Summary
El aloinjerto compuesto vascularizado ofrece beneficios que alteran la vida a los receptores de trasplante, pero las causas biológicas del rechazo del injerto y la vascutropatía permanecen poco comprendidas. El modelo quirúrgico de roedores presentado aquí ofrece un modelo reproducible, clínicamente relevante de trasplante, permitiendo a los investigadores evaluar eventos de rechazo y posibles estrategias terapéuticas para prevenir su ocurrencia.
Abstract
El alotrasplante compuesto vascularizado (VCA) es un campo relativamente nuevo en la cirugía reconstructiva. Los logros clínicos en el VCA humano incluyen trasplantes de mano y cara y, más recientemente, la pared abdominal, el útero y los trasplantes urogenitales. Los resultados funcionales han superado las expectativas iniciales, y la mayoría de los receptores disfrutan de una mejor calidad de vida. Sin embargo, a medida que la experiencia clínica se acumula, se debe abordar el rechazo crónico y las complicaciones de la inmunosupresión. En muchos casos en los que los injertos han fracasado, la patología causativa ha sido vascutropatía isquémica. Los mecanismos biológicos del rechazo agudo y crónico asociado con el VCA, especialmente la vascutropatía isquémica, son áreas importantes de investigación. Sin embargo, debido al número muy reducido de pacientes con VCA, la evaluación de los mecanismos propuestos se aborda mejor en un modelo experimental. Varios grupos han utilizado modelos animales para abordar algunas de las preguntas relevantes sin resolver en el rechazo del VCA y la vascutropatía. Varios diseños de modelos que implican una variedad de especies se describen en la literatura. Aquí presentamos un modelo reproducible de aleteo osteomiocucutáneo de extremidades posteriores VCA en la rata que puede ser utilizado para la investigación de VCA translacional. Este modelo permite la evaluación serial del injerto, incluyendo biopsias y diferentes modalidades de imagen, manteniendo un bajo nivel de morbilidad.
Introduction
La cirugía reconstructiva para la pérdida de tejido catastrófico por amputación, lesiones por explosión, neoplasias malignas y defectos congénitos están limitadas por la disponibilidad de tejido del paciente y la morbilidad adicional causada en el sitio donante. En algunos casos, como las víctimas de quemaduras o los amputados cuadriláteros, el tejido viable para la reconstrucción no está disponible en el paciente. En 1964, el primer trasplante de mano moderno se realizó en Ecuador. Si bien esto fue un éxito técnico, la inmunosupresión disponible en el momento era insuficiente para prevenir el rechazo, y el injerto se perdió en menos de 3 semanas1. En 1998 y 1999, los trasplantes de primera mano en la era moderna de inmunosupresión se realizaron en Lyon, Francia2 y Louisville, Kentucky, usa3. Por primera vez, los cirujanos reconstructivos podrían reemplazar como con like. El trasplante facial se realizó por primera vez en 20054, y ahora se están realizando rutinariamente varios otros injertos de VCA, como la pared abdominal5, el útero y los trasplantes urogenitales6.
A diferencia del trasplante de órganos sólidos, la mayoría de las técnicas de VCA implican la presencia de la piel de donante altamente antigénico. La experiencia clínica ha determinado que el rechazo agudo de la piel es relativamente fácil de controlar, pero puede contribuir al rechazo crónico de los tejidos y vasos subyacentes, que no responden bien al tratamiento7. La disfunción vascular asociada a una respuesta aloinmune es un obstáculo más ominoso para el campo del VCA7. Las macrovaslopatías conducen a déficits de perfusión, retraso de la curación y condiciones proinflamatorias. En los receptores de trasplante de mano7se producen tanto vascutropatía agresiva de recipiente grande confluido como hiperplasia íntima focal. Además, las microvascupatías probablemente contribuyen a las complicaciones del VCA también y pueden incluso conducir a eventos de rechazo. Si bien tanto los factores inmunes como los no inmunes probablemente desempeñan un papel en la vascutropatía de los receptores de trasplante de manos, no se conocen los mecanismos específicos que promueven la disfunción del recipiente distal en el VCA, particularmente en el contexto de rechazo crónico de bajo grado. Estas preguntas sin respuesta requieren el desarrollo de un modelo de VCA animal que permitirá la evaluación serial del injerto durante el curso clínico de rechazo/mantenimiento de VCA y vascutropatía. Este modelo ofrecerá información sobre el rechazo y la vascutropatía frente a la inmunosupresión, el desafío infeccioso y/u otras lesiones traumáticas postoperatorias8,9.
Aquí se presenta un modelo de colgajo osteomiocucutáneo VCA heterotópica de rata alogénico. Basado en modelos de VCA previamente publicados, este procedimiento es técnicamente fácil de realizar, reproducible en un gran número, y exhibe una mínima morbilidad y molestias al animal receptor. Este modelo fue diseñado para permitir evaluaciones clínicas e histopatológicas de la aceptación del VCA frente al rechazo, y proporciona una oportunidad para evaluar los mecanismos inmunes y no inmunes subyacentes involucrados en el rechazo.
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Protocol
Todas las cirugías de animales se realizaron de acuerdo con los protocolos aprobados por el Comité institucional de cuidado y uso de animales de la Universidad de Louisville (Protocolo aprobado por la IACUC 18198) y la guía de institutos nacionales de salud (NIH) para el cuidado y uso de Animales de laboratorio10. Macho de cuatro meses de edad, Brown-Norway (RT1. An) y varón de 4 meses de edad Lewis (RT1. Al) las ratas se utilizaron como donante VCA y receptores, respectivamente.
1. cosecha de aloinjertos de donantes
- Sedate al animal donante usando isoflurano vaporizado aplicado a través de una cámara.
- Afeita el área donante del injerto (extremidad posterior), así como las áreas de la ingle y el abdomen. Después de eso, tratar con crema depilatoria con el fin de reducir la cantidad de pelusa dejados por los Clippers.
- Anestesiar profundamente a los animales donantes que utilicen ketamina intraperitoneal (IP) (60 mg/kg)/xilazina (15 mg/kg)/acepromazina (2 mg/kg). Administrar una dosis inicial de 0,2 mL/100 g de peso corporal y dosis adicionales de 0,2 mL cada h. Para mayor comodidad, es opcional realizar este paso antes del paso 2.
- Vigile continuamente a los animales mientras está bajo anestesia para la respiración, la temperatura corporal y la profundidad de la anestesia, usando la prueba de reflejo de abstinencia del dedo del pie.
- Administrar 30 U de solución de heparina subcutáneamente (SC) en el área de exfoliante antes de la cirugía para prevenir la coagulación.
- Use una máscara, una cubierta para la cabeza, una bata de aislamiento desechable y guantes desechables.
- Coloque el animal del donante supino en una almohadilla térmica. Producir un campo quirúrgico estéril preparando, fregando y drapeando el área quirúrgica incluyendo los aspectos ventrales y dorsales de la pierna. Don guantes estériles.
- Haga una incisión en la piel de 3 cm en la concavidad de la ingle usando la cuchilla del bisturí #15 y refleje la almohadilla de grasa inguinal lateralmente usando tijeras de iris.
- Exponga los vasos femorales comunes y coloque un gancho de alambre con una banda elástica para retraer los músculos abdominales.
- Utilizando un microscopio de disección (40x), diseccionar el pedículo proximalmente de la aparición de los vasos femorales comunes bajo el ligamento inguinal y distalmente a la confluencia de los vasos popliteales en el injerto.
- El uso de microclips y de las pinzas bipolares de joyeros, ligar y divide las grandes ramas arteriales y venosas, como los vasos femoral circunflecos laterales, los vasos epigástricas caudales superficiales, la arteria saphenosa y los vasos femoral caudales proximales, para movilizar los principales vasos femorales. Cauterizar cualquier rama pequeña usando fórceps bipolares finos.
- Haz una incisión en la piel desde el centro de la piel anterior cortada a lo largo del lado ventral de la extremidad posterior, hasta la zona del tobillo, usando tijeras de iris.
- Cortar el músculo gracilis, así como los otros músculos aductores por debajo de ella, de una manera vertical para exponer y ligar los vasos de genicular proximal medial, vasos pequeños de ramificación profunda, y el nervio ciático.
Nota: En este punto, en una mesa quirúrgica separada, el otro cirujano debe intubar y anestesiar (2,5% – 3% isoflurano) el animal receptor; Esto permite a los cirujanos preparar el sitio quirúrgico del receptor a tiempo para la colocación del injerto y minimizar el tiempo isquémico del injerto. - En el animal donante, hacer incisiones circunferenciales de la piel en el nivel de la rodilla y el tobillo. Desarticular la rodilla y el tobillo, eliminar el músculo y el tejido extraños, y hacer una incisión vertical de la piel en el lado dorsal de la extremidad posterior para liberar el injerto. En este punto, el injerto (compuesto de peroné y tibia, cubierto con músculos relacionados y la piel de la isla nutrida por sus perforadores) está conectado sólo por el pedicelo.
- Colocar las pinzas pequeñas tan proximalmente como sea posible en la arteria femoral y la vena, y cortar el pedicelo tan proximalmente como sea posible, cerca del ligamento inguinal.
- Para vaciar el injerto de sangre, inyectar una solución salina heparinizada (30 U/mL) en la arteria femoral con una cánula contundente de 27 G.
Nota: La dilatación de la arteria antes de la descarga de heparina permite un fácil acceso para la inserción de la cánula. Durante el enjuague, supervise de cerca el flujo de salida de la vena femoral. Una vez que el fluido transparente sale de la vena femoral, detenga el vaciado. - Envolver el injerto aislado en una gasa tibia empapada en solución salina y transportarla inmediatamente a la mesa del animal receptor. En este momento, el sitio quirúrgico receptor ya debe estar preparado para la anastomosis vascular.
- Después de la cosecha del injerto, inmediatamente eutanasia la rata donante a través de neumotórax.
2. cirugía de trasplante de receptor
- Después de la inducción de sedación utilizando isoflurano vaporizado aplicado a través de una cámara, anestesiar profundamente el animal receptor a través de un tubo endotraqueal controlado por el respirador y 2.5% – 3% isoflurano.
Nota: En esta etapa, la rata donante todavía está anestesiada. - Monitoree continuamente la frecuencia cardíaca, la frecuencia respiratoria, la temperatura corporal y la profundidad de la anestesia del animal receptor, utilizando la prueba de reflejo de retirada del dedo pulgar.
- Con el fin de prevenir la deshidratación y la hipoglucemia, inyectar 2 mL de la solución de Ringer lactato y 2,5% de dextrosa por vía subcutánea al principio y otros 2 mL al final de la cirugía.
- Afeite la zona de la ingle y luego tratar con crema depilatoria con el fin de reducir la cantidad de pelusa dejada por los Clippers.
- Use una máscara, una cubierta para la cabeza, una bata de aislamiento desechable y guantes estériles.
- Coloque el animal supino en una almohadilla térmica. Aplicar ungüento oftálmico para prevenir las abrasiones corneales durante la anestesia. Producir un campo quirúrgico estéril preparando, fregando y drapeando el área quirúrgica.
- Haga una incisión en la piel de 3 cm en la concavidad de la ingle usando la cuchilla del bisturí #15 y refleje la almohadilla de grasa inguinal lateralmente usando tijeras de iris.
- Exponga los vasos femorales comunes y coloque un gancho de alambre con una banda elástica para retraer los músculos abdominales.
- Ligate y divide las ramas de Murphy.
- Utilizando 10-0 suturas interrumpidas de nylon, los recipientes anastomose donantes a los recipientes receptores a través de la técnica venosa de extremo a lado y la técnica de extremo a extremo arterial. Libere gradualmente las abrazaderas de la arteria y luego de la vena. Monitoree los sitios anastomóticos para el sangrado y agregue suturas adicionales si es necesario.
- Evaluar visualmente la anastomosis vascular con el fin de garantizar una reperfusión efectiva del injerto.
- Inserte el injerto en el bolsillo inguinal y orientarlo al revés, con la articulación del tobillo superior y la articulación de la rodilla inferior.
- Usando suturas, asegure el injerto a los músculos adyacentes. Cerrar la piel a través de la piel de colchón horizontal interrumpida absorable 4-0 suturas.
- Retira el animal receptor de la anestesia y destella el respirador. Coloque el animal en una almohadilla térmica para soporte térmico.
Nota: El tiempo de operación total es entre 3 a 4 h, dependiendo de la experiencia del cirujano y el conocimiento con el procedimiento quirúrgico. - Administrar meloxicam (1 mg/kg) por vía subcutánea para la supresión del dolor y vigilar hasta que el animal esté completamente recuperado y móvil.
3. receptor VCA monitoreo
- Casa las ratas de los receptores individualmente y monitorearlas diariamente para detectar signos clínicos de dolor, deshidratación, pérdida de peso y disminución de la actividad, además de la insuficiencia quirúrgica (para las primeras 48 – 72 h) o el rechazo. Administrar meloxicam por vía subcutánea (1 mg/kg) diariamente durante los primeros 3 días para la supresión del dolor.
- Basado en el punto final de la investigación, elegir un fármaco inmunosupresor que se administrará.
4. histología
- Bajo la anestesia isoflurana inhalada (2.5% – 3%), obtener la piel serial y las biopsias musculares subyacentes del injerto del donante en los puntos de tiempo deseados. La piel debe ser lavada y cubierta antes de la obtención de una biopsia, y un campo estéril y la técnica debe realizarse.
- Cierre la herida con una o dos puntadas, utilizando suturas absorbables de 4-0. Devuelva el animal a su jaula y deje que se recupere de la anestesia.
- Fije los tejidos biopsiados en tubos separados en un 10% de formalina.
- En el punto de tiempo de la terminal y bajo la anestesia isoflurana inhalada (2.5% – 3%), tome una biopsia de piel más grande que abarque la frontera donante/receptor. Localice cuidadosamente el par de correa de la embarcación en el sitio de Anastomoses; el sitio adecuado será aparente debido a las suturas. Tome las muestras de recipiente deseadas de la arteria y/o vena. Fije todas las muestras por separado en un 10% de formalina. Después de la recolección de muestras de tejido, y mientras que el animal todavía está bajo anestesia isoflurano, inmediatamente eutanasia el animal a través de neumotórax.
- Usando un procesador de tejidos (u otra técnica de incrustación preferida), la parafina-incrustar cada biopsia en su propio bloque. Para muestras de piel, orientar el tejido de manera que todas las capas epidérmicas y dérmicas se pueden ver en una sola rebanada. Para muestras de recipientes, orientar los recipientes de manera que se puedan obtener secciones transversales.
- Con un microtomo, corte secciones de 6 μm de espesor y aplíquelo a las diapositivas para la tinción de hematoxilina y eosina (H & E).
- Mancha para H & E utilizando un protocolo estándar.
- Obtenga imágenes representativas de todas las muestras de tejido deseadas utilizando técnicas de microscopía de campo claro.
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Representative Results
El modelo de colgajo osteomiocucutáneo de extremidad posterior de rata VCA permite la supervivencia a largo plazo de aloinjertos bajo inmunosupresión. El modelo es fiable, reproducible y fácil de realizar. El colgajo está bien escondido en la zona inguinal y constituye una mínima morbilidad y molestias para el animal. La presentación cutánea es una manifestación clínica de la supervivencia y el rechazo de los aloinjertos (figura 1). El diseño del colgajo permite un monitoreo clínico bruto y crea una oportunidad para varias técnicas de imagen, como el Doppler láser (figura 2). Las biopsias seriales de la piel, el músculo y las arterias hacen posible el seguimiento histopatológico y el análisis en diferentes etapas de rechazo (figura 3).
Figura 1 : Imágenes representativas de animales trasplantados. (A) supervivencia a largo plazo del VCA singénico, sin tratamiento de inmunosupresión, en el día postoperatorio 45 (POD 45); Observe la diferencia en la dirección del crecimiento de pelaje debido a la orientación invertida del injerto. (B) VCA alogénico, tratada diariamente con un fármaco inmunosupresor, en el POD 5. (C) alogeneic VCA supervivencia a largo plazo, tratada diariamente con un fármaco inmunosupresor, en Pod 40; notar un crecimiento normal del pelaje que indica una correcta perfusión del injerto, sin signos de rechazo. (D) alogénico VCA en rechazo en el POD 33. El tratamiento de inmunosupresión se detuvo por completo en el POD 14; Observe los signos clínicos de rechazo (atrofia de la piel, descamación, pérdida de pelaje). Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Sistema láser de imagen Doppler para monitorizar la revascularización superficial de la piel del aloinjerto. El aloinjerto presentado fue monitoreado en los días postoperatorios 4, 14 y 64. Los paneles de la izquierda muestran la perfusión sanguínea medida por imágenes Doppler, mientras que los paneles de la derecha muestran el área que se está fotografiando por el Doppler. Tenga en cuenta el cambio de perfusión sanguínea mínima inmediatamente después del VCA a la revascularización completa de la aleta en el día 64. Este aloinjerto se mantuvo bajo la inmunosupresión adecuada sin signos de rechazo. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Histopatología H &Amp; E de aloinjertos en trasplantes singenéticos y alogénicos. (A) biopsia cutánea de un aloinjerto singénico en el POD 45 (aumento de 10x); Tenga en cuenta la morfología normal de los componentes de la piel (epidermis, adnexa, y no hay signos de infiltración de células mononucleares). (B) biopsia de piel de un aloinjerto alotrínico en rechazo en la cápsula 75, tratada diariamente con una dosis más baja de un inmunosupresor (aumento de 10x); Nota atrofia epidérmica, atrofia de anejos, infiltración de células mononucleares, infiltración perivasculares y trombosis capilar. (C) biopsia muscular de un aloinjerto singénico en el POD 45 (aumento de 10x); Tenga en cuenta la morfología normal del músculo estriado. (D) biopsia muscular de un aloinjerto alotrínico en rechazo en la cápsula 98, tratada diariamente con una dosis menor de un inmunosupresor (aumento de 10x); Observe la atrofia muscular y la infiltración de células mononucleares. (E) biopsia de arteria femoral de un aloinjerto singénico en el POD 45 (aumento de 20x); Tenga en cuenta la morfología normal de la arteria. (F) biopsia de la arteria femoral de un aloinjerto alotrínico en rechazo en la cápsula 98, tratada diariamente con una dosis más baja de un inmunosupresor (aumento de 20x); notar la hiperplasia íntima, el lumen estrecho y la infiltración perivasculares. Barra de escala = 200 μm (A–D); 100 μm (e y F). Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
En el desarrollo de este modelo de VCA, se consideraron varias cuestiones clave. En primer lugar, era importante incluir el hueso intacto (tibia y peroné), la médula ósea y la piel en el injerto. Mientras que los trasplantes de mano clínicos de donantes adultos no transfieren cantidades significativas de médula hematopoyética activa, los estudios del papel del nicho de la médula ósea se reflejan mejor utilizando un hueso vascularizado intacto en lugar de un hueso largo cortado, lo que resulta en fibrosis de la médula expuesta. Además, el diseño del colgajo osteomiocucutáneo de hueso cerrado reduce el riesgo de infección y sangrado. Tanto la médula ósea como la piel son tejidos altamente inmunogénicos, que pueden utilizarse para desencadenar una respuesta inmunitaria si se desea. En segundo lugar, no era necesario que el injerto fuera funcional, eliminando la necesidad de un modelo ortotópico que requiere osteosíntesis compleja y re-enervación del injerto. Esto también evita algunas de las conocidas consecuencias problemáticas de los modelos ortotópicos, como un procedimiento quirúrgico prolongado y molestias animales11,12. Sin embargo, es importante tener en cuenta que el diseño heterotópico no permite medidas de resultados funcionales de hueso y cartílago, así como la función muscular, todos los cuales son de interés significativo en la investigación de VCA. En tercer lugar, el injerto necesitaba ser accesible para los sistemas de imágenes, el seguimiento clínico y las biopsias seriales. Finalmente, para fines de rendimiento, las cirugías de injerto debían realizarse fácilmente sin complicaciones. Con estas consideraciones en mente, se desarrolló un modelo osteomiocucutáneo de rata modificada del VCA en el que la extremidad posterior distal, entre la rodilla y el tobillo del donante (Brown-Noruega), incluyendo la piel que se encontraba sobre la superficie y la vasculatura asociada, se trasplantó en el región inguinal del destinatario (Lewis). En este caso, el suministro vascular al injerto se produjo a través de la arteria femoral y la anastomosis venosa.
Debido a que la piel es un factor clave importante para monitorear el rechazo del VCA, se tomó una atención específica en la preparación del injerto con el fin de preservar los pequeños perforadores de la arteria que apoyan la perfusión de la piel. Al establecer este modelo, realizamos experimentos preliminares con angiografía de verde indocyanino (ICG) (resultados no mostrados) para confirmar el diseño de perfusión de la piel del modelo.
Dado que el injerto está orientado al revés, de tal manera que la parte distal del injerto es superior y la parte proximal del injerto es inferior, se requiere un pedicelo largo para evitar el retorcillar. Por lo tanto, se debe enfatizar que los vasos femorales donantes deben dividirse tan proximalmente como sea posible y que la arteria femoral receptora debe dividirse lo más distal posible.
Se recomienda la participación simultánea de dos cirujanos durante la preparación/aislamiento final del injerto del donante; un cirujano debe terminar el aislamiento del injerto, mientras que el otro cirujano anestesia e intuba al animal receptor y comienza a preparar los vasos para la anastomosis. Si el espacio y el equipo están disponibles, un tercer cirujano podría preparar un segundo animal receptor y ambas patas de donante se pueden utilizar para los injertos de VCA. Los cirujanos deben coordinar el uno con el otro para asegurar un tiempo isquémico de injerto mínimo antes de la anastomosis. En nuestra experiencia, la mayoría de las mortalidades postoperatorias se atribuyen a la técnica de la anestesia. Si es posible, recomendamos que un miembro diferente del equipo debe estar a cargo de la monitorización de la anestesia durante la cirugía. No hace más que decir que, para poder realizar este modelo con éxito, se requiere un cirujano entrenado con técnicas microvasculares básicas. Dependiendo de la experiencia del cirujano, el modelo se puede lograr con éxito después de dos a seis intentos de cirugía.
Las ratas singénicas se pueden utilizar como un grupo de control para tener en cuenta la dinámica de curación no relacionada con el rechazo. La pierna contralateral de la rata receptora también se puede utilizar como un control, especialmente cuando se realizan imágenes y biopsias.
El rebrote de pelaje sobre la piel trasplantada es uno de los mejores indicios de una perfusión exitosa de aloinjertos. Por otro lado, la pérdida de piel, el eritema cutáneo y la desepitelización pueden indicar un acontecimiento de rechazo y una disminución del suministro de sangre a algunas partes del colgajo. En una etapa de rechazo muy avanzada, la piel puede mostrar necrosis y exfoliación. Una disminución en la masa muscular de aloinjertos se muestra en una etapa avanzada debido A la atrofia de la denervación. Los animales suelen perder peso corporal (hasta un 10%) en los primeros 7 – 10 días, pero luego recuperarse y prosperar. Recomendamos añadir un gel de agua enriquecido nutricionalmente (p. ej., DietGel Recovery) en los primeros días postoperatorios para apoyar la nutrición de la rata receptora. En un número muy pequeño de animales (dos de más de 50 animales experimentales), presenciamos la infección cutánea y la autofagia.
En conclusión, el modelo modificado de heterotópico, injerto osteomiocucutáneo de extremidades posteriores alogénico presentado aquí ofrece un paradigma de trasplante reproducible y versátil. Las biopsias en serie y las imágenes ofrecen información sobre la duración de los eventos de rechazo. La variedad de síntomas clínicos que se pueden estudiar con este método lo convierten en un modelo translacional altamente adaptable con el potencial de numerosos descubrimientos perspicaces en los años por venir.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por la oficina del Secretario auxiliar de defensa para asuntos de salud a través del programa de investigación médica dirigida por el Congreso bajo el premio no. W81XWH-13-2-0057. Las opiniones, interpretaciones, conclusiones y recomendaciones son las de los autores y no están necesariamente respaldadas por el Departamento de defensa.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acepromazine | Henry Schein | 5700850 | |
| Adventitia Scissors | ASSI | SAS15R8 | |
| Approximator Clamp (Double) | ASSI | ABB2V, ABB22V | |
| Approximator Clamp (single) | FST | 00398-02 | |
| Clamp Applying Forceps | ASSI | CAF4 | |
| Dissecting Scissors | ASSI | SDS18R8 | |
| Flushing blunt needle 27 G | SAI | ||
| Heparin Sodium | Sagent | 25021-400-30 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | |
| Jewelers Bipolar | ASSI | 103000BPS03 | |
| Jewelers forceps #3 | FST | 11231-30 | |
| Ketamine HCl 100 mg/mL | Zoetis | 043-304 | DEA License required |
| Lactated Ringer Solution | Hospira | 0409-7953-03 | |
| Lactated Ringer Solution + 5% Dextrose | Hospira | 0409-7953-09 | |
| Meloxicam | Henry Schein | 11695-6925-2 | |
| Micro forceps | ASSI | JFAL3 | |
| Micro needle holder | ASSI | B138 | |
| Prograf (Tacrolimus) 5 mg/mL | Astellas | 0469-3016-01 | |
| Suture, 10-0 Prolene | Ethicon | W2790 | or 10-0 Ethilon (2830) |
| Suture, 4-0 Coated Vicryl | Ethicon | J714D | |
| Vessel Dilator Forceps | ASSI | D5AZ | |
| Xylazine | VetOne | 13985-612-50 |
References
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