Summary
Vaskularisierte Verbundlegierung bietet den Transplantationsempfängern lebensverändernde Vorteile, aber die biologischen Ursachen für die Abstoßung von Transplantationen und die Vaskulopathie bleiben schlecht verstanden. Das hier vorgestellte Nagetier bietet ein reproduzierbares, klinisch relevantes Transplantationsmodell, das es Forschern ermöglicht, Abstoßungsereignisse und mögliche therapeutische Strategien zu bewerten, um deren Auftreten zu verhindern.
Abstract
Vaskularisierte Composite-Legierung (VCA) ist ein relativ neues Feld in der rekonstruktiven Chirurgie. Zu den klinischen Leistungen im menschlichen VCA gehören Hand-und Gesichtstransplantationen und in jüngerer Zeit auch Bauchwand-, Gebärmutter-und Urogenitaltransplantationen. Funktionale Ergebnisse haben die ursprünglichen Erwartungen übertroffen, und die meisten Empfänger genießen eine verbesserte Lebensqualität. Mit der häufenden klinischen Erfahrung müssen jedoch chronische Abstoßungen und Komplikationen durch die Immunsuppression angegangen werden. In vielen Fällen, in denen die Transplantationen fehlgeschlagen sind, ist die ursächliche Pathologie ischämische Vaskulopathie. Wichtige Forschungsfelder sind die biologischen Mechanismen der akuten und chronischen Abstoßung, die mit VCA verbunden sind, insbesondere die ischämische Vaskulopathie. Aufgrund der sehr geringen Zahl von VCA-Patienten wird die Bewertung der vorgeschlagenen Mechanismen jedoch in einem experimentellen Modell besser behandelt. Mehrere Gruppen haben Tiermodelle benutzt, um einige der relevanten ungelösten Fragen in der VCA-Ablehnung und Vaskulopathie zu behandeln. In der Literatur werden verschiedene Modellentwürfe mit verschiedenen Arten beschrieben. Hier stellen wir ein reproduzierbares Modell der VCA-heterotopischen Hinterbeine Osteomyohaue-Klappe in der Ratte vor, die für die translationale VCA-Forschung genutzt werden kann. Dieses Modell ermöglicht die serielle Auswertung des Transplantats, einschließlich Biopsien und verschiedener bildgebender Modalitäten, wobei ein geringes Maß an Morbidität beibehalten wird.
Introduction
Die rekonstruktive Chirurgie für den katastrophalen Gewebeverlust durch Amputation, Strahlverletzungen, bösartige Erkrankungen und angeborene Defekte wird durch die Verfügbarkeit von Gewebe des Patienten und die zusätzliche Morbidität am Spenderstandort begrenzt. In einigen Fällen, wie zum Beispiel Verbrennungsopfer oder viereckige Amputierten, ist lebensfähiges Gewebe für die Rekonstruktion vom Patienten nicht vorhanden. 1964 wurde in Ecuador die erste moderne Handtransplantation durchgeführt. Obwohl dies ein technischer Erfolg war, reichte die damals verfügbare Immunsuppression nicht aus, um eine Abstoßung zu verhindern, und die Bestechungging in weniger als 3 Wochen 1 verloren. In den Jahren 1998 und 1999 wurden die ersten Transplantationen in der modernen Ära der Immunsuppression in Lyon, Frankreich2 und Louisville, Kentucky, USA 3durchgeführt. Zum ersten Mal könnten rekonstruktive Chirurgen wie mit Gleichem ersetzen. Die Gesichtstransplantation wurde 2005 zumersten Maldurchgeführt 4, und eine Reihe anderer VCA-Transplantationen werden nun routinemäßig durchgeführt, wie die Bauchwand5, die Gebärmutter und dieUrogenital-Transplantationen 6.
Im Gegensatz zu einer soliden Organtransplantation sind die meisten VCA-Techniken mit dem Vorhandensein der hochantigenen Spenderhaut verbunden. Die klinische Erfahrung hat ergeben, dass die akute Abstoßung der Haut relativ leicht zu kontrollieren ist, aber zur chronischen Abstoßung der zugrunde liegenden Gewebe und Gefäße beitragen kann, die nicht gut auf die Behandlung7reagieren. Die Gefäßfunktionsstörungen, die mit einer alloimmunischen Reaktion verbunden sind, sind ein unheilvolleres Hindernis für das Feld der VCA7. Makrovasculopathien führen zu Perfusionsdefiziten, verzögerter Heilung und entzündungshemmenden Zuständen. Sowohl die konfluent aggressive Großgefäßvaskulopathie als auch die fokale Intimhyperplasie tretenin Handtransplantationsempfängern 7 auf. Darüber hinaus können Mikrovaskulopathien wahrscheinlich auch zu VCA-Komplikationen beitragen und sogar zu Abstoßungsveranstaltungen führen. Während sowohl Immun-als auch nicht-immugefarbene Faktoren wahrscheinlich eine Rolle in der Vaskulopathie von Handtransplantationsempfängern spielen, sind die spezifischen Mechanismen zur Förderung der distalen Gefäßfunktionsstörungen in VCA nicht bekannt, insbesondere im Zusammenhang mit einer minderwertigen, chronischen Abstoßung. Diese unbeantworteten Fragen erfordern die Entwicklung eines tierischen VCA-Modells, das die serielle Beurteilung der Transplantation während des klinischen Kurses der VCA ablehnungspection/Pflege und Vaskulopathie ermöglicht. Ein solches Modell wird Einblicke in die Abstoßung und Vaskulopathieangesichtsvon Immunsuppression, infektiöser Herausforderung, and/oder anderen postoperativen traumatischen Verletzungen 8,9bieten.
Präsentiert wird hier ein allogeneisches Ratten-VCA heterotopisches Hindlim-Osteomyoskan-Klappen-Modell. Auf der Grundlage bereits veröffentlichter VCA-Modelle ist dieses Verfahren technisch einfach durchzuführen, in großer Zahl reproduzierbar und weist dem Empfängertier minimale Morbidität und Unbehagen auf. Dieses Modell wurde entwickelt, um klinische und histopathologische Einschätzungen der VCA-Akzeptanz vs. Abstoßung zu ermöglichen und bietet die Möglichkeit, die zugrunde liegenden Immun-und Nichtimmunmechanismen zu bewerten, die an der Abstoßung beteiligt sind.
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Protocol
Alle Tieroperationen wurden in Übereinstimmung mit Protokollen durchgeführt, die vom Institutional Animal Care and Use Committee der University of Louisville (IACUC-zugelassenes Protokoll 18198) und dem National Institutes of Health (NIH) Leitfaden für die Pflege und Nutzung von Labortiere 10. Viermonatiges Männchen Brown-Norwegen (RT1. An) und 4 Monate alter Rüde Lewis (RT1. A l) Ratten wurden als VCA-Spender bzw. Empfänger verwendet.
1. Spender Allograft Ernte
- Das Spendertier mit verdampftem Isoofluran, das durch eine Kammer aufgetragen wird, zu sezieren.
- Das Spendergebiet (Hinterglib) sowie die Leisten-und Bauchgebiete können gesäubt werden. Danach mit depilatorischer Creme behandeln, um die Menge an Fuzz zu reduzieren, die von den Clippers hinterlassen wird.
- Die Spendertiere werden mit intraperitoneal (IP) Kappamin (60 mg/kg)/xylazine (15 mg/kg)/acepromazine (2 mg/kg) betäubt. Administer eine Anfangsdosis von 0,2 mL/100 g Körpergewicht und zusätzliche Dosen von 0,2 mL pro h. Für Bequemlichkeit ist es optional, diesen Schritt vor Schritt 2 durchzuführen.
- Die Tiere während der Narkose ständig auf Atmung, Körpertemperatur und Anästhesietiefe überwachen, indem sie den Knöppen-Entzugsreflex-Test verwenden.
- Administer 30 U heparin Lösung subkutan (SC) im Schuppen Bereich vor der Operation, um Gerinnung zu verhindern.
- Tragen Sie eine Maske, eine Kopfbedeckung, ein Einweg-Isolierkleid und Einweghandschuhe.
- Das Spendertier supine auf ein Heizungspolster legen. Erzeugen Sie ein steriles chirurgisches Feld, indem Sie den Operationsbereich mit den ventralen und dorsalen Aspekten des Beines vorgeben, schrubben und entleeren. Don sterile Handschuhe.
- Machen Sie mit Hilfe #15 einen 3 cm großen Hautschnitt in der Leistengegend und reflektieren Sie den leisbeständigen Fettpolster seitlich mit Iris-Schere.
- Die gemeinsamen Oberschenkelgefäße auslegen und einen Drahthaken mit einem elastischen Band legen, um die Bauchmuskulatur zurückzuziehen.
- Mit Hilfe eines zerlegenden Mikroskops (40x) wird das Pediküre von der Entstehung der gemeinsamen Oberschenkelgefäße unter dem Leistenband quetschend getrennt und zum Zusammenfluss von poplitealen Gefäßen in die Transplantation abgetrennt.
- Mithilfe von Mikroclips und bipolaren Juwelierkippen, die die großen arteriellen und venösen Zweige, wie seitliche umlaufende Oberschenkelgefäße, oberflächliche kaudale epigastrische Gefäße, die saphenöse Arterie und proximale kaudale Oberschenkelgefäße, zu mobilisieren, um zu mobilisieren Die wichtigsten Oberschenkelgefäße. Mit feinen bipolaren Zangen alle kleinen Äste aukern.
- Machen Sie einen Hautschnitt von der Mitte der vorherigen Haut entlang der ventralen Seite der Hinterbeine geschnitten, um den Knöchelbereich mit Iris-Schere.
- Schneiden Sie den Gracilis-Muskel, wie auch die anderen darunter liegenden Adduktorenmuskulatur, senkrecht ab, um die medialen proximalen Genikulationsgefäße, tief verzweigten kleinen Gefäße und den Ischiasnerv zu entlarven und zu fesseln.
NOTE: An dieser Stelle, auf einem separaten OP-Tisch, sollte der andere Chirurg intuitiv und Betäubung (2,5% – 3% isoflurane) das Empfängertier; Dies ermöglicht es den Chirurgen, den Operationsstandort des Empfängers rechtzeitig auf die Platzierung vorzubereiten und die ischämische Zeit der Transplantation zu minimieren. - Auf dem Spendertier, machen umlaufende Hauteinschnitte auf der Ebene von Knie und Knöchel. Knie und Knöchel zerlegen, äußeren Muskeln und Gewebe entfernen und einen vertikalen Hautschnitt auf der Rückseite des Hinterbeines machen, um die Transplantation zu befreien. An dieser Stelle ist die Transplantation (bestehend aus Fibel und Tibia, bedeckt mit verwandten Muskeln und Hautinsel, die von ihren Perforatoren genährt wird) nur durch das Pedil verbunden.
- Kleine Klemmen möglichst nah auf die Oberschenkelarterie und die Vene legen und das Pediküre möglichst nah am Leistenband schneiden.
- Um den Blutvergieß zu spülen, spritzt hepariniertes Salz (30 U/mL) mit einer 27 G-Spülkanüle in die Oberschenkelarterie.
NOTE: Die Vergrößerung der Arterie vor dem Heparin-Flush ermöglicht einen einfachen Zugang zum Einsetzen der Kanüle. Während der Spülung den Abfluss aus der Oberschenkelvene genau überwachen. Sobald die klare Flüssigkeit die Oberschenkelvene verlässt, stoppen Sie die Spülung. - Den isolierten Transplant in warme, salzgetränkte Gaze wickeln und sofort zum Tisch des Empfängers transportieren. Zu diesem Zeitpunkt sollte der Empfänger-Operationsort bereits auf eine vaskuläre Anastomose vorbereitet werden.
- Nach der Ernte die Spenderratte sofort per Pneumothorax euthanieren.
2. Empfängertransplantation Chirurgie
- Nach der Sedierungsinduktion mit verdampftem Isoofluran, das durch eine Kammer aufgetragen wird, wird das Empfängertier über ein ventilatorgesteuertes Endotrachealrohr und 2,5% – 3% Isofluran tief betäubt.
NOTE: Zum jetzigen Zeitpunkt ist die Spenderratte noch betäubt. - Die Herzfrequenz, die Atemfrequenz, die Körpertemperatur und die Anästhesietiefe des Empfängertiers kontinuierlich überwachen, indem sie den Knopfe-Abzugsreflex-Test verwenden.
- Um Austrocknung und Hypoglykämie zu verhindern, injizieren Sie am Anfang 2 ml lactated Ringers Lösung und 2,5% dextrose subkutan am Anfang und weitere 2 ml am Ende der Operation.
- Die Leistengegend verrühren und mit depilatorischer Creme behandeln, um die Menge an Fuzz zu reduzieren, die von den Clippers hinterlassen wird.
- Tragen Sie eine Maske, eine Kopfbedeckung, ein Einweg-Isolierkleid und sterile Handschuhe.
- Das Tier auf ein Heizkissen legen. Die Augensalbe zur Vorbeugung von Hornhautabrieb während der Anästhesie auftragen. Erzeugen Sie ein steriles chirurgisches Feld, indem Sie den Operationsbereich vorsorgen, schrubben und entleeren.
- Machen Sie mit Hilfe #15 einen 3 cm großen Hautschnitt in der Leistengegend und reflektieren Sie den leisbeständigen Fettpolster seitlich mit Iris-Schere.
- Die gemeinsamen Oberschenkelgefäße auslegen und einen Drahthaken mit einem elastischen Band legen, um die Bauchmuskulatur zurückzuziehen.
- Ligattieren und teilen Murphy Zweige.
- Mit 10-0 Nylon unterbrochen Nähte, anastomose Spendergefäße zu Empfängergefäßen über venöse End-to-Seite-Technik und arterielle Ende-zu-Ende-Technik. Nach und nach die Klemmen aus der Arterie und dann die Vene. Überwachen Sie die anastomotischen Stellen für Blutungen und fügen Sie bei Bedarf zusätzliche Nähte hinzu.
- Die vaskuläre Anastomose visuell beurteilen, um eine effektive Transplantation zu gewährleisten.
- Die Transplantation in die Leistenhauttasche einlegen und auf den Kopf stellen, wobei das Knöchelgelenk überlegen und das Kniegelenk unterlegen ist.
- Mit Hilfe von Schrägen sichern Sie die Transplantation an die angrenzenden Muskeln. Schließen Sie die Haut durch unterbrochene horizontale Matratzenhaut absorbierbaren 4-0 Nähte.
- Entfernen Sie das Empfängertier aus der Narkose und entfernen Sie es vom Ventilator. Legen Sie das Tier auf ein Heizungspolster für die thermische Unterstützung.
NOTE: Die gesamte Operationszeit beträgt zwischen 3 und 4 Stunden, abhängig von der Erfahrung des Chirurgen und der Bekanntschaft mit dem chirurgischen Eingriff. - Administer meloxicam (1 mg/kg) subkutan zur Schmerzunterdrückung und Überwachung, bis das Tier vollständig geborgen und mobil ist.
3. VCA Empfängerüberwachung
- Haus den Empfänger einzeln und überwachen sie täglich auf klinische Anzeichen von Schmerzen, Dehydrierung, Gewichtsverlust, und verminderte Aktivität zusätzlich zu chirurgischen Versagen (für die ersten 48 – 72 h) oder Ablehnung. Administer meloxicam subkutan (1 mg/kg) täglich für die ersten 3 Tage für Schmerzunterdrückung.
- Wählen Sie auf der Grundlage des Forschungs-Endpunktes ein immunsuppressives Medikament, das verabreicht werden soll.
4. Histologie
- Unter der eingeatmeten Isoofluranästhesie (2,5% – 3%) erhalten Sie die serielle Haut und die zugrundeliegenden Muskelbiopsien aus dem Spendergraft zu den gewünschten Zeitpunkten. Die Haut sollte vor der Biopsie geschrubbt und drapiert werden, und ein steriles Feld und eine sterile Technik sollte durchgeführt werden.
- Schließen Sie die Wunde mit ein bis zwei Stichen, mit absorbierbaren 4-0 Nähten. Bringe das Tier in seinen Käfig zurück und lasse es von der Narkose erholen.
- Reparieren Sie das biopsierte Gewebe in getrennten Röhren in 10% Formalin.
- Nehmen Sie am Endzeitpunkt und unter der eingeatmeten Isofluranästhesie (2,5% – 3%) eine größere Hautbiopsie, die die Donor/Empfängergrenze überspannt. Das Gefleerpaar am Fundort der Anastomosen sorgfältig lokalisieren; Der richtige Standort wird durch die Nähte sichtbar. Die gewünschten Gefäßproben aus der Arterie and/oder der Vene nehmen. Alle Proben separat in 10% Formalin fixieren. Nach der Sammlung von Gewebeproben, und während das Tier noch unter Isooflurane Anästhesie, sofort euthanieren das Tier via Pneumothorax.
- Mit einem Gewebeprozessor (oder einer anderen bevorzugten Einbetttechnik) wird jede Biopsie in einen eigenen Block eingebettet. Orienten Sie bei Hautproben das Gewebe so, dass alle epidermalen und dermalen Schichten in einer Scheibe zu sehen sind. Orientieren Sie für die Gefäßproben die Gefäße so, dass Querschnitte gewonnen werden können.
- Mit einem Mikrotom 6 μm dicke Abschnitte schneiden und auf Dias für Hämatoxylin und Eosin (H & E) auftragen.
- Verlassen Sie sich für H & E mit einem Standardprotokoll.
- Mit Brightfield-Mikroskopie-Techniken können Sie repräsentative Bilder aller gewünschten Gewebeproben erhalten.
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Representative Results
Das Ratten-VCA-Heterotopic hindlimb osteomyoskan Klappenmodell ermöglicht ein langfristiges allograft-Überleben unter Immunsuppression. Das Modell ist zuverlässig, reproduzierbar und einfach auszuführen. Die Klappe ist gut versteckt in der Leistengegend und stellt minimale Morbidität und Beschwerden für das Tier dar. Die Hautpräsentation ist eine klinische Manifestation des Überlebens und der Ablehnung der Allograft(Abbildung1). Das Klappendesign ermöglicht eine grobe klinische Überwachung und bietet die Möglichkeit für verschiedene bildgebende Techniken, wie zum Beispiel Laser-Doppler (Abbildung2). Serielle Biopsien von Haut, Muskel und Arterien ermöglichen es, in verschiedenen Abstoßungsstadien histopathologische Nachbeobachtungen und Analysen zu erreichen (Abbildung3).
Bild 1 : Repräsentative Bilder von transplantierten Tieren. A) Syngeneic VCA langfristiges Überleben, ohne Immunsuppressionsbehandlung, am postoperativen Tag 45 (POD 45); Beachten Sie den Unterschied in Richtung des Fellwachstums aufgrund der umgekehrten Ausrichtung des Transplantats. (B) Allogeneic VCA, täglich mit einem Immunsuppressivum behandelt, auf POD 5. (C) Allogeneic VCA Langzeitüberleben, täglich mit einem Immunsuppressivum behandelt, auf POD 40; Beachten Sie das normale Fellwachstum, das auf eine korrekte Durchblutung des Transplantats hinweist, ohne Anzeichen von Ablehnung. (D) Allogeneic VCA in Ablehnung auf POD 33. Die Behandlung der Immunsuppression wurde auf POD 14 vollständig gestoppt; Beachten Sie die klinischen Anzeichen einer Ablehnung (Hautatrophie, Desquamation, Fellverlust). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Bild 2 : Laser-Doppler-Bildgebungssystem zur Überwachung der oberflächlichen Revaskularisierung der Allegierung. Die vorgestellte Allograft wurde an den postoperativen Tagen 4, 14 und 64 überwacht. Die Tafeln auf der linken Seite zeigen eine Blutperfusion, gemessen an der Doppler-Bildgebung, während die Tafeln auf der rechten Seite den Bereich zeigen, der vom Doppler abgebildet wird. Beachten Sie die Umstellung von der minimalen Durchblutung sofort nach VCA auf eine vollständige Revaskularisierung der Klappe am Tag 64. Diese Allograft wurde unter der richtigen Immunsuppression gehalten, ohne dass es Anzeichen einer Abstoßung gab. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Bild 3 : H & E-Histopathologie von Allograft in synthetischen vs. allogenen Transplantationen. (A) Hautbiopsie einer syngenischen Legierung auf POD 45 (10x Vergrößerung); Beachten Sie die normale Morphologie der Hautbestandteile (Epidermis, Adnexa und keine Anzeichen für mononuclear Zellinfiltration). B) Hautbiopsie einer allogenen Legierung in Abstoßung auf POD 75, täglich mit einer geringeren Dosis eines Immunsuppressiva (10x Vergrößerung) behandelt; Beachten Sie die epidermale Atrophie, die adnexa-Atrophie, die mononuclear Zellinfiltration, die perivaskuläre Infiltration und die Kapillarthrombose. C) Muskelbiopsie einer syngenischen Legierung auf POD 45 (10x Vergrößerung); Beachten Sie die normale Morphologie des gestreiften Muskels. D) Muskelbiopsie einer allogenen Legierung in Abstoßung auf POD 98, täglich mit einer geringeren Dosis eines Immunsuppressiva (10x Vergrößerung) behandelt; Beachten Sie die Muskelatrophie und mononuclear Zellinfiltration. E) weibliche Arterienbiopsie einer syngenischen Legierung auf POD 45 (20x Vergrößerung); Beachten Sie die normale Morphologie der Arterie. F) weibliche Arterienbiopsie einer allogenen Legierung in Abstoßung auf POD 98, täglich mit einer niedrigeren Dosis eines Immunsuppressiva behandelt (20x Vergrößerung); Beachten Sie die inmale Hyperplasie, das schmale Lumen und die perivaskuläre Infiltration. Skalierbalken = 200 μm (A–D); 100 μm (E und F). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Discussion
Bei der Entwicklung dieses VCA-Modells wurden mehrere Schlüsselfragen berücksichtigt. Zunächst war es wichtig, intakte Knochen (Tibia und Fibel), Knochenmark und Haut in den Transplantation einzubinden. Während klinische Handtransplantationen von erwachsenen Spendern keine signifikanten Mengen von aktiv hämatopoetischen Knochenmark übertragen, werden Studien über die Rolle der Knochenmarknische besser gespiegelt mit einem intakten, vaskularisierten Knochen statt eines abgeschnittenen langen Knochens, was zu einem abgeschnittenen langen Knochen führt, was zu einer Fibrose des exponierten Mark. Darüber hinaus reduziert die geschlossene Knochenosteomyokutan-Klappenkonstruktion das Risiko von Infektionen und Blutungen. Sowohl Knochenmark als auch Haut sind hochgradig immunogene Gewebe, die auf Wunsch zur Immunreaktion eingesetzt werden können. Zweitens war es nicht notwendig, dass die Transplantation funktionstüchtig war, wodurch ein orthotopisches Modell, das eine komplexe Osteosynthese und eine Wiedererenervation der Transplantation erfordert, entfällt. Damit werden auch einige der bekannten lästigen Folgen orthotopischer Modelle, wie ein längerer chirurgischer Eingriff und tierische Beschwerden 11, 12,verhindert. Es ist jedoch wichtig zu beachten, dass das heterotopische Design keine funktionellen Ergebnismaßnahmen von Knochen und Knorpel sowie Muskelfunktion zulässt, die allesamt von erheblichem Interesse für die VCA-Forschung sind. Drittens musste die Bestechung für bildgebende Systeme, klinische Nachsorge und serielle Biopsien zugänglich sein. Schließlich mussten die Veredelungsoperationen aus Gründen des Durchsatzes ohne Komplikationen problemlos durchgeführt werden. Vor diesem Hintergrund wurde ein modifiziertes Rattenosteomyohautenmodell von VCA entwickelt, bei dem die distale Hinterbeine zwischen Knie und Knöchel des Spenders (Brown-Norway), einschließlich der darüberliegenden Haut und der damit verbundenen Vaskulatur, in die Leistenregion am Empfänger (Lewis). In diesem Fall erfolgte die Gefäßversorgung der Transplantation über die Oberschenkelarterie und Venen-Anastomosen.
Da die Haut ein wichtiger Schlüsselfaktor für die Überwachung der VCA-Abstoßung ist, wurde bei der Vorbereitung der Transplantation besondere Sorgfalt walten lassen, um die kleinen Arterienperforatoren zu erhalten, die die Hautperfusionen unterstützen. Bei der Erstellung dieses Modells haben wir Vorversuche mit der Angiographie der indocyaninen grünen (ICG) (Ergebnisse nicht gezeigt) durchgeführt, um das Design der Hautperfusionskonstruktion des Modells zu bestätigen.
Da die Transplantation auf den Kopf gestellt wird, so dass der distale Teil des Transplantats überlegen ist und der proximale Teil des Transplantats minderwertig ist, ist ein langes Pediküre erforderlich, um ein Knicken zu vermeiden. Daher sollte betont werden, dass die Oberschenkelgefäße des Spenders möglichst ungefähr und die Oberschenkelarterie des Empfängers möglichst distal aufgeteilt werden sollten.
Die gleichzeitige Teilnahme von zwei Chirurgen wird während der abschließenden Vorbereitung/Isolierung des Spendergrabens empfohlen; Ein Chirurg sollte die Transplantationsität beenden, während der andere Chirurg das Empfängertier anästhesiert und intubiert und beginnt, die Gefäße auf Anastomosen vorzubereiten. Wenn der Platz und die Ausrüstung zur Verfügung stehen, könnte ein dritter Chirurg ein zweites Empfängertier vorbereiten und beide Spenderbeine können für VCA-Transplantationen verwendet werden. Die Chirurgen müssen sich untereinander koordinieren, um eine minimale ischämische Zeit vor den Anastomosen zu gewährleisten. Unserer Erfahrung nach werden die meisten postoperativen Mortalitäten der Anästhesie-Technik zugeschrieben. Wenn möglich, empfehlen wir, dass ein anderes Mitglied des Teams die Anästhesie-Überwachung während der Operation übernimmt. Um dieses Modell erfolgreich durchführen zu können, ist selbstverständlich ein ausgebildeter Chirurg mit mikrovaskulären Grundtechniken erforderlich. Je nach Erfahrung des Chirurgen kann das Modell nach zwei bis sechs Operationsversuchen erfolgreich erreicht werden.
Syngenmäßige Ratten können als Kontrollgruppe verwendet werden, um die Heildynamik zu erklären, die nichts mit der Ablehnung zusammenhängt. Das kontralaterale Bein der Empfängerratte kann auch als Kontrolle verwendet werden, insbesondere bei der Ausführung von Bildgebungen und Biopsien.
Das Fellwachstum über die transplantierte Haut ist einer der besten Indikationen für eine erfolgreiche allografte Perfusion. Auf der anderen Seite können Fellverlust, Hauterythem und Entepithelisierung auf ein Abstoßungsereignis und eine verminderte Blutversorgung einiger Teile der Klappe hinweisen. In einem sehr fortgeschrittenen Abstoßstadium kann die Haut Nekrose und Peeling aufweisen. Eine Abnahme der allograften Muskelmasse wird in einem fortgeschrittenen Stadium wegen der Denervation Atrophie angezeigt. Die Tiere verlieren in der Regel Körpergewicht (bis zu 10%) In den ersten 7 – 10 Tagen, aber dann erholen und gedeihen. Wir empfehlen, in den ersten Tagen der Postoperativen Zeit eine nährstoffwirksame, angereicherte Wassergel (z.B. DietGel Recovery) hinzuzufügen, um die Empfängerratenernährung zu unterstützen. Bei einer sehr kleinen Anzahl von Tieren (zwei von über 50 Versuchstieren) wurden wir Zeuge einer Hautinfektion und Autophagie.
Das hier vorgestellte modifizierte Modell der heterotopischen, allogenen Hinterlegung osteomyokiger VCA-Graft bietet ein reproduzierbares, vielseitiges Transplantationsparadigma. Serielle Biopsien und Bildgebung bieten Informationen über den Zeitverlauf von Ablehnungsveranstaltungen. Die Vielfalt der klinischen Symptome, die mit dieser Methode untersucht werden können, machen es zu einem höchst anpassungsfähigen translationalen Modell mit dem Potenzial für zahlreiche aufschlussreiche Entdeckungen in den kommenden Jahren.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu offenbaren.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde vom Büro des stellvertretenden Verteidigungsministers für Gesundheitsfragen durch das Congressionally Directed Medical Research Program unter dem Preis Nr. 1 unterstützt. W81XWH-13-2-0057. Meinungen, Interpretationen, Schlussfolgerungen und Empfehlungen sind die der Autoren und werden nicht unbedingt vom Verteidigungsministerium unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acepromazine | Henry Schein | 5700850 | |
| Adventitia Scissors | ASSI | SAS15R8 | |
| Approximator Clamp (Double) | ASSI | ABB2V, ABB22V | |
| Approximator Clamp (single) | FST | 00398-02 | |
| Clamp Applying Forceps | ASSI | CAF4 | |
| Dissecting Scissors | ASSI | SDS18R8 | |
| Flushing blunt needle 27 G | SAI | ||
| Heparin Sodium | Sagent | 25021-400-30 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | |
| Jewelers Bipolar | ASSI | 103000BPS03 | |
| Jewelers forceps #3 | FST | 11231-30 | |
| Ketamine HCl 100 mg/mL | Zoetis | 043-304 | DEA License required |
| Lactated Ringer Solution | Hospira | 0409-7953-03 | |
| Lactated Ringer Solution + 5% Dextrose | Hospira | 0409-7953-09 | |
| Meloxicam | Henry Schein | 11695-6925-2 | |
| Micro forceps | ASSI | JFAL3 | |
| Micro needle holder | ASSI | B138 | |
| Prograf (Tacrolimus) 5 mg/mL | Astellas | 0469-3016-01 | |
| Suture, 10-0 Prolene | Ethicon | W2790 | or 10-0 Ethilon (2830) |
| Suture, 4-0 Coated Vicryl | Ethicon | J714D | |
| Vessel Dilator Forceps | ASSI | D5AZ | |
| Xylazine | VetOne | 13985-612-50 |
References
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