Summary
L'alloinnesto in composito vascolarizzato offre benefici che alterano la vita ai riceventi trapianti, ma le cause biologiche del rigetto del trapianto e della vascolopatia restano poco comprese. Il modello chirurgico del roditore presentato qui offre un modello di trapianto riproducibile e clinicamente rilevante, permettendo ai ricercatori di valutare gli eventi di rigetto e le potenziali strategie terapeutiche per prevenirne l'insorgenza.
Abstract
L'allotrandisplazione composita vascolarizzata (VCA) è un campo relativamente nuovo nella chirurgia ricostruttiva. Risultati clinici in VCA umano includono trapianti di mano e viso e, più recentemente, parete addominale, utero, e trapianti urogenitali. I risultati funzionali hanno superato le aspettative iniziali e la maggior parte dei destinatari godono di una migliore qualità della vita. Tuttavia, poiché l'esperienza clinica si accumula, deve essere affrontato il rigetto cronico e le complicazioni derivanti dall'immunosoppressione. In molti casi in cui gli innesti sono falliti, la patologia causativa è stata la vascolopatia ischemica. I meccanismi biologici del rigetto acuto e cronico associato con VCA, in particolare vascolopatia ischemica, sono importanti aree di ricerca. Tuttavia, a causa del numero molto ridotto di pazienti VCA, la valutazione dei meccanismi proposti è meglio affrontata in un modello sperimentale. Più gruppi hanno utilizzato modelli animali per affrontare alcune delle domande irrisolte pertinenti nel rigetto VCA e vascolopatia. Diversi modelli di modelli che coinvolgono una varietà di specie sono descritti in letteratura. Qui presentiamo un modello riproducibile di flap di osteomiocutanea dell'arto posteriore eterotopico VCA nel ratto che può essere utilizzato per la ricerca traslazionale VCA. Questo modello consente la valutazione seriale dell'innesto, comprese le biopsie e le diverse modalità di imaging, mantenendo un basso livello di morbilità.
Introduction
La chirurgia ricostruttiva per la perdita di tessuto catastrofico da amputazione, ferite da esplosione, neoplasie maligne e difetti congeniti è limitata dalla disponibilità di tessuto dal paziente e dalla morbilità aggiuntiva causata dal sito donatore. In alcuni casi, come le vittime di ustioni o amputati quadrilatero, tessuto vitale per la ricostruzione non è disponibile dal paziente. In 1964, il primo trapianto di mano moderna è stato eseguito in Ecuador. Mentre questo è stato un successo tecnico, l'immunosoppressione disponibile al momento era insufficiente per prevenire il rigetto, e l'innesto è stato perso in meno di 3 settimane1. In 1998 e 1999, i trapianti di prima mano nell'era moderna dell'immunosoppressione sono stati eseguiti a Lione, Francia2 e Louisville, Kentucky, USA3. Per la prima volta, i chirurghi ricostruttivi potrebbero sostituirsi con simili. Il trapianto di viso è stato eseguito per la prima volta in 2005 e4, e un certo numero di altri innesti VCA sono ora regolarmente eseguiti, come ad esempio la parete addominale5, uterine, e trapianti urogenitali6.
A differenza del trapianto di organi solidi, la maggior parte delle tecniche VCA coinvolge la presenza della pelle del donatore altamente antigenico. L'esperienza clinica ha determinato che il rigetto acuto della pelle è relativamente facile da controllare, ma può contribuire al rigetto cronico dei tessuti e delle navi sottostanti, che non rispondono bene al trattamento7. La disfunzione vascolare associata ad una risposta alloimmunitaria è un ostacolo più minaccioso per il campo di VCA7. Le macrovascolopatie portano a deficit di perfusione, guarigione ritardata e condizioni proinfiammatorie. Sia la vascolopatia di grande vaso aggressiva confluente che l'iperplasia focale intimale si verificano nei riceventi di trapianto a mano7. Inoltre, microvascolopatie probabilmente contribuiscono a complicazioni VCA e possono anche portare a eventi di rigetto. Mentre entrambi i fattori immuni e non immuni probabilmente giocano un ruolo nella vascolopatia dei destinatari del trapianto di mano, i meccanismi specifici che promuovono la disfunzione del vaso distale in VCA non sono noti, in particolare nel contesto del rigetto cronico di bassa qualità. Queste domande senza risposta richiedono lo sviluppo di un modello di VCA animale che permetterà la valutazione seriale del trapianto durante il decorso clinico di rigetto/mantenimento VCA e vascolopatia. Tale modello offrirà approfondimenti sul rigetto e sulla vascolopatia di fronte all'immunosoppressione, alla sfida infettiva e/o ad altre lesioni traumatiche post-operatorie8,9.
Qui presentato è un ratto allogenico VCA eterotopic hindarto modello di lembo osteomiocutaneo. Sulla base dei modelli VCA precedentemente pubblicati, questa procedura è tecnicamente facile da eseguire, riproducibile in un numero elevato e presenta una morbilità e un disagio minimi per l'animale ricevente. Questo modello è stato progettato per consentire valutazioni cliniche e istopatologiche dell'accettazione VCA contro il rigetto, e offre l'opportunità di valutare i meccanismi immunitari e non immunitari sottostanti coinvolti nel rigetto.
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Protocol
Tutte le operazioni di chirurgia animale sono state eseguite in conformità con i protocolli approvati dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali dell'Università di Louisville (protocollo approvato IACUC 18198) e la guida nazionale istituti di salute (NIH) per la cura e l'uso di Animali da laboratorio10. 4-mese-vecchio maschio Brown-Norway (RT1. An) e 4-mese-vecchio maschio Lewis (RT1. Al) i ratti sono stati usati rispettivamente come donatori VCA e riceventi.
1. raccolta dell'Alloinnesto del donatore
- Sedate l'animale donatore utilizzando l'isoflurano vaporizzato applicato attraverso una camera.
- Radersi l'area del donatore dell'innesto (arto posteriore), così come le aree dell'inguina e dell'addome. In seguito, trattare con crema depilatoria al fine di ridurre la quantità di Fuzz lasciati dai Clippers.
- Anestetizzare profondamente gli animali donatori usando la chetamina intraperitoneale (IP) (60 mg/kg)/Xylazine (15 mg/kg)/acepromazina (2 mg/kg). Somministrare una dose iniziale di 0,2 mL/100 g di peso corporeo e dosi aggiuntive di 0,2 mL ogni h. Per comodità, è facoltativo eseguire questo passaggio prima del passaggio 2.
- Monitorare continuamente gli animali durante l'anestesia per la respirazione, la temperatura corporea e la profondità di anestesia, utilizzando il test reflex di ritiro della punta.
- Somministrare 30 U di soluzione di eparina per via sottocutanea (SC) nell'area di Scruff prima dell'intervento chirurgico per prevenire la coagulazione.
- Indossa una maschera, un copritesta, un abito monouso di isolamento e guanti monouso.
- Collocare l'animale donatore supina su un tampone riscaldante. Produrre un campo chirurgico sterile prepreparando, strofinando e drappendo l'area chirurgica, compresi gli aspetti sia ventrale che dorsale della gamba. Indossa i guanti sterili.
- Fare un 3 cm incisione della pelle nella concavità inguine utilizzando lama bisturi #15 e riflettere il pad grasso inguinale lateralmente utilizzando forbici Iris.
- Esporre i vasi femorali comuni e posizionare un gancio di filo con una fascia elastica per ritrarre i muscoli addominali.
- Utilizzando un microscopio dissezione (40x), sezionare il pedofilo prossimamente dall'emergere dei comuni vasi femorali sotto il legamento inguinale e distalmente alla confluenza dei vasi poplitei nel trapianto.
- Utilizzando microclip e pinze di gioiellieri bipolari, legare e dividere i grandi rami arteriosi e venoso, come i vasi femorali accento circonflesso laterali, vasi epigastrici superficiali caudali, l'arteria safena, e prossimale vasi femorali caudali, per mobilitare le principali navi femorali. Cauterizzare eventuali piccoli rami utilizzando pinze bipolari fini.
- Fare un'incisione della pelle dal centro della pelle precedente tagliato lungo il lato ventrale dell'arto posteriore, alla zona della caviglia, utilizzando le forbici Iris.
- Tagliare il muscolo gracilis, così come gli altri muscoli adduttori sotto di esso, in modo verticale per esporre e ligare i vasi genicolari prossimali mediali, vasi di piccole ramificazione profonde, e il nervo sciatico.
Nota: A questo punto, su un tavolo chirurgico separato, l'altro chirurgo deve intubare e anestetizzare (2,5% – 3% isoflurano) l'animale ricevente; Questo permette ai chirurghi di preparare il sito chirurgico ricevente in tempo per il posizionamento dell'innesto e minimizzare il tempo ischemico del trapianto. - Sull'animale donatore, fare incisioni della pelle circonferenziale a livello del ginocchio e della caviglia. Disarticolare il ginocchio e la caviglia, rimuovere i muscoli e i tessuti estranei e fare un'incisione cutanea verticale sul lato dorsale dell'arto posteriore per liberare l'innesto. A questo punto, l'innesto (composto da perone e tibia, ricoperto di muscoli correlati e isola della pelle nutriti dai suoi perforatori) è collegato solo dal pedicolo.
- Posizionare i piccoli morsetti il più prossimamente possibile sull'arteria femorale e sulla vena, e tagliare il pedicolo il più prossimamente possibile, vicino al legamento inguinale.
- Per sciacquare l'innesto di sangue, iniettare una soluzione salina eparinizzata (30 U/mL) nell'arteria femorale utilizzando una cannula smussata da 27 G.
Nota: Dilatare l'arteria prima del filo di eparina consente un facile accesso per l'inserimento della cannula. Durante il risciacquo, monitorare attentamente il deflusso dalla vena femorale. Una volta che il fluido limpido esce dalla vena femorale, fermare lo sciacquone. - Avvolgere l'innesto isolato in una garza tiepida e imbevuta di acqua salata e trasporla immediatamente al tavolo dell'animale ricevente. In questo momento, il sito chirurgico ricevente dovrebbe già essere preparato per anastomosi vascolare.
- Dopo la raccolta del trapianto, immediatamente eutanizzare il ratto donatore via Pneumothorax.
2. chirurgia trapianto ricevente
- Dopo l'induzione della sedazione utilizzando l'isoflurano vaporizzato applicato attraverso una camera, anestetizzare profondamente l'animale ricevente attraverso un tubo endotracheale controllato dal ventilatore e il 2,5% – 3% isoflurano.
Nota: In questa fase, il ratto donatore è ancora anestetizzato. - Monitorare continuamente la frequenza cardiaca, la frequenza respiratoria, la temperatura corporea e la profondità di anestesia dell'animale ricevente, utilizzando il test reflex di ritiro della punta.
- Al fine di prevenire la disidratazione e l'ipoglicemia, iniettare 2 mL di soluzione di Ringer lattato e 2,5% destrosio per via sottocutanea all'inizio e un altro 2 mL alla fine dell'intervento chirurgico.
- Radersi la zona inguina, quindi trattare con crema depilatoria al fine di ridurre la quantità di Fuzz lasciati dai Clippers.
- Indossa una maschera, una copertura della testa, un abito monouso di isolamento e guanti sterili.
- Collocare l'animale supina su un tampone riscaldante. Applicare unguento oftalmico per prevenire le abrasioni corneali durante l'anestesia. Produrre un campo chirurgico sterile prepreparando, strofinando e drappendo l'area chirurgica.
- Fare un 3 cm incisione della pelle nella concavità inguine utilizzando lama bisturi #15 e riflettere il pad grasso inguinale lateralmente utilizzando forbici Iris.
- Esporre i vasi femorali comuni e posizionare un gancio di filo con una fascia elastica per ritrarre i muscoli addominali.
- Legarsi e dividere rami Murphy.
- Utilizzando 10-0 nylon interrotto suture, anastomose vasi donatori a vasi riceventi attraverso la tecnica end-to-side venosa e tecnica end-to-end arterioso. Rilasciare gradualmente i morsetti dall'arteria e poi la vena. Monitorare i siti anastomotici per sanguinamento e aggiungere ulteriori suture se necessario.
- Valutare visivamente l'anastomosi vascolare al fine di garantire un'efficace riperfusione del trapianto.
- Posizionare l'innesto nella tasca inguinale e orientarlo a testa in giù, con l'articolazione superiore della caviglia e l'articolazione del ginocchio inferiore.
- Usando le suture, fissare l'innesto ai muscoli adiacenti. Chiudere la pelle tramite un materasso orizzontale interrotte assorbibable 4-0 suture.
- Rimuovere l'animale ricevente dall'anestesia e Svevia il ventilatore. Collocare l'animale su un tampone riscaldante per il supporto termico.
Nota: Il tempo di funzionamento complessivo è tra 3 a 4 h, a seconda dell'esperienza del chirurgo e conoscenza con la procedura chirurgica. - Somministrare meloxicam (1 mg/kg) per via sottocutanea per la soppressione del dolore e il monitor fino a quando l'animale è completamente recuperato e mobile.
3. monitoraggio del destinatario VCA
- Casa i ratti ricevente singolarmente e monitorarli quotidianamente per i segni clinici di dolore, disidratazione, perdita di peso, e diminuzione dell'attività in aggiunta al fallimento chirurgico (per il primo 48 – 72 h) o rigetto. Somministrare meloxicam per via sottocutanea (1 mg/kg) al giorno per i primi 3 giorni per la soppressione del dolore.
- Sulla base dell'endpoint di ricerca, scegliere un farmaco immunosoppressore da somministrare.
4. l'istologia
- In anestesia isoflurano inalata (2,5%-3%), ottenere la pelle seriale e le biopsie muscolari sottostanti dal trapianto del donatore ai punti temporali desiderati. La pelle deve essere strofinata e drappeggiata prima di ottenere una biopsia, e un campo sterile e tecnica dovrebbe essere eseguita.
- Chiudere la ferita con uno o due punti di sutura, utilizzando 4-0 riassorbibibili. Riportare l'animale alla sua gabbia e permettergli di riprendersi dall'anestesia.
- Fissare i tessuti biopsia in tubi separati in formalina al 10%.
- Al punto di tempo terminale e sotto anestesia isoflurano inalato (2,5%-3%), prendere una biopsia cutanea più grande che si estende il donatore/beneficiario confine. Individuare con attenzione la coppia di guinzaglio del vaso nel sito di anastomoses; il sito corretto sarà evidente a causa delle suture. Prelevare i campioni di vaso desiderati dall'arteria e/o dalla vena. Fissare tutti i campioni separatamente nel 10% di formalina. Dopo la raccolta di campioni di tessuto, e mentre l'animale è ancora in anestesia isoflurano, immediatamente eutanizzare l'animale tramite Pneumothorax.
- Utilizzando un processore tissutale (o altra tecnica di incorporamento preferito), la paraffina incorpora ogni biopsia nel proprio blocco. Per i campioni di pelle, orientare il tessuto in modo che tutti gli strati epidermici e cutanei possano essere osservati in una singola fetta. Per i campioni di imbarcazioni, orientare i vasi in modo che possano essere ottenute sezioni trasversali.
- Utilizzando un microtomo, tagliare le sezioni spesse 6 μm e applicarle alle diapositive per la colorazione di ematossilina e eosina (H & E).
- Macchia per H & E utilizzando un protocollo standard.
- Ottenere immagini rappresentative di tutti i campioni di tessuto desiderati utilizzando tecniche di microscopia campo chiaro.
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Representative Results
Il modello di lembo eterotopico dell'arto posteriore del ratto VCA consente la sopravvivenza a lungo termine dell'alloinnesto sotto immunosoppressione. Il modello è affidabile, riproducibile e semplice da eseguire. La patta è ben nascosta nella zona dell'inguina e costituisce una minima morbilità e disagio per l'animale. La presentazione cutanea è una manifestazione clinica della sopravvivenza e del rigetto dell'alloinnesto (Figura 1). Il design del flap consente il monitoraggio clinico lordo e crea un'opportunità per varie tecniche di imaging, come il laser Doppler (Figura 2). Le biopsie seriali della pelle, del muscolo e delle arterie rendono possibile il follow-up istopatologico e l'analisi in diverse fasi di rigetto (Figura 3).
Figura 1 : Immagini rappresentative di animali trapiantati. (A) sopravvivenza a lungo termine di VCA syngeneic, senza trattamento di immunosoppressione, nel giorno postoperatorio 45 (Pod 45); notare la differenza nella direzione della crescita della pelliccia a causa dell'orientamento invertito dell'innesto. B) VCA allogenico, trattato quotidianamente con un farmaco immunosoppressore, su Pod 5. (C) la sopravvivenza allogenica VCA a lungo termine, trattata quotidianamente con un farmaco immunosoppressore, su Pod 40; Nota la normale crescita della pelliccia indicando una corretta perfusione dell'innesto, senza segni di rigetto. (D) VCA allogenico in rigetto su POD 33. Il trattamento di immunosoppressione è stato interrotto completamente su POD 14; Nota i segni clinici di rigetto (atrofia cutanea, desquamazione, perdita di pelo). Si prega di cliccare qui per visualizzare una versione più grande di questa cifra.
Figura 2 : Sistema di Imaging doppler laser per monitorare la rivascolarizzazione superficiale della pelle dell'alloinnesto. L'alloinnesto presentato è stato monitorato nei giorni postoperatori 4, 14 e 64. I pannelli a sinistra mostrano la perfusione del sangue misurata dall'imaging Doppler, mentre i pannelli a destra mostrano l'area che viene iminvecchiata dal Doppler. Si noti il passaggio dalla perfusione sanguigna minima immediatamente post-VCA alla rivascolarizzazione completa della falda il giorno 64. Questo alloinnesto è stato mantenuto sotto una corretta immunosoppressione senza segni di rigetto. Si prega di cliccare qui per visualizzare una versione più grande di questa cifra.
Figura 3 : Istopatologia H & E dell'alloinnesto nei trapianti singenici vs allogenici. (A) biopsia cutanea di un alloinnesto syngeneico su Pod 45 (ingrandimento 10x); notare la normale morfologia dei componenti cutanei (epidermide, adnexa, e nessun segno di infiltrazione di cellule mononucleari). B) biopsia cutanea di un alloinnesto allogenico in rigetto su Pod 75, trattata quotidianamente con una dose più bassa di un immunosoppressore (ingrandimento 10x); Nota atrofia epidermica, atrofia annessi, infiltrazione di cellule mononucleari, infiltrazione perivascolare e trombosi capillare. C) biopsia muscolare di un alloinnesto syngeneico su Pod 45 (ingrandimento 10x); notare la normale morfologia del muscolo striato. D) biopsia muscolare di un alloinnesto allogenico in rigetto su Pod 98, trattata quotidianamente con una dose più bassa di un immunosoppressore (ingrandimento 10x); notare l'atrofia muscolare e l'infiltrazione delle cellule mononucleari. E) biopsia dell'arteria femorale di un alloinnesto syngeneico su Pod 45 (ingrandimento 20x); notare la normale morfologia dell'arteria. F) biopsia dell'arteria femorale di un alloinnesto allogenico in rigetto su Pod 98, trattata quotidianamente con una dose più bassa di un immunosoppressore (ingrandimento 20x); Nota l'iperplasia intimale, il lume stretto e l'infiltrazione perivascolare. Barra di scala = 200 μm (A–D); 100 μm ( e e F). Si prega di cliccare qui per visualizzare una versione più grande di questa cifra.
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Discussion
Nello sviluppo di questo modello di VCA, sono state prese in considerazione diverse questioni chiave. In primo luogo, era importante includere osso intatto (tibia e perone), midollo osseo, e la pelle nel trapianto. Mentre i trapianti clinici a mano da donatori adulti non trasferiscono quantità significative di midollo ematopoietico attivo, gli studi del ruolo della nicchia del midollo osseo sono meglio specchiati utilizzando un osso vascolarizzato intatto piuttosto che un osso lungo tagliato, che si traduce in fibrosi del midollo esposto. Inoltre, il design della falda osteomiocutanea ossea chiusa riduce il rischio di infezione e sanguinamento. Sia il midollo osseo che la pelle sono tessuti altamente immunogenici, che possono essere utilizzati per innescare una risposta immunitaria se lo si desidera. In secondo luogo, non era necessario che l'innesto fosse funzionale, eliminando la necessità di un modello ortotopico che richieda un'osteosintesi complessa e una ri-enervazione dell'innesto. Questo previene anche alcune delle ben note conseguenze problemiche dei modelli ortotopici, come una procedura chirurgica prolungata e disagio animale11,12. Tuttavia, è importante notare che il disegno eterotopico non consente misure di esito funzionale dell'osso e della cartilagine, così come la funzione muscolare, che sono tutti di interesse significativo nella ricerca VCA. In terzo luogo, l'innesto doveva essere accessibile a sistemi di imaging, follow-up clinico e biopsie seriali. Infine, per scopi di throughput, gli interventi chirurgici di innesto dovevano essere prontamente eseguiti senza complicazioni. Con queste considerazioni in mente, è stato sviluppato un modello osteomiocutaneo del ratto modificato di VCA in cui l'arto posteriore distale, tra il ginocchio e la caviglia del donatore (Brown-Norway), compresa la pelle sovrastante e la vascolarizzazione associata, è stato trapiantato nel regione inguinale sul ricevente (Lewis). In questo caso, l'apporto vascolare all'innesto si è verificato tramite l'arteria femorale e le anastomosi venose.
Poiché la pelle è un fattore chiave importante per monitorare il rigetto VCA, è stata presa una particolare attenzione nella preparazione del trapianto al fine di preservare i piccoli perforatori arteriosi che sostengono la perfusione cutanea. Quando si stabilisce questo modello, abbiamo eseguito esperimenti preliminari utilizzando l'angiografia di indocianina Green (ICG) (risultati non mostrati) per confermare il design della perfusione cutanea del modello.
Poiché l'innesto è orientato capovolto, in modo che la parte distale del trapianto sia superiore e la parte prossimale del trapianto sia inferiore, è necessario un lungo pedicolo per evitare l'attorciglio. Pertanto, va sottolineato che i vasi femorali donatori devono essere divisi il più prossimamente possibile e che l'arteria femorale ricevente deve essere divisa come distale possibile.
La partecipazione simultanea di due chirurghi è raccomandata durante la preparazione finale/isolamento del trapianto di donatore; un chirurgo dovrebbe terminare l'isolamento dell'innesto, mentre l'altro chirurgo anestetizza e intubates l'animale ricevente e comincia a preparare i vasi per le anastomosi. Se lo spazio e le attrezzature sono disponibili, un terzo chirurgo potrebbe preparare un secondo animale ricevente e entrambe le gambe del donatore possono essere utilizzate per gli innesti VCA. I chirurghi devono coordinarsi l'uno con l'altro per garantire il minimo tempo ischemico di innesto prima delle anastomosi. Nella nostra esperienza, la maggior parte delle mortalità postoperatorie sono attribuite alla tecnica dell'anestesia. Se possibile, si consiglia di un membro diverso del team deve essere responsabile del monitoraggio dell'anestesia durante l'intervento chirurgico. Va da sé che, al fine di eseguire questo modello con successo, è necessario un chirurgo addestrato con tecniche microvascolari di base. A seconda dell'esperienza del chirurgo, il modello può essere raggiunto con successo dopo due o sei tentativi chirurgici.
I ratti syngeneic possono essere usati come gruppo di controllo per tenere conto delle dinamiche di guarigione non correlate al rifiuto. La gamba controlaterale del ratto ricevente può anche essere utilizzata come controllo, soprattutto quando si eseguono immagini e biopsie.
La ricrescita della pelliccia sulla pelle trapiantata è una delle migliori indicazioni di una perfusione di alloinnesto di successo. D'altra parte, la perdita di pelo, l'eritema cutaneo e la deepitelizzazione possono indicare un evento di rigetto e una diminuzione dell'afflusso di sangue ad alcune parti della falda. In una fase di rigetto molto avanzata, la pelle può mostrare necrosi ed esfoliazione. Una diminuzione della massa muscolare alloinnesto è mostrata in una fase avanzata a causa di atrofia denervazione. Gli animali di solito perdono peso corporeo (fino al 10%) nei primi 7 – 10 giorni, ma poi recuperare e prosperare. Si consiglia di aggiungere gel acqua fortificato nutrizionalmente (ad esempio, DietGel Recovery) nei primi giorni postoperatori per supportare l'alimentazione del ratto ricevente. In un numero molto piccolo di animali (due su oltre 50 animali sperimentali), abbiamo assistito all'infezione cutanea e all'autofagia.
In conclusione, il modello modificato di innesto di VCA osteomiocutaneo eterotopico, allogenico dell'arto posteriore presentato qui offre un paradigma di trapianto riproducibile e versatile. Le biopsie seriali e le immagini offrono informazioni sul corso temporale degli eventi di rifiuto. La varietà di sintomi clinici che possono essere studiati con questo metodo lo rendono un modello traslazionale altamente adattabile con il potenziale per numerose scoperte penetranti negli anni a venire.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto dall'ufficio dell'assistente segretario della difesa per gli affari sanitari attraverso il programma di ricerca medica orientato al Congresso con il premio No. W81XWH-13-2-0057. Opinioni, interpretazioni, conclusioni e raccomandazioni sono quelle degli autori e non sono necessariamente approvate dal dipartimento della difesa.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acepromazine | Henry Schein | 5700850 | |
| Adventitia Scissors | ASSI | SAS15R8 | |
| Approximator Clamp (Double) | ASSI | ABB2V, ABB22V | |
| Approximator Clamp (single) | FST | 00398-02 | |
| Clamp Applying Forceps | ASSI | CAF4 | |
| Dissecting Scissors | ASSI | SDS18R8 | |
| Flushing blunt needle 27 G | SAI | ||
| Heparin Sodium | Sagent | 25021-400-30 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | |
| Jewelers Bipolar | ASSI | 103000BPS03 | |
| Jewelers forceps #3 | FST | 11231-30 | |
| Ketamine HCl 100 mg/mL | Zoetis | 043-304 | DEA License required |
| Lactated Ringer Solution | Hospira | 0409-7953-03 | |
| Lactated Ringer Solution + 5% Dextrose | Hospira | 0409-7953-09 | |
| Meloxicam | Henry Schein | 11695-6925-2 | |
| Micro forceps | ASSI | JFAL3 | |
| Micro needle holder | ASSI | B138 | |
| Prograf (Tacrolimus) 5 mg/mL | Astellas | 0469-3016-01 | |
| Suture, 10-0 Prolene | Ethicon | W2790 | or 10-0 Ethilon (2830) |
| Suture, 4-0 Coated Vicryl | Ethicon | J714D | |
| Vessel Dilator Forceps | ASSI | D5AZ | |
| Xylazine | VetOne | 13985-612-50 |
References
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