Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Приобретение данных и анализ в Brainstem вызвал ответ аудиометрии у мышей

Published: May 10, 2019 doi: 10.3791/59200
Automatic Translation
1,2, 1, 1, 1, 3, 4, 5, 5, 6, 1,7, 1, 1
1Experimental Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices, 2KBRwyle GmbH, 3Cognitive Neurophysiology, Department of Psychiatry and Psychotherapy, Faculty of Medicine, University of Cologne, 4Molecular and Cellular Cognition, German Center for Neurodegenerative Diseases (DZNE), 5Institute of Neurophysiology, Faculty of Medicine, University of Cologne, 6Federal Institute for Drugs and Medical Devices (BfArM), 7Thescon GmbH

Summary

Brainstem вызвал ответ аудиометрии является важным инструментом в клинической нейрофизиологии. В настоящее время, ствол вызываемых ответ аудиометрии также применяется в фундаментальной науки и доклинических исследований с участием как фармакологических и генетических моделей животных. Здесь мы предоставляем подробное описание того, как слуховые ответы ствола мозга могут быть успешно записаны и проанализированы у мышей.

Abstract

Brainstem вызвал ответ аудиометрии (BERA) имеет центральное значение в клинической нейрофизиологии. По мере того как другие evoked потенциальные (EP) методы, such as визуально evoked потенциалы (VEPs) или somatosensory вызвали потенциалы (SEPs), слуховые вызвали потенциалы (AEPs) вызваны повторяющимся представлением идентичных стимулов, электроэнцефалографическая (ЭЭГ) реакция, ответ которой впоследствии усреднен, что приводит к выраженным положительным (р) и отрицательным (n) отклонениям. У людей, как амплитуда и задержка отдельных пиков могут быть использованы для характеристики изменений в синхронизации и скорости проводимости в основных нейронных схем. Важно отметить, что АЭП также применяются в базовой и доклинической науке для выявления и характеристики слуховой функции в фармакологических и генетических моделях животных. Более того, модели животных в сочетании с фармакологическим тестированием используются для исследования потенциальных преимуществ в лечении сенсоневральной потери слуха (например, возрастной или шумоизоляционный дефицит слуха). Здесь мы предоставляем подробное и интегративное описание того, как записывать слуховые реакции на мозг,вызванные (ABRs) у мышей с помощью приложения, щелчка и тона-всплеска. Особое внимание в этом протоколе уделяется предэкспериментальному корпусу животных, анестезии, записи ABR, процессам фильтрации ABR, автоматизированному анализу функции амплитуды на основе волн и обнаружению задержки.

Introduction

Центральным аспектом физиологии мозга является его способность обрабатывать экологическую информацию, в результате чего различные внутренние или экстраинсиквых выходных данных, таких как обучение, память, эмоциональные реакции, или двигательные реакции. Различные экспериментальные и диагностические подходы могут быть использованы для характеристики электрофизиологической отзывчивости отдельных типов нейрональных клеток или кластеров / ансамблей нейронов в рамках связанных с стимулом нейронных схем. Эти электрофизиологические методы охватывают различные пространственно-временные измерения намикро-, мезо- и макромасштабе 1. Микромасштабный уровень включает в себя напряжение и текущие подходы зажима в различных режимах патч-зажима, используя, например, культурные или остро разрозненные нейроны1. Эти методы in vitro позволяют охарактеризовать отдельныетекущие объекты и их фармакологическую модуляцию 2,3. Однако существенным недостатком является отсутствие системной информации о микро- и макросхемной интеграции и обработке информации. Это нарушение частично преодолеть в пробирке методы мезошкалы, такие как мультиэлектродные массивы, которые позволяют одновременно внеклеточных многоэлектрических записей не только в культурных нейронов, но и в острых ломтиков мозга4, 5. В то время как микроcircuitries могут быть сохранены в мозге ломтики в определенной степени (например, в гиппокампе), дальние взаимосвязи, как правило, потеряли6. В конечном счете, для изучения функциональных взаимосвязей в нейронных схемах, системные электрофизиологические методы in vivo на макромасштабе являются методом выбора7. Эти подходы включают, среди прочего, поверхностные (эпидуральные) и глубокие (внутримозговые)записи ЭЭГ, которые проводятся как у людей, так и у животных моделей 1. ЭЭГ сигналы в основном основаны на синхронизированных синаптический вход на пирамидальных нейронов в различных корковых слоев, которые могут быть ингибирующими или возбуждающим в основном, несмотря на общее преобладание возбуждающего ввода8. При синхронизации, возбуждающих postsynaptic потенциальных сдвигов в внеклеточных электрических полей суммируются, чтобы сформировать сигнал достаточной силы, чтобы быть записаны на кожу головы с помощью поверхностных электродов. Примечательно, что обнаруживаемая запись кожи головы с отдельного электрода требует активности десяти тысяч пирамидальных нейронов и сложного вооружения технических устройств и инструментов обработки, включая усилитель, процессы фильтрации (фильтр с низким проходом, высокопроходной фильтр, выемка фильтра и электроды с определенными свойствами проводника.

В большинстве экспериментальных видов животных (т.е. мышей и крыс), человека основе кожи головы ЭЭГ подход технически не применим, так как сигнал, генерируемый основной коры слишком слаб из-за ограниченного числа синхронизированных пирамидальных нейронов9, 10,11. У грызунов, поверхностные (скальп) электроды или субдермальные электроды, таким образом, сильно загрязнены электрокардиограммой и преимущественно электромиограммы артефакты, которые делают высококачественные записи ЭЭГ невозможно9,11, 12. При использовании безнеоснего свободно движущихся мышей и крыс, поэтому обязательным для непосредственной записи либо из коры с помощью эпидуральных электродов или от глубоких, внутримозговых структур для обеспечения прямой физической связи зондирования отзыв свинца/имплантированного электрода к генерирующих сигнал нейронные клетки кластеров. Эти эЭГ-подходы могут быть осуществлены либо в установке удерживающей привязной системы, либос использованием необуздающего имплантируемого имплантируемого эЭГ-радиотелеметрии 9,10,11. Оба метода имеют свои плюсы и минусы и могут быть ценным подходом в качественной и количественной характеристике восприимчивости захвата/ активности захвата, циркадной ритмичности, архитектуры сна, колепийной активности и синхронизации, включая анализ времени-частоты,анализ источника, etc. 9,10,13,14,15,16,17.

В то время как привязываемые системы и радиотелеметрия позволяют записывать ЭЭГ в сдерживающих/полусдерживающих или неограниченных условиях, соответственно, связанные с этим экспериментальные условия не соответствуют требованиям к записям АБР. Последний спрос на определенные акустические стимулы, которые представляются повторяющиеся с течением времени с определенными положениями громкоговорителя и экспериментальных животных и контролируемых уровней звукового давления (SPLs). Это может быть достигнуто либо путем фиксации головы в условиях ограничения или после анестезии18,19. Чтобы уменьшить экспериментальный стресс, животные, как правило, анестезируется во время экспериментов ABR, но следует учитывать, что анестезия может помешать ABRs19,20.

Как общая характеристика, ЭЭГ построена из различных частот в диапазоне напряжения 50-100 ЗВ. Фоновые частоты и амплитуды сильно зависят от физиологического состояния экспериментального животного. В состоянии бодрствования преобладают бета-версии (я) и гамма-частоты с более низкой амплитудой. Когда животные становятся сонливыми или засыпают, возникают альфа(я), тета (я) и дельта (я) частоты, демонстрирующие повышенную эЭГ-амплитуду21. После того, как сенсорный канал (например, акустический путь) стимулируется, распространение информации опосредовано через нейронную активность через периферийную и центральную нервную систему. Такая сенсорная (например, акустическая) стимуляция вызывает так называемые EPs или вызывает реакции. Примечательно, что потенциалы, связанные с событиями (ERP), гораздо ниже по амплитуде, чем ЭЭГ (т.е. только несколько микровольт). Таким образом, любой индивидуальный ERP, основанный на одном стимуле, будет потерян на фоне ЭЭГ с более высокой амплитудой. Таким образом, запись ERP требует повторного применения идентичных стимулов (например, кликов в записях ABR) и последующего усреднения для устранения любых фоновых действий ЭЭГ и артефактов. Если записи ABR сделаны в анестезированных животных, то легко использовать субдермальные электроды здесь.

В основном, AEPs включают ePs с короткой задержкой, которые обычно связаны с ABR или BERA, и далее, более поздние потенциалы, такие как ePs среднего затяжного (ответы на средние возможности (ответы на средние возможности) и долгосрочные EPs22. Важно отметить, что нарушение в обработке информации слуховой информации часто является центральной особенностью нейропсихиатрических заболеваний (демиелинизирующих заболеваний, шизофрении и т.д.) и связанных с изменениями AEP23,24 ,25. В то время как поведенческие исследования способны только выявление функциональных нарушений, AEP исследования позволяют точный пространствентемпоральный анализ слуховой дисфункции, связанные с конкретными нейроанатомическими структурами26.

ABRs как раньше, короткие задержки акустически EPs, как правило, обнаружены на умеренной и высокоинтенсивной нажмите приложение, и там может произойти до семи пиков ABR (WI-WVII). Наиболее важныеволны (W I-WV) связаны со следующими нейроанатомическими структурами: WI к слуховому нерву (дистальная часть, в пределах внутреннего уха); WII к кохлеарное ядро (проксимальная часть слухового нерва, прекращение ствола мозга); WIII к превосходному комплексу оливари (SOC); WIV к боковому лемнику (LL); WV к прекращению бокового лемниска (LL) в нижней колликул (IC) на контралатеральной стороне27 (Дополнительнаярисунок 1). Следует отметить, чтоW II-WV, вероятно, имеют более чем одну анатомическую структуру восходящего слухового пути, способствующего им. Примечательно, что точная корреляция пиков и основных структур слухового тракта до сих пор полностью не выяснена.

В аудиологии, ABRs могут быть использованы в качестве скрининга и диагностического инструмента и для хирургического мониторинга28,29. Это наиболее важно для выявления дисакуза, гипакузы и анакусиса (например, при возрастной потере слуха, вызванной шумом потере слуха, метаболической и врожденной потере слуха, а симметричной потере слуха и слуха из-за деформаций или пороки развития, травмы и неоплазмы)28. ABRs также актуальны в качестве скрининг-теста для гиперактивных, умственно отсталых детей или для других детей, которые не смогут реагировать на обычные аудиометрии (например, при неврологических/психиатрических заболеваниях, таких как СДВГ, МС, аутизм и т.д.29 , 30)и в разработке и хирургической установке кохлеарных имплантов28. Наконец, ABRs может обеспечить ценную информацию о потенциальных ототоксических побочных эффектов нейропсихофармацевтических препаратов, таких как противоэпилептики31,32.

Ценность перевода нейрофизиологических знаний, полученных от фармакологических или трансгенных моделей мыши для человека, была продемонстрирована во многих условиях, особенно на уровне ERPs в слуховых парадигму у мышей и крыс33, 34,35. Новое понимание измененных ранних AEPs и связанных с ними изменений в обработке слуховой информации у мышей и крыс, таким образом, может быть переведено на людей и имеет центральное значение в характеристике и эндофенотипизации слуховых, неврологических и нейропсихиатрических заболеваний в будущем. Здесь мы предоставляем подробное описание того, как ABRs могут быть успешно записаны и проанализированы на мышах для основных научных, токсикологических и фармакологических целей.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Все процедуры для животных были выполнены в соответствии с руководящими принципами Немецкого совета по уходу за животными, и все протоколы были одобрены местным институциональным и национальным комитетом по уходу за животными (Landesamt f'r Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz, State Офис Северного Рейна-Вестфалии, Департамент природы, окружающей среды и потребительского рынка (LANUV NRW), Германия). Авторы далее удостоверяют, что все эксперименты на животных проводились в соответствии с Национальным руководством по охране здоровья для ухода и использования лабораторных животных (NIH Publications No 80-23), пересмотренных в 1996 году или Законом Великобритании о животных (научные процедуры) 1986 год и связанные с ним руководящие принципы, или Директива Совета Европейских сообществ от 24 ноября 1986 года (86/609/ЕЭК) и от 22 сентября 2010 года (2010/63/ЕС). Были предприняты конкретные усилия по минимизации количества животных, используемых и их страдания (3R «замена, сокращение и уточнение» стратегии).

1. Экспериментальные животные

  1. Выбор экспериментальных животных и видов
    1. Выполните исследования ABR на моделях грызунов/грызунов (т.е. мышей или крыс), которые отвечают требованиям гомологии, изоморфизма и предсказуемости, связанной с конкретным заболеванием человека. Это имеет особое значение с точки зрения основных аспектов в трансляционной неврологии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Рассмотрим, что доступные различные мыши и крысы штаммы могут показать различия в основных физиологических и патофизиологических характеристик36,37,38. Эти особенности, связанные с линией мыши/крысы, должны быть учтены при экспериментальном планировании.
    2. Рассмотрим мышь- и крыса-напряжение конкретных изменений в физиологии и фармакологии, которые могут иметь влияние на электрофизиологические эксперименты (например, измененные чувствительность анестезии, циркадная ритмичность, "аудиогенный" захват восприимчивость, возраст, и генетический фон)39,40,41,42.
    3. Включить гендерное расслоение в дизайн исследования. Помните, что эструсический цикл может серьезно повлиять на анестезию, центральную ритмичность, циркадную зависимость и припадок (аудиторские припадки) и сенсорную (аудиторную) обработку информации43,44 , 45. Таким образом, выполнить гендерный анализ.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Ограничить для мышей мужского пола, если финансовые и экспериментальные возможности ограничены, хотя различные нейрофизиологические параметры от обычно езда на велосипеде женщины, кажется, не проявляют повышенную изменчивость по сравнению с мужчинами46.
  2. Корпус для животных и обработка
    1. Домашние мыши или крысы в индивидуально проветриваемых клетках внутри животного объекта.
    2. Перемещение экспериментальных животных из животного объекта в вентилируемые шкафы, расположенные в специальных лабораторных помещениях, предназначенных для анестезии, размещения электродов ABR и записей ABR.
    3. Убедитесь, что животные размещены в вентилируемом шкафу в стандартных условиях окружающей среды (т.е. с температурой 21 и 2 градусов по Цельсию, 50%-60% относительной влажности, и обычный 12/12 ч свет / темный цикл). Разрешить животным акклиматизироваться и адаптироваться к этой циркадной картины, по крайней мере 14 дней до последующего эксперимента.
    4. Используйте прозрачные поликарбонатные клетки II типа (26,7 см х 20,7 см х 14,0 см, площадь 410 см 2) для жилых мышей в группах 3-4 и используйтепрозрачные поликарбонатные клетки iii типа (42,5 см х 26,6 см х 18,5 см, площадь 800 см2) для крыс. Обеспечить доступ к питьевой воде и стандартным пищевым гранулам.
    5. Избегайте разделения/изоляции экспериментальных животных до и после записи ABR, так как изоляция может оказывать серьезное напряжение, влияющие на экспериментальные результаты. Таким образом, поместите животных обратно в их домашнюю клетку после анестезии, размещения электродов ABR и записей ABR.
    6. Не применять открытые жилищные условия, поскольку они подвержены различным экспериментальным недостаткам, особенно в слуховых исследованиях. Вентилируемые шкафы, вместо этого, защищают от акустического стресса до и между экспериментальными слуховыми процедурами, которые в противном случае могли бы привести к сенсоневральной потере слуха (например, шумоизоляционная потеря слуха) и таким образом повлиять на результаты.
    7. Используйте мышь и крыс-специфического санитарного, анестезирующего и технического оборудования, так что ни мыши, ни крысы не могут чувствовать присутствие друг друга, как взаимное чувственное восприятие соперничающих видов может привести к предотвратимым смешанным факторам в исследованиях.

2. Мышечная анестезия

  1. Выполните анестезию с использованием инъекционных анестезий. Подготовьте комбинацию гидрохлорида кетамина (доза грызунов: 100 мг/кг) и гидрохлорида ксилазина (доза грызунов: 10 мг/кг) в 0,9% раствора NaCl или Ringer и вводят животному интраперитоневую массу тела.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ингаляционный наркоз через изофлуран не рекомендуется, так как процедура ABR обычно требует звукоотирующей кабины и клетки Фарадея, что приводит к пространственным ограничениям в рамках установки записи. Хотя многие анестетики действуют на систему NMDA и, очевидно, влияют на результаты записи ABR, неанестетический подход к сдерживанию в записях ABR не рекомендуется, так как сдерживающие процедуры под сознанием вызывают драматический стресс к животному, с последующее образование артефактов в ABRs.
  2. Внимательно наблюдайте за животными на глубину анестезии, выполняя хвостовую щепотку, щепотку стопы и контролируя частоту дыхания (мышей: 150-220 вдохов/мин). Проверьте возможные задыхаясь и противодействовать, если это необходимо.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Различные линии мыши или модели фармакологических мышей могут проявлять различную чувствительность к анестезии. То же самое относится и к моделям мутантных мышей. Эндотрахеальная интубация не является обязательным в этой экспериментальной обстановке и не рекомендуется. Как интубация увеличивает риск травмы трахеи и инфекции, польза / риск эндотрахеевой интубации во время процедуры ABR является отрицательным.

3. Общие аспекты перианестетические механизмы и приборы

  1. Применяйте дополнительное тепло во время и после записи ABR с помощью домашнего нагревательного одеяла для поддержания температуры тела животного. Поддерживать последний на уровне 36,5-38,0 градусов по Цельсию (98,6-100,4 градусов по Фаренгейту).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Гипотермия является фактором риска у мелких грызунов из-за их высокого соотношения поверхности тела (поверхность тела мыши - 10,5 х (вес в г)2/3;поверхность крысиного тела - 10,5 х (вес в г)2/3)к объему тела.
  2. Обложка глаза животного с нефтяной основе искусственной слезы мазь или 5% декспантеннол в течение всего процесса записи ABR, чтобы избежать высыхания роговицы. Продолжайте эту процедуру до полного восстановления мигающего рефлекса.
  3. Стерилизовать экспериментальные приборы (см. таблицуматериалов) с помощью автоклава или дезинфицирующих средств.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется использование стерилизатора хирургического инструмента на тепловой основе со стеклянными бусинами.
  4. Для точного размещения электродов ABR используйте бинокулярный хирургический микроскоп с холодным источником света для интенсивного освещения с помощью гибких или самоподдерживающихся подвижных световых направляющих.
  5. Используйте чистую лабораторную шубу, маску, головной убор и стерильные перчатки во время экспериментального обращения с животными и экспериментов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оптимальные приборы и материалы могут варьироваться в зависимости от лабораторий и должны соответствовать лабораторным и институциональным стандартам.

4. Записи ABR

ПРИМЕЧАНИЕ: Описанный здесь протокол основан на коммерчески доступной системе ABR для моноуральных и бинауральных записей. Важно отметить, что научный вопрос, который необходимо решить, должен соответствовать техническим спецификациям используемой системы АБР. ABR анализ бинауральных записей, например, может быть использован для исследования бокового кодирования слуховых стимулов в слуховом пути и для изучения периферической боковой асимметрии при нейропсихиатрических заболеваниях.

  1. Выполните калибровку частот стимуляции на каждый день записи, поместив микрофон, подключенный к предусилителю и системе обработки (см. таблицу материалов) внутри кабины для затыкания звука в месте с правильным ориентация, где экспериментальный мурин ухо будет расположен.
    1. Включите предусилитель, подключенный к микрофону, по крайней мере за 5 минут до калибровки, чтобы обеспечить уравновешение системы.
    2. Включите осциллоскоп.
    3. Расположите микрофон, подключенный к предусилитель внутри звукозажающей кабины, чтобы имитировать экспериментальное ухо для мурина.
    4. Откройте доступное на коммерческой уровне программное обеспечение для обработки и приобретения (см. таблицу материалов).
    5. Выберите калибровочный файл Cal200K в программном обеспечении, чтобы активировать режим калибровки-конфигурации и выбрать параметры в соответствии с экспериментальными условиями.
    6. Используйте систему процессоров для выполнения процедуры калибровки. Убедитесь, что технические характеристики микрофона и громкоговорителя с точки зрения лимитов SPL, диапазона частот и распределения согласовываются.
    7. Выберите и запустите заранее определенный протокол стимуляции клика.
    8. Выполнить одним щелчком мыши SPL (желательно, максимальный SPL), чтобы проверить, что спектр звуковых стимулов, как анализируется онлайн Fast Fourier Transformation (FFT) осциллоскопа соответствует требованиям (существенный диапазон энергии).
    9. Выберите и запустите предопределенный протокол стимуляции тон-всплеска в пределах интереса (например, 1-42 кГц).
    10. Подтвердите частотный спектр записанных стимулов акустического теста с помощью осциллоскопа и онлайн FFT.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Ежедневная калибровка системы и частотстимуляции необходима, чтобы гарантировать, что частоты стимуляции и ССП находятся в пределах допустимых рабочих диапазонов.
  2. Поместите обезоживаемую мышь в звукозаражающую кабину, облицованную акустической пеной.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вся кабина должна быть покрыта клеткой Фарадея (заказной сетчатый металл или коммерческий), чтобы оградить записи ABR от внешних электрических помех и защитить их от шума.
  3. Для записи монаурального мозгового стебля-вызванного слуховых потенциалов, вставьте судермальные электроды из нержавеющей стали на вершине, осевой вершины (положительный электрод) и вентролатеральный правый или левый пинна (отрицательный электрод) в зависимости от ухо, чтобы быть измерены. Для бинауральных записей поместите отрицательные электроды как на правой, так и на левой вершине. Расположите молотый электрод на бедре животного(Дополнительная рисунок 1).
    1. Перед вставкой, сформировать форму крючка на кончике электрода из нержавеющей стали, так что субдермальная фиксация электродов гарантировано47.
  4. Выполняйте измерения импеданса всех электродов перед каждой записью для проверки правильного позиционирования электрода/проводимости. Используйте кнопку проверки импеданса на четырехканальной хедстейнере, чтобы проверить уровень каждого электрода-импеданса.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Импедас должен быть меньше 5 кЗ.
  5. Запись ABRs в условиях свободного поля с помощью одного громкоговорителя (частотная пропускная способность, например, при 1-65 кГц) размещена на 10 см напротив трибуны животных (передний край громкоговорителя перпендикулярно оси между оси мыши). Убедитесь, что положение мыши головы / мыши уши является то, что калибровки микрофон, в зависимости от выбранного конкретного расстояния между громкоговорителем и микрофоном во время калибровки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вместо условий свободного поля, трубки уха также могут быть использованы. Тем не менее, специальные меры предосторожности и тесты необходимы для определения СПЛА в этих условиях.
  6. Программа стимул протоколы для кликов и тон очередей с помощью самопрограммы или коммерчески доступного программного обеспечения (см. таблицу материалов). Индивидуальные параметры стимула, перечисленные ниже, должны быть добавлены к соответствующему графическому пользовательскому интерфейсу.
    1. Начните с конфигурации объекта стимула клика (т.е. стимула продолжительности 100 с с чередующейся полярностью »переключение между конденсацией и разрежением» и определенной существенной энергией. Используйте эту стимулирующую сущность для анализа и определения порогов кликов, симметрии ABR левого и правого уха, амплитуды ABR W (I - IV) и W (I - IV) поздней.
    2. Инициировать программное обеспечение и использовать окно конфигурации, чтобы добавить параметры стимула кклика. Нажмите Выполнить для запуска протокола.
    3. Продолжить с конфигурацией второй сущности стимула, который 4,5 мс тон взрыв (переходный синусоидальный импульс) чередующихся полярности с Ханн конверт рост и падение раз 1,5 мс каждый (ворота / рампы продолжительность времени). Рассмотрим минимальный тон всплеск продолжительность 3 мс, особенно для низкочастотных тон очередей. Используйте этот стимул для анализа и определения частотных порогов слуха во всех генотипах.
    4. Подобно шагу 4.6.2, используйте окно конфигурации, чтобы добавить параметры стимула взрыва тона и нажмите Execute для запуска протокола (как заявил производитель48).
    5. Для исследования тонального всплеска, программа соответствующего диапазона частот, которые будут проверены в зависимости от научного вопроса (например, от 1-42 кГц в 6 кГц шагов). Убедитесь, что частотные диапазоны, которые будут применяться, соответствуют техническим возможностям громкоговорителя (в данном случае многополевой магнитный динамик с частотой пропускной способности 1-65 кГц для условий свободного или закрытого поля).
    6. Для усреднения установите количество последовательных акустических стимулов (кликов или тона ных лопашек), например, в 300x со скоростью 20 Гц.
    7. Увеличьте SPLs в 5 dB шагов для кликов и 10 dB шаги для тон очередей, начиная от 0 дБ до 90 дБ (увеличение режима SPL).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Как увеличение, так и уменьшение режимов SPL были описаны в литературе. Размер ступени SPL может быть адаптирован из-за научных вопросов.
  7. Определите продолжительность приобретения данных ABR 25 мс, начиная с 5 мс базовый период до индивидуального начала акустического стимула (до ABR базовый) и превышает 10 мс ABR раздел еще 10 мс базовый участок (после ABR базовый) ( Дополнительныйрисунок 1 ).
  8. Примените соответствующую частоту выборки для получения данных ABR (например, 24,4 кГц) и фильтра полос (высокий проход: 300 Гц, низкий проход: 5 кГц) с помощью 6-полюсного фильтра Butterworth. При необходимости активируйте фильтр выемки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Характеристики частоты выборки и фильтра могут быть адаптированы в соответствии с экспериментальными требованиями.
  9. Перенос полученных биоэлектрических сигналов, регистрировамых от субдермальных электродов, в стадию головной и далее перейти к предусилитель с соответствующим усилением (например, в 20 раз).
  10. Используйте определенное программное обеспечение для обработки систем aBR для координации управления громкоговорителем и приобретения, обработки, усреднения и управления данными ABR.
  11. Попробуйте выполнить все протоколы ABR (для кликов и тон лопнувшие пороги слуха, пиковая амплитуда, и анализ максимальной задержки и т.д.) в течение около 45 минут. Это соответствует времени глубокого наркоза с использованием 100/10 мг кетамина/ ксилазина интраперитоне.
  12. Убедитесь, что калибровка, программирование / корректировки для стимулирования презентации и приобретения, настройки фильтра и т.д. работают, как ожидалось, до анестезии животного и выполнения фактической записи.

5. Анализ ABR

  1. Нажмите- и тон взрыв-вызванный Анализ порога слуха ABR
    1. Выполните автоматическое обнаружение порога на основе предыдущих публикаций, чтобы избежать потенциальных несоответствий в определении порога ABR путем визуального осмотра/оценки49,50,51,52.
    2. Определите три различных временных окна (TWs) для расчета соотношения сигнала к шуму (SNR): TW1 (0-5 мс), TW2 (5-15 мс) и TW3 (15-25 мс) (дополнительнаяцифра1).
    3. Рассчитайте стандартное отклонение от базовой линии в двух различных ПТ (т.е. TW1 и TW3),где не наблюдается AEPs. Этот расчет может быть сделано с помощью самозапрограммированного программного обеспечения.
    4. Рассчитайте для каждого измерения SPL в пределах рекорда ABR, устанавливая как среднее, так и стандартное отклонение для объединенных данных TW1 и TW3.
    5. Сбросить все образцы записи по отдельности соответствующим расчетным средним, чтобы удалить любое смещение постоянного тока.
    6. Для определения порога слуха определите самую низкую SPL (dB), где по крайней мере одна волновая амплитуда значение (W I-WIV) в окне времени отклика ABR (TW2) превысила четырехкратное значение ранее рассчитанного стандартного отклонения.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если не была обнаружена волна ABR для анализа порога кликов и частоты на максимальном SPL, к уху присваивается номинальный пороговый уровень 100дБ.
  2. АБР волновой амплитуды и анализ задержки волны
    1. Проведение волнового подхода с использованием мексиканской шляпной волнообразной волны для определения временно-последовательного расположения положительных (p) волн (пиков), а также отрицательных (n) волн (ям) с помощью волнового волнообразника непрерывной волновой трансформации (CWT) шаблон-сопоставление алгоритм52 (Дополнительная диаграмма 1).
      1. Математически CWT представлен следующим образом:53.
        Equation
        Здесь, s(t) сигнал, a маштаб, b перевод, (t) будет волнообразом мати, a, b(t) масштабировано и переведено wavelet, и C 2D матрица 2D волновых коэффициентов.
    2. Первоначально используйте измерение 55-дБ каждого запуска ABR для определения наилучших параметров шкалы для каждой волны, которая будет передана CWT, что приводит к трем классам: весы 0,5-4 для всех n-волн, 0,5-6 для всех p-волн и 0,5-12 для WIV, так как это самый широкий волны в образцах.
      ПРИМЕЧАНИЕ: 55 dB SPL был выбран, как волны, как правило, наиболее заметные здесь и могут быть надежно обнаружены.
    3. Докажите всем классам надежно ею правильноевисоочное коллокация W I-WIV в рамках всех 55 измерений дБ.
    4. Для определения ABR W I-WIV в точном височном порядке в пределах измерения 55 дБ, p-peaks и n-peaks (ямы) идентифицируются в фиксированной последовательности с использованием относительных позиций ранее определенных пиков, чтобы ограничить временное окно последующее сканирование.
    5. После того, как все девять пиков определены на уровне 55 дБ, используйте соответствующие значения в качестве отправных точек для временного кадра поиска для смежных измерений звукового давления (50 дБ и 60 дБ) до повторения определения пиков 1-9.
    6. Таким образом, определить p- и n-пики всех уровней дБ (55-0 дБ и 60-90 дБ), если это возможно. После того, как p- и n-peak больше не идентифицируется анализом волнообразного механизма, его временное расположение устанавливается путем расчета временного смещения пика до любого другого пика, выявленного на предыдущем уровне дБ.
    7. Применение временного смещения к пикам к любым другим p- и n-peak в пределах текущего уровня децибел приводит к максимуму восьми определенных временных позиций для неопределенных пиков, в которых среднее значение воспринимается как ближайшее приближение.
    8. Для оценки функции роста амплитудыи сравнения задержки всех волн (W I-WIV),характеризуют максимальные амплитуды и средние просрочку каждого из p-пиков в течение временных рамок связанных n-пиков.
    9. Визуально проверить все результаты на основе самозапрограммированного автоматического инструмента волнообразного волнопередачи после этого, и, при необходимости, исключить отдельные ABR работает из статистики, если они не отвечают строгим критериям включения / качества.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В обоих автоматизированных анализа и визуального осмотра ABRs, двойной слепой подход рекомендуется.

6. Послеоперационный уход и послелечение ABR

  1. Постоянно следить за животными, пока они не пришли в сознание и в состоянии поддерживать суровый recumbency.
  2. Не возвращайте животное, которое подверглось записи ABR компании других животных, пока оно полностью не выздоровеет.
  3. Вводят карпрофен (мышь: 1x 5-10 мг/кг, подкожно; крыса: 1x 2,5-5,0 мг/кг, подкожно) для послеоперационного лечения боли.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Длительное лечение боли не требуется, как ABR записи электродов вставляются подкожно.
  4. После операции, кормить увлажненные гранулы для того, чтобы облегчить поглощение пищи. Внимательно следите за пищей (15 г/100 г массы тела/день; 5 г/24 ч) и водой (15 мл/100 г массы тела/день; 5 мл/24 ч).
  5. Следите за животными внимательно для возвращения их нормальных поз и поведения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Системное введение антибиотиков, таких как энрофлоксацин или триметоприм-сульфонамид здесь не рекомендуется, так как субдермальная электродная установка имеет лишь минимальную инвазивность. Применение антибиотиков должно быть ограничено, если не появляются признаки местного или обобщенного воспаления.
  6. Последующее постэкспериментальное восстановление после записи ABR, контролируя вес тела животного.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Записи ABR, вызванные приливами и тоном, могут использоваться для оценки различий порогов слуха, функции роста амплитуды и сравнения задержки. Click-вызванные ABRs в режиме увеличения SPL изображены на рисунке 1 для элементов управления и двух образцовых линий мыши мутанта, которые являются недостаточными для Cav3.2 T-типа напряжения-gated Ca2 "канал (т.е., Cav3.2/- и Ca v3.2 null mutants (Cav3.2-/-). Как указано выше, гендерно-специфическое исследование, как правило, рекомендуется, в связи с секс-специфических различий в слуховых параметров у людей54,55 и мышей56,57. ABRs к свободному полевому щелчку (0,1 мс) и тонусу (1-42 кГц за 6 кГц шагов, 4,5 мс в общей сложности с 1,5 мс рампы времени) акустические стимулы были записаны, как описано в протоколе. Обратите внимание, что вершины-положительные потенциалы построены как восходящие отклонения, как показано в репрезентативной кликов- записи для женщин CaV3.2/ / (Рисунок 1A), CaV3.2/- (Рисунок 1B ), и CaVV 3.2-/- мышей (рисунок1C). В этой обстановке, представитель ABRs у женщин предложил увеличение клик-вызванных ABR порог слуха и изменены амплитуды функции роста в женщин Cav3.2-/- мышей по сравнению с CaV3.2/ и Cav 3.2З/- животные. Та же тенденция наблюдалась и у мужчин, которые предлагали увеличить пороговые значения АБР, вызванные кликами, и снижение амплитуд в Cav2.3-/- по сравнению с элементами управления и гетерозиготным Cav3.2/- мышами. Образцовый тон взрыв-вызванные ABRs изображены на рисунке 2 для женщин CaV3.2q /,Cav3.2q/-, и Cav3.3-/- мышей (все животные были 20 недель времени).

В качестве первого шага в анализе общей производительности слуха, клик-вызванные ABRs для различных SPLs (0-90 дБ) были исследованы с помощью автоматизированной системы обнаружения порога ABR, описанной в разделе 5 протокола(рисунок 3). Проанализированные животные были возраст соответствует, как старение может иметь драматическое влияние на сенсорной потери слуха58,59. Далее были проанализированы потенциальные изменения пороговых уровней ABR, вызванные различными частотами тона (1-42 кГц, рисунок4). В примерных линиях мыши, Cav2.3q/- и Cav3.2-/- выставлены увеличенные пороги щелчка- и тон разрыва-родственных слуха сравненные к управлениям (все животные были 20 неделей времени).

Используя подход на основе волнообразов, изложенный выше, функция амплитуды АБР ианализ задержки волн ABR были проведены (рисure 5 и рисure 6, соответственно). Последнее позволяет понять возможное пространственновременное влияние гена интереса на обработку слуховой информации внутри внутреннего уха и ствола мозга.

Figure 1
Рисунок 1: Нажмите-вызванные ABRs в элементах управления и мутантных мышей (Cav3.2/-, Cav3.2-/-). Представитель ABRs получены от (A) Cav3.2q /,(B) Cav3.2,,и ( C ) Cav3.2-/- женские мыши при нажатии стимуляции в режиме увеличения SPL (от 0 -90 дБ с 5 dB SPL шаги). Для усреднения, каждая стимулирующая сущность применялась 300 раз при 20 Гц. Начало акустического стимула указывается вертикальной красной линией. Эта цифра изменена с Lundt et al.60. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Figure 2
Рисунок 2: Тон взрыв-вызванных ABRs в управления и мутантных мышей (Cav3.2/-, Cav3.2-/-). Представитель ABRs от (A) Cav3.2q /,(B) Cav3.2/,и ( C ) Cav3.2-/- женские мыши следуя за вспышками тона 1-42 kHz (6 kHz шагов) на SPL 80 dB. Для усреднения, каждая стимулирующая сущность была представлена 300 раз при 20 Гц. Начало акустического стимула указывается вертикальной красной линией. Эта цифра изменена с Lundt et al.60. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Figure 3
Рисунок 3: Нажмите-вызванные ABR основе порогов слуха в элементах управления и мутантных мышей (Cav3.2/-, Cav3.2-/-). Click-вызвал одиочаемый тональнометрический порог слуха ( A)женский и (B) мужчина Cav3.2q /) (женщины: n 12; мужчина: n no 13), Cav3.2 9) и Cav3.2-/- мыши (женщины: n no 10; мужчины: n no 9). Данные отображаются в виде среднего значения SEM. Статистические значения определялись с помощью значения 0,05 и p-значения, определяемые как p slt; 0,05; п. з.л.; 0,01; р Злт; 0,001; р Злт; 0.0001. Эта цифра изменена с Lundt et al.60. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Figure 4
Рисунок 4: Тон всплесквызвал ABR основе порогов слуха в элементах управления и мутантных мышей (Cav3.2/-, Cav3.2-/-). 1-42 кГц (6 кГц шаги) тон взрыв-вызвали ABR основе аудиометрических порогов слуха для Cav3.2q / (женщины: n No 12; мужчины: n No 12; no), Cav3.2/- (женщины: n no 10; мужчины: n no 8; и Cav3.2-/- животные (женщины: n no 10; мужчины: n no 9; В). Данные построены как средние - SEM. Статистические значения определялись с помощью q-level - 0,05 и p-значения, определяемые как p s lt; 0,05; п. з.л.; 0,01; р Злт; 0,001; р Злт; 0.0001. Эта цифра изменена с Lundt et al.60. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Figure 5
Рисунок 5: Функция роста амплитуды на основе кликов ABR записей в элементах управления и мутантных мышей (Cav3.2/-, Cav3.2-/-). WI-WIV амплитуда (в микровольтах) построен против увеличения SPL (в децибелах) для клик-вызванных ABR анализа волны в CaV v3.2 q /( женщины: n No 12; мужчины: n No 11; черная линия, представляющая приблизительная кривая управления, включая 95% доверительный интервал в сером цвете), Cav3.2q/- (женщины: n No 8; мужчина: n No 7; no, и Cav3.2-/- животные (женщины: n no 7; мужчина: n ; В) Оба CaV3.2-/- женщины и мыши-мужчины проявляют значительно отложенное увеличение роста амплитуды через увеличение ПЛЛ для (A и B) WI, (C и D) WII, и (G и H) WIV по сравнению с CaV V3,2q /) и Ca Vv3.2/- мышей. (E и F) Для WIII, только CaV3.2-/- мышей-мужчин отображается значительная задержка в росте амплитуды через увеличение SPL по сравнению с женщинами CaV3.2-/- животных. Данные представлены в виде средних значений SEM. Статистические значения определялись с помощью уровня 0,05 и p-значений, определяемых как p s lt; 0,05; п. з.л.; 0,01; р Злт; 0,001; р Злт; 0.0001. Эта цифра изменена с Lundt et al.60. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Figure 6
Рисунок 6: Анализ задержки при кликовах- записи ABR в элементах управления и мышей-мутантов (Cav3.2/-, Cav3.2-/-). Latencies (в миллисекундах) длякаждой волны ABR (W I-WIV) на 65 dB SPL изображены для Cav3.2q /- (женщины: n no 12; мужчины: n no 11), Cav3.2q/- (женщины: n no 8; мужчины: n No 7) и Cav3.2-/- мыши (женщины: n No 8; мужчины: n no 9). Обратите внимание, что анализ задержки также может быть выполнен на определенных уровнях ощущения. Данные изображаются как средние значения SEM. Статистические значения определялись с помощью уровня 0,05 и p-значений, определяемых как p slt; 0,05; п. з.л.; 0,01; р Злт; 0,001; р Злт; 0.0001. Эта цифра изменена с Lundt et al.60. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Дополнительная рисунок 1: Архитектура ABR и позиционирование электрода. (A) Представитель ABR записи на 65 дБ SPL. Первоначальный базовый участок (TW1, 5 мс) сопровождался тестстимулом (нажмите или тон лопнул) и TW2 (10 мс), содержащий ранние потенциалы, вызванные мозгом. За TW2 последовал еще один базовый уклад (TW3,10 мс). Исходные периоды использовались для расчета SD исходного шума. Всякий раз, когда индивидуальная волна ABR (W I-WIV)амплитуда превысила SD базового шума в четыре раза, порог слуха был достигнут. Для сравнения амплитуды волн и задержки был проведен подход на основе волнна "мексиканская шляпа" для автоматического обнаружения отрицательных пиков (сине-желтые полосатые линии) и положительных пиков (красно-серые полосатые линии). Зеленые кресты указывают на абсолютные максимальные амплитуды волн ABR и не отображают приближенные значения, основанные на подходе волнообразной волны. (B) Для записей ABR были использованы субдермальные электроды из нержавеющей стали с крючкообразным наконечником. Эталонный электрод был помещен на левом бедре, положительный электрод был расположен на вершине (осевой вершины пинна), а отрицательный (-) электрод был вставлен вентролатеральной правой пинны в зависимости от того, была ли моноаурная или бинауральная запись Проведены. Эта цифра изменена с Lundt et al.60. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Этот протокол содержит подробное и интегративное описание того, как записывать слуховые реакции мозга вызвали у мышей. Особое внимание уделяется предварительной обработке животных, анестезии и потенциальным методологическим смешанным факторам. К последним относятся, в частности, пол, линия мыши, возраст и жилищные условия. Следует отметить, что все эти факторы могут оказывать влияние на сенсорную потерю слуха и фундаментальные аспекты обработки слуховой информации. Таким образом, необходимо соответствующее расслоение слуховых профилей.

Приборы записей AEP чрезвычайно эволюционировали за последние 50-60 лет, и в настоящее время доступны коммерческие системы записи ABR, которые улучшили и упростили применение метода, но также ввели новые подводные камни. Некоторые из этих аспектов обсуждаются здесь. Во-первых, пользователь должен привыкнуть к системе ABR, то есть приборы, состоящие из настольного или ноутбука, предусилителя, усилителя, электрода входного ящика, и потенциальных преобразователей (например, динамики, вставить наушники, над-слух наушники и костные осцилляторы). Примечательно, что условия записи имеют центральное значение. Из-за высокой восприимчивости записи ABR должны быть защищены, чтобы защитить их от загрязнения внешним электрическим шумом и гарантировать адекватное соотношение сигнала к шуму.

Другим важным аспектом является само оборудование (например, генератор стимулов, преобразователи и триггеры). Наиболее часто используемые типы стимулов у мышей 100 кликов и кратковременные тона очередей с модулированной амплитуды и / или частотные свойства. Преобразователи могут представлять различные акустические стимулы либо на одно ухо или на оба уха. Здесь мы представили результаты ABR с помощью одного громкоговорителя rostral экспериментального животного. Тем не менее, возможны и другие подходы, в том числе трубчатые наушники вставляют либо в одно ухо, либо оба уха. Супра-слуховые наушники, используемые у людей, невозможны у мышей. Как показывает литература, различные подходы могут быть успешными, и они должны быть адаптированы в зависимости от экспериментальных потребностей. Особое внимание следует уделить точности триггера, который необходим для усреднения сигнала, поскольку этот цифровой импульс определяет, когда каждый отдельный стимул представлен. Для правильной записи, триггер и стимул начала должны быть синхронными, представляющие нулевой временной точки. Коммерчески доступные системы записи ABR обычно включают автономные триггеры при представлении индивидуальных стимулов. Во многих системах имеются внешние входы, которые позволяют подключение от внешнего генератора стимулов и связанного с ним триггера. В обоих случаях, оказалось ценным для контроля стимула и триггерхарактеристики с помощью внешнего осциллоскопа. Особое внимание следует уделить также параметрам приобретения (например, усилению дифференциала, фильтрации, аналоговым и цифровым фильтрам, конструкциям фильтров и параметрам усреднения сигнала). Примечательно, что параметры, представленные в протоколе, представленные здесь, соответствуют экспериментальным требованиям образцовых результатов, изображенных выше. Однако адаптация, например, в скорости отбора проб, количество стимулов, применяемых для усреднения, и частота их применения могут потребоваться в зависимости от экспериментальных параметров.

Наконец, некоторые краткие замечания должны быть сделаны на электрод импеданса, типов электродов, и электрод размещения. Электроды действуют как антенны, собирание изменения напряжения из-под кожи. Подкожное размещение электродов является обязательным, так как простое применение электродов на кожу или кожу головы не подходит из-за сопротивления внешнего слоя кожи (т.е. роговицы слоя). В то время как у людей электрическая проводимость, как правило, улучшается путем аббревиативности мертвых клеток кожи и применения электролитного геля или пасты, это, как правило, не делается и подходит для мышей, где используются субдермальные электроды. Интерфейс электрода и кожи формирует электродный импульс, который включает в себя электрические свойства проводника в целом. Свойства проводника включают материальные свойства электрода и площадь поверхности контактирующего электрода, свойства ткани, включая мусор (масло, грязь, пот и т.д.), а также электролитный раствор. Материал электрода включает в себя серебро, золото, платину, свинец, олова и нержавеющей стали с низким имтелансом и низким потенциалом электрода. Необходимо позаботиться о том, чтобы электродный материал был инертным в условиях записи. С серебром это достигается с помощью так называемых сложных электродов (т.е. электродов из серебра и серебра). В этом случае электрический двухслойный слой обеспечивает свободный обмен ионами, что еще больше снижает импедацию. Часто рекомендуется, чтобы электрод-импеданд не превышал 5 кЗ и чтобы импеданс отдельных электродов (по крайней мере три) был сопоставим. Рекомендуется также, чтобы межэлектродный импедас был ниже 2 кЗ. Запись электрода представляет собой длинную металлическую проволоку с изоляционным покрытием. Электрод провода соединен через штепсельную вилку к записывающем оборудованию, in most cases preamplifier/усилитель. У мышей, другой конец электрода проволоки, как правило, накопление иглы электрода, которые могут быть оставлены прямо или лучше-аркуа. Другие типы электродов, такие как дисковые или чашеобразные, независимо от того, являются ли они для повторного использования или предварительно одноразовые, ограничены для использования в организме человека и не применимы к мышам.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgments

Авторы хотели бы поблагодарить д-ра Кристину Колб (Немецкий центр нейродегенеративных заболеваний (ДЗНЕ) и д-ра Роберта Старка (ДЗНЕ) за помощь в животноводстве и охране здоровья животных. Эта работа была финансово поддержана Федеральным институтом лекарственных средств и медицинских приборов (Bundesinstitut f'r Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM, Bonn, Германия).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
AEP/OAE Software for RZ6 (BioSigRZ software) Tucker-Davis Technologies (TDT) BioSigRZ
Binocular surgical magnification microscope Zeiss Stemi 2000 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Cages (Macrolon) Techniplast 1264C, 1290D
Carprox vet, 50mg/ml Virbac Tierarzneimittel GmbH PZN 11149509
Cold light source Schott KL2500 LCD 9.705 202
Cotton tip applicators (sterile) Carl Roth EH12.1
Custom made meshed metal Faraday cage (stainless steel, 2 mm thickness, 1 cm mesh size) custom made custom made
5% Dexpanthenole (Bepanthen eye and nose creme) Bayer Vital GmbH PZN: 01578681
Disposable Subdermal stainless steel Needle
electrodes, 27GA, 12mm		 Rochester Electro-Medical, Inc. S03366-18
Surgical drape sheets (sterile) Hartmann PZN 0366787
Ethanol, 70% Carl Roth 9065.5
1/4'' Free Field Measure Calibration Mic Kit Tucker-Davis Technologies (TDT) PCB-378C0
Gloves (sterile) Unigloves 1570
Graefe Forceps-curved, serrated FST 11052-10
GraphPad Prism 6 Software, V6.07 GraphPad Prism Software, Inc. https://www.graphpad.com/
Heat-based surgical instrument sterilizer FST 18000-50
Homeothermic
heating blanked		 ThermoLux 461265 / -67
Ketanest S (Ketamine), 25mg/ml Pfizer PZN 08707288
Ringer’s solution (sterile) B.Braun PZN 01471434
Matlab software MathWorks, Inc. https://de.mathworks.com/products/matlab.html
Medusa 4-Channel Low Imped. Headstage Tucker-Davis Technologies (TDT) RA4LI
Medusa 4-Channel Pre-Amp/Digitizer Tucker-Davis Technologies (TDT) RA4PA
Microphone PCB Pieztronics 378C01
Multi Field Speaker- Stereo Tucker-Davis Technologies (TDT) MF1-S
Oscilloscope Tektronix DPO3012
Optical PC1 express card for Optibit Interface) Tucker-Davis Systems (TDT) PO5e
Askina Braucel pads (cellulose absorbet pads) B.Braun PZN 8473637
Preamplifier PCB Pieztronics 480C02
RZ6 Multi I/O Processor system (BioSigRZ) Tucker-Davis Technologies (TDT) RZ6-A-PI
0.9% saline (NaCl, sterile) B.Braun PZN:8609255
SigGenRZ software Tucker-Davis Technologies (TDT) https://www.tdt.com/
Software R (version 3.2.1) + Reshape 2 (Version 1.4.1) + ggplot 2 (version 1.0.1) + datatable (version 1.9.4), + gdata (version 2.13.3), + pastecs (version 1.3.18), + waveslim (version 1.7.5), + MassSpecWavelet (version 1.30.0) The R Foundation, R Core Team 2015 Open Source Software (freely distributable)
Sound attenuating cubicle Med Associates Inc. ENV-018V
Standard Pattern Forceps, 12cm and 14.5 cm length FST 11000-12, 11000-14
Leukosilk tape BSN medical GmbH & Co. KG PZN 00397109
Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cm FST 11021-12
Uniprotect ventilated cabinet Bioscape THF3378
Ventilated cabinet Tecniplast 9AV125P
Xylazine (Rompun), 2% Bayer Vital GmbH PZN 1320422

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sporns, O., Tononi, G., Kotter, R. The human connectome: A structural description of the human brain. PLOS Computational Biology. 1 (4), e42 (2005).
  2. Bebarova, M. Advances in patch clamp technique: towards higher quality and quantity. General Physiology and Biophysics. 31 (2), 131-140 (2012).
  3. Kornreich, B. G. The patch clamp technique: principles and technical considerations. Journal of Veterinary Cardiology. 9 (1), 25-37 (2007).
  4. Spira, M. E., Hai, A. Multi-electrode array technologies for neuroscience and cardiology. Nature Nanotechnology. 8 (2), 83-94 (2013).
  5. Obien, M. E., Deligkaris, K., Bullmann, T., Bakkum, D. J., Frey, U. Revealing neuronal function through microelectrode array recordings. Frontiers in Neuroscience. 8, 423 (2014).
  6. Heuschkel, M. O., Fejtl, M., Raggenbass, M., Bertrand, D., Renaud, P. A three-dimensional multi-electrode array for multi-site stimulation and recording in acute brain slices. Journal of Neuroscience Methods. 114 (2), 135-148 (2002).
  7. Kimiskidis, V. K. Transcranial magnetic stimulation (TMS) coupled with electroencephalography (EEG): Biomarker of the future. Reviews in Neurology. 172 (2), 123-126 (2016).
  8. Nunez, P. L. Toward a quantitative description of large-scale neocortical dynamic function and EEG. Behavioral Brain Science. 23 (3), 371-437 (2000).
  9. Lundt, A., et al. EEG Radiotelemetry in Small Laboratory Rodents: A Powerful State-of-the Art Approach in Neuropsychiatric, Neurodegenerative, and Epilepsy Research. Neural Plasticity. 2016, 8213878 (2016).
  10. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement. Journal of Visualized Experiments. 112 (112), e54216 (2016).
  11. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Research Brain Research Protocols. 14 (3), 154-164 (2005).
  12. Kallstrand, J., Nehlstedt, S. F., Skold, M. L., Nielzen, S. Lateral asymmetry and reduced forward masking effect in early brainstem auditory evoked responses in schizophrenia. Psychiatry Research. 196 (2-3), 188-193 (2012).
  13. Muller, R., et al. Automatic Detection of Highly Organized Theta Oscillations in the Murine EEG. Journal of Visualized Experiments. (121), e55089 (2017).
  14. Papazoglou, A., et al. Gender specific hippocampal whole genome transcriptome data from mice lacking the Cav2.3 R-type or Cav3.2 T-type voltage-gated calcium channel. Data in Brief. 12, 81-86 (2017).
  15. Papazoglou, A., et al. Gender-Specific Hippocampal Dysrhythmia and Aberrant Hippocampal and Cortical Excitability in the APPswePS1dE9 Model of Alzheimer's Disease. Neural Plasticity. 2016, 7167358 (2016).
  16. Papazoglou, A., et al. Motor Cortex Theta and Gamma Architecture in Young Adult APPswePS1dE9 Alzheimer Mice. PLOS ONE. 12 (1), e0169654 (2017).
  17. Siwek, M. E., et al. Altered theta oscillations and aberrant cortical excitatory activity in the 5XFAD model of Alzheimer's disease. Neural Plasticity. , 781731 (2015).
  18. Welch, T. M., Church, M. W., Shucard, D. W. A method for chronically recording brain-stem and cortical auditory evoked potentials from unanesthetized mice. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 60 (1), 78-83 (1985).
  19. Church, M. W., Gritzke, R. Effects of ketamine anesthesia on the rat brain-stem auditory evoked potential as a function of dose and stimulus intensity. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 67 (6), 570-583 (1987).
  20. van Looij, M. A., et al. Impact of conventional anesthesia on auditory brainstem responses in mice. Hearing Research. 193 (1-2), 75-82 (2004).
  21. Schomer, D. L., da Silva, F. L. Niedermeyer's Electroencephalography: Basic Principles, Clinical Applications, and Related Fields. , Lippincott Williams & Wilkins. (2011).
  22. De Cosmo, G., Aceto, P., Clemente, A., Congedo, E. Auditory evoked potentials. Minerva Anestesiology. 70 (5), 293-297 (2004).
  23. Rosburg, T. Auditory N100 gating in patients with schizophrenia: A systematic meta-analysis. Clinical Neurophysiology. 129 (10), 2099-2111 (2018).
  24. DiLalla, L. F., McCrary, M., Diaz, E. A review of endophenotypes in schizophrenia and autism: The next phase for understanding genetic etiologies. American Journal of Medical Genetics Part C Seminar in Medical Genetics. 175 (3), 354-361 (2017).
  25. Walsh, P., Kane, N., Butler, S. The clinical role of evoked potentials. Journal of Neurology, Neurosurgery and Psychiatry. 76 Suppl 2, ii16-ii22 (2005).
  26. Opgen-Rhein, C., Neuhaus, A., Urbanek, C., Dettling, M. New strategies in schizophrenia: impact of endophentotypes. Psychiatrische Praxis. 31 Suppl 2, S194-S199 (2004).
  27. Knipper, M., Van Dijk, P., Nunes, I., Ruttiger, L., Zimmermann, U. Advances in the neurobiology of hearing disorders: recent developments regarding the basis of tinnitus and hyperacusis. Progress in Neurobiology. 111, 17-33 (2013).
  28. Miller, C. A., Brown, C. J., Abbas, P. J., Chi, S. L. The clinical application of potentials evoked from the peripheral auditory system. Hearing Research. 242 (1-2), 184-197 (2008).
  29. Manouilenko, I., Humble, M. B., Georgieva, J., Bejerot, S. Brainstem Auditory Evoked Potentials for diagnosing Autism Spectrum Disorder, ADHD and Schizophrenia Spectrum Disorders in adults. A blinded study. Psychiatry Research. 257, 21-26 (2017).
  30. Talge, N. M., Tudor, B. M., Kileny, P. R. Click-evoked auditory brainstem responses and autism spectrum disorder: A meta-analytic review. Autism Research. 11 (6), 916-927 (2018).
  31. Hamed, S. A. The auditory and vestibular toxicities induced by antiepileptic drugs. Expert Opinion in Drug Safety. 16 (11), 1281-1294 (2017).
  32. Ismi, O., et al. The Effect of Methylphenidate on the Hearing of Children with Attention Deficit Hyperactivity Disorder. International Archive in Otorhinolaryngology. 22 (3), 220-224 (2018).
  33. Michna, M., et al. Cav1.3 (alpha1D) Ca2+ currents in neonatal outer hair cells of mice. Journal of Physiology. 553 (Pt 3), 747-758 (2003).
  34. Platzer, J., et al. Congenital deafness and sinoatrial node dysfunction in mice lacking class D L-type Ca2+ channels. Cell. 102 (1), 89-97 (2000).
  35. Willaredt, M. A., Ebbers, L., Nothwang, H. G. Central auditory function of deafness genes. Hearing Research. 312, 9-20 (2014).
  36. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Research. 354 (1), 221-246 (2013).
  37. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mammalian Genome. 24 (3-4), 89-94 (2013).
  38. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Progress in Neurobiology. 96 (2), 220-241 (2012).
  39. Turner, J. G., Parrish, J. L., Hughes, L. F., Toth, L. A., Caspary, D. M. Hearing in laboratory animals: strain differences and nonauditory effects of noise. Computational Medicine. 55 (1), 12-23 (2005).
  40. Neumann, P. E., Collins, R. L. Genetic dissection of susceptibility to audiogenic seizures in inbred mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (12), 5408-5412 (1991).
  41. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. European Journal of Anaesthesiology. 25 (2), 113-117 (2008).
  42. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Dependence. 92 (1-3), 217-227 (2008).
  43. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Frontiers in Neuroendocrinology. 31 (3), 341-358 (2010).
  44. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).
  45. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 28 (8), 811-825 (2005).
  46. Prendergast, B. J., Onishi, K. G., Zucker, I. Female mice liberated for inclusion in neuroscience and biomedical research. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 40, 1-5 (2014).
  47. Ingham, N. J., Pearson, S., Steel, K. P. Using the Auditory Brainstem Response (ABR) to Determine Sensitivity of Hearing in Mutant Mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (2), 279-287 (2011).
  48. Tucker-Davis Technologies. SigGenRZ Manual. , Available from: https://www.tdt.com/files/manuals/SigGenRZ_Manual.pdf (2012).
  49. Bogaerts, S., Clements, J. D., Sullivan, J. M., Oleskevich, S. Automated threshold detection for auditory brainstem responses: comparison with visual estimation in a stem cell transplantation study. BMC Neuroscience. 10, 104 (2009).
  50. Probst, F. J., et al. A point mutation in the gene for asparagine-linked glycosylation 10B (Alg10b) causes nonsyndromic hearing impairment in mice (Mus musculus). PLOS ONE. 8 (11), e80408 (2013).
  51. Alvarado, J. C., Fuentes-Santamaria, V., Gabaldon-Ull, M. C., Blanco, J. L., Juiz, J. M. Wistar rats: a forgotten model of age-related hearing loss. Frontiers in Aging Neuroscience. 6, 29 (2014).
  52. Du, P., Kibbe, W. A., Lin, S. M. Improved peak detection in mass spectrum by incorporating continuous wavelet transform-based pattern matching. Bioinformatics. 22 (17), 2059-2065 (2006).
  53. Daubechies, I. Ten lectures on wavelets. , Society for Industrial and Applied Mathematics. Philadelphia, PA. (1992).
  54. Pearson, J. D., et al. Gender differences in a longitudinal study of age-associated hearing loss. Journal of the Acoustical Society of America. 97 (2), 1196-1205 (1995).
  55. Murphy, M. P., Gates, G. A. Hearing Loss: Does Gender Play a Role? Medscape Womens Health. 2 (10), 2 (1997).
  56. Henry, K. R. Males lose hearing earlier in mouse models of late-onset age-related hearing loss; females lose hearing earlier in mouse models of early-onset hearing loss. Hearing Research. 190 (1-2), 141-148 (2004).
  57. Ison, J. R., Allen, P. D., O’Neill, W. E. Age-related hearing loss in C57BL/6J mice has both frequency-specific and non-frequency-specific components that produce a hyperacusis-like exaggeration of the acoustic startle reflex. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 8 (4), 539-550 (2007).
  58. Zheng, Q. Y., Johnson, K. R., Erway, L. C. Assessment of hearing in 80 inbred strains of mice by ABR threshold analyses. Hearing Research. 130 (1-2), 94-107 (1999).
  59. Zhou, X., Jen, P. H., Seburn, K. L., Frankel, W. N., Zheng, Q. Y. Auditory brainstem responses in 10 inbred strains of mice. Brain Research. 1091 (1), 16-26 (2006).
  60. Lundt, A., et al. Cav3.2 T-Type Calcium Channels Are Physiologically Mandatory For The Auditory System. Neuroscience. , In Press (2019).

Tags

В этом месяце в JoVE Выпуск 147 амплитуда слуховая система усреднение бинауральная ствол мозга нажмите порог слуха задержка монауральная системная нейрофизиология тон лопнул волнорез
Приобретение данных и анализ в Brainstem вызвал ответ аудиометрии у мышей
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lundt, A., Soos, J., Henseler, C.,… More

Lundt, A., Soos, J., Henseler, C., Arshaad, M. I., Müller, R., Ehninger, D., Hescheler, J., Sachinidis, A., Broich, K., Wormuth, C., Papazoglou, A., Weiergräber, M. Data Acquisition and Analysis In Brainstem Evoked Response Audiometry In Mice. J. Vis. Exp. (147), e59200, doi:10.3791/59200 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter