Summary
Ici, nous présentons un protocole d’électrocardiographie non invasive (ECG), optimisé pour les souris postnatales précoces, qui ne nécessite pas l’utilisation d’anesthésiques.
Abstract
L’électrocardiographie (ECG) est depuis longtemps utilisée comme méthode efficace et fiable d’évaluation de la fonction cardiovasculaire (et cardiopulmonaire) dans les modèles humains et animaux de la maladie. La fréquence cardiaque individuelle, le rythme et la régularité, combinés avec les paramètres quantitatifs recueillis auprès de l’ECG, servent à évaluer l’intégrité du système de conduction cardiaque ainsi que la physiologie intégrée du cyclecardiaque. Cet article fournit une description complète des méthodes et des techniques utilisées pour effectuer un ECG non invasif sur les chiots de souris périnatals et néonatals dès le premier jour postnatal, sans nécessiter l’utilisation d’anesthésiques. Ce protocole a été conçu pour répondre directement à un besoin d’une méthode normalisée et reproductible pour l’obtention de l’ECG chez les souris nouveau-nées. D’un point de vue translationnel, ce protocole s’avère tout à fait efficace pour la caractérisation des défauts cardiopulmonaires congénitaux générés à l’aide de lignes de souris transgéniques, et en particulier pour l’analyse des défauts causant la létalité aux premiers jours postnatals ou pendant les premiers jours postnatals. Ce protocole vise également à combler directement une lacune dans la littérature scientifique pour caractériser et fournir des données normatives associées à la maturation du système de conduction cardiaque postnatale précoce. Cette méthode ne se limite pas à un point de temps postnatal spécifique, mais permet plutôt la collecte de données ECG chez les chiots souris néonatales de la naissance au jour postnatal 10 (P10), une fenêtre qui est d’une importance critique pour la modélisation des maladies humaines in vivo, avec un accent particulier sur les maladies cardiaques congénitales (CHD).
Introduction
La fonction cardiaque peut être mesurée de différentes façons, dont la plus courante comprend l’utilisation de l’électrocardiographie (ECG) pour analyser la conduction du courant électrique à travers le cœur ainsi que son cycle cardiaque global et lafonction 1. L’électrocardiographie continue d’être un outil de diagnostic utile pour identifier et caractériser les anomalies cardiaques dans les modèles humains etanimaux de la maladie 1,2. Des irrégularités dans une lecture d’électrocardiogramme peuvent être trouvées dans le développement cardiaque anormal (c.-à-d., maladie cardiaque congénitale (CHD)), et peuvent inclure des arythmies se manifestant comme changements dans la fréquence cardiaque (par exemple, bradycardie), et le rythme (par exemple, « blocs cardiaques ») suggestif des défauts dans l’intégrité et/ou la fonction du myocarde sous-jacent. De tels changements peuvent prédisposer les patients à un dysfonctionnement cardiaque potentiellement mortel (p. ex., insuffisance cardiaque congestive et/ou arrêt cardiaque) et à une mortalitéaccrue 3,4. Compte tenu des taux élevés de mortalité par CHD grave et non traité, il est essentiel de mettre au point une méthode normalisée et reproductible pour la collecte de l’ECG au cours de cette période postnatale précoce.
Bien que nous ne sommes pas les premiers à nous attaquer à ce problème, les méthodes antérieures de collecte de l’ECG sur un chiot de souris ont traditionnellement inclus des procédures invasives (électrodes sous-cutanées d’aiguilles ou de fils) et/ou l’utilisation d’anesthésiques5,6,7. Les avantages d’effectuer une analyse ECG non invasive comprennent la minimisation de la douleur et l’perte de stress sur l’animal. Alors que l’expérimentateur doit toujours être prudent sur la cause du stress chiot, l’appareil est conçu pour éviter les facteurs de stress communs afin de produire des données précises. Dans le contexte de l’évaluation de la fonction cardiaque, l’introduction de l’anesthésie chez les animaux qui peuvent avoir des anomalies cardiopulmonaires pourrait potentiellement masquer ou même exacerber les conditions sous-jacentes. Les anesthésiques peuvent affecter la conduction électrique en modifiant la dépolarisation et/ou la repolarisation des cellules. Enfin, l’utilisation de l’anesthésie peut mettre le chiot nouveau-né à un risque accru d’hypothermie, ce qui pourrait confondre davantage toute pathologie inhérente. Le protocole suivant n’introduit aucun anesthésique, procédures invasives, ou inconfort prononcé chez le chiot. Une fois la configuration de l’équipement finalisée, la configuration de l’appareil et la collecte de données impliquant l’animal peuvent être complétées efficacement, après quoi les chiots peuvent être retournés à leur mère. En outre, ce système permet d’effectuer des analyses répétées et/ou en série, ce qui est idéal pour les expériences nécessitant une analyse au fil du temps, l’introduction de thérapies pharmacologiques, etc.
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Protocol
Le protocole suivant suit les normes de l’Institutional Animal Care and Use Committee de l’Université de la Nouvelle-Angleterre. L’observation étroite du protocole devrait fournir des lectures satisfaisantes d’ECG dans tous les nouveau-nés examinés (n > ; 70).
1. Préparations d’appareils
- Branchez l’appareil dans le port USB d’un ordinateur avec le logiciel ECG téléchargé dessus. Le dispositif de mesure commencera automatiquement à chauffer jusqu’à (37 °C/98,6 °F). L’unité de chauffage interne est contenue dans l’unité de mesure et ne chauffe que la surface en plastique. Les électrodes en fil d’argent ne sont pas chauffées.
- Laisser environ 15 min pour que la surface atteigne la température. Utilisez ce temps pour rassembler et mettre en place des animaux.
REMARQUE : Le protocole peut être mis en pause à ce stade et la plate-forme peut rester branchée et chauffer pendant une longue période de temps. En l’absence d’une plate-forme d’électrode autochauffée, un coussin chauffant sécuritaire pour animaux peut également être utilisé pour empêcher la mère et les petits de devenir hypothermiques.
2. Préparations animales
- Recueillir la mère et les chiots et garder dans la cage de logement jusqu’à ce qu’ils soient prêts à recueillir.
- Une fois que l’unité de mesure a chauffé à la température, retirez le chiot de souris de la cage et essuyez le thorax avec 70% d’éthanol pulvérisé sur un lingette. Placez le chiot sur la surface chauffée du plastique.
- Laissez la souris s’acclimater à la surface dans l’obscurité pendant environ 2-5 minutes.
3. Configuration de plate-forme de souris et d’électrodes (application d’électrode)
- Utilisez une spatule métallique, une sonde ou une cheville en bois pour recueillir une petite gouttelette de gel adhésif à conducteur électrique (un gel électrode à haute conductivité à séchage rapide couramment utilisé pour le placement des électrodes rongeurs).
REMARQUE : Tout objet solide non fibreux peut être utilisé pour appliquer le gel conducteur, tant que l’objet ne laissera pas derrière lui des fibres synthétiques ou des matériaux similaires sur les électrodes qui pourraient interférer avec la qualité du signal électrique. - À l’aide de la spatule/cheville, touchez doucement le dessus de chacune des quatre surfaces aplaties de l’électrode en appuyant doucement vers le bas et en tirant le gel conducteur à un angle oblique loin du centre de la construction de l’électrode. Assurez-vous que chaque électrode individuelle est complètement recouverte de gel.
ATTENTION : Cette étape est extrêmement importante pour s’assurer que le gel électrode conductrice n’adhère pas à plus d’une seule électrode. Les brins adhésifs qui se forment entre les électrodes peuvent effectuer une charge et potentiellement interférer avec ou court-circuiter le signal électrique désiré. Le protocole ne doit pas être mis en pause pour le moment car le gel va commencer à se solidifier et devenir adhérent. Assurez-vous de configurer la souris sur la plate-forme dans les 5 à 10 minutes qui ont suivi l’application d’un gel conducteur (ou d’une substitution équivalente au gel d’électrode conductrice). - Placez la spatule en métal ou dowel en bois avec le reste du gel sur le côté.
- Placez le sternum néonatal de chiot de souris vers le bas et enclin avec la tête du chiot faisant face au bord USB sortant de la plate-forme. Assurez-vous qu’une partie de la poitrine du chiot couvre chacune des quatre électrodes. Retenez doucement les avant-bras du chiot à leurs côtés tout en maintenant simultanément vers le bas pendant environ 1 min pour permettre au gel conducteur de régler.
- Placez des pare-chocs en silicone en caoutchouc sur les côtés droit et gauche du chiot. Les pare-chocs doivent fixer le chiot de chaque côté et fournir de la stabilité pour prévenir les mouvements excessifs de la souris, mais ne devraient pas empêcher tout mouvement de la souris. Une fois installé, regardez la souris pendant un moment et ajustez le placement du pare-chocs au besoin.
ATTENTION : Ne comprimez pas la souris trop étroitement car cela peut interférer avec la mécanique respiratoire et la fréquence respiratoire. - Utilisez la cheville qui a été mise de côté pour appliquer le gel conducteur restant sur l’électrode de queue de mise à la terre et placer sur la croupe du chiot. Appliquer une pression douce pour laisser le gel se fixer avant de libérer le chiot.
- Placez le pare-chocs en silicium final sur la croupe de la souris pour maintenir l’électrode de mise à la terre en place.
ATTENTION : N’appliquez pas une force excessive lorsque vous placez le pare-chocs final, car cela pourrait causer de l’inconfort au chiot et/ou déplacer l’électrode de mise à la terre. - Prenez la main sur toute la plate-forme et placez doucement à l’intérieur de la cage de Faraday.
ATTENTION : Veillez à ce que le pare-chocs en silicone supérieur ne soit pas déplacé une fois que la cage Faraday est en place. - Avant l’enregistrement, assurez-vous que le chiot de la souris ne bouge pas excessivement et assurez-vous que le corps et la tête de la souris semblent sécurisés.
ATTENTION: Assurez-vous que la tête du chiot de souris est capable de se déplacer un peu librement dans les pare-chocs et n’est pas complètement museau vers le bas dans la plate-forme. La plate-forme surélevée est conçue pour élever légèrement le thorax de la souris et prévenir l’étouffement, mais cela doit être surveillé de près.
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Representative Results
Un ECG idéal aurait un signal clair et proéminent qui permet d’analyser toutes les ondes dans plusieurs délais différents (figure 1). Le laboratoire a d’abord utilisé une application personnalisée d’un appareil d’électromyographie pour produire des ECG d’une qualité insatisfaisante, ce qui nous a seulement permis d’analyser des paramètres de base tels que la fréquence cardiaque (Figure S1). Ce travail inspiré avec une entreprise pour développer un nouveau prototype d’appareil ECG spécifiquement pour l’analyse des chiots de souris postnatales précoces.
Une lecture de mauvaise qualité n’a pas de battements discernables, montre une interférence claire, et a des vagues ou de l’incohérence à travers la lecture (Figure 2). Pour obtenir l’ECG de la plus haute qualité, suivez attentivement les instructions. Faire preuve de prudence dans l’application du gel conducteur, car il est modérément adhésif, et peut nécessiter plus de temps pour permettre à la souris de s’adapter à l’appareil. Ce faisant, il réduit le risque de déplacement de la souris, il ya un court-métrage hors des électrodes, et pour une utilisation correcte de l’appareil. Les souris doivent être placées sur l’appareil de sorte que la tête est face aux cordons qui relient l’appareil au port USB et en position couchée (Figure 3). La souris doit être fixée par des pare-chocs en caoutchouc pour les maintenir solidement en place, avec deux sur le côté et un sur le dessus (Figure 3). Ces pare-chocs doivent fixer la souris, mais ne doivent pas empêcher la souris de bouger sa tête. La disposition de la souris est importante pour la lecture, car les pistes sont stationnaires. Les leads sont mis en place de sorte que les deux électrodes avant sont lead I (Figure 3). Les deux électrodes arrière sont leads II et III, l’électrode au sol étant sur la croupe du chiot (Figure 3). La mise en place de la souris de cette façon permettra de meilleurs résultats.
Le programme utilisé permet l’analyse de l’ECG dans le programme. Ceci fournit l’analyse des aspects clés comprenant la fréquence cardiaque, les intervalles de R-R, l’intervalle complexe de QRS, l’intervalle de QT, et l’intervalle de PR. Compte tenu de cette capacité, il a été possible d’établir un ensemble de données de valeurs normatives pour une souris périnatale (tableau 1). Ces résultats normatifs ont été basés sur des souris qui ont été analysées dans un délai d’un jour après la naissance. Il a été constaté qu’un battement de cœur moyen était de 357,2 battements par minute (bpm). Les intervalles moyens de R-R, QRS, QT et PR étaient de 169,1, 16,9, 45,4 et 36,3 millisecondes (ms), respectivement (tableau 1). Fait important, la configuration peut être utilisée pour analyser les modèles ECG de souris néonatales souffrant de malformations cardiaques congénitales (Figure S2).
| Âge des chiots | Avenue/STDEV | Fréquence cardiaque (bpm) | Intervalle R-R (ms) | Durée pr (ms) | Durée QRS (ms) | Durée QT (ms) | Durée ST (ms) | Durée T (ms) | P Durée (ms) |
| P1 (en) | Moyennes | 357.2 | 169.1 | 36.3 | 16.9 | 45.4 | 16.4 | 18 | 12.8 |
| Écart | 36.3 | 20 | 10.9 | 5.8 | 16 | 7.4 | 7.2 | 3.1 | |
| P3 (P3) | Moyennes | 412.4 | 149.2 | 46.4 | 14.5 | 53 | 22.3 | 16.2 | 14.8 |
| Écart | 55.4 | 21.4 | 6.8 | 11 | 12.2 | 6.9 | 4.6 | 3.1 | |
| P5 (en) | Moyennes | 505.5 | 119.2 | 46.7 | 11.7 | 51.3 | 20.8 | 18.8 | 14.2 |
| Écart | 19.2 | 4.6 | 13.3 | 5.8 | 8.1 | 11.4 | 4.6 | 2.3 | |
| P7 (en) | Moyennes | 555.3 | 108.7 | 40 | 9.5 | 43.6 | 20.3 | 13.7 | 14 |
| Écart | 34.2 | 7 | 2.5 | 0.6 | 6 | 7.1 | 3.2 | 2.7 |
Tableau 1 : Résultats représentatifs des mesures ecg pour le chiot moyen de souris périnatale P1, P3, P5 et P7.
Figure 1 : Lecture électrocardiographique représentative de souris néonatales le premier (A, P1.0), le troisième (B, P3.0) et le septième (C, P7.0) jour postnatal.
(A-C) Les images représentent des exemples de tracés ECG de bonne qualité à l’aide de l’appareil non invasif à 2 plombs, capturé dans un cadre de 1,5 s de la lecture. Les caractéristiques notables des bonnes lectures d’ECG incluent des battements clairs et discernables, tels que décrits collectivement par la présence d’ondes P cohérentes suivies d’un complexe QRS et d’ondes T subséquentes, visibles dans les deux leads I-II de chaque point de temps postnatal. Par exemple, un faible rapport signal-bruit (artefact minimal) et une ligne isoélectrique discernable. Top bande ECG (rouge): Plomb I; bande ECG inférieure (verte) : Plomb II. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Ecg représentatif lu avec complications.
Cette image est représentative d’une lecture ECG de mauvaise qualité à l’aide du dispositif non invasif à 2 plombs le premier jour postnatal (P1.0). Les images ci-dessus ont été capturées dans un cadre de lecture de 1,5 s. Les tracés ecg de mauvaise qualité sont caractérisés par l’absence de battements discernables (et de formes d’ondes spécifiques du cycle cardiaque), ainsi que d’artefacts prononcés (rapport signal/bruit élevé) et d’incohérences notables entre les fils I et II d’un chiot de souris donné. Pour améliorer cet ECG, l’appareil et les pare-chocs en silicone sécurisant le chiot nécessiteraient un repositionnement dans la cage de Faraday. Pour minimiser les interférences électromagnétiques, il faudrait enlever tous les dispositifs mobiles près de l’appareil. La mesure finale de dépannage impliquerait le repositionnement du chiot de souris sur les électrodes de l’appareil et/ou un gel plus conductrice devrait être (re)appliqué. Top bande ECG (rouge): Plomb I; bande ECG inférieure (verte) : Plomb II. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Placement des électrodes de plomb de chiot et de membre de souris pour la collecte de l’ECG postnatal tôt.
(A) Gauche : Perspective antérieure du placement de la souris sur la plate-forme d’électrode dans la cage de Faraday (noir). À droite: Vue latérale illustrant le placement approprié de souris au-dessus des électrodes/plate-forme augmentées ; les pare-chocs en silicone de soutien (non représentés) sont placés de chaque côté et sur le dessus du chiot de souris dans la cage de Faraday. (B) Fils de membre bipolaire et placement d’électrode sur la souris néonatale. L’illustration dépeint le point de contact pour chaque électrode surélevée sur la surface thoracique ventrale du chiot de souris. (B,C) Placement d’électrode, directionnalité de plomb de coffre, et (C) correspondant, tracés représentatifs d’ECG d’un chiot néonatal de souris à P1.0 (plomb I (rouge); Plomb II (vert)). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 : Tracés représentatifs de souris néonatales par ECG à plusieurs moments postnatals.
Représentant ECG lit (top 2 traces) et illustré cycles cardiaques (rangée inférieure) de chiots souris néonatales sur le premier (A, P1.0), troisième (B, P3.0), et septième (C, P7.0) jour postnatal. Chaque image représente un tracé ECG exemplaire à l’aide du dispositif non invasif à 2 plombs, capturé dans un cadre de 1,5 seconde de la lecture(A-C, Plomb I (haut/rouge); Plomb II (bas/vert)). Bien que les formes d’onde individuelles semblent subir des changements morphologiques avec l’âge croissant, les caractéristiques notables et cohérentes incluent des battements clairs et discernables, tels que décrits collectivement par la présence d’ondes P cohérentes suivies d’un complexe QRS et d’ondes T subséquentes, visibles dans les deux leads I-II de chaque point de temps postnatal. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure S1 : Illustration des électrodes traditionnelles de plomb de membre pour la collection non invasive de l’ECG postnatal tôt. (A, à gauche) Vue latérale du placement de souris et d’électrodes dans la cage de Faraday (boîte). (B) Les électrodes cutanées autoadhésives traditionnelles sont placées sur la surface dorsale du chiot. (A, à droite) Le signal ecg-like peut être interprété avec l’utilisation du transducteur traditionnel d’électromyographie pour produire un tracé minimaliste d’ECG discernable seulement dans le plomb II(C, fond). (B-C) Placement d’électrode, directionnalité de plomb de coffre, et correspondant, tracé représentatif d’ECG d’un chiot néonatal de souris à P1.0 (plomb II ; pourpre). S’il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce chiffre.
Figure S2 : Les lectures électrocardiographiques comparatives des chiots de contrôle littermate et des chiots mutants avec la maladie cardiaque congénitale le premier jour postnatal (P1.0). (A,B) Les images représentent des exemples de traces ECG de bonne qualité de chiots néonatals en bonne santé (A, CONTROL) par rapport aux chiots nés avec CHD (B, CHD MUT) à P1.0. Le dispositif non invasif à 2 plombs a été utilisé pour capturer les tracés ECG à des intervalles de 10,0(A,B, enhaut) et de 1,5 seconde(A, B, bas). Des différences notables dans la fréquence cardiaque sont apparentes dans le CHD MUT (B), tel que visualisé par la diminution du nombre de cycles cardiaques (complexes) visibles dans le délai donné. La comparaison révèle également des irrégularités dans la morphologie générale des formes d’ondes QRS, la fréquence et la régularité globale des cycles cardiaques dans le CHD MUT (B) par rapport au contrôle (A). Plomb I (rouge); Plomb II (vert)). S’il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce chiffre.
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Discussion
Les points de données recueillis lors du jour périnatal 1 des chiots souris sont légèrement inférieurs aux valeurs moyennes attendues pour les souris adultes (500-700 battements par minute). 8 Il y a une augmentation de la fréquence cardiaque à mesure que la souris vieillit, ce qui est plus conforme aux valeurs attendues (tableau 1). Toutefois, il est important de souligner que les valeurs néonatales se trouvaient à l’extrémité inférieure de cette fourchette, soutenant l’idée que les valeurs normatives devraient être documentées d’une manière spécifique à l’âge. Cette méthode est différente des autres protocoles d’électrocardiogramme en ce qu’il n’y a pas de traumatisme physique à la souris. Le protocole est totalement non invasive, ne nécessite pas l’utilisation de l’anesthésie, et est optimal pour les souris immédiatement après la naissance. Aucun autre dispositif d’électrocardiogramme ne permet aux chiots aussi jeunes d’être analysés decette manière 9,10,11. Ce protocole vise à établir une méthode de référence fiable pour générer des données normatives spécifiques à la population néonatale de souris, mais applicables aux populations pédiatriques humaines.
Lors de l’exécution d’un électrocardiogramme sur un si petit animal, il est important d’être prudent avec toutes les étapes. Cependant, il y a quelques étapes clés qui peuvent changer la qualité des résultats. Le premier est l’application du gel conductrice. S’il y a trop de gel, il y aura plus de chances que les électrodes se connectent et soient courtes. S’il n’y a pas assez de gel, il n’y aura pas de connexion sécurisée. La meilleure méthode pour appliquer le gel est d’approcher l’électrode du coin extérieur et rouler le gel sur le dessus de l’électrode. Il est très important de faire preuve d’une extrême prudence pour s’assurer qu’il n’y a pas de fils entre les électrodes, ce qui nuirait à la présence et/ou à la qualité de l’activité électrique. Il peut être utile de prendre un outil mince (p. ex., forceps) et de l’exécuter entre les électrodes pour recueillir les fils parasites qui peuvent ne pas être apparemment visibles. Bien qu’elle ne soit pas formellement requise dans le cadre du protocole, cette étape supplémentaire pourrait servir de précaution supplémentaire pour assurer une conduction optimale et un minimum de bruit.
Si la présence de bruit statique rend l’ECG illisible (figure 2), il peut être utile de retirer tous les appareils électroniques du voisinage immédiat (dessus de table). Ceci est particulièrement utile si l’un des appareils électroniques présents à proximité se déplacent, car ce mouvement peut être repris par le dispositif d’enregistrement ECG12. Il est également important de ne pas introduire de mouvements extérieurs lors de la collecte de données. Les mouvements extérieurs qui pourraient nuire à la qualité de l’ECG peuvent inclure la mise en place d’objets sur la même surface voisine, et doivent être évités jusqu’à ce que la lecture soit terminée. En plus des dispositifs extérieurs, les chiots de souris très actifs peuvent également causer des interférences électriques associées à des mouvements excessifs du corps. La probabilité de ce type d’interférence musculo-squelettique augmente à mesure que les chiots mûrissent, ce qui devrait être pris en considération lors de la sélection des âges pour la collecte de données. Dans le cas où le chiot se déplace des électrodes d’une manière qui compromet de manière significative la qualité de la lecture ECG, le repositionnement du chiot doit être considéré. Le repositionnement de la souris avant de choisir de réappliquer le gel d’électrode peut fournir des résultats améliorés dans la plupart des cas et économiser plus de temps et de reagents. Avant de repositionner le chiot, sélectionnez le bouton pause dans le logiciel. La pause de la course arrêtera l’enregistrement actif de l’ECG, mais continuera à suivre le temps. Il convient de noter que lorsque l’enregistrement est repris, l’ECG apparaîtra à un moment ultérieur que mis en pause. Faites glisser la plate-forme de l’appareil à partir de l’âge faraday avec la souris toujours positionnée entre les pare-chocs. Retirez les pare-chocs entourant la souris et soulevez doucement le chiot des électrodes. Repositionner le chiot sur les électrodes suivant le même protocole de tenir doucement la souris en place pendant 1 min pour que le gel adhère (étape 3.4-3.5). Essayez de repositionner la souris de sorte que les électrodes soient sur le thorax entre les membres supérieurs (Figure 3). Bien qu’elle soit conçue comme une méthode idéale et non invasive pour la collecte de l’ECG chez les souris néonatales, l’une des limites associées à ce protocole serait la mobilité accrue associée à la collecte de données sur une souris non anesthésiée, car la souris peut également se déplacer et se déplacer sur l’appareil, ce qui affectera la qualité de la lecture. Bien que le mouvement puisse être limité avec le positionnement des pare-chocs en silicone, cela ne peut être évité sans l’utilisation de la sedation ou de l’anesthésie.
Dans la situation dans laquelle un enregistrement ECG est livré avec de fortes interférences (Figure 2) en dépit d’avoir minimisé toutes les interférences électriques, la prochaine étape qui devrait être prise est de repositionner le câblage externe reliant la plate-forme d’enregistrement à la cage de Faraday. Il est très important que le câblage externe reste correctement connecté à la plate-forme d’enregistrement lors de l’acquisition de données. Si le câblage externe est repositionné, assurez-vous de rattacher soigneusement ce câblage aux deux extrémités, jusqu’à ce qu’un enregistrement plus clair puisse être obtenu. Si l’utilisation de la cage Faraday fournie avec l’appareil n’est pas appropriée, l’appareil peut être utilisé dans d’autres cages Faraday.
Si l’enregistrement n’est pas clair ou si la souris s’est déplacée des électrodes, retirez la souris de l’appareil et nettoyez les électrodes en prenant des forceps et en enlevant tout le gel conductrice. Puisque le gel conducteur est soluble dans l’eau, on peut également employer l’eau chaude pour enlever doucement l’excès de gel de la peau du chiot. Réappliquer le gel et repositionner le chiot.
Pour obtenir les meilleurs résultats, assurez-vous que l’appareil est correctement nettoyé avant et après chaque utilisation. Le gel sèche et peut être enlevé à l’aide de forceps pour le tirer de l’appareil, mais le gel est soluble dans l’eau, de sorte qu’un chiffon humide peut être utilisé pour nettoyer les électrodes de la plate-forme d’enregistrement.
Les souris plus âgées ont été plus actives dans le processus d’enregistrement, il est donc important de les surveiller de près car elles se déplacent souvent des électrodes et peuvent même se déplacer hors de la plate-forme de l’appareil. Bien qu’une lecture claire puisse ne pas se produire tout de suite, avec le dépannage et le repositionnement, il a été réussi à obtenir des enregistrements utilisables avec cet appareil (Figure 1). Les souris actives peuvent avoir besoin d’être retournées à leur mère et réanalysées après une pause. Ils peuvent également être maintenus dans la paume d’une main et doucement couverts pour fournir la chaleur et l’obscurité jusqu’à ce que le chiot s’installe.
Cet appareil est conçu pour recueillir des données ECG sur les chiots souris de l’âge de la naissance à P10 (Figure 4). Les chiots de plus de P10 ne seront probablement pas en mesure de s’insérer dans l’appareil avec la cage faraday, un composant essentiel pour maximiser les rapports signal/bruit. Même à P10, des ajustements de positionnement devront probablement être effectués pour tenir compte d’une plus grande taille du corps dans l’appareil. Utilisez une extrême prudence lorsque vous déplacez l’appareil dans et hors de la cage faraday. L’enlèvement du pare-chocs supérieur permettra à la souris de s’poser sur la plate-forme d’électrode avec la cage de Faraday environnante. Étant donné que les souris à cet âge sont plus actives, elles sont plus susceptibles de se déplacer hors des électrodes sans la stabilisation du pare-chocs supérieur. Le pare-chocs supérieur peut également être placé devant le chiot pour aider à décourager le chiot de se déplacer hors de l’appareil.
La nouveauté de cet appareil et le protocole correspondant comprennent l’optimisation pour une utilisation immédiatement après la naissance, la capacité du système à accueillir une gamme d’âge plus large (P1-P10) et la nécessité abordée par cette méthode d’élargir les applications translationnelles des méthodes de recherche in vivo dans le domaine de la physiologie cardiovasculaire et au-delà. Bien que des dispositifs sophistiqués utilisant l’échocardiographie pour quantifier les cycles cardiaques chez les sourisnouveau-nées soient disponibles 13, un grand avantage de ce protocole est qu’il permet un moyen relativement simple et abordable de traiter les paramètres électrophysiologiques de base, ce qui est très attrayant dans l’environnement actuel de financement scientifique parlous.
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Disclosures
Les auteurs ne signalent aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Les auteurs reconnaissent le généreux soutien de la Saving tiny Hearts Society (KLT), le programme UN COBRE (numéro de subvention NIGMS P20GM103643; et le programme de bourses SURE de l’Université de Nouvelle-Angleterre (VLB), ainsi que le soutien technique des patients d’Ashish More (iWorx, Douvres, NH). La figure 3, la figure 4 et la figure S1 ont été créées avec le logiciel Biorender.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| LabScribe4 | iWorx | LabScribe4 | Software used to record ECG |
| Neonatal Mouse ECG & Respiration System | iWorx | RS-NMECG : Neonatal Mouse ECG | ECG device |
| Tensive Conductive Adhesive Gel | Parker Laboratories, Inc | 22-60 | Tac-gel used as conductive gel for ECG |
References
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