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Immunology and Infection

Edição do genoma mediado por Lentivirus CRISPR/Cas9 para o estudo de células hematopoiéticas em modelos de doenças

Published: October 3, 2019 doi: 10.3791/59977

Summary

São descritos protocolos para a edição altamente eficiente do genoma da haste hematopoiética Murina e das células progenitoras (HSPC) pelo sistema CRISPR/Cas9 para desenvolver rapidamente sistemas modelo de camundongo com modificações genéticas específicas do sistema hematopoiéticas.

Abstract

Manipular genes em células-tronco hematopoiéticas usando abordagens convencionais de transgénese pode ser demorado, caro e desafiador. Beneficiando-se de avanços na tecnologia de edição de genoma e sistemas de entrega de transgenes mediados por Lentivirus, um método eficiente e econômico é descrito aqui que estabelece camundongos em que os genes são manipulados especificamente em células-tronco hematopoiéticas. Os Lentivirus são usados para transduce células de medula óssea de linhagem negativa de expressão de Cas9 com um RNA guia (gRNA) visando genes específicos e um gene de repórter de fluorescência vermelha (RFP), então essas células são transplantadas em camundongos C57BL/6 irradiados de forma letal. Camundongos transplantados com Lentivirus expressando gRNA sem direcionamento são usados como controles. O Engraftment de pilhas de haste hematopoietic transvadas é avaliado pela análise citométrica do fluxo de leucócito RFP-positivos do sangue periférico. Usando este método, a transdução de ~ 90% de pilhas Myeloid e de ~ 70% de pilhas lymphoid em 4 semanas após a transplantação pode ser conseguida. O ADN de Genomic é isolado dos glóbulos RFP-positivos, e as porções do ADN alvejado do local são amplificadas pelo PCR para validar a edição do genoma. Este protocolo fornece uma avaliação da elevado-produção de genes hematopoiesis-reguladores e pode ser estendido a uma variedade de modelos da doença do rato com participação da pilha hematopoietic.

Introduction

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Muitos estudos em Hematologia e Imunologia dependem da disponibilidade de camundongos geneticamente modificados, incluindo camundongos convencionais e condicionais transgênicos/knock-out que utilizam condutores de CRE específicos do sistema hematopoiéticos, como Mx1-CRE, vav-CRE e outros 1,2,3,4,5. Essas estratégias exigem o estabelecimento de novas cepas de camundongo, que podem ser demoradas e onerosas financeiramente. Embora os avanços revolucionários na tecnologia de edição de genoma tenham possibilitado a geração de novas cepas de mouse em apenas 3-4 meses com a expertise técnica apropriada6,7,8,9 , muito mais tempo é exigido para amplificar a colônia do rato antes que os experimentos sejam perseguidos. Além disso, esses procedimentos são dispendiosos. Por exemplo, Jackson Laboratory lista o preço atual dos serviços de geração de ratos knock-out em $16845 por cepa (a partir de dezembro de 2018). Assim, métodos mais econômicos e eficientes do que as abordagens transgênicas murinas convencionais são mais vantajosos.

As repetições palindrômicas curtas agrupadas regularmente interespaçadas/tecnologia CRISPR associada à proteína 9 (CRISPR/Cas9) levaram ao desenvolvimento de novas ferramentas para a edição de genoma rápida e eficiente baseada em RNA, sequência específica. Originalmente descoberto como um mecanismo imunológico adaptativo bacteriano para destruir o DNA do patógeno invasor, o sistema CRISPR/Cas9 tem sido usado como uma ferramenta para aumentar a eficácia da edição do genoma em células eucarióticas e modelos animais. Várias abordagens foram empregadas para a transmissão de máquinas CRISPR/Cas9 em células-tronco hematopoiéticas (i.e., eletroporação, nucleofecção, lipofecção, parto viral e outros).

Aqui, um sistema de Lentivirus é empregado para transduce as células devido à sua capacidade de infectar eficazmente as células tronco hematopoiéticas murinas que expressam a Cas9 e empacotar juntas a construção de expressão de RNA guia, promotores, sequências regulatórias e genes que codificam proteínas de repórter fluorescente (i.e., GFP, RFP). Usando este método, a edição ex vivo do gene de pilhas de haste Hematopoietic do rato foi conseguida, seguida pela reconstituição bem sucedida da medula em ratos letalmente irradiados10. O vetor do Lentivirus empregado para este estudo expressa os genes do repórter de Cas9 e de GFP do promotor comum do núcleo EF1a com um local ribosomal interno da entrada a montante do gene do repórter. A sequência de RNA guia é expressa a partir de um promotor U6 separado. Este sistema é usado então para criar mutações da inserção e do apagamento nos genes clonal do excitador do hematopoiese do candidato Tet2 e Dnmt3a10. No entanto, a eficiência de transdução por esse método é relativamente baixa (~ 5%-10%) devido ao grande tamanho da pastilha vetorial (13 kbp) que limita a eficiência de transdução e reduz o titer de vírus durante a produção.

Em outros estudos, demonstrou-se que o maior tamanho do RNA viral afeta negativamente a produção de vírus e a eficiência de transdução. Por exemplo, um aumento de 1 KB no tamanho da pastilha é relatado para diminuir a produção de vírus em ~ 50%, e a eficiência de transdução diminuirá para mais de 50% nas células-tronco hematopoiéticas do mouse11. Assim, é vantajoso para reduzir o tamanho da inserção viral, tanto quanto possível para melhorar a eficiência do sistema.

Essa lacuna pode ser superada empregando-se camundongos transgênicos de CAS9, nos quais a proteína CAS9 é expressa de forma constitutiva ou induzível12. Os ratos de batida constitutivos de CRISPR/Cas9 expressam o endonuclease Cas9 e o EGFP do promotor de CAG no locus Rosa26 em uma maneira onipresente. Assim, uma construção com sgRNA o controle do promotor U6 e gene repórter RFP o controle do promotor EF1a núcleo pode ser entregue usando o vetor de Lentivirus para alcançar a edição do genoma. Com este sistema, os genes de células-tronco hematopoiéticas foram editados com sucesso, mostrando uma eficiência de transdução de ~ 90%. Assim, este protocolo fornece um método rápido e eficaz para criar os ratos em que as mutações genéticas alvejadas são introduzidas no sistema hematopoietic. Enquanto nosso laboratório está usando predominantemente este tipo de tecnologia para estudar o papel da hematopoiese clonal emprocessos de doença cardiovascular13,14,4,15, tambémé aplicável a estudos de hematológicos malignidade16. Além disso, este protocolo pode ser estendido à análise de como as mutações do ADN em HSPC impactam a outra doença ou processos desenvolventes no sistema hematopoietic.

Para estabelecer um sistema robusto do vetor do Lentivirus, os estoques virais do Titer elevado e as condições aperfeiçoadas para a transdução e a transplantação de pilhas hematopoietic são exigidos. No protocolo, são fornecidas instruções sobre a preparação de um estoque viral de alto título na seção 1, otimizando as condições de cultura de células-tronco hematopoiéticas murinas na seção 2, métodos para transplante de medula óssea na seção 3, e avaliando Engraftment na secção 4.

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Protocol

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Todos os procedimentos envolvendo sujeitos animais foram aprovados pelo Comitê institucional de cuidado e uso de animais (IACUC) da Universidade da Virgínia.

1. geração e purificação de partículas de Lentivirus

Nota: as partículas de Lentivirus contendo o RNA guia otimizado podem ser produzidas pelos protocolos detalhados fornecidos pela Addgene: < https://media.addgene.org/cms/files/Zhang_lab_LentiCRISPR_library_protocol.pdf) >. Os métodos aperfeiçoados para a preparação e o armazenamento do Lentivirus do elevado-Titer são discutidos em outra parte17,18. Em resumo, os Lentivirus são produzidos pelo co-transfection de um plasmídeo do vetor do lentivírus, psPAX2, e pMD2. G em pilhas de HEK 293T. O sobrenadante da cultura é coletado em 48 h borne-transfection e concentrado por ultracentlee. O titer de lentiviral é determinado por um ensaio qPCR-baseado comercialmente disponível. Este procedimento deve ser realizado em um gabinete de classe II de biossegurança.

  1. Prepare uma solução 1:200 de colágeno (0, 5%) em 1X PBS.
  2. Cubra uma placa de 6 poços com solução de colágeno e incubar a 37 ° c, 5% CO2 para ~ 30 min.
  3. Semente 293T células em uma densidade de 1 x 106 células por poço e incubar a 37 ° c, 5% co2 para ~ 2 h.
  4. Para preparar a mistura de três plasmídias de transfecção para um poço, combine 0,9 μg de vetor de Lentivirus, 0,6 μg de psPAX2, e 0,3 μg de pMD2. G, em seguida, atingir um volume total de 10 μL, adicionando água deionizada. Ajuste os montantes em conformidade, dependendo do número de poços. A quantidade e a relação de cada plasmídeo podem precisar de ser aperfeiçoadas mais para serir as necessidades dos investigadores.
  5. Adicione com cuidado 50 μL de 1X PBS e 5 μL do PEI MAX diluído (1,0 mg/mL) à mistura do plasmídeo e incubar por 15 minutos na temperatura ambiente (RT) (tabela 1).
  6. Adicione 1 mL de DMEM à mistura.
  7. Aspirar meios da placa do poço 6, adicionar 1 mL da mistura do plasmídeo, e incubar em 37 ° c, 5% CO2 para ~ 3 h.
  8. Substitua a mídia por 2 mL de DMEM fresco e incubar a 37 ° c, 5% CO2 por 24 h.
  9. Adicionar 1 mL de DMEM fresco e incubar a 37 ° c, 5% CO2 para um adicional de 24 h (tempo total de incubação é 48 h).
  10. Transfira o sobrenadante de cultura para um tubo de 50 mL e Centrifugue a 3.000 x g durante 15 min para remover quaisquer células flutuantes.
  11. Filtre o sobrenadante através de um filtro de 0,45 μm.
  12. Transfira o filtrado para tubos de centrífuga de polipropileno.
  13. Ultracentlee a 4 ° c e 72.100 x g a rmáx por 3 h.
  14. Aspirar cuidadosamente o sobrenadante, deixando para trás a pelota branca.
  15. Ressuscitação da pelota com 100 μL de meio de expansão de células hematopoiéticas livres de soro sem aeração.
  16. Mantenha uma alíquota de 10 μL para medir o título viral e guarde todas as alíquotas restantes a-80 ° c até que seja necessário.
  17. Titrate o vírus com um ensaio baseado em qPCR de acordo com as instruções do fabricante utilizando a alíquota viral de 10 μL.

2. isolamento e transdução de células linhagem-negativas da medula óssea do camundongo (Figura 1a)

Observação: normalmente, para isolar células suficientes, pares de tíbias, fêmures e úmeros são colhidas de cada mouse. Ossos pélvicos e espinhais também podem ser colhidos como uma fonte de células de linhagem negativa.

  1. Isolamento de células da medula óssea
    1. Eutanizar 8-10 semanas de idade masculino CRISPR/Cas9 Knock-in camundongos por isoflurano 5% seguido de luxação cervical, em seguida, desinfectar sua pele com 70% etanol.
    2. Usando tesouras de dissecação, faça uma incisão transversal na pele logo abaixo do nervcage e descasque a pele distalmente em ambos os sentidos para expor as pernas e os braços.
    3. Separe cuidadosamente os membros inferiores do osso do quadril deslocalizando a articulação do quadril. Corte ao longo da cabeça do fêmur para remover o fêmur completamente do quadril. Deslocar o joelho e corte na articulação para separar o fêmur e tíbia, mantendo a epífise óssea intacta. Deslocar a articulação do tornozelo e descascar afastado o pé e músculo extra.
    4. Usando tesouras de dissecação, corte sobre o ombro para separar os membros superiores. Deslocar o ombro, em seguida, corte na articulação do cotovelo para colher o osso úmero.
    5. Use lenços de fibra de celulose para remover cuidadosamente os músculos dos fêmures, Tibias e humeri. Tome a precaução extra para assegurar-se de que os ossos não rompam durante este processo.
    6. Coloque os ossos isolados em um tubo cônico de 50 mL contendo RPMI e coloque no gelo.
      Nota: as seguintes etapas devem ser executadas em um gabinete de classe II de biossegurança.
    7. Transfira os ossos para um prato de cultura estéril de 100 mm.
    8. Segure o osso com fórceps sem corte, e usando tesouras de dissecação, corte cuidadosamente ambas as epífisas.
      Nota: um corte insuficiente levará a uma descarga incompleta da medula óssea, enquanto o corte excessivamente agressivo resultará em perda de células.
    9. Encha uma seringa de 10 mL com RPMI gelada e usando uma agulha de 22 G, lave a medula óssea do eixo em um novo prato de cultura de 100 mm.
      Nota: os ossos se tornarão brancos e translúcidos se o eixo ósseo tiver sido bem lavado. Se não, re-cortar as extremidades do osso e lave novamente.
    10. Depois de toda a medula óssea ter sido coletada, faça uma suspensão de uma única célula passando a medula óssea várias vezes através de uma seringa de 10 mL com uma agulha de 18 G. Repita 10x para assegurar uma suspensão da único-pilha.
    11. Filtrar a suspensão celular através de um filtro de células de 70 μm em um tubo cônico de 50 mL.
    12. Centrifugador a 310 x g durante 10 min a 4 ° c.
    13. Aspirar o sobrenadante e suspender as pelotas de células em um volume adequado de buffer de separação otimizado para o processo de separação de células a seguir.
  2. Isolamento e transdução de Lentivirus de células linhagem-negativas
    Nota: as células de linhagem negativa do rato são isoladas da medula óssea de ratos transgênicos de Cas93, ou outras estirpes de camundongos, utilizando um kit de depleção de linhagem de acordo com as instruções do fabricante. Tipicamente, as células linhagem-negativas respondem por 2%-5% das células nucleadas da medula óssea inteira, e a pureza é geralmente maior que 90% após o isolamento. As pilhas linhagem-negativas isoladas são cultivadas no meio hematopoietic soro-livre da expansão da pilha suplementado com 20 ng/ml TPO murino de recombinação e 50 ng/ml de Murina recombinante SCF, então transado com o vetor do Lentivirus por 16 h em um multiplicidade de infecção (MOI) = 100.
    1. Para isolar células de linhagem negativa, use o kit de depleção de células de linhagem de acordo com as instruções do fabricante.
    2. Depois que o isolamento ressuscitava as células linhagem-negativas em 1 mL de meio de expansão de células hematopoiéticas sem soro.
    3. Semente as células em uma placa de 6 poços em uma densidade de 1,5 x 106 células/ml (5 x 105 linhagem-células negativas/mouse.)
    4. Adicionar TPO murino recombinante e SCF em poços em concentrações finais de 20 ng/mL e 50 ng/mL, respectivamente.
    5. Pré-incubar células a 37 ° c em 5% CO2 para ~ 2 h.
    6. Adicionar Lentivirus em MOI = 100, 4 μg/mL de polibreno, e penicilina/estreptomicina aos poços e incubar a 37 ° c, 5% CO2 para 16-20 h (Figura 1b).
    7. No dia seguinte, colete as células transviadas de Lentivirus em um tubo cônico de 15 mL e centrifugue a 300 g por 10 min.
    8. Aspirar cuidadosamente o sobrenadante e suspender a pelota em 200 μL de RPMI por rato. Mantenha as células em RT até o transplante em camundongos (seção 3).

3. transplante de células transtróficadas em camundongos irradiados letalmente

  1. No dia do transplante de medula óssea, coloque camundongos destinatários em uma gaiola de torta de oito fatias e expô-los a duas doses de irradiação do corpo inteiro (550 RAD/dose, dose total = 1100 RAD), com aproximadamente 4 h entre cada sessão de irradiação.
  2. Após a segunda sessão de irradiação, injetar células de linhagem-negativas transdoadas a cada rato receptor anestesiado através do plexo da veia retroorbital (200 μL no total) utilizando uma seringa de insulina (Figura 1C).
  3. Após a irradiação, os camundongos devem ser alojados em gaiolas esterilizadas e fornecidos com uma dieta macia e água potável suplementada com antibióticos para 14 d.
  4. Em 3-4 semanas após a transplantação da medula, analise o sangue periférico para verific para ver se há o Engraftment de pilhas doadoras transadas (seção 4).

4. avaliando o quimerismo do sangue periférico

  1. Anestesiar camundongos com isoflurano a 5% e obter uma amostra de sangue de uma veia retro-orbital usando tubos capilares, e coletá-lo em K2tubos de EDTA (o volume em um tubo capilar é suficiente para o seguinte ensaio).
  2. Transfira 20 μL de sangue dos tubos K2EDTA para os tubos de ensaio de poliestireno de fundo redondo de 5 mL e Coloque gelo.
  3. Adicionar 1,5 mL de tampão de lise de RBC para lyse glóbulos vermelhos. Incubar por 5 min no gelo.
  4. Para neutralizar o tampão de Lise, lave amostras com tampão FACS (1,5 mL/Sample).
  5. Centrifugar a 609 x g a rmáx durante 5 min a 4 ° c. Descarte o sobrenadante.
  6. Incubar as células com um coquetel de anticorpos monoclonais (diluído em 100 μL de tampão FACS/amostra) em RT por 20 min no escuro. Uma lista completa de anticorpos é fornecida na seção de materiais acima.
  7. Lave as células uma vez com o tampão FACS (2 mL/amostra). Centrifugador em 609 x g em rmáximo (1.800 rpm) para 5 minutos em 4 ° c. Descarte o sobrenadante completamente.
  8. Fixar as células com paraformaldeído contendo tampão de fixação (100 μL/tubo) por 10 min a 4 ° c.
  9. Lave as células uma vez com o tampão FACS (3 mL/amostra). Centrifugador em 609 x g em rmáximo (1.800 rpm) para 5 minutos em 4 ° c. Descarte o sobrenadante completamente.
  10. Suspenda o pellet em 400 μL de tampão FACS.
  11. Mantenha as amostras a 4 ° c até a análise por citometria de fluxo.

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Representative Results

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Usando o protocolo acima descrito, foram obtidas aproximadamente 0,8-1,0 x 108 células de medula óssea por rato. O número de células de linhagem negativa que obtemos é de aproximadamente 3 x 106 células por mouse. Tipicamente, o rendimento de células de linhagem negativa da medula óssea é de 4%-5% do total de células nucleares da medula óssea.

O chimerismo das células transvadas (RFP-positivas) é avaliado por citometria de fluxo do sangue periférico (Figura 2a,B). O sangue é isolado da veia retro-orbital e os marcadores apropriados são usados para determinar a identidade de cada população hematopoietic da pilha (isto é, neutrófilos, monocytes, pilhas de T, etc.) (Figura 3a,B). O ADN de Genomic pode ser isolado das pilhas de sangue RFP-positivas, e as seções do ADN alvejado do local podem ser amplificadas pelo PCR e subclonadas em vetores do clonagem do TA para a análise da seqüência. Esses plasmídos são transados para e . coli e as sequências do local alvo são determinadas pelo sequenciamento de Sanger (Figura 4). Alternativamente, as sequências de sites de destino podem ser determinadas por outros métodos, como sequenciamento de Sanger do genoma agrupado seguido pelo rastreamento de indelos por análise de decomposição (TIDE)10. Para a condição de controle, os ratos são transplantados tipicamente com as pilhas que são transplantadas com um Lentivirus que expressa o RNA do guia da não-segmentação.

Figure 1
Figura 1: ilustração esquemática deste protocolo. (a) isolamento de células da medula óssea de linhagem negativa de camundongos que expressam a Cas9 (seção 2,1). (B) transdução de Lentivirus de células de linhagem negativa (secção 2,2). (C) injeção retro-orbital de células transdeadas em camundongos selvagens irradiados de forma letal (seção 3). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: transdução lentivirais eficiente da linhagem da medula óssea do camundongo-células negativas in vitro. (A) A análise de citometria de fluxo revela transdução bem-sucedida de células de linhagem negativa. A análise foi realizada após 7 dias de cultivo in vitro. (B) em média, 75,7% das células foram transgénadas neste ensaio (n = 3). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3:reconstituição da medula óssea do camundongo irradiado pela linhagem transacionada-células negativas. (A) análise citométrica de fluxo do sangue periférico do camundongo após reconstituição por células-tronco hematopoiéticas que foram (inferiores) ou não foram (Top) transvadas com Lentivirus expressando RFP. Os neutrófilos são definidos como Ly6G+ e Ly6CHi monócitos como Ly6G- e Ly6C+, e células B como CD45R+. (B) nesses ensaios, uma média de 94,8%, 93,5% e 82,7% das células são RFP+ nas populações de neutrófilos, Ly6CHi monócitos e células B, respectivamente (n = 8). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura. 

Figure 4
Figura 4:avaliação da edição gênica em células sanguíneas transgênicas. (A) exemplo de edição gênica mostrando resultados seqüenciais de Locus Dnmt3a mutado em células sanguíneas RPF-positivas. As deleções são mostradas como traços vermelhos e inserções são indicadas com letras vermelhas. (B) Resumo das mutações detectadas. (C) 69% (11/16 clones) mostraram mutações de parada fora do quadro/prematura. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura. 

Plasmídeo Tamanho (BP) Quantidade por poço (μg) Relação
pLKO 5,0 7700 0,9 2
psPAX2 10668 0,6 1
pMD2. G 5822 0,3 1
PEI-Max (estoque: 100 mg/mL) 5 μL/poço

Tabela 1: quantidades de plasmídeo e PEI-Max utilizadas para transfecção.

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Discussion

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A vantagem deste protocolo é a criação de modelos animais que abriam mutações específicas em células hematopoiéticas de forma rápida e altamente rentável em comparação com as abordagens transgênicas convencionais do camundongo. Verificou-se que esta metodologia possibilita a geração de camundongos com manipulações de células hematopoiéticas dentro de 1 mês. Há diversas etapas críticas neste protocolo que exigem uma consideração mais adicional.

Triagem da sequência gRNA

Recomenda-se testar o gRNAs in vitro para avaliar a eficiência de edição antes de realizar experimentos in vivo. A eficiência do gRNAs é testada utilizando um sistema de transcrição e triagem in vitro sem células. O grna transcrito é validado medindo sua eficiência em clivagem o ADN do molde na presença da proteína Cas9 de recombinação, usando a electroforese do gel do agarose. Os kits disponíveis comercialmente estão disponíveis para esta finalidade.

Aqui, as mutações de Indel são caracterizadas pelo clonagem do TA de produtos do PCR amplificados da região editada, transformando pilhas bacterianas com aqueles Plasmids, e pegarando colônias individuais para arranjar em seqüência de Sanger. No entanto, esse método é trabalhoso e demorado. Alternativamente, o sequenciamento de próxima geração (NGS) ou o sequenciamento de DNA agrupada seguido pela análise TIDE podem ser realizados19. O algoritmo TIDE foi criado para analisar os traços de sequência de Sanger gerados a partir de amostras complexas. Demonstrou-se que as estimativas de Indel com TIDE são tipicamente consistentes com as NGS off-alvo20. O software analítico está disponível online em < http://Tide.NKI.nl >.

Geração de partículas do Lentivirus do elevado-Titer

A G-proteína vesicular viral do vírus do estomatite, que é essencial para a infecção da pilha, é altamente pH-sensível. Assim, é importante manter o meio de cultura dentro de uma faixa de pH aceitável, e não deve desenvolver uma aparência amarelada. Os pratos colágeno-revestidos para a geração do vírus são empregados porque acelera o acessório de HEK293T pilhas e permite o desempenho do transfection dentro de algumas horas, um pouco do que esperando durante a noite. No entanto, dependendo do cronograma experimental, a incubação durante a noite também pode ser considerada.

Purificação de partículas de Lentivirus

Para conseguir a transdução eficiente de pilhas de haste hematopoietic, é necessário gerar o Lentivirus do elevado-Titer. A optimização da velocidade da centrifugação é uma característica chave. Enquanto a concentração de Lentivirus é geralmente realizada em 90.000 x g, vários relatos mostraram que a recuperação de vírus aumenta se o material é centrifugado na velocidade mais baixa de 20.000 x g18. A produção da preparação do Lentivirus do elevado-Titer sem ultracentlee também foi sugerida17. Deve-se notar que é importante suspender a pelota da centrifugação do vírus ao evitar a pipetagem vigorosa para minimizar a aeração e manter a integridade do vírus. As partículas do Lentivirus do elevado-Titer são exigidas para a transdução eficiente de pilhas de haste hematopoietic11. As experiências piloto revelaram que um MOI de 100 é ideal com respeito à eficiência da transdução e à viabilidade da pilha. Recomenda-se avaliar estoques de Lentivirus com base na viabilidade celular e eficiência de transdução.

Armazenamento de partículas de Lentivirus

O Titer do Lentivirus é altamente sensível à temperatura, e o Titer pode drasticamente ser reduzido por condições de armazenamento inapropriadas e ciclos repetidos do Freeze-Thaw. Verificou-se que a eficiência de transdução de Lentivirus diminui rapidamente quando armazenada a 4 ° c [t (1/2) = 1,3 dias] ou submetida a vários ciclos de congelamento-degelo [t (1/2) = 1,1 rodadas]. Recomenda-se que as preparações do vírus sejam estalar-congeladas no nitrogênio líquido ou no gelo seco esmagado logo depois que o pellet do vírus é suspendido. Os estoques virais devem ser mantidos a-80 ° c e descongelados no gelo para RT apenas antes da equilibração e uso11.

Várias limitações potenciais devem ser observadas. Em primeiro lugar, a introdução de mutações indel fora do alvo por CRISPR/Cas9 tem sido muito apreciada. Também foi demonstrado que o CRISPR/Cas9 pode induzir mutações fora do alvo in vivo21. Na prática, as mutações do Indel do fora-alvo podem ser evitadas usando as seqüências do gRNA que são combinadas pròxima aos locais do genoma do alvo e têm mais de quatro desencontros aos locais secundários previstos. Tal projeto pode ser feito com existente em ferramentas de silico22. Outras ferramentas computacionais para prever o gRNA com ações minimizadas fora do destino estão disponíveis (< http://Portals.broadinstitute.org/GPP/Public/Analysis-Tools/sgrna-Design > ou < http://www.Benchling.com >). Também pode ser benéfico analisar um modelo animal usando dois ou mais gRNAs diferentes para confirmar o fenótipo e minimizar a possibilidade de que o fenótipo observado seja mediado por um efeito fora do alvo de um gRNA específico.

Além do que as mutações convencionais do Indel criadas por crispr/Cas9, os exclusões maiores que estendem além dos kilobases foram relatados. Isso pode confundir estudos; Entretanto, aqueles exclusões maiores são relatados para ser freqüência muito mais baixa comparado aos indels23. Outro problema potencial é a compensação genética. Relatou-se que o RNA do mutante com um Codon prematuro da terminação (PTC) pode conduzir ao upregulation de genes relacionados com similaridade da seqüência pela ativação complexo-negociada compasso da transcrição24,25. Este evento foi sugerido para ser um mecanismo que possa conduzir às diferenças fenotípicas entre o knock-out e as aproximações do knockdown da ablação do gene. Como a edição do genoma mediado por CRISPR/Cas9 depende fortemente da introdução estocástica de mutações de deslocamento de quadro que levam à geração de PTC, a compensação genética pode modificar o fenótipo. Para evitar a compensação genética, experimentos podem ser considerados em que as seqüências reguladoras de um gene são direcionadas por CRISPR/Cas9 ou pela introdução de modificadores epigenéticos usando Cas9 como uma plataforma de reconhecimento de DNA guiada por RNA.

Finalmente, deve-se reconhecer que o hematopoiese das pilhas enxertado em camundongos lethally-irradiados pode diferir das condições nativas do hematopoiese. Além disso, a irradiação pode ter efeitos sistemáticos no organismo que pode confundir a interpretação dos experimentos que examinam as mutações genéticas das conseqüências em pilhas hematopoietic.

Os pesquisadores aproveitaram as proteínas de Cas9 (dCas9) catalisticamente inativas como uma "plataforma de reconhecimento de DNA guiada por RNA" e usaram proteínas de fusão dCas9 para localizar domínios efetores para sequências específicas de DNA para reprimir (crispri) ou ativar (crispra) transcrição off-Target genes26,27. Embora este protocolo utilize ratos transgênicos de Cas9 catalisticamente ativos para introduzir a clivagem de dsDNA na sequência de DNA genômica, a modificação epigenética para reprisar ou ativar genes específicos é aplicável por meio da fusão de dCas9 com domínios modificadores de cromatina, como dCas9-KRAB ou dCas9-VP64, respectivamente. Alternativamente, dCas9 pode ser usado como um repressor do transcricional como seu próprio, obstruindo a maquinaria transcricional ao acesso ao local27do gene. Mais recentemente, Zhou et al. estabeleceram camundongos transgênicos dCas9-SunTag-p65-HSF1 (SPH) que expressam uma versão modificada de um ativador epigenético fundido com dCas9 e mostrou que este sistema CRISPRa é funcional in vivo28.

Nosso laboratório utiliza predominantemente esta tecnologia para estudar o papel da hematopoiese clonal em processos de doenças cardiovasculares. No tecido proliferating, as mutações somáticas em genes do excitador do cancro podem conferir uma vantagem celular do crescimento e conduzir às expansões clonal aberrantes. No sistema hematopoiético, esse processo é conhecido como "hematpoese clonal", e resulta em situações em que uma fração substancial de leucócitos de um indivíduo é substituída por clones mutantes. Há uma crescente apreciação de que as expansões clonais aberrantes aceleram a doença cardiovascular, como a aterosclerose e a insuficiência cardíaca, e contribuem para a morbidade e mortalidade por todas as causas15,16.

Recentemente, uma conexão causal entre diversas destas mutações somáticas e doença cardiovascular foidocumentada, eos aspectos dos mecanismos subjacentes foram elucidados10,13,14. Entretanto, estas mutações somáticas representam provavelmente a "ponta do iceberg", porque os estudos epidemiológicos mostraram que muitos genes adicionais do candidato são associados com o hematopoiese clonal e, potencial, a mortalidade cardiovascular aumentada da doença. Assim, uma avaliação sistemática, mais elevada da produção de genes clonal do excitador do hematopoiese é exigida. Os estudos atuais da conexão causal do hematopoiese clonal e da doença cardiovascular são baseados na análise dos ratos com o transgênicas condicional sistema-específico hematopoietic (Mx1-CRE, vav-CRE, etc.) ou ratos após a transplantação da medula. Essas estratégias, no entanto, precisam estabelecer novas colônias de camundongo e podem se tornar um fardo financeiro e físico para os pesquisadores. Assim, um método mais barato e mais rápido do que o convencional murino transgenic/knock-out abordagem empregada no passado é justificada. Vetores de Lentivirus para transduce as tecnologias HSPC e CRISPR para projetar mutações, como descrito neste manuscrito, facilitam o estudo da hematopoiese clonal e da doença cardiovascular.

Além de gerar Locus convencional knock-out, este método é aplicável para a produção de proteínas truncadas mutantes. Por exemplo, os investigadores geraram com sucesso um truncamento hematopoietic-Ppm1d, que seja visto freqüentemente nos pacientes com hematopoiesis clonal, introduzindo mutações do Frameshift com um gRNA que segva o exon 6 do gene Ppm1d30.

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Disclosures

Os autores não têm nada a revelar.

Acknowledgments

S. S. foi apoiado por uma associação americana do coração pós-doutorado Fellowship 17POST33670076. K. W. foi apoiado por concessões de NIH R01 HL138014, R01 HL141256, e R01 HL139819.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
RPMI Medium 1640 (1X) Gibco 11875-093 Medium
Sulfamethoxazole and Trimethoprim injection TEVA 0703-9526-01
1/2 cc LO-DOSE INSULIN SYRINGE EXELINT 26028 general supply
293T cells ATCC CRL-3216-- Cell line
APC-anti-mouse Ly6C (Clone AL-21) BD Biosciences 560599 Antibodies
APC-Cy7-anti-mouse CD45R (RA3-6B2) BD Biosciences 552094 Antibodies
BD Luer-Lok disposable syringes, 10 ml BD 309604 general supply
BD Microtainer blood collection tubes, K2EDTA added BD Bioscience 365974 general supply
BD Precisionglide needle, 18 G BD 305195 general supply
BD Precisionglide needle, 22 G  BD 305155 general supply
BV510-anti-mouse CD8a (Clone 53-6.7) Biolegend 100752 Antibodies
BV711-anti-mouse CD3e (Clone 145-2C11) Biolegend 100349 Antibodies
Collagen from calf skin Sigma-Aldrich 9007-34-5 general supply
Corning Costar Ultra-Low Attachment Multiple Well Plate, 6 well  Millipore Sigma CLS3471 general supply
CRISPR/Cas9 knock-in mice The Jackson Laboratory 028555 mouse
DietGel 76A Clear H2O 70-01-5022 general supply
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) - high glucose Sigma Aldrich D6429 Medium
eBioscience 1X RBC Lysis Buffer Thermo fisher Scientific 00-4333-57 Solution
Falcon 100 mm TC-Treated Cell Culture Dish Life Sciences 353003 general supply
Falcon 5 mL round bottom polystyrene test tube Life Sciences 352054 general supply
Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes Fisher Scientific 352098 general supply
Falcon 6 Well Clear Flat Bottom TC-Treated Multiwell Cell Culture Plate  Life Science 353046 general supply
Fisherbrand microhematocrit capillary tubes Thermo Fisher Scientific 22-362566 general supply
Fisherbrand sterile cell strainers, 70 μm Fisher Scientific 22363548 general supply
FITC-anti-mouse CD4 (Clone RM4-5) Invitrogen 11-0042-85 Antibodies
Fixation Buffer BD Bioscience 554655 Solution
Guide-it Compete sgRNA Screening Systems Clontech 632636 Kit
Isothesia (Isoflurane) solution Henry Schein 29404 Solution
Lenti-X qRT-PCR Titration Kit  Takara 631235 Kit
Lineage Cell Depletion Kit, mouse Miltenyi Biotec 130-090-858 Kit
Millex-HV Syringe Filter Unit, 0.45 mm Millipore Sigma SLHV004SL general supply
PBS pH7.4 (1X) Gibco 10010023 Solution
PE-Cy7-anti-mouse CD115 (Clone AFS98) eBioscience 25-1152-82 Antibodies
PEI MAX Polysciences 24765-1 Solution
Penicillin-Streptomycin Mixture Lonza 17-602F Solution
PerCP-Cy5.5-anti-mouse Ly6G (Clone 1A8) BD Biosciences 560602 Antibodies
pLKO5.sgRNA.EFS.tRFP  Addgene 57823 Plasmid
pMG2D Addgene 12259 Plasmid
Polybrene Infection/Transfection Reagent Sigma Aldrich TR-1003-G Solution
Polypropylene Centrifuge Tubes BECKMAN COULTER 326823 general supply
psPAX2  Addgene 12260 Plasmid
RadDisk – Rodent Irradiator Disk Braintree Scientific IRD-P M general supply
Recombinant Murine SCF Peprotech 250-03 Solution
Recombinant Murine TPO  Peprotech  315-14 Solution
StemSpan SFEM STEMCELL Technologies 09600 Solution
TOPO TA cloning kit for sequencing with One Shot TOP10 Chemically Competent E.coli Thermo fisher Scientific K457501 Kit
Zombie Aqua Fixable Viability Kit BioLegend 423102 Solution 

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Edição do genoma mediado por Lentivirus CRISPR/Cas9 para o estudo de células hematopoiéticas em modelos de doenças
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Sano, S., Wang, Y., Evans, M. A., Yura, Y., Sano, M., Ogawa, H., Horitani, K., Doviak, H., Walsh, K. Lentiviral CRISPR/Cas9-Mediated Genome Editing for the Study of Hematopoietic Cells in Disease Models. J. Vis. Exp. (152), e59977, doi:10.3791/59977 (2019).More

Sano, S., Wang, Y., Evans, M. A., Yura, Y., Sano, M., Ogawa, H., Horitani, K., Doviak, H., Walsh, K. Lentiviral CRISPR/Cas9-Mediated Genome Editing for the Study of Hematopoietic Cells in Disease Models. J. Vis. Exp. (152), e59977, doi:10.3791/59977 (2019).

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