RT-PCR buffer og RT-PCR enzym. Brug et 1,5 mL rør med følgende komponent til hver målrettet assay: vand, primere og sonder, 2 x buffer og RT-PCR enzym. Vortex og spin master mix.
- Alikvot master mix i hver strip rør. Returnere PCR kit til opbevaring ved den anbefalede temperatur, når master mix har været forberedt.
- Tilføje enkeltprøver til hver af strip rør ved hjælp af en separat tip mellem hver strimmel tube. Spin prøve plade eller rør på 1.500 rpm i 1 minut. Prøverne er klar til at blive lastet på enhedens real-time PCR.
- Overføre pladen med prøverne til PCR instrument og køre apparat virale target forstærkning betingelser. Det tager ca. 90 min. at udfylde en køre.
- Før indsamling af resultater og forlader laboratoriet, fjerne PPE og tilstrækkeligt dekontaminere hver arbejdsstation og forberedelse til den næste diagnostiske test, afsnit 2.
- Vedligeholdelse efter udstyr usage
- Udføre regelmæssig og periodisk vedligeholdelse efter udstyr usage ifølge tabel 2.
Bemærk: Det overordnede diagnostiske behandlingstid er ca. 4 timer. Udvinding tid og PCR nedsat tid kan variere afhængigt af antallet af prøver, og den diagnostiske test kan tage 4-5 timer eller mere, tilsvarende.
- Udføre regelmæssig og periodisk vedligeholdelse efter udstyr usage ifølge tabel 2.
Representative Results
Målet med denne undersøgelse er at vise, at de foreslåede BSL-2 og BSL-3 mobilt laboratoriefaciliteter giver et passende miljø tillader respiratoriske virus diagnostiske tests med repræsentative resultater identisk med tests udføres i høj kvalitet stationære laboratorier. Laboratoriefaciliteter er designet til at overholde kravene i arbejdsmiljø og sikkerhed (OHS) anbefalinger. Så snart remote laboratorium facilitet er implementeret (figur 4) og alt udstyr og forsyninger er installeret (figur 5), laboratorieundersøgelser kan køres.
Efter laboratorium passende operationelle standardprocedurer, PPE (lab frakker, beskyttende sko, handsker, avanceret maske, beskyttelsesbriller, etc.) for BSL-2 praksis er påkrævet. For BSL-3 praksis, er PCR laboratoriet modul af undertryk udstyret med en certificeret handskerummet. Laboratoriet enheder er opgraderet af eksterne pass-through-vinduer til at beskytte personale på trin for prøven modtager. Registreringsprocessen kan forenkles med tidligere udviklet tavle-pc-baseret applikation (figur 3D). Andre acceptable applikationer, der kører på en bærbar computer kan bruges som godt.
Denne særlige respiratoriske virus diagnostiske test kan udføres i modulerne tilsluttede laboratorium til at adskille trin af den diagnostiske procedure med vilje for at undgå kontaminering eller potentiale interferens mellem biokemiske reagenser, som kan påvirke den test resultater. For at maksimere kvaliteten af diagnose, udnytter den hurtige diagnostiske test praksis (i) både den grundlæggende laboratorium BSL-2 og traverse forbundet PCR værelse (afsnit 3) eller (ii) GB og PCR værelser forbundet med pass-through-vindue (afsnit 4). Diagram over den foreslåede laboratorium arbejdsgang er præsenteret på figur 6 og lægger vægt på personlig beskyttelse. Diagrammet erkender vigtigheden af hver anført skridt til beskyttelse af personale, især hvis Bioanalytikere i fjerntliggende områder er minimalt uddannet.
Den hurtige diagnostiske test af influenza opnås via RT-PCR teknik. Proceduren indeholder fire hovedtrin. Bemærk, at enkelte arbejdsområder er knyttet til hvert trin i protokollen.
Det første skridt er at få en prøve og sub opdele det i flere delprøver. Delprøver kan derefter markeret med stregkoder til at forbedre effektiviteten af data-kontrol og opbevares i fryseren til yderligere undersøgelser. Det andet skridt er at inaktivere en prøve i lysisbuffer ved centrifugering og varme. De første og andet trin skal udføres i biosikkerhed kabinetter. Udnytte individuelle pipette apparater og udstyr. En PCR-testen er foreslået skal udføres PCR Room, hvis den er tilgængelig. Det tredje skridt er dokumentation af resultater. Trin fire er vedligeholdelse efter udstyr forbrug og påmindelse om personale beskyttelse for enden af eksperiment.
Hvis modellen forventes at blive klassificeret som BSL-3 + (e.g.,Ebola, Zika, MERS, TB) handskerummet faciliteten skal bruges. I det eksterne laboratorium har GB værelse sin egen pass-through-vindue til at modtage prøver og en laptop eller tablet for eksempel registrering. Prøve alikvot og virus inaktivering skal alt udføres i handskerummet kammer. UV-C lys anbefales at undgå forurening under proceduren. Efter Inaktiveringen af en stikprøve, yderligere trin til protokollen er lig den grundlæggende laboratorium BSL-2 og BSL-3 test og følger tjekliste del III (tabel 1, figur 6).
Figur 1. Laboratorium facilitet prototype. (A, B) Transportform; (C) installeret mode: udenfor; (D) installeret mode: interiør. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2 . Skemaer. (A) det grundlæggende laboratorium BSL-2; (B) den BSL-3 modul indeholder handskerummet og PCR laboratorier, som har en fælles pass-through-vindue for beskyttede modellen overførsel; (C) tilsluttede laboratoriefaciliteter (A) og (B) med delt utilities. (D,E) Fotografier af de tilsluttede enheder fra modsatte sider. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3. (A) interiør af BSL-3 facilitet har (1) en pass-through-vindue, vask og (2) en eyewash station på fjorden; (B) elektriske magt konnektorer, (C) vand stik; (D) Tablet-baseret software til supply tracking og laboratorium resultat dokumentation. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4 . Installation af laboratoriet facilitet. Instruktion for paneler udspiller sig på den ene side af enheden, som illustreret (A-D). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 5 . Skemaer connectable laboratoriets: (A) BSL-2 modul 1; (B) handskerummet og PCR-modul 2. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 6 . Flowdiagram for en respiratoriske virus diagnostisk RT-PCR test i funktionen remote laboratorium. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
| Remote laboratorium BSL-2 | Remote laboratorium BSL-3 |
| Del I | Del I |
| i. lab tech at komme ind gennem døren mærket indgangen og sætte på laboratoriekittel, som hænger på rack ved siden af indgangsdøren. Åbne sko er forbudt, avancerede maske og beskyttelsesbriller opfordres. | i. lab tech at kigge ind i handskerummet vindue fra uden for enheden at forsikre undertryk er aktiveret. (Lyserød bold skal være synlig i enheden til at vise undertryk fungerer). |
| II. Lab tech til at vaske hænder i vasken, sætte på engangshandsker og begynde med indtagelse af prøver. | II. Hvis undertryk arbejder, lab tech til at angive kun ad bagdøren og sætte på laboratoriekittel, som hænger på rack ved siden af indgangsdøren. Åbne sko er forbudt, avancerede maske og beskyttelsesbriller er ønskeligt. |
| III. prøver, der var dyppet i hypokloritiske bad før tabes på pass-through-vindue sidder i igennem for lab tech. | III. Lab tech til at vaske hænder i vasken, sætte på engangshandsker, PPE og begynde med indtagelse af prøver. |
| IV. modtaget i stikprøven reception. | IV. prøver, der var tidligere dyppet i hypokloritiske bad før tabes på pass gennem vinduet sidder i igennem for lab tech. |
| Del II | v. modtog i stikprøven reception. |
| v. afhængigt af diagnostiske procedure, enheder flyttede til biosikkerhed kabinet og inaktiveret. | Del II |
| Vi. prøver prepped for mikroskopi, centrifugeres eller rådner. | Vi. prøver inaktiveret i handskerummet. |
| VII. passende diagnostiske test kørt. | VII. prøver udført for nukleinsyre isolation. |
| VIII. Store enheder i 4° C køleskab eller passende fryser. | VIII. efter ekstraktion, enheder flyttede til pass-through-vindue. |
| Del III | IX. Lab tech kommer ind gennem indgangen i PCR side af enheden (overtryk). |
| IX. Brug vasken til farvning & vask af elementer. | x. Lab tech til at sætte på lab coat fra rack ved siden af indgangen, vaske hænder i vasken, sætte på handsker. |
| x. Brug laptop & counterpace til at udføre analyser og dokumentation. | XI. modtager prøver fra handskerummet værelse i pass-through-vindue. |
| XI. sterilisere udstyr ved at køre autoklave. | XII. hvis nødvendigt prøver prepped i Laminar flow kabinet. |
| XII. bortskaffe enhver biologisk affald i smittefarligt affald container. | XIII. passende diagnosticeringstest kørt. |
| XIII. vaske hænder i vasken. | XIV. Store enheder i 4° C køleskab eller passende fryser. |
| XIV. hænge laboratoriekittel tilbage op på rack. | Del III |
| XV. Afslut gennem samme dør. | XV. Brug vasken til farvning & vask af elementer. |
| XVI. Brug laptop & counterpace til at udføre analyser og dokumentation. | |
| XVII. overføre hætteglas til pass-through-vindue til PCR værelse og sterilisere udstyr ved at køre autoklave. | |
| XVIII. bortskaffe enhver biologisk affald i smittefarligt affald container. | |
| XIX. vaske hænder i vasken. | |
| xx. Afslut gennem samme indgangsdøren. |
Tabel 1. Tjekliste for PCR diagnostik arbejdsproces.
| Vedligeholdelse og kalibreringer | ||
| Real-time PCR systemer | Månedlige | Udføre baggrund kalibreringer hver måned |
| 18 måneder | Udføre baggrund, rumlige og farvestof kalibreringer hver 18th måneder | |
| Centrifuge | 1 år | Kalibrere for omdrejninger pr. minut og temperatur gennem eksterne eller interne Kalibreringsservice |
| Handskerum | Daglige | Inspicér visuelt elementer, især til skade for de udsatte overflader af HEPA-filtre, handsker, o-ringe og slanger. Sørg for kanalen klemmer er stram og på plads. Udføre lækage trykprøvning. Test pres alarmen. |
| 6 måneder | Ændre HEPA-filter | |
| 1 år | Kalibrere systemet | |
| Autoklave | Ugentlige | Rengøre vandtank og stativer ved hjælp af en mild ikke-slibende rengøringsmiddel |
| 3 måneder | Kalibrere timer og målere | |
| 1 år eller hvert 50 cykler | Inspicere, rense grundigt, test og kalibrering | |
| Køleskab og Freeezer | 6 måneder | Tjek fan motor, fordamper spoler, støvsugning kondenserende spoler og kondensator filtre og Udskift batterierne efter behov |
| 1 år | Kalibrere fryser gennem interne eller eksterne kalibrering | |
Tabel 2. Real-time PCR udstyr vedligeholdelse.
| Obligatorisk | Anbefalet |
| Laboratoriekittel, beskyttende sko, handsker | Laboratoriekittel, beskyttende sko, handsker, masker, briller |
| Køleskab 4 ° C, fryser-20 ° C | Køleskab 4 ° C, fryser-20 ° C, fryser-80 ° C |
| En række automatiske pipetter | Tre sæt af automatiske pipetter |
| Centrifuge, shaker, thermocycler | Robot system |
| RT-PCR maskine, is bad | RT-PCR med temperaturkontrol, isfrit køler |
| Biohazard affaldsposer | Autoklave afhænde smittefarligt affald |
Tabel 3. Mindstekrav til RT-PCR respiratoriske virus diagnostiske test BSL-2.
Discussion
Remote laboratorium anlægget beskrevet ovenfor er logistisk orienterede, kan udvides, hurtigt deployerbar, multifunktionelle og baseret på human-centreret designbegreber, der har været gearet til at beskytte laboratorium personale og arbejdsområdet effektivitet. Den detaljerede protokollen til hurtig laboratorium set-up og sikker respiratorisk virusisolation og diagnosticering blev udviklet og præsenteret.
For optimal udstyr fungerer, skal følgende betingelser opretholdes i laboratoriet enheder: omgivelsestemperatur på 21 ± 2 ° C, tilladt temperatur af 5-40 ° C, luftfugtighed af 14 ± 5% RH, tilladte maksimale relativ luftfugtighed på 80% RH (ingen kondensering), og en højde mellem 0 og 2.000 m over havets overflade.
Energiforbruget er en af de vigtigste parametre for forvaltning af en off-grid laboratorium. For kerne laboratorieudstyr, kan kraft nyttevirkning afvige 15-40%; imidlertid skønnes gennemsnitlige energiforbrug her til at levere en passende service. Den højeste magt sats (1.500-2.000 W) vedrører klimaanlægget, handskerum system, PCR-maskine og autoklave sterilizer. Betragtning 8 timers intensivt arbejde udfører protokol og 16 timer miljø laboratoriekontrol, er det daglige energiforbrug laboratorium enheder ca 36 kWh/dag for BSL-2, ca 43 kWh/dag for BSL-3 og 73 kWh/dag for de tilsluttede BSL-2/BSL-3 + faciliteter. For en enkelt enhed, anbefaler vi, giver en kilde til Elkraft med kapacitet på løb/vedvarende effekt ≥8 kW, surge/starter power ≥10 kW; for tilsluttet anlægget, kører/vedvarende effekt ≥12 kW, og bølge/starter power ≥14 kW. Bemærk, i BSL-3 laboratoriet facilitet, en backup energikilde er stærkt anbefales at undgå utilsigtet strømsvigt og garantere støt arbejdet i handskerummet og undertryk system under en diagnostisk test.
En benzin drevet elektrisk generator er en omkostningseffektiv løsning til nødsituationer energiforsyning. Antage, at brændstoføkonomi af en benzin generator er ca 1,5 gallon per time ved 100% belastning. Derefter, hvis den gennemsnitlige daglige energiforbrug er 8 timer 40% belastning og 16 timer af 10% belastning, laboratorium enhed BSL-2 eller BSL-3 kræver 7-9 gallon brændstof pr. dag, tilsvarende, og tilsluttet anlægget brug ~ 15 gal/dag.
Remote laboratorium enheder er designet til at passe kapaciteter af off-grid solar panelsystemer. Solceller kræver ikke ekstra brændstof og kan betjenes med høj produktivitet i de tropiske og subtropiske områder i Afrika, Asien og Latinamerika på grund af høj sol bestråling. I øjeblikket, én enhed af et kommercielt tilgængelige solar panel system giver mulighed for en daglig strømforbrug på op til 44 kWh/dag.
Uanset den valgte type af alternative elektrisk energikilde, er beskidt elektricitet filtre stærkt anbefales og preinstalled i laboratoriefaciliteter til at forbedre kvaliteten og beskytte laboratorieudstyr. Holde PCR-system fra kilder af stærke og uafskærmede elektromagnetisk stråling, fordi stærke elektromagnetiske stråling kan interferere med den korrekte drift af enheden. Det er også vigtigt gør ikke brug PCR-systemet i nærheden af kraftige vibrationer kilder, såsom en centrifuge eller pumpe fordi overdreven vibrationer påvirker instrument ydeevne. Laboratorieudstyr kan kun installeres i et miljø, der er ledende forurenende stoffer, såsom støvpartikler eller træflis. Sikre, at rummet fra enhver ventilationskanaler, der kunne udvise partikler materiale ud på apparatets dele.
Vandforbruget laboratorium afhænger af antallet af diagnostiske test kører dagligt og antallet af laboranter, der arbejder i anlægget. Nukleasen gratis vand er nødvendige for forberedelsen af blandere under diagnostiske procedure herunder udvinding og PCR-testen og skal afleveres på forhånd som andre forsyninger og kemikalier. Mindst 50 mL nukleasen gratis vand er nødvendige for at køre en diagnostisk test; den krævede mængde nukleasen gratis vand afhænger arbejdsbyrde (dvs. på antallet af prøver). Destilleret vand er nødvendige for at køre autoklave sterilizer. Autoklave vandforbrug i en cyklus er 160-180 mL; autoklave anbefales til daglig brug. De fleste af plast (rør, pipette tips, etc.) er disponible, men nogle er genbrugelige og skal vaskes (store containere, stativer, osv.). Regelmæssig rindende vand bruges til at vaske hænder mellem procedurer og minimal volumen skønnes for at være 15-20 L dagligt. Vandet skal være pumpet for pres; sediment pre filter system anbefales at beskytte vand-apparater fra den skadelige virkning af sediment og forbedre kvaliteten af rindende vand.
For kølerum, mindst én 5.1 kubikfod køleskab (+ 4 ° C) og én 4,9 kubikfod (-20 ° C til 30 ° C) fryser er nødvendige i hver enkelt laboratorium enhed til at gemme prøver / RNA.
Laboratoriet dekontaminering omfatter flere niveauer: rengøring > antisepsis > desinfektion > sterilisation. Enkel rengøring kan udføres ved hjælp af sæbe og vand mens skrubbe med en behandskede hånd eller pensel. Antisepsis omfatter vask med flydende antimikrobielle kemiske for at hæmme vækst og formering af bakterier. Alkohol løsninger (70%) kan bruges som en antiseptisk flydende. Desinfektion er anvendelsen af en flydende kemiske at eliminere næsten alle patogene mikroorganismer (undtagen bakteriesporer) på arbejde overflader og udstyr. Kemisk eksponeringstid, temperatur og koncentration af desinfektionsmiddel er vigtige. Natriumhypochlorit løsning (0,5%) eller blegemiddel, er et effektivt desinfektionsmiddel på en stor skala for overflade rensning og vand rensning. Ultraviolet bakteriedræbende bestråling er en anden metode til desinfektion. En bakteriedræbende lampe giver UV-C lys og fører til inaktivering af bakterier og vira. Sterilisation beskæftiger en fysiske eller kemiske procedure at ødelægge alle mikrobielle liv--herunder meget resistente bakteriesporer. Sterilisation kan udføres med en autoklave sterilizer.
Alle laboratorium affald skal holdes adskilt ved generation. Sted fast, ikke-sharp, smitsomme affald i tætte affaldsposer markeret som biohazard. Hvis genereret affald er skarp, skal det placeres i beholdere, punktere-resistente. Indsamle potentielt infektiøse flydende affald i korrekt mærket biohazard beholdere til væsker. Containere og tasker skal ikke fyldes mere end 2/3 volumen. Bortskaffelse af alle blegemiddel produkter skal være sorteret i deres egen udpegede affald bin. Laboratoriet affald skal håndteres forsigtigt for at undgå at generere aerosoler og brud på tasker/beholdere. Samling tasker/placeringer med smittefarligt affald skal være forseglet og ydre overflader dekontamineres efter brug med 0,5% natriumhypochlorit løsning. Sterilisere alle laboratorium affald i autoklavering ved 121 ° C i 30 minutter før forbrænding. Se i brugervejledningen til fungerende for korrekt anvendelse af en autoklave. Hvis det er muligt, tilføje en kemisk eller biologisk indikator til autoklave at sikre ordentlig sterilisation. Alle autoklaveres faste og flydende affald skal være tydeligt mærket som steriliseret med indstilling, dato, tid og operatør. Den hedder affald anbringes derefter i en sikker, separat område inden forbrænding.
Som forventet, afhænger arbejdsgang for diagnostiske test af sygdom og modellen. Hvis det anbefales for virus identifikation at indsamle blodprøver (fx Ebola19), kan prøven delprøver opbevares ved-20 ° C i stedet for-80 ° C (nødvendigt for respiratoriske virus). Det er altid bedre at tage mere end ét eksemplar ved udtagning fra en patient end at underopdele prøver senere. Hvis det er muligt, for hver type af modellen skal mindst to prøver tages i separate modellen rør. Enhederne skal være opdelt, hvis yderligere prøvetagning ikke er muligt.
Hvis alternative enheder ikke kan opbevares ved passende temperaturer (f.eks. ingen frysere er tilgængelige), svaberprøver skal opbevares i ren (100%) ethanol eller 99% denatureret sprit (methanol tilsætningsstoffer kun). I dette tilfælde skal vatpind tip sættes i et hætteglas med 1-2 mL ethanol. Bemærk, at disse enheder er egnet kun til PCR. Også, Bemærk at et veletableret assay er nødvendige for hver særlig virus diagnose8,23, og ukendt virus prøver skal sendes til tildelte laboratorier for yderligere undersøgelser19,20, 21.
Obligatorisk og anbefalede krav til listen af laboratorieudstyr til luftvejsinfektioner virus diagnostiske PCR-test skal anerkendes. Tabel 3 understreger grundlæggende og minimalt avancerede (anbefalede) udstyr og krav til RT-PCR diagnostiske test. For BSL-3 praksis er ekstra undertryk beskyttelse (fx handskerummet) af personale afgørende og nødvendige.
De tilsluttede laboratorium moduler er at foretrække at øge antallet af personale, der deltager i laboratorieundersøgelser og fremskynde den nødvendige tid til en enkelt test. Erstatter den tidskrævende manuelle RNA udvinding er mulig med automatiseret qPCR (f.eks. QiaCube). Mens dette instrument er besværlig (bredde 65 cm, længde: 62 cm, højde 86 cm), det kan passe arbejdsområdet mobilt laboratorium efter omlejring af møbler i BSL-2 eller BSL-3 enheder.
Fremtidige arbejde vil være fokuseret på udviklingen af augmented reality (AR) og virtual reality (VR) kurser. AR/VR briller vil blive brugt til at skabe en interaktiv platform for at undervise nødvendige færdigheder for at blive en veluddannet laboratorium arbejder. Nyttige tips til at udføre nogle af de vanskelige og omstændelig procedurer i diagnostiske laboratorieundersøgelser vil indgå i software guiden. Denne tilgang til personaleuddannelse bør forbedre kvalitet diagnosticeringstesten ydeevne og forvaltning i remote laboratoriefaciliteter, især remote og resource begrænset områder.
Disclosures
Baylor College of Medicine holder en foreløbig patentansøgning i USA for Mobile klinikker (US Patent ansøgning nr. 15/523,126, # 620078924). Forfatterne erklærer, at de har ingen konkurrerende finansiel interesse.
Acknowledgments
Indholdet af denne artikel afspejler ikke nødvendigvis synspunkter eller politikker af den os Department of Health and Human Services eller institutioner tilknyttet forfatterne. Denne forskning blev støttet af Paul G. Allen Family Foundation "Enhanced nul-effekt, Emergency Smart Pod". Vi værdsætter dybt alle de frugtbare drøftelser og samarbejde med kolleger fra Baylor College of Medicine, GSS sundhed, NASA'S Johnson Space Center. Vi er inderligt taknemmelig for Thermo Fisher neanderthalere og dens repræsentanter for et lån af RT-PCR-maskine, centrifuge og automatiske pipetter til at foretage en respiratoriske virus diagnostiske test i remote laboratorium facilitet. Forfatterne er taknemmelige at Marta Storl-Desmond og Sidney Stephen Sorrell for deres bistand i håndskriftet forberedelse og videography.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Autoclave Sterilizer 'BioClave' | Benchmark Scientific, Edison, NJ, USA | B4000-16 | 16 liter, Benchtop, Dims: 22x17.5x15.7 in, Fully automatic, Extremely Compact |
| Barcode Scanner | Zebra Technologies ZIH Corp., Lincolnshire, IL, USA | Symbol LS2208 | Handheld, lightweight |
| Breaker Box Panelboard Enclosure | Square D (Schneider Electric), France | MH62WP | NEMA 3R/5/12, Dims: 20 W x 62 H x 6-1/2 in. D, Electrical distribution board |
| Centrifuge - Microcentrifuge 17,000 x g | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 75002440 | Holds 24 x1.5 or 2 ml tubes, Dims: 8.9x9.6x13.8 in |
| Class II Biological Safety Cabinet | NuAire, Inc., Plymouth, MN, USA | NU-602-400 | 4 Ft. Class II Type A2 Cage Changing Biological Safety Cabinet, 12" Access Opening, HEPEX Pressure Duct |
| Class III Biological Safety Cabinet (Glove box) | Germfree Laboratories, Ormond Beach, FL, USA | Model #PGB-36, Serial #C-2937 | Glove box, Portable, 36", Class III BSC. Dims: 36x20x23.75 in, Includes 2 interior outlets |
| Cryo Coolers | VWR, Radnor, PA, USA | 414004-286 | 0.5 or 1.5 ml tube benchtop coolers |
| Freezer (30°C freezer) | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | Model ULT430A | To occupy 4.9 Cubic feet |
| Laminar Flow Cabinet | NuAire, Inc., Plymouth, MN, USA | NU-126-300 | 3 Ft. Vertical Laminar Airflow Cabinet, 8" Access Opening, HEPA filter supply, 99.99% |
| Mini Centrifuge | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 75004061 | Dims: 4.1x5.0x6.0 in |
| Pipettes automated | VWR, Radnor, PA, USA | 05-403-151 | Pipet 4-pack (2.5,10, 100 and 1,000μL volume) |
| Pipettes automated 'Finnpipette' | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 4700880 | Pipet 4-pack (2, 20, 200 and 1,000μL volume), Advanced Volume Gearing(AVG), Ultra durable |
| Power Generator | Cummins Power Generation, Minneapolis, MN, USA | C60 D6 | 60 kW, 60 Hz, 1 Phase, 120/240V, Diesel |
| Refrigerator | BioMedical Solutions, Inc., Stafford, TX, USA | BSI-HC-UCFS-0504W | Standard Undercounter Refrigerators & Freezers |
| Refrigerator | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 05LRAETSA | To occupy 5.1 Cubic feet |
| RT-PCR machine 'Step-one plus' | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 4376598 | Holds 96 samples, Dims: 9.7x16.8x20.2 in |
| Vortex Mix | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 88880017TS | Dims: 6.1x8.3x3.3 in |
| Chemicals | |||
| AgPath-ID One-Step RT-PCR Reagents | Applied Biosystems, Foster City, CA, USA | 4387391 | |
| Ethanol Koptec Pure 200 Proof | Decon Labs, Inc., King of Prussia, PA, USA | V1001 | |
| Nuclease-free Water | Ambion, Inc., Carlsbad, CA, USA | AM9906 | |
| QIAamp Viral RNA Mini Kit | Qiagen, Hilden, Germany | 52906 | |
| SuperScript III Platinum One-Step qRT- PCR Kit | Invitrogen, Carlsbad, CA, USA | 11732-088 | |
| Disposable | |||
| 1 mL cryogenic tubes | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 03-337-7X | |
| 1.5 mL tubes | VWR, Radnor, PA, USA | 10025-726 | |
| 10 µL Filter Tips | Neptune, VWR, Radnor, PA, USA | Neptune, BT10XLS3 | |
| 20 µL Filter Tips | Multimax, BioExpress, VWR, Radnor, PA, USA | MultiMax, P-3243-30X | |
| 200 µL Filter Tips | ART, Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | ART, 2770 | |
| 1000 µL Filter Tips | Phenix Research Products, Candler, NC, USA | TS-059BR | |
| AB custom probes | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | N/A | Custom probes |
| Combitips | Eppendorf, Hauppauge, NY, USA | 89232-972 | |
| Integrated DNA Technology (IDT) custom probes and primer | IDT | N/A | Custom probes |
| MicroAmp Fast Optical 96-Well Reaction Plate | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 490003-978 CS | |
| MicroAmp Fast Reaction Tubes (8 tubes/strip) | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 4358293 | |
| MicroAmp Optical 8-Cap Strip | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 4323032 | |
| MicroAmp Optical Adhesive Film | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 4311971 | |
| Supplies | |||
| Biohazard waste bags | VWR, Radnor, PA, USA | 14220-046 | 20.3 x 30.5 cm Biohazard bags |
| Gloves | Denville Scientific, Holliston, MA, USA | G4162-250 | Small, meduim or large Nitrile or latex gloves |
| Lab coat | N/A | N/A | Customizable |
| Masks | VWR, Radnor, PA, USA | 414004-663 | Advanced protection mask |
| Protective shoes | N/A | N/A | Customizable |
References
- World Health Organization (WHO) Ebola Response Team. Ebola virus disease in West Africa - the first 9 months of the epidemic and forward projections. New England Journal of Medicine. 371 (2), 1481-1495 (2014).
- World Health Organization (WHO). Media Center: Ebola Virus Disease Fact Sheet No. 103. , http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs103/en/ (2014).
- Fauci, A. S., Morens, D. M. Zika Virus in the Americas - yet another arbovirus threat. New England Journal of Medicine. 374 (7), 601-604 (2016).
- Campos, G. S., Bandeira, A. C., Sardi, S. I. Zika virus outbreak, Bahia, Brazil. Emerging Infectious Diseases. 21 (10), 1885-1886 (2015).
- Aly, M., Elrobh, M., Alzayer, M., Aljuhani, S., Balkhy, H. Occurrence of the Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus (MERS-CoV) across the Gulf Corporation Council countries: Four years update. PLoS ONE. 12 (10), e0183850 (2017).
- World Health Organization (WHO). Middle East respiratory syndrome coronavirus (MERS-CoV) - Oman. Media Center: Disease outbreak news. Mar 18. , http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs103/en (2018).
- Ducharme, J., Johnson, D. This flu map shows how the biggest influenza outbreak in years spread across the U.S. Time, Time Health: Public Health. , http://time.com/5108077/2018/ (2018).
- Gaglani, M., et al. Influenza vaccine effectiveness against 2009 pandemic influenza A(H1N1) virus differed by vaccine type during 2013-2014 in the United States. Journal of Infectious Diseases. 213 (10), 1546-1556 (2016).
- Gates, B. The next epidemic - lessons from Ebola. New England Journal of Medicine. 372 (15), 1381-1384 (2015).
- Mills, A. Health care systems in low- and middle-income countries. New England Journal of Medicine. 370 (15), 552-557 (2014).
- Wölfel, R., et al. Mobile diagnostics in outbreak response, not only for Ebola: a blueprint for a modular and robust field laboratory. Euro Surveillance. 20 (44), 30055 (2015).
- Connelly, S. Through innovation, education and collaboration, Baylor Global Initiatives seeks to transform health and patient care worldwide. TMC Pulse, Global Perspective. , http://www.tmcnews.org/2015/03/global-perspective/ (2015).
- Hersh, D. USAID funds Ebola 'smart pod' project. Federal Times. , https://www.federaltimes.com/govcon/2015/02/20/usaid-funds-ebola-smart-pod-project/ (2015).
- Waite, A. Emergency Smart Pods - Transforming Containers into Modern Medical Clinics. DipNote, U.S. Department of State Official Blog. , https://blogs.state.gov/stories/2018/04/02/en/emergency-smart-pods-transforming-containers-modern-medical-clinics (2018).
- Guide to US Department of Health and Human Services Regulations. , https://www.hhs.gov/ (2015).
- Center for Disease Control and Prevention (CDC). Website: Clean up after a Disaster. , https://www.cdc.gov/disasters/cleanup/index.html (2017).
- Flannery, B., et al. Enhanced genetic characterization of influenza A(H3N2) viruses and vaccine effectiveness by genetic group, 2014-2015. Journal of Infectious Diseases. 214 (7), 1010-1019 (2016).
- Spencer, S., et al. Factors associated with real-time RT-PCR cycle threshold values among medically attended influenza episodes. Journal of Medical Virology. 88 (4), 719-723 (2016).
- Cherpillod, P., et al. Ebola virus disease diagnosis by real-time RT-PCR: A comparative study of 11 different procedures. Journal of Clinical Virology. 77, 9-14 (2016).
- Dedkov, V. G., et al. Development and evaluation of a real-time RT-PCR assay for the detection of Ebola virus (Zaire) during an Ebola outbreak in Guinea in 2014-2015. Journal of Virological Methods. 228, 26-30 (2016).
- Cnops, L., et al. Developement, integration of a quantitative reverse-transcription polymerase chain reaction diagnostic test for Ebola virus on a molecular diagnostics platform. Journal of Infectious Diseases. 214 (3), S192 (2016).
- Keitel, W. A., et al. Rapid research response to the 2009 A(H1N1)pdm09 influenza pandemic (Revised). BMC Research Notes. 6, 177 (2013).
- Parsons, L. M., et al. Laboratory diagnosis of tuberculosis in resource-poor countries: challenges and opportunities. Clinical Microbiology Reviews. 24 (6), 314-350 (2011).
- Expandable Bicon Shelter. Commercial Manual. Sea Box. , Lab EPN-0019618, Glove EPN-0018924 (2019).
- Lab Safety. Operating the Glovebox. JoVE Science Education Database. , Cambridge, MA. (2018).
- World Health Organization (WHO). Collecting, preserving and shipping specimens for the diagnosis of avian influenza A(H5N1) virus infection. , http://www.who.int/ihr/publications/CDS_EPR_ARO_2006_1.pdf. (2006).
- Lorenz, T. C. Polymerase Chain Reaction: Basic Protocol Plus Troubleshooting and Optimization Strategies. Journal of Visualized Experiments. (63), e3998 (2012).
