Hier stellen wir Protokolle für 1) die Laborvermehrung des bundesweit gefährdeten Miami-Blaufalters (Cyclargus thomasi bethunebakeri) und 2) zur Bewertung grundlegender lebensgeschichtliche Informationen wie unreife Entwicklungszeit und Anzahl der Larvenstadien vor. Beide Methoden können für den Einsatz mit anderen Ex-situ-Konservierungsprogrammen angepasst werden.
Die Verbesserung der Kenntnisse über Ex-situ-Best Practices für gefährdete Schmetterlinge ist wichtig, um erfolgreiche Ergebnisse des Erhaltungs- und Verwertungsprogramms zu erzielen. Die Forschung an solchen in Gefangenschaft gehaltenen Populationen kann auch wertvolle Daten liefern, um wichtige Informationslücken über das Verhalten, die Lebensgeschichte und die Ökologie der Zieltaxa zu schließen. Wir beschreiben ein Protokoll zur Vermehrung des vom Bund bedrohten Cyclargus thomasi bethunebakeri, das als Modell für andere gefährdete Schmetterlingsex-situ-Programme verwendet werden kann, insbesondere für die in der Familie Lycaenidae. Darüber hinaus bieten wir ein einfaches und einfaches Protokoll zur Aufzeichnung verschiedener Lebensverlaufsmetriken, die für die Information von Ex-situ-Methoden nützlich und für Laborstudien anderer Lepidopterageeignet sein können.
Eine wachsende Liste von Studien zeigt weit verbreitete und ernste globale Rückgänge in Schmetterlingpopulationen1,2,3,4,5. Dazu gehört die überwiegende Mehrheit der gefährdeten Arten. Naturschutzprogramme, die solche Rückgänge abmildern sollen, verwenden häufig eine Mischung aus Strategien, einschließlich Bevölkerungsüberwachung, Habitatmanagement und -wiederherstellung, wissenschaftliche Forschung, Vermehrung in Gefangenschaft und Umsiedlung von Organismen6. Allein innerhalb der USA und ihrer Territorien sind insgesamt 30 Schmetterlingstaxa nach dem Endangered Species Act (ESA) als bedroht oder gefährdet aufgeführt, von denen 21 Entwürfe oder endgültige Wiederauffüllungspläne genehmigt haben. Für solche Taxa empfiehlt mehr als die Hälfte der identifizierten Verwertungsstrategien die Vermehrung in Gefangenschaft oder geben an, dass die Vermehrung in Gefangenschaft zu bewerten ist7. Der Einsatz von Ex-situ-Erhaltungsbemühungen für Schmetterlinge hat in den letzten Jahren erheblich zugenommen8,9, und hat das Potenzial, ein kritisches Instrument zur Unterstützung der Verwertungsbemühungen zu sein10. Zahlreiche Institutionen, Organisationen und Agenturen sind derzeit an Ex-situ-Bemühungen für mindestens 11 von der ESA gelistete Schmetterlingstaxa (z. B. Cyclargus thomasi bethunebakeri, Euphydryas editha quino, Euphydryas editha taylori, Heraclides aristodemus, Hesperia dacotae, Lycaeides melissa samuelis, Oarisma poweshiek, Pyrgus ruralis lagunae, und Speryeria zerene hippolyta) und mehrere andere gefährdete Taxa (z.B. Callophrys irus, Euphydryas phaeton, Speyeria idalia, Eumaeus atala)11. Trotz der Vielzahl robuster und erfolgreicher Bemühungen fehlt es nach wie vor an regelmäßiger Kommunikation zwischen Programmen und zwischen Naturschutzpraktikern, die den Austausch von Ideen, Daten, wirksamen Methoden und Ergebnissen beinhalten. Ein solcher Wissensaustausch ist von wesentlicher Bedeutung, da er dazu beiträgt, Doppelarbeit zu minimieren, bewährte Verfahren insgesamt zu verbessern und die Auswirkungen auf die Erhaltung zu verstärken. Nur wenige veröffentlichte Head-Starting-, Captive-Aufzucht-, Zucht- oder Zuchtprotokolle sind für gefährdete Schmetterlingstaxa leicht verfügbar, und solche, denen oft genügend narrative Details und/oder Illustrationen fehlen. Diese bieten oft zusammenfassende Details mit begrenzten Schritt-für-Schritt-Anleitungen und begleitenden Bildern, was die Replikation schwierig macht oder eine Anwendung auf andere Taxa schwierig macht,12,13,14,15zu beurteilen. Viele der verfügbaren Protokolle sind in irgendeiner Weise begrenzt: sie existieren nur in der grauen Literatur oder in unterschiedlichen Detailebenen, in der Erscheinungszeit oder als Bestandteile in Symposiumsverfahren, Agentur-/Funder-Berichten oder internen Handbüchern16,17,18,19,20,21,22,23,24.
Bei den meisten Erhaltungsprogrammen wird die Vermehrung in Gefangenschaft in erster Linie durchgeführt, um die Konservierungstranslokation zu unterstützen, die wieder eingeführt, verstärkt (d. h. Augmentation) und Einführung25,26umfasst. Diese Aktivitäten sollen strategisch als Bestandteil der allgemeinen Wiederherstellungsstrategie durchgeführt werden, um das Aussterben einer denkmalgeschützten Art, Unterart oder Populationen zu verhindern. Es sollte jedoch angemerkt werden, dass dies eine von mehreren anderen potenziellen Rollen ist, die solche Ex-situ-Programme erfüllen können. Dazu gehören auch die Aufrechterhaltung einer Versicherungspopulation (d. h. Widerlegung), die vorübergehende Rettung von Organismen, die Unterstützung von Erholungsforschung und/oder Ausbildung sowie die Förderung der erhaltungsbezogenen Aufklärungs- und Sensibilisierungsbemühungen27,28. Unabhängig davon, ob Ex-situ-Programme ein einzelnes definiertes Ziel oder eine Mischung aus mehreren Zielen haben, sollten Naturschutzpraktiker die Möglichkeiten zur Datenerfassung maximieren, um wichtige Informationslücken nach Möglichkeit zu schließen. Dies ist besonders wichtig, da die überwiegende Mehrheit der gefährdeten Taxa im Allgemeinen schlecht untersucht wurde, bevor die wildlebenden Populationen erheblich zurückgingen. Das daraus resultierende verbesserte Wissen über verschiedene verhaltens-, ökologische oder lebensgeschichtliche Aspekte des Fokaltaxons kann dazu beitragen, einen effektiven Artenschutz und -management voranzubringen29.
Hier beschreiben wir detailliert das Vermehrungsprotokoll, das für den vom Bund gefährdeten Blauen Schmetterling Miami (Cyclargus thomasi bethunebakeri) (Ergänzende Abbildung 1) als Teil eines größeren Erhaltungs- und Erholungsprogramms entwickelt wurde. In diesem Fall dient das Vermehrungsprogramm in Gefangenschaft drei spezifischen, identifizierten Rollen: 1) eine Versicherungspopulation, sollte die bestehende Wildpopulation verloren gehen, 2) eine Forschungspopulation, die darauf ausgelegt ist, identifizierte Wissenslücken in der ökologischen und lebensgeschichtlichen Geschichte zu füllen, die zur Unterstützung der Erholung und/oder Desastole beitragen können, und 3) um lebensfähige Organismen für die Umwandlung in Gebiete innerhalb des historischen Bereichs des Taxons zu produzieren. Das resultierende Protokoll wurde gut geprüft und bewährt, nachdem es seit über einem Jahrzehnt genutzt und verbessert wurde. Daher sind wir der Ansicht, dass die beschriebenen Techniken und Methoden ein praktikables Modell darstellen, das auf andere Ex-situ-Risiko-Schmetterlingsprogramme angewendet oder leicht angepasst werden kann, insbesondere solche, die Lycaenidae oder verwandte Taxa betreffen. Obwohl wir nicht behaupten, dass das beschriebene Protokoll anderen überlegen ist, sind wir der Meinung, dass es Möglichkeiten gibt, einige der Methoden breiter anzuwenden, um Produktivität, Pflege oder Effizienz zu steigern. Dies gilt umso mehr, als ein Großteil unserer Zucht unter Laborbedingungen in Innenräumen mit begrenztem Platz durchgeführt wird, ähnlich den Erhaltungsprogrammen mit Euphydryas editha taylori und Speryeria zerene hippolyta17,23. Zahlreiche andere Protokolle verwenden oft Topfmaterial für die Eileiter oder Larvenzucht, was manchmal zu erhöhten Komplexitäten im Zusammenhang mit Raubtierkontrolle, Umweltkontrolle (d. h. Feuchtigkeit, Temperatur), Viehüberwachung, Datenerfassung, Pflanzenschädlingsprobleme und Raum führen kann, um nur einige21,22zu nennen. Schließlich werden in dem vorgelegten Protokoll die Methoden für die Zucht in Gefangenschaft beschrieben. Viele andere risikobegefährdete Programme zur Erhaltung von Schmetterlingen beinhalten eine Kopf-Start-oder -Aufzucht in Gefangenschaft mit den repräsentativen Protokollen, die diese Unterschiede widerspiegeln. Obwohl dies oft geringfügig ist, sind wir der Meinung, dass dies dazu beiträgt, den vorhandenen Pool an verfügbaren Informationen für andere zu überprüfende Programme zu erweitern. Dies ist von entscheidender Bedeutung, da die meisten Ex-situ-Programme wegweisende Bemühungen darstellen, die Wiederherstellung seltener und oft schlecht untersuchter Taxa zu erleichtern. Verfügbare Protokolle können als hervorragender Ausgangspunkt dienen, um wertvolle Erkenntnisse zu liefern, Doppelarbeit zu reduzieren und Innovationen zu fördern. Aufgrund der “umfangreichen interspezifischen Vielfalt von Schmetterlingsverhalten, lebensgeschichtlichen Merkmalen und ökologischen Anforderungen in Verbindung mit oft deutlichen Unterschieden in Programmeinrichtungen, Budgets, Praktiker-Expertise” und anderen inhärenten Unterschieden ist die Abhängigkeit von einer einzigen Methodik, selbst für eng verwandte Taxa, oft begrenzt und ungerechtfertigt30. Flexibilität bei der Verfeinerung oder Entwicklung neuer Protokolle, die auf die Bedürfnisse bestimmter Taxa oder Programme zugeschnitten sind, ist für den Erfolg von entscheidender Bedeutung und sollte daher hervorgehoben werden. Darüber hinaus beschreiben wir Labortechniken zur Erfassung von Metriken zur Entwicklung von Organismen unter Captive-Bedingungen, einschließlich der Anzahl der Larveninsterne, der Dauer einzelner Entwicklungsstadien, der Gesamtentwicklungszeit sowie der Larven- und Pupallänge. Diese Techniken haben eine breite Anwendbarkeit für lebensgeschichtliche Studien von Lepidoptera, die verwendet werden können, um Ex-situ-Protokolle zu verfeinern oder Felddaten zu informieren.
Hier veranschaulichen wir die Wirksamkeit dieses bewährten Ex-situ-Erhaltungszuchtprotokolls für die Massenproduktion von gefährdeten Schmetterlingen und wie es für die wissenschaftliche Forschung angepasst werden kann, um wichtige Verhaltens-, Lebens- oder ökologische Datenlücken zu beheben. Ein verbessertes Verständnis der mittleren Gesamtentwicklungszeit (Ei bis Erwachsene), die mittlere Dauer in jeder Lebensphase und die optimale Temperatur für die Paarung wurden beispielsweise verwendet, um das Protokoll zu verfeinern und den Gesamterfolg des Programms zu verbessern. Die überwiegende Mehrheit der bestehenden Protokolle beschreibt nur methoden der Haltung von Organismen und behandelt nicht die Datenerhebung, die wissenschaftliche Forschung oder die Verwendung solcher Ergebnisse, um Ex-situ-Methoden zu informieren und potenziell anzupassen.
Dieses Protokoll erfordert die tägliche Haltung des Organismus. Die Gesundheit und Produktivität des Organismus wird durch saubere Aufzuchtbedingungen, mangelnde Überbelegung des Organismus und die Verfügbarkeit von hochwertigem Larvenwirtpflanzenmaterial maximiert. Zum größten Teil verwenden wir Einweg-Aufzuchtzubehör und -behälter (z. B. Papier- und Plastikbecher) und ersetzen diese in der Regel regelmäßig, oft täglich, und verwenden das Material nie wieder. Dies ist sowohl kostengünstig als auch minimiert den Bedarf an arbeitsintensiverer Materialhygiene. Häufig verwendete Werkzeuge wie entomologische Zangen, Aquarellpinsel und kleine Pop-up-Flugkäfige sowie alle Aufzuchtflächen wie Tischplatten und Labortischplatten werden regelmäßig mit einer Bleichlösung von 5 % desinfiziert. Der genaue Zeitplan der Abwasserentsorgung hängt stark von der Häufigkeit der Nutzung, der Phänomenologie des Organismus und anderen Variablen ab und sollte auf die spezifischen Bedürfnisse jedes Ex-situ-Programms zugeschnitten werden. Darüber hinaus stellen wir fest, dass weißes Metzgerpapier nützlich ist, um alle Aufzuchtflächen abzudecken. Es bietet ein kostengünstiges, leicht einsetzbares sauberes Substrat, und die weiße Hintergrundfarbe erleichtert die Sichtung von streunenden Organismen. Für die tägliche Haltung sollten alle Labormitarbeiter immer Einweg-Labor-Untersuchungshandschuhe tragen, um Die Kontamination zu minimieren und das Personal vor möglichen Hautreizungen durch die Handhabung von Pflanzen oder Organismen zu schützen. Dies ist besonders wichtig, wenn Laborpersonal Haustiere hat, die topische Flohbehandlungen benötigen. Schon eine geringe Menge an Wirkstoffrückständen kann für in Gefangenschaft gehaltene Tiere gefährlich sein.
Darüber hinaus sollte darauf geachtet werden, die Überbelegung des Organismus zu minimieren. Eine Überbelegung von Larven kann schnell zu einer verminderten Gesundheit des Organismus und sogar zu Kannibalismus in bestimmten Taxa, insbesondere Lycaenidae, führen. Regelmäßiglarven zu trennen, um die Anzahl in Aufzuchtbehältern zu reduzieren und/oder sogar einzelne Larven zu isolieren, wie im lebensgeschichtlichen Teil des Protokolls beschrieben, kann notwendig sein. Die idealen Zahlen pro Container können je nach Taxon und verschiedenen Ex-situ-Programmeinschränkungen wie verfügbarem Budget, Laboreinrichtungen und Gesamtanzahl des Haltungspersonals erheblich variieren. Ebenso empfehlen wir, ausreichend Platz zwischen den Bechern zu lassen, die Larven beherbergen, um das Potenzial der Bewegung des Organismus zwischen Behältern zu minimieren. Schließlich wird für größere Bestände in Gefangenschaft dringend empfohlen, den Bestand zwischen einer oder mehreren Laboreinrichtungen zu trennen. Diese Schutzstrategie kann dazu beitragen, den katastrophalen Verlust der gesamten Bevölkerung aufgrund von Krankheiten oder anderen unvorhergesehenen Auswirkungen zu minimieren.
Die Qualität und Verfügbarkeit von Larval-Wirtsanlagen treibt die Tierproduktion an und beeinflusst sowohl die Larvenentwicklung als auch die allgemeine Gesundheit der Bevölkerung stark. Dennoch werden nur wenige veröffentlichte Berichte oder Studien diese Backstage-Anforderung hervorheben oder die besten Kindergartenpraktiken diskutieren. Die erfolgreiche Ex-situ-Programmplanung muss angemessene Anlagenmengen, Produktion und Wartung berücksichtigen. Da viele Larven auch bestimmte Pflanzenteile benötigen oder bevorzugen (z. B. terminales neues Wachstum, Blütenknospen und Blütenstände, Früchte usw.), ist eine effektive Inszenierung erforderlich, um eine angemessene Pflanzenphäuologie zu gewährleisten.
Weitere Überlegungen umfassen ein angemessenes demografisches und genetisches Management und die Minimierung möglicher negativer Auswirkungen von Gefangenschaft. Wir empfehlen die Entwicklung eines genetischen Managementplans. Dies kann Strategien umfassen, die die Infusion von neuem genetischem Material regelmäßig einschließen, die Vielfalt maximieren und eine enge Inzucht verhindern, regelmäßig Die Fitnessvariablen wichtiger Organismen bewerten und die Genetik auf einer gewissen Ebene überwachen, um einen Vergleich mit erhaltenen Populationen zu ermöglichen und die Gesundheit von Beständen in Gefangenschaft zu überprüfen. Regelmäßiger Vergleich der Merkmale von Gefangenen mit Individuen aus der Gründungsbevölkerung ist ebenfalls gerechtfertigt34,35.
Diese Protokolle stellen bewährte Best Practices dar. Sie sollten für eine Vielzahl von Forschern und Naturschutzpraktikern von Vorteil sein, die unsere Methoden direkt anwenden oder an ihre eigenen Studien und Ex-situ-gefährdeten Schmetterlings- oder Insektenschutz- und -wiederherstellungsprogramme anpassen können. Das spezifische beschriebene Zuchtprotokoll in Gefangenschaft ist wahrscheinlich am besten auf Programme anwendbar, die sich auf andere Lycaenidae, verwandte Taxa oder kleinere Taxa konzentrieren. Nichtsdestotrotz könnten zahlreiche Komponenten wie die Sicherung einer erfolgreichen Balz und Kopulation, die Pflege von Erwachsenen mit künstlichem Nektar, die Maximierung der Eileiter und die allgemeine Larvenpflege wohl breiter angelegt oder an ein breiteres Spektrum angepasst werden. von taxa. Wie bereits erwähnt, sollte zwar die Flexibilität des Protokolls hervorgehoben werden, doch kann der Zugang zu anderen etablierten Methoden dazu beitragen, wertvolle Erkenntnisse und einen gangbaren Ausgangspunkt für Anpassung und Innovation zu bieten. Die methoden zur Bewertung verschiedener lebensgeschichtliche Merkmale wie Larvenentwicklungszeit und die Anzahl der Larvenstadien haben wohl eine breite Anwendbarkeit auf andere Erhaltungszuchtprogramme und gefährdete Taxa. Wir ermutigen andere, bei der Begehbung wichtiger ökologischer Datenlücken zu helfen, wenn möglich, und geprüfte Protokolle und Programmergebnisse zu veröffentlichen.
The authors have nothing to disclose.
Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der U.S. Fish and Wildlife Service es Conservation Recovery Initiative (F17AP00467) und des Disney Conservation Fund unterstützt. Weitere Unterstützung erhielten das Florida Museum of Natural History und das Department of Entomology and Nematology der University of Florida.
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