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JoVE Journal Bioengineering
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Bioengineering

Bioinspirierter Softroboter mit integrierten Mikroelektroden

Published: February 28, 2020 doi: 10.3791/60717
Automatic Translation
1,2, 1,3, 1,4, 1
1Division of Engineering in Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2School of Medicine, Jiangsu University, 3Tech4Health and Neuroscience Institutes, NYU Langone Health, 4Department of Electronics and Telecommunication, Politecnico di Torino

Summary

Ein bioinspiriertes Gerüst wird durch eine weiche Photolithographie-Technik mit mechanisch robusten und elektrisch leitfähigen Hydrogelen hergestellt. Die mikrogemusterten Hydrogele bieten eine richtungsweisende Kardiomyozytenzellausrichtung, was zu einer maßgeschneiderten Betätigungsrichtung führt. Flexible Mikroelektroden sind auch in das Gerüst integriert, um elektrische Steuerbarkeit für ein selbstwirkendes Herzgewebe zu gewährleisten.

Abstract

Bioinspirierte weiche Robotersysteme, die lebende Organismen mit technischem Muskelgewebe und Biomaterialien imitieren, revolutionieren das aktuelle Biorobotik-Paradigma, insbesondere in der biomedizinischen Forschung. Die Wiederherstellung künstlicher lebensähnlicher Betätigungsdynamik ist entscheidend für ein Soft-Roboter-System. Die präzise Steuerung und Abstimmung des Betätigungsverhaltens stellt jedoch nach wie vor eine der größten Herausforderungen moderner Softrobotersysteme dar. Diese Methode beschreibt ein kostengünstiges, hochskalierbares und einfach zu bedienendes Verfahren zur Herstellung eines elektrisch steuerbaren weichen Roboters mit lebensähnlichen Bewegungen, der durch die Kontraktion von Herzmuskelgewebe auf einem mikromusterten Stachel aktiviert und gesteuert wird. strahlartiges Hydrogelgerüst. Der Einsatz weicher Photolithographie-Methoden ermöglicht die erfolgreiche Integration mehrerer Komponenten in das WeicheRobotersystem, einschließlich mikrogemusterter hydrogelbasierter Gerüste mit Kohlenstoff-Nanoröhren (CNTs) eingebettetem Gelatinemethacryloyl (CNT-GelMA), Poly(Ethylenglykol) Diakrylat (PEGDA), flexible Gold (Au) Mikroelektroden und Herzmuskelgewebe. Insbesondere die Hydrogelausrichtung und das Mikromuster sind so konzipiert, dass sie die Muskel- und Knorpelstruktur des Stachelrochens imitieren. Das elektrisch leitfähige CNT-GelMA Hydrogel fungiert als Zellgerüst, das das Reifungs- und Kontraktionsverhalten von Kardiomyozyten verbessert, während das mechanisch robuste PEGDA Hydrogel den gesamten weichen Roboter strukturell knorpelartig unterstützt. Um die harte und spröde Natur von metallbasierten Mikroelektroden zu überwinden, haben wir ein Serpentinmuster entwickelt, das eine hohe Flexibilität hat und die Schlagdynamik von Kardiomyozyten nicht behindern kann. Die integrierten flexiblen Au-Mikroelektroden bieten elektrische Stimulation über den weichen Roboter, was es einfacher macht, das Kontraktionsverhalten von Herzgewebe zu kontrollieren.

Introduction

Moderne, hochmoderne Softroboter können die hierarchischen Strukturen und Die Muskeldynamik vieler lebender Organismen nachahmen, wie die Quallen1,2, Stachelrochen2, Oktopus3, Bakterien4und Sperma5. Die Nachahmung der Dynamik und Architektur natürlicher Systeme bietet höhere Leistungen sowohl in Bezug auf energetische als auch strukturelle Effizienz6. Dies hängt intrinsisch mit der weichen Natur des natürlichen Gewebes zusammen (z. B. Haut- oder Muskelgewebe mit einem Young-Modul zwischen 104x 109 Pa), was höhere Freiheitsgrade und überlegene Verformung und Anpassungsfähigkeit im Vergleich zu Standard-Aktoren (z.B. ein Young-Modul in der Regel zwischen 109x10 12 Pa)6ermöglicht. Vor allem herzmuskelbasierte Soft-Aktoren zeigen durch ihre Selbstbetätigung sowie ihr Potenzial für Autoreparatur und Regeneration im Vergleich zu einem mechanisch basierten Robotersystem7eine überragende Energieeffizienz. Die Herstellung weicher Roboter ist jedoch eine Herausforderung, da verschiedene Komponenten mit unterschiedlichen physikalischen, biologischen und mechanischen Eigenschaften in ein System integriert werden müssen. So müssen beispielsweise technische synthetische Systeme in lebende biologische Systeme integriert werden, die ihnen nicht nur strukturelle Unterstützung bieten, sondern auch ihr Betätigungsverhalten beeinflussen und modulieren. Darüber hinaus erfordern viele Mikrofabrikationsmethoden harte/zytotoxische Prozesse und Chemikalien, die die Lebensfähigkeit und Funktion lebender Komponenten verringern. Daher sind neue Ansätze notwendig, um die Funktionalität der Softroboter zu verbessern und ihr Verhalten zu steuern und zu modulieren.

Um lebende Bauteile mit guter Lebensfähigkeit erfolgreich zu integrieren, ist ein Hydrogel-basiertes Gerüst ein hervorragendes Material, um den Körper eines weichen Roboters zu schaffen. Die physikalischen und mechanischen Eigenschaften eines Hydrogels können leicht auf Mikroumgebungen für lebende Komponenten wie Muskelgewebe8,9abgestimmt werden. Auch kann es leicht verschiedene Mikrofabrikationstechniken übernehmen, was zur Schaffung hierarchischer Strukturen mit hoher Genauigkeit1,2,10führt. Flexible elektronische Geräte können in den weichen Roboter integriert werden, um sein Verhalten mit elektrischer Stimulation zu steuern. Zum Beispiel wurden optogenetische Techniken zur Entwicklung elektrogener Zellen (z. B. Kardiomyozyten), die eine lichtabhängige elektrophysiologische Aktivierung zeigen, verwendet, um einen Polydimethylsiloxan (PDMS)-basierten weichen Roboterstichrochen zu entwickeln, der von Licht geleitet wird, der in der Lage war, die undulatorische Bewegung der Fische in vitro2nachzubilden. Obwohl optogenetische Techniken eine ausgezeichnete Kontrollierbarkeit gezeigt haben, verwendet die vorgestellte Arbeit elektrische Stimulation, eine konventionelle und traditionelle Simulationsmethode. Denn die elektrische Stimulation über flexible Mikroelektroden ist im Vergleich zu optogenetischen Techniken, die umfangreicheEntwicklungsprozesseerfordern, einfach und einfach. Der Einsatz flexibler elektronischer Geräte ermöglicht eine langfristige Stimulation und Standard-/einfache Fertigungsprozesse sowie abstimmbare Biokompatibilität und physikalische und mechanische Eigenschaften12,13.

Hier präsentieren wir eine innovative Methode zur Herstellung eines bioinspirierten Weichenroboters, der durch das Schlagen von technischem Herzmuskelgewebe betätigt und durch elektrische Stimulation durch eingebettete flexible Au-Mikroelektroden gesteuert wird. Der weiche Roboter wurde entwickelt, um die Muskel- und Knorpelstruktur des Stachelrochens nachzuahmen. Der Stachelrochen ist ein Organismus mit einer relativ leicht zu imitierenden Struktur und Bewegung im Vergleich zu anderen Schwimmarten. Die Muskeln werden in vitro durch Aussaat von Kardiomyozyten auf einem elektrisch leitfähigen Hydrogel-Mikromuster nachgebildet. Wie bereits berichtet, verbessert die Integration elektrisch leitfähiger Nanopartikel wie CNT im GelMA Hydrogel nicht nur die elektrische Kopplung des Herzgewebes, sondern induziert auch eine hervorragende In-vitro-Gewebearchitektur und -anordnung8,9. Die Knorpelverbindungen werden dann mit einem mechanisch robusten PEGDA Hydrogelmuster nachgeahmt, das als mechanisch robustes Substrat des gesamten Systems fungiert. Flexible Au-Mikroelektroden mit Serpentinmuster sind in das PEGDA-Muster eingebettet, um das Herzgewebe lokal und elektrisch zu stimulieren.

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Protocol

Diese Studie wurde in strikter Übereinstimmung mit den Empfehlungen des Leitfadens für die Pflege und Verwendung von Labortieren der National Institutes of Health durchgeführt. Das Protokoll wurde vom institutionellen Tierpflege- und Nutzungsausschuss (IACUC) des Brigham and Women es Hospital genehmigt.

1. GelMA-Synthese

  1. 10 g Gelatine in 100 ml Phosphat-gepufferter Saline (DPBS) von Dulbecco mit einem Magnetischen Rührer bei 50 °C auflösen.
  2. Fügen Sie 8 ml Methacrylanhydrid langsam hinzu, während Sie die Gelatine-Prepolymerlösung bei 50 °C für 2 h rühren. Verdünnen Sie die reaktionsgefällige Gelatinelösung mit vorgewärmtem DPBS bei 50 °C.
  3. Übertragen Sie die verdünnte Lösung in Dialysemembranen (Molekulargewicht Cutoff = 12–14 kDa) und legen Sie sie in deionisiertes (DI) Wasser. Dialyse bei 40 °C für ca. 1 Woche durchführen.
  4. Filtern Sie die dialysierte GelMA-Prepolymerlösung mit einem sterilen Filter (Porengröße = 0,22 m) und übertragen Sie 25 oder 30 ml der Lösung in 50 ml-Rohre und lagern Sie sie bei -80 °C für 2 Tage.
  5. Die gefrorene GelMA-Prepolymerlösung mit einem Gefriertrockner 5 Tage lang gefriertrocknen.

2. Herstellung von Poly(Ethylenglykol) Diakrylat (PEGDA) Prepolymerlösung

  1. 200 mg (20 % der Gesamtlösung) von PEGDA (MW = 1.000) mit 5 mg (0,5% der Gesamtlösung) von 2-Hydroxy-4-(2-Hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenon (Photo-Initiator, PI) in 1 ml DPBS auflösen.
  2. Inkubieren Sie die Prepolymerlösung bei 80 °C für 5 min.

3. Herstellung der GelMA-beschichteten CNT-Dispersionslösung

  1. 80 mg GelMA (als Biotsid verwendet) in 4 ml DPBS auflösen und dann 20 mg COOH-funktionalisierte mehrwandige Kohlenstoff-Nanoröhren (MWCNTs) in die GelMA-Prepolymerlösung geben.
  2. Sonicate die MWCNT-beladene GelMA Prepolymer-Lösung für 1 h (0,66Hz, 100 Watt).
    HINWEIS: Während des Beschallungsprozesses muss die Lösung bei 15 °C in ein Wasserbad getaucht werden, um eine Verdunstung von Lösungsmittel aufgrund des Temperaturanstiegs zu verhindern.

4. Herstellung von 1 mg/ml CNT mit 5% GelMA-Prepolymerlösung

  1. 50 mg GelMA und 5 mg (0,5% der Gesamtlösung) PI in 0,8 ml DPBS bei 80 °C für 10 min auflösen.
  2. Fügen Sie 0,2 ml der vorbereiteten CNT-Lagerlösung hinzu (Schritt 3). Vortex und inkubieren Sie die Lösung bei 80 °C für 10 min.

5. Herstellung eines 3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylat (TMSPMA) beschichteten Glasschlittens

  1. Waschen Sie die Glasgweise (Dicke = 1 mm, Größe = 5,08 cm x 7,62 cm) mit reinem Ethanol.
  2. Die gereinigten Dias vertikal in einem 250 ml Becher stapeln und 3 ml TMSPMA mit einer Spritze darüber verteilen. Bedecken Sie den Becher mit Aluminiumfolie, um eine Verdunstung von TMSPMA zu verhindern.
  3. Inkubieren Sie die Dias in einem 80 °C-Ofen für 1 Tag.
  4. Waschen Sie die beschichteten Glasrutschen, indem Sie sie in reines Ethanol tauchen, dann trocknen.
  5. Bewahren Sie die beschichteten Glasgletten in Aluminiumfolie bei Raumtemperatur (RT) auf.
    HINWEIS: Versuchen Sie, das Berühren der Oberflächen der TMSPMA-beschichteten Glasschlitten zu minimieren.

6. Herstellung der flexiblen Au-Mikroelektroden

  1. Entwerfen einer Schattenmaske mit computergestütztem Design (Ergänzende Datei 3).
  2. Fertigen und kaufen Sie eine Schattenmaske.
  3. Glasschlitten (Dicke = 1 mm, Größe = 3 cm x 4 cm) mit Aceton waschen und mit einer Druckluftpistole trocknen.
  4. Befestigen Sie die Schattenmaske mit doppelseitigem Klebeband an den Glassubstraten, legen Sie sie dann in einen E-Strahlverdampfer und warten Sie, bis der Kammerdruck mindestens 10-6 Torr erreicht.
    HINWEIS: Die beiden Klebebandstücke wurden manuell auf der Stütze in einem Abstand kurz genug, um das Glas zu beherbergen und groß genug, um das gesamte Muster passen platziert. Dieser Schritt dauert etwa 45-60 min.
  5. Legen Sie eine 200 nm dicke Au-Schicht per E-Strahlverdampfer ab (z.B. mit Denton EE-4, Vakuum = 10-6 Torr, Leistung = 2,6%, Rate = 2 x /s) und schneiden Sie die hergestellten Mikroelektroden mit einer Schneidsägemaschine (Elektrodengröße = 7,38 mm x 8,9 mm x 200 nm).

7. Herstellung eines Au Mikroelektroden-integrierten mehrschichtigen Hydrogelgerüsts

HINWEIS: Das Ergebnis dieses Verfahrens ist eine Membran, bei der sich ein mikromustertes PEGDA-Hydrogel in der unteren Schicht befindet, ein mikrogemustertes CNT-GelMA-Hydrogel auf der Oberseite ist und die Au-Mikroelektroden zwischen den beiden Schichten liegen. Diese Konfiguration sorgt für eine bessere Flexibilität der Elektrode und begrenzt das Verletzungsrisiko.

  1. Entwerfen und fertigen Sie zwei Fotomasken, um die mikrogemusterte PEGDA(1. Fotomaske) und die CNT-GelMA Hydrogel(2. Fotomaske) zu erstellen. Siehe Ergänzende Datei 2–3. Das Design kann mit CAD-Software durchgeführt werden.
    HINWEIS: Siehe Abbildung 2B, E.
  2. Legen Sie 50 m Abstandshalter, die durch Stapeln einer Schicht kommerziellen unsichtbaren Klebebandes (Dicke: 50 m) auf ein TMSPMA-beschichtetes Glas hergestellt werden. Gießen Sie 15 l 20% PEGDA Prepolymer-Lösung auf das TMSPMA beschichtete Glas, dann mit Goldmikroelektrode abdecken. Legen Sie die erste Fotomaske für die Glasrutsche (mikromustered PEGDA) auf die Goldmikroelektrode und setzen Sie das gesamte Konstrukt UV-Licht (200 W Quecksilberdampf-Kurzlichtlichtlampe mit 320–390 nm Filter) bei 800 mW Intensität und 8 cm Abstand für 110 s aus.
    HINWEIS: Siehe Abbildung 1A.
  3. Fügen Sie DPBS hinzu, um den Glasschlitten zu umgeben, und lösen Sie das mikrogemusterte PEGDA-Hydrogel zusammen mit den Au-Mikroelektroden vorsichtig nach 5–10 min vom unbeschichteten Glassubstrat, um den Glasschlitten zu erhalten, der das mikrogemusterte PEGDA-Hydrogel mit dem Au Mikroelektroden.
    HINWEIS: Siehe Abbildung 1B. Durch die TMSPMA-Beschichtung wird das Konstrukt vom unbeschichteten Glassubstrat auf das TMSPMA-beschichtete übertragen. Trennen Sie vorsichtig, da die Au-Mikroelektroden in diesem Schritt leicht brechen können (Abbildung 3).
  4. Platzieren Sie 100 m Abstandshalter, die durch Stapeln von zwei Schichten kommerziellem transparentem Klebeband (Dicke = 50 m) auf dem Boden einer Petrischale hergestellt werden. Legen Sie einen Tropfen von 20 L CNT-GelMA Prepolymer-Lösung zwischen den Abstandshaltern und dann drehen Sie die Glasrutsche in 7.3 erhalten und fixieren Sie es auf der Schale mit Klebeband.
  5. Drehen Sie das Gerät auf den Kopf und platzieren Sie die2. Fotomaske auf der Glasrutsche. Unter UV-Licht bei 800 mW Intensität und 8 cm Abstand für 200 s aussetzen.
    HINWEIS: Siehe Abbildung 1C. Die Ausrichtung der 2. Maske ist wichtig.
  6. Waschen Sie das erhaltene Gerüst mit DPBS und mit Zellkulturmedium, das 10% fetales Rinderserum (FBS) umfasst.
  7. Lassen Sie sie über Nacht im 37 °C-Inkubator, bevor Sie die Zellen säen.

8. Neonatale Rattenkardiomyozyten Isolation und Kultur

  1. Isolieren Sie Herzen von 2 Tage alten Sprague-Dawley-Ratten nach Protokollen, die vom Ausschuss für Tierpflege des Instituts genehmigt wurden8.
  2. Legen Sie die Herzteile über Nacht (ca. 16 h) in 0,05% Trypsin ohne EDTA in HBSS in einem Kühlraum.
  3. Sammeln Sie die Herzteile mit einer Pipettenpistole und minimieren Sie die Menge an Trypsin, dann legen Sie sie in einem 50 ml Rohr mit 10 ml warmen Herzmedien (10% FBS, 1% P/S, 1% L-Glutamin).
  4. In einem 37 °C-Wasserbad für 7 min. langsam (ca. 60 U/min) wirbeln. Entfernen Sie das Medium vorsichtig aus dem Rohr mit einer 10 ml Pipette und lassen Sie die Herzteile im Rohr.
  5. 7 ml 0,1% Kollagenase Typ 2 in HBSS hinzufügen und in einem 37 °C Wasserbad 10 min wirbeln.
  6. Mischen Sie mit einer 10 ml Pipette 10x sanft, um die Herzteile zu stören. Entfernen Sie das Medium mit einer 1 ml Pipette aus dem Rohr.
  7. Fügen Sie 10 ml 0,1% Kollagenase Typ 2 in HBSS hinzu und wirbeln Sie schnell (ca. 120–180 Rpm) in einem 37 °C Wasserbad für 10 min, und überprüfen Sie dann, ob sich die Herzstücke auflösen.
  8. Mit einer 10 ml Pipette mischen, dann mit einer 1 ml Pipette wiederholen, um die letzten Herzstücke zu brechen.
  9. Sobald die Lösung homogen aussieht, legen Sie ein 70 m Zellsieb auf ein neues 50 ml-Rohr und pipette die Lösung 1 ml auf einmal auf Sieb.
  10. Zentrifugieren Sie die Herzzelllösung bei 180 x g für 5 min bei 37 °C.
    HINWEIS: Wenn es noch einige Herzteile oder Schleim gibt, die sich nicht aufgelöst haben, wiederholen Sie die Schritte 8.7–8.9 erneut.
  11. Entfernen Sie vorsichtig alle Flüssigkeit über dem Zellpellet und resuspended die Zellen in 2 ml Herzmedien.
  12. Fügen Sie 2 ml Herzmedien aus der Rohrwand vorsichtig hinzu, um die Zellen wieder zu suspendieren und zu vermeiden, dass sie gebrochen werden.
  13. Fügen Sie die suspendierten Zellen in einen T175-Kolben mit warmen Herzmedien Tropfen für Tropfen. Legen Sie den Kolben für 1 h in einen 37 °C-Inkubator, damit sich Herz-Fibroblasten am Boden befestigen können.
    HINWEIS: Bei diesem Präplating-Schritt werden die Herz-Fibroblasten an den Kolben anhaften, während die Kardiomyozyten im Suspensionsmedium verbleiben.
  14. Sammeln Sie die Medien aus dem Kolben, der die Kardiomyozyten enthält, und legen Sie es in ein 50 ml Rohr.
  15. Zählen Sie die Zellen, dann Zentrifuge bei 260 x g für 5 min bei 37 °C.
  16. Resuspendieren und säen Sie die Zellen auf dem hergestellten weichen Roboter in Schritt 7. Gießen Sie ein bestimmtes Volumen von Herzmedien mit den Kardiomyozyten in einer Konzentration von 1,95 x 106 Zellen/ml Tropfen für Tropfen auf die gesamte Oberfläche des Geräts.
  17. Inkubieren Sie die Proben bei 37 °C und verändern Sie die Medien mit 5 ml Zellkulturmedien mit 2% FBS und 1% L-Glutamin am ersten und zweiten Tag nach der Aussaat. Ändern Sie die Medien jedes Mal, wenn sich die Farbe der Medien ändert.

9. Zellfärbung zur Ausrichtungsanalyse

  1. Entfernen Sie das Medium und waschen Sie mit DPBS für 5 min bei RT.
  2. Fixieren Sie die Zellen mit 4% Paraformaldehyd (PFA) für 20 min bei RT. Dann mit DPBS für 5 min bei RT waschen.
  3. Inkubieren Sie die Zellen mit 0,1% Triton in DPBS bei RT für 1 h. Waschen Sie 3x mit PBS für 5 min bei RT.
  4. Inkubieren Sie die Zellen mit 10% Ziegenserum in DPBS bei RT für 1 h.
  5. Inkubieren Sie die Zellen mit einem primären Antikörper (sarkomeric-Actinin und Connexin-43) in 10% Ziegenserum in DPBS bei 4 °C für 14–16 h.
  6. Waschen Sie 3x mit DPBS für 5 min bei RT. Inkubieren Sie die Zellen mit dem sekundären Antikörper in 10% Ziegenserum in DPBS bei RT für 1 h.
  7. Waschen Sie 3x mit DPBS für 5 min bei RT, dann Gegenfleckzellen mit 4',6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI) in DI-Wasser (1:1.000) für 10 min bei RT. 3x mit DPBS für 5 min bei RT waschen.
  8. Nehmen Sie Fluoreszenzbilder mit einem invertierten Laserscanning-Konfokalmikroskop auf.

10. Aktuatorprüfung und Verhaltensbewertung

  1. Spontanes Schlagen der Kardiomyozyten auf dem weichen Roboter
    1. Bioinspirierte Aktuatoren bei 37 °C für 5 Tage inkubieren und die Medien am ersten und zweiten Tag und bei Bedarf (d. h. wenn das Medium gelb wird) auffrischen. Verwenden Sie ein invertiertes optisches Mikroskop, um täglich Bilder (5x und/oder 10x) aufzunehmen. Zeichnen Sie Zellbewegungen mit Videoaufnahmesoftware im Live-Fenster des Mikroskops für 30 s bei 20 Bildern pro Sekunde (5x und/oder 10x) auf, wenn die kontraktile Aktivität beginnt (in der Regel um Tag 3).
    2. Lösen Sie an Tag 5 die Membranen, indem Sie sie mit einem Deckelschlitten sanft von der Kante heben.
      HINWEIS: Wenn die Zellen ein starkes Schlagverhalten zeigen, lösen sich die Membranen aufgrund der mechanischen Wirkung der Kontraktionen von selbst ab.
  2. Massenelektrische Signalstimulation
    1. Mit einem 3 cm großen PDMS als Halter befestigen Sie zwei Carbonstabelektroden mit Platin (Pt) Draht in einer 6 cm Petrischale, die mit Herzmedien gefüllt ist. Dann den weichen Roboter vorsichtig in die Petrischale geben.
    2. Wenden Sie eine quadratische Wellenform mit 50 ms Pulsbreite, DC-Offsetwert 0 V und Spitzenspannungsamplitude zwischen 0,5 und 6 V an. Die Frequenz schwankt zwischen 0,5, 1,0 und 2,0 Hz mit einem Betriebszyklus zwischen 2,5 %, 5 % bzw. 10 %. Zeichnen Sie Makroskalenkontraktionen mit einer handelsüblichen Kamera auf.
  3. Elektrische Stimulation mit den Au-Mikroelektroden
    1. Nach der Herstellung von Au Mikroelektroden-integrierte mehrschichtige HydrogelGerüst, befestigen Zwei Kupferdrähte an den Au Elektroden durch einen externen quadratischen Port mit Silberpaste.
    2. Bedecken Sie die Silberpaste mit einer dünnen Schicht PDMS, die bei 80 °C für 5 min vorgepreist ist. Dann legen Sie die Proben auf eine Kochplatte bei 45 °C für 5 h, um das PDMS vollständig zu vernetzen.
    3. Nach der Aussaat von Kardiomyozyten einen quadratischen wellenelektrischen Stimulus auf die Kupferdrähte mit dc Offsetwert 1 V, Spitzenspannungsamplitude zwischen 1,5 und 5 V und Frequenzen von 0,5, 1,0 und 2,0 Hz anwenden.

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Representative Results

Fließdiagramm der Schritte zur Entwicklung des in die Au-Mikroelektroden integrierten bioinspirierten Weichroboters
Das Ziel des Softroboter-Designs war es, eine Membran zu bauen, die in der Lage ist, eine Schwimmbewegung mit minimaler Komplexität zu betätigen. Die Struktur muss in der Lage sein, starke Flexionen im Laufe der Zeit (ca. 1 Hz) zu erhalten und in der Lage zu sein, ihre Form zu halten, während sie einen starken Schlag erreicht. Durch selektive Photovernetzung des Polymers mit Photomasken haben wir ein hierarchisch strukturiertes Gerüst aus einer mikrogemusterten PEGDA-Hydrogelschicht, einer flexiblen Au-Mikroelektrodenschicht und einer mikrogemusterten CNT-GelMA-Hydrogelschicht hergestellt. Ein schematisches Diagramm und aktuelle Bilder des Herstellungsverfahrens des Weichenroboters, wie im Protokoll beschrieben, sind in Abbildung 1dargestellt. Kurz gesagt, gab es drei Hauptfertigungsschritte für den bioinspirierten weichen Roboter mit eingebetteten Au-Mikroelektroden: Erstens wurde ein mikromustertes PEGDA-Hydrogel mit eingebauten Au-Mikroelektroden durch UV-Vernetzung mit der 1. Fotomaske(Abbildung 1A, B) gewonnen. Zweitens wurde ein mehrschichtiges Konstrukt bestehend aus Au-Mikroelektroden, dem mikrogemusterten CNT-GelMA und den PEGDA-Hydrogelen durch UV-Vernetzung mit der 2. Fotomaske hergestellt(Abbildung 1C). Schließlich wurden Kardiomyozyten auf dem gefertigten Drei-Schicht-Konstrukt gesät, um dem weichen Roboter eine Betätigung zu ermöglichen (Abbildung 1D).

Verschiedene Designs des weichen Roboters
In Bezug auf die Form des weichen Roboters haben wir am Anfang zwei bioinspirierte Formen entworfen, indem wir die Muster zweier verschiedener Wassertiere biomimiciert haben. Das erste Design wurde durch das Aussehen eines karaiben Seesterns inspiriert (Abbildung 2A, B, C), weil der Seestern zu einem zweidimensionalen (2D) Objekt vereinfacht werden kann, ein hartes Rückgrat hat und einen flexiblen Teil hat, der sich im Wasser verbindet, um die erforderliche Bewegung zu minimieren. Das zweite Gerät basierte auf der Form eines Mantarochens (Abbildung 2D, E, F), der sich in einem 2D-Gerät leicht reproduzieren lässt. Der Mantarochen kann mit einzigartigen Bewegungen schnell schwimmen. Wir skizzierten den Mantarochen mit geometrischen Grundformen mit reduzierter Komplexität, die während des Fotomaskenschritts vernetzt werden. Die Elektrode, die entlang der Mittellinie der Struktur platziert wurde, wurde mit einem welligen Muster entworfen, das eine bessere Verbreitung der elektrischen Impulse und Flexibilität ermöglicht (Abbildung 2D). Um den bioinspirierten weichen Roboter zu entwickeln, wurde die mantarocheninspirierte Form ausgewählt und in dieser Studie gründlich getestet.

Die Herausforderung, die Au-Mikroelektroden zwischen CNT-GelMA und PEGDA Hydrogelen einzubetten
Die Verkapselung von 200 nm dicken Au-Mikroelektroden im gefertigten Roboterkörper konnte das Konstrukt lokal steuern, indem elektrische Stimulation zur Verfügung gestellt wurde. Obwohl die UV-Vernetzung der CNT-GelMA- und PEGDA-Hydrogelmuster direkt auf der Elektrodenoberfläche die Delamination der Elektroden behinderte, garantierte sie den erfolgreichen Einbau der Elektrode in den weichen Roboter. Nach der Übertragung der Au-Elektrode auf die PEGDA-Hydrogele wurde die Au-Elektrode mit rechteckiger Form und breiter Breite (>1 mm) jedoch während des Herstellungsprozesses aufgrund der Schwellung des PEGDA-Hydrogels leicht gebrochen (Abbildung 3A, B, C). Daher mussten wir sicherstellen, dass die Mikroelektroden erfolgreich auf das PEGDA-Hydrogel übertragen und intakt zwischen den HYDROgels CNT-GelMA und PEGDA eingebettet wurden. Daher wurden Au-Mikroelektroden mit einem Serpentinmuster (Dicke = 200 m) mit weicher Lithographie entworfen und hergestellt. Phasenkontrastmikroskopbilder mit unterschiedlichen Vergrößerungen und Stufen wurden aufgenommen, um Frakturspuren auf der Elektrode nach dem Transport auf den mikrogemusterten PEGDA-Hydrogelen zu untersuchen (Abbildung 3D, E, F).

Die Optimierung des Abstands zwischen Hydrogel-Mikromustern
Die kardiomyozyten gesäte CNT-GelMA-Schicht zeigte je nach Musterabstand unterschiedliches Schlagverhalten (Abbildung 4A, B). Dies kann auf die unterschiedliche art und weise zugeschrieben werden, wie Zellen, die an der Oberfläche der Membran befestigt sind, abhängig von den Entfernungen der Linien sind. Bei der Entfernung von 50 m waren die Zellen zu gepackt und hatten nicht die gewünschte organisierte Konfiguration. Die teilweise miteinander verbundenen und nicht ausgerichteten Zellen an den Flügeln trugen nicht alle gleichzeitig zur Schwimmbewegung bei. Daher reichte die von der Kardiomyozyten erzeugte Kraft nicht aus, um die Flügel zu biegen. In einem Abstand von 150 m waren die Zellen sehr gut ausgerichtet. Allerdings saßen sie hauptsächlich in der Nut und es gab nur wenige Verbindungen zwischen den Zellen in den oberen Schichten, was zu schwachen Schlägen führte. In einem Abstand von 75 m wurden die Zellen im unteren Teil ausgerichtet und im oberen Teil miteinander verbunden, was den stärksten Schlag zeigte. Um ein irreversibles vollständiges Rollen des weichen Roboters während des dynamischen Schlagens der Kardiomyozyten zu verhindern, haben wir den Musterabstand der PEGDA Hydrogel-Stützschicht auf 300 m optimiert (Abbildung 4C). Schließlich entschieden wir uns nach diesem Parametrisierungsprozess, uns mehr auf die mantarochenförmige Membran mit PEGDA-Mustern von 300 m und 15 m Abstand von CNT-GelMA zu konzentrieren. Herzgewebe auf mikrogemusterten PEGDA- und CNT-GelMA-Mustern wurde auch durch Phasen-/Kontrastbilder und F-Actin/DAPI-Konfokalbilder gezeigt (Abbildung 4B).

Die Analyse der Bewegung des Herzgewebes auf mikrogemusterten PEGDA- und CNT-GelMA-Hydrogelen
Um die Bewegung des Aktuators zu analysieren, haben wir Videos der Membran ohne die Au-Mikroelektroden aufgenommen, während wir ein elektrisches Feld mit einer Kohlenstoffstabelektrode auftragen. Abbildung 4D zeigt einige Frames aus den Kontraktionsdatensätzen. Es war deutlich sichtbar, dass der mantastrahlförmige Aktuator die Flügel wie erwartet beugte. Der Schwanz balancierte die Struktur, indem er sich ein wenig aufrichtete und die Flügel schlossen sich in der Mitte stark. Einige der Membranen zeigten eine rotierende Bewegung während der Kontraktion aufgrund falsch ausgerichteter mikromusterter CNT-GelMA- und PEGDA-Hydrogele (Abbildung 4E und Video 1). In diesem Fall war die Bewegung weniger definiert im Vergleich zur vorherigen, aber die Kontraktion war immer noch stark genug, um die Betätigung einer rotierenden Bewegung zu ermöglichen. Die Gesamtzeit, um einen ganzen Kreis zu vervollständigen, betrug etwa 45 s.

Die Charakterisierung der Kardiomyozyten auf dem vielschichtigen weichen Roboter und die Steuerung des Schlagverhaltens durch elektrische Stimulation
Nach der Aussaat und Reifung von Kardiomyozyten auf dem bioinspirierten Robotersystem (Abbildung 5A) wurde die Ausrichtung des Herzgewebes entlang der Richtung der CNT-GelMA-Muster beobachtet ( Abbildung5B-E) sowohl durch F-Actin/DAPI als auch durch sacromeric/connexin-43/DAPI Immunostaining. Konfokale Fluoreszenzbilder zeigten gut gestreckte und ausgerichtete Kardiomyozyten auf dem CNT-GelMA-Hydrogelmuster (Abbildung 5B, C). An den gemusterten Flächen (Abbildung 5D) wurde eine partielle uniaxiale Sarkome-Ausrichtung und miteinander verbundene Sarkome-Struktur beobachtet. Gut vernetzte Sarcomere-Strukturen von Herzgeweben, die sich direkt über den Mikroelektroden befinden, wurden ebenfalls beobachtet (Abbildung 5E). Um den bioinspirierten Weichenroboter zu bewerten, haben wir seine Funktion mit zwei Methoden erkannt: Erstens haben wir einen biphasischen elektrischen Impuls auf den weichen Roboter durch Kohlenstoffstabelektroden zur künstlichen Abstimmung und Steuerung des Schlagverhaltens angewendet. Zweitens haben wir zwei Kupferdrähte an das äußerste Ende der Au-Elektrode angeschlossen, um ein elektrisches Signal durch das gesamte Roboterkonstrukt zu erzeugen. Wenn wir eine elektrische Stimulation durch die externe Kohlenstoffelektrode oder Kupferdraht an die Au-Elektrode angeschlossen, die AnregungSschwelle Spannung war unterschiedlich bei verschiedenen Frequenzen (0,5, 1,0 und 2,0 Hz, Abbildung 5F).

Figure 1
Abbildung 1: Schematische Darstellung und aktuelle Bilder, die den Herstellungsprozess des bioinspirierten mehrschichtigen Weichenroboters darstellen, der durch elektrisches Signal durch die Integration flexibler Au-Mikroelektroden elektrisch gesteuert wird. (A) Musterung und Vernetzung des PEGDA Hydrogels mit der1. Fotomaske. (B) Mikrogemusterte PEGDA Hydrogel mit den gekapselten Au-Mikroelektroden auf dem TMSPMA-Glas, das nach Schritt erhalten wurde (A). (C) Vernetzung des CNT-GelMA gemusterten Hydrogels mit der2. Fotomaske. (D) Seeding der Kardiomyozyten auf dem vielschichtigen Konstrukt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 2
Abbildung 2: Design der bioinspirierten Softroboter. (A) Echtes Sternfischbild und unterschiedliche Ansichten des dreidimensionalen (3D) CAD-Modells, das auf die Komponenten und Streifen hinweist. (B) Maskendesign für CNT-GelMA-Muster, PEGDA-Muster und Au-Mikroelektroden für die Seesternform. (C) Optisches Mikroskopbild der mikrogemusterten CNT-GelMA- und PEGDA-Muster für die Seesternform. (D) Echtes Manta-Strahlbild und verschiedene Ansichten des 3D-CAD-Modells, das auf die Komponenten hinweist. (E) Maskendesign für CNT-GelMA-Muster, PEGDA-Muster und Au-Mikroelektroden für die Mantaroche-Form, angepasst mit Genehmigung von Su Ryon et al.10. (F) Optisches Mikroskopbild der mikrogemusterten CNT-GelMA- und PEGDA-Muster für die Mantarocheform. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 3
Abbildung 3: Design der flexiblen Au-Mikroelektroden. (A) Foto von hergestellten Au Elektroden mit rechteckigen Formen und breiten Breiten. (B und C) Optische Mikroskopbilder von Au-Elektroden, die nicht auf die PEGDA-Hydrogele übertragen wurden. (D) Gewellte Au-Mikroelektroden vor und nach (E und F), die auf das mikrogemusterte PEGDA-Hydrogel übertragen werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 4
Abbildung 4: Optimierung von mikrogemusterten PEGDA- und CNT-GelMA-Hydrogelen und Bewegungsanalyse weicher Roboter. (A) Optische Bilder von Kardiomyozyten auf dem CNT-GelMA Hydrogelmuster mit 50, 75 und 150 m Abstand. (B) Optische Bilder und F-Actin/DAPI-Färbung von Kardiomyozyten auf den PEGDA- und CNT-GelMA-Hydrogelmustern mit einem Abstand von 300 m bzw. 75 m. (C) Die Walzmorphologien der bioinspirierten Konstrukte mit und ohne das mikrogemusterte PEGDA-Hydrogel mit 300 m Abstand. (D) Rahmen des freistehenden bioinspirierten Softrobotervideos, das während der Anwendung des elektrischen Stimulus aufgenommen wurde. (E) Collage aus vier verschiedenen Frames aus dem Video, das die rotierende Bewegung des weichen Roboters aufzeichnet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 5
Abbildung 5: Charakterisierung von Kardiomyozyten auf Au-Mikroelektroden-integrierten Weichenrobotern und Kontrolle des Schlagverhaltens durch elektrische Stimulation. (A) Optisches Mikroskopbild der kultivierten Kardiomyozyten auf den Au-Mikroelektroden, die zwischen PEGDA- und CNT-GelMA-Hydrogelen verkapselt sind. (B) F-Actin/DAPI-Fluoreszenzbild, das die gut gestreckten und ausgerichteten Kardiomyozyten auf dem CNT-GelMA-Hydrogel-Mikromuster zeigt. (C-E) Konfokale Fluoreszenzbilder, die Sarkome-Ausrichtung und miteinander verbundene Sarcomere-Strukturen auf dem hergestellten weichen Roboter zeigen: (C und D) kultivierte Kardiomyozyten auf dem CNT-GelMA Hydrogel-Mikromuster und (E) in der Nähe der Au-Mikroelektroden. (F) Erforderliche Anregungsschwellenspannung bei unterschiedlichen Frequenzen (0,5, 1,0 und 2,0 Hz) bei der Anwendung elektrischer Stimulation über Kohlenstoffstabelektrode und eingebettete Au-Mikroelektroden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Video 1
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Discussion

Mit dieser Methode konnten wir erfolgreich einen batoiden fischähnlichen bioinspirierten Weichenroboter mit integriertem selbstwirkendem Herzgewebe auf einem mehrschichtigen strukturierten Gerüst herstellen, das von eingebetteten Au-Mikroelektroden gesteuert wird. Durch zwei unterschiedliche mikrogemusterte Hydrogelschichten aus PEGDA- und CNT-GelMA-Hydrogelen zeigte das bioinspirierte Gerüst eine gute mechanische Stabilität und ideale Zellausrichtung und Reifung. Die PEGDA-Musterschicht, die als Knorpelgelenk der Skelettarchitektur in einem Stachelrochen dient, bietet mechanische Unterstützung für den gesamten Roboterkörper. Insbesondere hielt es die mechanische Stabilität während der Kontraktion und Entspannung des Herzgewebes aufrecht und ermöglichte gleichzeitig ein effizientes Schlagen aufgrund seiner Fähigkeit, die Membranspannung nach der Kontraktion zu lösen. Darüber hinaus ermöglichten die nanometrische Dicke der Mikroelektroden (200 nm) sowie ihr Serpentinmuster, dass sie flexibel genug waren, um die Kontraktion des Herzgewebes nicht zu behindern oder zu beeinflussen (Abbildung 2). Um Mikroelektroden ohne Bruch einfach auf die Hydrogeloberfläche zu übertragen, wurden Au-Mikroelektroden ohne Haftschicht auf dem Glas hergestellt, wie Titan, das häufig verwendet wird, um eine starke Haftung zwischen Glas und Au zu erzeugen. In der Zwischenzeit wurde die CNT-GelMA-Schicht, die Unterstützung für die Kardiomyozytenbefestigung und -ausrichtung bietet, mit Mustern senkrecht zur Ausrichtung des PEGDA-Hydrogelmusters hergestellt (Abbildung 3). Nach der Reifung sorgten die Kardiomyozyten auf der obersten Schicht für Selbstbetätigung des gesamten Gerüstes. Durch die lokale elektrische Stimulation der eingebauten Au flexiblen Mikroelektroden konnten wir die Schlagfrequenz des Roboters modulieren, ohne das Herzgewebe darauf zu schädigen. Obwohl diese Fertigungsmethode leicht zu erlernen und zu reproduzieren ist, gibt es noch einige technisch anspruchsvolle Schritte im Herstellungsprozess, die hervorgehoben werden müssen.

Es gibt fünf kritische Schritte für die Herstellung des weichen Bioroboters: 1) korrekte Dispersion der CNTs im GelMA-Hydrogel; 2) erfolgreiche UV-Vernetzung der PEGDA- und CNT-GelMA-Hydrogele auf dem TMSPMA-beschichteten Glas; 3) Übertragung der Au-Mikroelektroden vom Stützglas auf das Hydrogelmuster; 4) korrekte Ablösung des Aktuators von der tragenden Glasrutsche; 5) Schaffung eines guten elektrischen Kontakts zwischen den Au-Mikroelektroden und den Drähten, die für den Anschluss an den Wellenformgenerator verwendet werden.

Im Vergleich zu makellosen GelMA-Substraten bietet die Einbindung von CNTs dem GelMA-Hydrogel verbesserte mechanische Eigenschaften und fortschrittliche elektrophysiologische Funktionen, die zu höheren spontanen synchronen Schlagraten und einer niedrigeren Anregungsschwelle des Myokardgewebesbeitragen 9. Das Problem der CNT-Zytotoxizität wird nicht nur durch die Verwendung oberflächenfunktionalisierter CNTs verhindert, sondern auch durch die Einbindung der Nanostrukturen in die GelMA-Hydrogelmatrix bis zu einer Konzentration von 5,0 mg/ml9. Tatsächlich führt die Wechselwirkung zwischen den hydrophoben Segmenten des GelMA-Hydrogels mit den CNTs Seitenwänden zur Verkapselung von CNTs in der hydrogelporösen Matrix14. Dies verhindert nicht nur, dass sie potenziell toxische Aggregate bilden, sondern verbessert auch die Löslichkeit von CNTs in Salinelösungen (z. B. DPBS oder Zellkulturmedium).

Um die Au-Mikroelektroden zwischen den HYDROgelen PEGDA und CNT-GelMA erfolgreich zu integrieren, muss der UV-Vernetzung jeder einzelnen Schicht besondere Aufmerksamkeit gewidmet werden. Insbesondere für die Übertragung der Au-Mikroelektroden auf die PEGDA-Hydrogelschicht ist es notwendig, sicherzustellen, dass die Hydrogellösung den gesamten Elektrodenbereich abdeckt, um den Bruch der Elektroden während des Schälschritts zu vermeiden. Daher ist die Qualität der TMSPMA Glasbeschichtung von grundlegender Bedeutung, um eine optimale Haftung des PEGDA Hydrogels auf dem Glassubstrat zu gewährleisten und so dessen Ablösung während des Übertragungsschritts der Mikroelektroden zu verhindern.

Ein weiterer kritischer Schritt der Methode ist die Ablösung des Bioaktuators von der tragenden Glasrutsche. Dieses Problem kann leicht gelöst werden, wenn das spontane Schlagen des Herzgewebes synchron und stark genug ist, um das unterstützende Hydrogel natürlich von der Glasrutsche zu schälen. Aus diesem Grund ist es, wie bereits berichtet, von grundlegender Bedeutung, die Hydrogelmuster zu optimieren, um eine spezifische Zellausrichtung zu induzieren, die für die Organisation eines funktionellen und synchronen Herzgewebes günstig ist.

Um die Mikroelektroden elektrisch an den Wellenformgenerator anzuschließen, müssen an den Mikroelektroden elektrische Verbindungen hergestellt werden. Während dieses Schritts ist es wichtig, den Silberkleber, der zum Kontakten der Mikroelektroden verwendet wird, vollständig mit dem Kupferdraht zu verkapseln, um zytotoxische Effekte zu vermeiden. Dies wird durch die Ablagerung eines dünnen Tropfens PDMS auf der Oberseite des elektrischen Kontakts erreicht.

Diese Methode könnte nicht nur die Grenzen bestehender optogenetischer Techniken wie komplizierte Herstellungsprozesse, lange Fertigungszeiten und potenzielle Toxizität optogenetischer Werkzeuge überwinden, sondern auch die Leistung zellbasierter Aktoren, die mit kostengünstigen und einfach zu handhabenden Techniken zu einer Echtzeitstimulation führen. Obwohl das Design unserer aktuellen bioinspirierten Aktuatoren keinen Vorwärtsantrieb erzeugen konnte, könnte sein Erfolg im Bereich autonomer zellbasierter Roboter großes Interesse wecken. Diese Methode kann möglicherweise auch zur Entwicklung von drahtlos angetriebenen implantierbaren Patches für einen ganzen Roboterkörper beitragen. Diese Methode ebnet den Weg für die zukünftige drahtlose elektrische Stimulation von Softbiorobotern durch die Integration flexibler HF-Schaltungen direkt in das Hydrogel-basierte Gerüst.

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Disclosures

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Acknowledgments

Dieses Papier wurde von den National Institutes of Health (R01AR074234, R21EB026824, R01 AR073822-01), dem Brigham Research Institute Stepping Strong Innovator Award und dem AHA Innovative Project Award (19IPLOI34660079) finanziert.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
250 mL Beaker PYREX 1000-250CNEa
2-Hydroxy-4'-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone Sigma-Aldrich 410896
3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate Milipore M6514
37° Water bath VWR W6M
4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) Sigma-Aldrich D9542
50mL Conical Centrifuge Tubes Falcon 14-959-49A
70 µm Cell Strainer Falcon 352350
80° incubator VWR 1370GM
Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG (H+L) Invitrogen A11029
Alexa Fluor 594 goat anti-rabbit IgG (H+L) Invitrogen A11037
Alexa Fluor 488 Phalloidin Invitrogen A12379
Antibiotic/Antimycotic solution ThermoFisher Scientific 15240062
Anti-Connexin 43/GJAI antibody Abcam ab11370 Rabbit polyclonal
Anti-Sarcomeric α-actinin Abcam ab9465 Mouse monoclonal
Benchtop Freeze Dryers Labconco 77500-00 K
Biosafety cabinet Sterilgard A/B3
Carbon rod electrodes SGL Carbon Group 6971105
Centrifuge Eppendorf 5804
CO2 incubator Forma Scientific 3110
Collagenase, Type II, Powder Gibco 17-101-015
Confocal Microscope Zeiss LSM 880
COOH Functionalized Carbon Nanotubes NanoLab PD30L5-20-COOH
Dicing saw machine Giorgio Technology DAD-321
DMEM, High Glucose Gibco 11-965-118
DPBS without Calcium and Magnesium Gibco 14-190-144
E-beam evaporator CHA 57367
Fetal Bovine Serum Gibco 10-437-028
Gelatin Sigma-Aldrich G9391 Type B, 300 bloom from porcine skin
Glass slide VWR 48382-180
HBSS without Calcium, Magnesium or Phenol Red Gibco 14-175-079
Inverted optical microscope Olympus CK40
Magnetic hotplate Corning PC-420
methacrylic anhydride Sigma-Aldrich 276695 Contains 2,000ppm topanol A as inhibitor
Nunc EasYFlask 175cm2 ThermoFisher Scientific 159910
Olicscope Siglent SDS1052DL+
Paraformaldehyde Aqueous Solution -16% Electron Microscopy Sciences 15710
PDMS SYLGARD 184 Sigma-Aldrich 761036
Photomask Mini micro stencil inc
Platinum wire Alfa Aesar AA43014BU
Polyethylene glycol dimethcrylate Polysciences Inc. 15178-100
Regenerated Cellulose Dialysis Tubing Fisherbrand 21-152-14
Silver Epoxy Adhesive MG Chemicals 8330S
Stericup Quick Release-GP Sterile Vacuum Filtration System Millipore S2GPU02RE
Ultra sonicator Qsonica Q500
UV Curing System OmniCure S2000
Vortex mixer Scientific Industry SI-0246A
Waveform generator Agilent 33500B
Wrap Aluminium foil Reynolds N/A

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References

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  14. Shin, S. R. Carbon Nanotube Reinforced Hybrid Microgels as Scaffold Materials for Cell Encapsulation. ACS Nano. , (2013).

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Bioengineering Ausgabe 156 Kohlenstoff-Nanoröhren flexible Mikroelektrode Biomaterialien Bioinspiration Bioaktor Herzgewebetechnik
Bioinspirierter Softroboter mit integrierten Mikroelektroden
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Wang, T., Migliori, B., Miccoli, B., … More

Wang, T., Migliori, B., Miccoli, B., Shin, S. R. Bioinspired Soft Robot with Incorporated Microelectrodes. J. Vis. Exp. (156), e60717, doi:10.3791/60717 (2020).

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