Summary
Nous introduisons une approche de tube interne à la technique de manchette pour la transplantation de coeur hétérotopique cervical de souris pour aider evert le vaisseau au-dessus de la manchette. Nous avons constaté que la coopération entre deux chirurgiens expérimentés raccourcit nettement le temps d’opération.
Abstract
La transplantation cardiaque de Murine a été exécutée pendant plus de 40 ans. Avec les progrès de la microchirurgie, certaines nouvelles techniques ont été utilisées pour améliorer l’efficacité chirurgicale. Dans notre laboratoire, nous avons optimisé la technique de manchette avec deux étapes importantes. Tout d’abord, nous avons utilisé la technique du tube interne pour insérer un tube intérieur temporaire dans la veine jugulaire externe et le vaisseau sanguin de l’artère carotide pour faciliter l’ensonation du vaisseau au-dessus du brassard. Deuxièmement, nous avons exécuté la transplantation cardiaque hétérotopique complète par la collaboration de deux chirurgiens expérimentés. Ces modifications ont effectivement réduit le temps d’exploitation à 25 minutes, avec un taux de réussite de 95%. Dans ce rapport, nous décrivons ces procédures en détail et fournissons une vidéo supplémentaire. Nous croyons que ce rapport sur la technique améliorée de manchette offrira des conseils pratiques pour la transplantation de coeur hétérotopique de murine et améliorera l’utilité de ce modèle de souris pour la recherche fondamentale.
Introduction
L’établissement de la transplantation cardiaque hétérotopique de souris par anastomose de bout en bout dans l’abdomen en 1973 a été une étape importante dans la recherche fondamentale d’immunologie de greffe1. Ce modèle a fourni un outil important et valide pour analyser les mécanismes de la blessure de reperfusion d’ischémie2, rejet immunologique, et tolérance3,4. Cependant, la nature complexe et longue de la chirurgie ainsi que le potentiel d’infections peuvent entraîner des adhérences abdominales périopératoires graves et des réactions inflammatoires, résultant en une faible efficacité pour le modèle de transplantation cardiaque hétérotopique.
La technique de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale a été décrite pour la première fois par Chen en 19915. Dans ce modèle, la veine jugulaire externe du destinataire est anestomosed à l’artère pulmonaire de la greffe et l’artère carotide est anestomosed à l’aorte ascendante. Les principaux avantages de cette méthode sont la commodité de la surveillance et la réduction des traumatismes pour le destinataire. Dans la même année, Matsuura décrit une technique améliorée, dans laquelle la fin de la veine jugulaire externe et l’artère carotide ont été jamaissées sur un brassard de téflon et fixé avec une ligature de soie circonférentielle6. Certains chercheurs ont également fixé le brassard à l’artère pulmonaire droite dans le cœur du donneur avant d’insérer le brassard dans la veine jugulaire externe du receveur7. Jusqu’à présent, la technique de manchette a été largement appliquée dans divers modèles vasculaires de greffe de pédicle, y compris ceux pour le poumon8, foie9, et la transplantation rénale10.
À ce jour, il y a plusieurs difficultés associées à la technique de manchette. Par exemple, l’artère carotide est difficile à evert sur le brassard en raison de l’élasticité supplémentaire, ce qui entraîne le tissu se retourner vers l’arrière. Par conséquent, une pratique supplémentaire et un dilatateur microchirurgical peuvent être nécessaires pour compléter cette étape. En outre, la préparation du col de l’utérus peut prendre jusqu’à 25 minutes.
Pour résoudre ces problèmes, nous introduisons la technique du tube intérieur, qui est basée sur la technique de manchette et comprend la fixation de la manchette sur la veine jugulaire externe et l’artère carotide à l’aide d’un tube intérieur pour aider à la eversion de la paroi du navire. En outre, avec une formation simple, la préparation des bénéficiaires est réduite à 15,5 minutes. Cette technique réduit la complexité de l’opération et ne nécessite pas de pratique supplémentaire ou l’utilisation d’un dilatateur vasculaire. Il peut être appliqué dans toutes les recherches immunitaires de transplantation, en particulier pour vérifier la tolérance immunitaire de tiers au cours de laquelle le receveur reçoit deux allogreffes cardiaques, l’un dans l’abdomen et l’autre dans le cou11. Nous recommandons également la coopération entre deux chirurgiens qualifiés pour établir ce modèle, avec un chirurgien préparant l’animal receveur et l’autre récoltant et implantant le coeur de donneur. Une telle collaboration peut réduire le temps d’opération à 25 minutes. En utilisant cette procédure optimisée, nous avons établi syngeneic, allogénique12,13,14,15,16,17,18,19, et xénogénéique modèles de transplantation cardiaque de souris20.
La raison d’être du développement de la technique du tube intérieur était de réduire le temps d’opération pour l’établissement d’un modèle de transplantation cardiaque de souris avec un taux de réussite élevé. L’optimisation du modèle de transplantation cardiaque cervicale facilite l’acquisition de taux de réussite élevés dans une courte période de temps de chirurgie par rapport à la technique traditionnelle de suture et de manchette21. En outre, le modèle de coopération peut réduire davantage le temps ischémique chaud du cœur du donneur par rapport aux chirurgies effectuées avec un seul opérateur.
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Protocol
Les animaux (BALB/c, C57BL/6, mâle, 8-12 semaines) sont logés dans une installation spécifique sans pathogènes au Laboratoire animal de l’Université de Xiamen. C57BL/6 est utilisé comme receveur et BALB/c est utilisé comme donneur. Toutes les procédures sont effectuées conformément aux lignes directrices du Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC).
REMARQUE : Un ensemble d’instruments microchirurgicaux, y compris un micro ciseaux, des micro forceps droits, des forceps micro incurvés et des supports de micro aiguille, sont nécessaires pour l’opération (Table et Matériaux, Figure 1B, C, D, E). Une paire de pinces à bouledogue à usage unique (Figure 1F) est nécessaire. Deux poignets pour la veine jugulaire externe et l’artère carotide sont préparés en coupant les tubes de polyamide personnalisés avec un scalpel no 10 sous un microscope. Le diamètre de la veine et du brassard d’artère est de 0,9 mm et 0,55 mm, respectivement. En outre, le diamètre du tube intérieur pour le brassard veineux correspondant est de 0,6 mm, et ceux-ci du tube intérieur pour le brassard d’artère correspondant est de 0,28 mm (figure 1G).
1. Préparation des bénéficiaires
- Anesthésiez la souris destinataire avec du pentobarbital (60 mg/kg, i.p). Utilisez des tondeuses mécaniques atraumatiques pour enlever les cheveux à la région cervicale latérale droite.
- Utilisez un applicateur de pointe de coton stérile pour essuyer la zone chirurgicale avec l’antiseptique d’iode suivi de 70% d’éthanol.
- Placez la souris en position supination sur la plate-forme d’opération. Couvrir la souris de gaze stérile.
- Utilisez un ciseaux ophtalmique pour faire une incision transversale de la ligne médiane inférieure d’un tiers du cou à l’articulation droite épaule-clavicule.
- Isoler la veine jugulaire externe droite avec des forceps micro incurvés pour exposer suffisamment de longueur, couper les branches par électrocoagulation, et lier le navire à l’extrémité distale à l’aide d’une suture de soie 6-0.
- Pincez la veine jugulaire externe à l’aide d’une pince de bouledogue, puis transectez la veine proximalement à la ligature à l’aide d’un micro ciseaux.
- Laver le lumen du navire avec 100 U/mL 0-4 °C héparinisé saline pour enlever tout sang résiduel.
- Tirez la veine jugulaire externe à travers le brassard veineux à l’aide de micro forceps droits; insérer le tube intérieur de la veine dans le lumen comme stent, et evert le mur du navire sur le brassard avec des forceps micro droites (Figure 2A).
- Fixer l’endothélium du navire everted à l’extrémité proximale de la manchette à l’aide d’un 8-0 circonférentiel suture en soie (figure 2B).
- Utilisez des micro forceps droites pour retirer le tube intérieur de la veine du vaisseau veineux.
- Effectuer une dissection émoussée avec des forceps micro incurvés pour isoler l’artère carotide droite adjacente au bord intérieur du sternocleidomastoid.
- Pincez l’artère carotide droite à l’aide d’une pince de bouledogue, liverge l’artère carotide distally à l’aide d’une suture de soie 6-0, et utilisez un micro ciseaux pour transect l’artère carotide proximally à la ligature.
- Laver l’artère carotide avec 100 U/mL 0-4 °C héparinisé saline pour enlever tout sang résiduel.
- Passer l’artère carotide par le brassard de l’artère et insérer le tube interne de l’artère dans le vaisseau de l’artère à l’aide de micro forceps droits (Figure 2C).
- Evert le navire sur le brassard à l’aide de micro forceps droites; fixer l’endothélium du navire everted à l’aide d’un 8-0 circonférentiel suture en soie (Figure 2D).
- Retirez le tube interne de l’artère du vaisseau de l’artère avec des forceps micro droites.
REMARQUE : Préserver la glande submandibulaire du receveur.
2. Préparation des donneurs
- Anesthésiez la souris donneuse au pentobarbital (60 mg/kg, i.p). Utilisez des tondeuses mécaniques atraumatiques pour enlever les cheveux à la région abdominale.
- Placez la souris en position supination sur la plate-forme d’opération. Couvrir la souris de gaze stérile.
- Utilisez un applicateur de pointe de coton stérile pour essuyer la zone chirurgicale avec l’antiseptique d’iode suivi de 70% d’éthanol.
- Faire une incision abdominale de ligne médiane avec un ciseaux ophtalmique et exposer la cavité abdominale.
- Utilisez des forceps micro incurvés pour exposer la vena cava inférieure, puis injectez par voie intraveineuse 200 μL de 100 U/mL 0-4 °C héparinisé saline par 20 g de poids corporel par le vena cava inférieur.
- Effectuer la thoracotomie avec des ciseaux ophtalmiques, couper les côtes par les incisions bilatérales de ligne midaxillaire, retourner la paroi thoracique antérieure vers l’extérieur pour exposer la cavité thoracique.
- Exciser le thymus avec des forceps micro incurvés.
- Exposer l’aorte, puis perfuse 200 μL de 100 U/mL 0-4 °C héparinisé saline à l’artère coronaire par l’arc aortique.
REMARQUE : Évitez de perfuser des bulles de gaz dans le cœur du donneur. - Utilisez un micro ciseau pour transecter l’aorte ascendante au début de l’arc aortique.
- Transect l’artère pulmonaire au début des deux branches principales avec un micro ciseaux.
- Lier la vena cava supérieure et la vena cava inférieure à l’aide d’une suture de soie 6-0 et utiliser un micro ciseaux pour transect veiner distally à la ligature.
- Lier les veines pulmonaires ensemble, circonférentiellement, en utilisant une seule suture de soie 6-0, et couper les branches veineuses distally à la ligature à l’aide d’un micro ciseaux.
- Retirer la greffe cardiaque des tissus mous environnants; le conserver en 0-4 °C héparinisé saline.
3. Implantation cardiaque
- Placez le cœur du donneur à l’envers dans la région du cou droit du receveur.
- Entrez l’artère pulmonaire du cœur du donneur à une boucle de soie 6-0 avec des forceps micro droites.
- Enroulez le lumen du navire autour du brassard veineux, puis serrez les boucles de suture de soie 6-0 autour du brassard pour bander le joint du navire.
- Effectuer l’anastomose de l’aorte de la greffe et de la manchette de l’artère en suivant les étapes décrites à l’étape 3.2.
- Relâchez la veine jugulaire serrée suivie de l’artère jugulaire serrée. Gardez l’articulation du vaisseau non coulé et assurez-vous que le flux sanguin est dégagé.
REMARQUE : Le rythme des sinus qui revient à plus de 200 fois en 1 min est considéré comme normal. - Humidifiez le cœur du donneur à l’aide d’une solution saline chaude (37 °C) et inspectez si la greffe saigne. Placez la greffe cardiaque pulsante dans l’espace sous-cutane, puis suturez l’incision.
4. Évaluation des soins postopératoires et de la greffe
- Enregistrez le temps au rythme normal des sinus et la préservation du rythme normal des sinus pendant au moins 5 minutes après la libération de la pince pour surveiller la fonction de greffe postopératoire.
- Placez le destinataire seul sur une couverture chaude jusqu’à ce que le receveur se réveille de l’anesthésie. Administrer l’analgésie de buprénorphine, 0,05 mg/kg, s.c, à la fin de la chirurgie et toutes les 12 heures pendant 72 heures après la chirurgie.
- Enregistrez quotidiennement le poids et l’état de récupération postopératoire du receveur. En cas de perte de poids >15% par rapport à celle de la date de la chirurgie, paralysie hémiplégique, ou infection, euthanasier le destinataire par inhalation isoflurane terminale21.
- Surveiller la survie de greffe par palpation quotidienne. La chirurgie est considérée comme un succès si l’allogreffe murine survit pendant >72 heures. Grader la fonction de greffe, comme précédemment rapporté22: Échelle 3 - pulsation vigoureuse et fréquence ; Échelle 2 - moins de pulsation; Échelle 1- fibrillation et rejet imminent; ou Échelle - 0, perte de rythme cardiaque et rejet complet.
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Representative Results
Temps d’opération chirurgicale
Après la formation, un chirurgien qualifié peut effectuer avec succès l’opération dans les 35 minutes en utilisant la technique du tube interne, dans le cadre de laquelle environ 15,5 minutes sont nécessaires pour la préparation du receveur, 10,9 minutes sont nécessaires pour la préparation du donneur, et 4,4 minutes sont nécessaires pour les anastomoses cardiaques du donneur. Le temps d’ischémie froid et chaud (de la préparation du donneur à l’implantation cardiaque) est réduit à 15,3 minutes par rapport à l’opération en utilisant la technique du brassard sans la technique du tube intérieur et la technique de suture (Tableau 1)21.
Nous avons conçu un modèle de coopération pour améliorer encore l’efficacité de l’opération. Comme le montre le schéma (figure 3), un chirurgien commence d’abord à effectuer la préparation des receveurs, suivi de l’initiation de la préparation du donneur par un deuxième chirurgien après 4-5 minutes. Après 15-16 minutes, le premier chirurgien devrait avoir terminé la préparation du receveur, à quel point le deuxième chirurgien ayant terminé la récolte du cœur du donneur, devrait commencer à aastomosing le cœur du donneur dans le receveur. Ce modèle de coopération exige que chaque chirurgien soit formé à une seule partie de la technique de manchette et raccourcit encore le temps total d’opération à environ 25 minutes. Une analyse de >600 transplantations hétérotopiques de murine effectuées par la coopération entre deux chirurgiens au cours des deux dernières années à l’Institut de transplantation d’organes de l’Université de Xiamen indique un taux de succès pour la transplantation cardiaque en utilisant cette technique de jusqu’à 95%.
Survie du complexe d’histocompatibilité majeure Des greffes cardiaques inadaptées et assorties
Le Complexe majeur d’histocompatibilité (MHC), désigné « H-2 », a été utilisé pour déterminer les disparités et les similitudes génétiques. Les antigènes MHC dépareillés par les donneurs peuvent déclencher le rejet de greffe en interagissant directement avec les lymphocytes T receveurs ou indirectement en tant que peptides dérivés du MHC du donneur exprimés sur les molécules de MHC receveurs23. Un cœur allogreffe entièrement mal assorti dedMHC peut être rejeté, avec un temps de survie médian de 7,5 jours après la transplantation chez les souris receveurs C57BL/6 (H-2b) (Figure 4A). Dans nos études, les greffes de coeur syngeneiques ont survécu plus de 100 jours, excepté dans un cas rare dû à une perte de poids de 15% comparée au poids normal avant l’opération.
Les allografts de coeur peuvent être récoltés pour l’examen histopathologique au moment du rejet. La figure 4B montre l’apparition de caractéristiques marquées de rejet à médiation cellulaire, telles que l’infiltration cellulaire inflammatoire, l’œdème tissulaire et l’occlusion microvasculaire. Les greffes syngéniques sont presque normales sans aucune preuve de nécrose de myocyte ou d’infiltration cellulaire inflammatoire.
Effet du tube intérieur sur l’endothélium vasculaire
Pour évaluer les dommages sur l’endothélium vasculaire après l’insertion du tube intérieur dans le lumen, 100 jours après la greffe syngénéique de coeur, l’endothélium vasculaire du site d’anastomose peut être recueilli et souillé par immunofluorescent. Dans cette analyse, aucun rétrécissement évident de la paroi vasculaire, de la thrombose ou de l’épaississement de l’intima n’a été observé (figure 4C). L’imagerie microscopique électronique a révélé qu’un endothélium lisse et une formation régulière de crête longitudinale, avec les cellules endothéliales disposées soigneusement et étroitement, sans sédiments évidents à la surface (figure 4D).
Figure 1 : Ensemble d’instruments chirurgicaux stériles :
(A) Forceps fins et ciseaux ophtalmiques; (B) Micro forceps incurvés; (C) Micro forceps droits; (D) Micro porte-aiguilles; (E) Micro ciseaux; (F) Pinces Bulldog; (G) Un tube intérieur d’artère (flèche pointillée rouge) et manchette (flèche solide rouge), avec un tube intérieur de veine (flèche pointillée noire) et manchette (flèche solide noire). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Préparation des bénéficiaires.
(A) Insérer le tube intérieur de la veine dans le récipient veineux jugulaire externe; (B) Evert le récipient de veine au-dessus de la manchette et le fixer à l’aide d’un 8-0 circumférentiel suture de soie; (C) Insérer le tube intérieur de l’artère dans le lumen du vaisseau de l’artère; (D) Evert le récipient de veine au-dessus du brassard et le fixer à l’aide d’un 8-0 circumférentiel suture en soie. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Temps d’opération de chaque étape dans la transplantation hétérotopique de murine. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 : (A) Durée de survie de la greffe cardiaque. Parcelle Kaplan-Meier affichant la survie des allogreffes cardiaques (BALB/c) et des greffes syngeneiques (C57BL/6) de souris donneurs transplantées dans des souris receveurs de C57BL/6 (n=12 souris/groupe); BB) Examen microscopique de C57BL/6 (à gauche) Isogreffe et Wild Type BALB/c Allograft (à droite) le jour 7 après transplantation (barres d’échelle, 50 um; grossissement ×400); (C) Immunofluorescence (Barres d’échelle, 50 μm; grossissement ×400) (D) Balayage de microscopie électronique de l’endothélium vasculaire dans la greffe (à gauche) et naïf (à droite) Receveur. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| Technique d’anastomose | Temps de préparation des bénéficiaires | Temps de préparation des donateurs | Temps d’implantation cardiaque | Temps d’ischémie froid et chaud | Durée totale de l’opération | |
| 5 Hétérotopique cervical | Suture | ¡n | ¡n | ¡n | < 45 min | ¡n |
| 6 Hétérotopique cervical | Brassard | 45 min | 15 min | 10 min | ¡n | ¡n |
| 24 Hétérotopique cervical | Brassard | 15 min | 20 min | 15 min | 25-40 min | < 60 min |
| 25 Abdomen hétérotopique | Suture | ¡n | ¡n | ¡n | ¡n | 35 min |
| 7 Hétérotopique cervical | Brassard | ¡n | 20 min | ¡n | 30 min | 35 min |
| 26 Hétérotopique cervical | Brassard | ¡n | 20 min | 20 min | < 35 min | ¡n |
| 4 Abdomen hétérotopique | Suture | 60 à 70 min | 6 à 7 min | ¡n | ¡n | 75 min |
| 21 Hétérotopique cervical | Brassard | ¡n | ¡n | 7 min | 20 min | 45 min |
| 27 Abdomen hétérotopique | Suture | ¡n | 10-15 min | ¡n | ¡n | 45-60 min |
| 28 Hétérotopique cervical | Brassard | 25 min | 20 min | 15 min | 20 min | 60 ± 8 min |
| 29 Hétérotopique cervical | Brassard | 31,9 min | 21,1 min | 5,1 min | 28,5 min | 57,8±3,9 min |
| 29 Hétérotopique cervical | Suture | 25,2 min | 20,5 min | 30,8 min | 51,3 min | 83,9±2,9 min |
| Hétérotopique cervical dans notre protocole | Brassard | 15,5 min | 10,9 min | 4,4 min | 15,3 min | 35 min |
| (Opération unique) | ||||||
| 23 min | ||||||
| (Coopération) |
Tableau 1 : Comparaison du temps des différentes phases dans différentes techniques de transplantation cardiaque de souris.
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Discussion
Les modèles de transplantation cardiaque de souris sont des outils importants pour la recherche en immunologie des greffes, car des outils et des matériaux pour évaluer les mécanismes immunitaires de ce modèle et un grand nombre de souris modifiées par les gènes sont disponibles. Cependant, les défis techniques microchirurgicaux, tels que la suture et l’eversion des navires, ont limité son utilisation généralisée. Dans la présente étude, nous avons étudié certains défis techniques fondamentaux de la transplantation cardiaque murine et avons obtenu de bons résultats. Une étape critique du protocole l’insertion d’un tube intérieur dans le lumen comme un stent pour evert le mur du navire sur le brassard. Cette étape d’optimisation résout le défi technique de l’everting du navire de l’artère en raison de la nécessité d’un étirement étendu. Les personnes sans compétences microchirurgicales peuvent commencer à effectuer la technique après deux mois de formation, ce qui aidera également à l’application large de ce modèle.
Dans notre expérience, un tube intérieur approprié améliorera des résultats de transplantation. Le diamètre extérieur du tube intérieur doit être légèrement plus petit que le diamètre intérieur du vaisseau sanguin receveur. En outre, les tubes ou cylindres émoussés en polypropylène avec une surface glissante doivent être utilisés comme noyaux intérieurs temporaires pour éviter d’endommager l’endothélium vasculaire. Dans nos mains, aucune thrombose ne s’est produite dans les 5% des modèles qui ont échoué, même si le thrombus est un facteur majeur pour l’échec après anastomose utilisant la technique de suture. En utilisant ces modèles matures, nos laboratoires ont publié plusieurs articles de recherche fondamentale qui ont été reconnus par les pairs examinateurs14,15,16,17,18,19.
Les chirurgies effectuées dans les 35 minutes n’étaient pas significativement différentes par rapport à la technique traditionnelle de manchette, mais le temps froid et chaud d’ischémie étaient sensiblement inférieurs à d’autres techniques (tableau 1). L’utilisation du modèle de coopération réduit encore le temps moyen d’opération à 23-25 minutes, ce qui se reflète dans le temps d’anesthésie de la souris bénéficiaire et dans le temps d’implantation cardiaque du donneur. Un autre avantage de la technique de manchette qu’il limite le temps ischémique chaud (Tableau 1). Comme aucun sac de glace n’est utilisé pour protéger la greffe cardiaque de la température corporelle chaude du receveur de souris, le temps ischémique chaud est équivalent au temps d’anastomose. La technique de manchette optimisée implique la préparation des deux poignets sur le destinataire pour simplifier la procédure d’anastomose et raccourcit donc le temps d’anastomose. Par conséquent, la technique de manchette limite le temps ischémique chaud à seulement 4,4 minutes en moyenne.
Cependant, il ya certaines étapes clés à noter avec la nouvelle technique discutée. Assurez-vous de préserver la glande submandibulaire de la souris bénéficiaire dans la transplantation cardiaque hétérotopique cervicale30, comme la glande submandibulaire peut être utilisé pour fixer la greffe cardiaque et éviter la torsion des vaisseaux. Évitez d’endommager le nerf vague lors de l’isolement de la veine jugulaire externe et de l’artère carotide, car les blessures peuvent conduire à l’hémiplégie du cou chez le receveur. La pression des pinces de bouledogue doit être maintenue à 20-25 grammes pour éviter des dommages de clip ou des fuites de navire. Laver le lumen des vaisseaux et des poignets avec une solution saline héparinisée de 0 à 4 °C pour éliminer les bulles résiduelles de sang et de gaz; ceci empêche l’embolie dans les greffes après reperfusion. Utilisez une seringue de 1 mL pour perfuser le donneur avec une solution saline héparinisée de 0 à 4 °C et augmentez la vitesse à 50 μL par seconde pour maintenir une pression appropriée. Pendant l’anastomose, ne pas bander le 8-0 circonférentiel sutures (utilisé pour fixer l’endothélium vasculaire jamais gaspillé aux poignets) dans le lumen des artères de greffe.
Bien qu’il y ait des limites au modèle de coopération, qui incluent la nécessité de techniques microchirurgicales, la disponibilité de deux microscopes simultanés, et le double du nombre de chirurgiens qualifiés, il s’est néanmoins avéré être une approche réussie pour effectuer la transplantation d’organes vascularisés. Son application plus large pourrait contribuer davantage à l’élaboration de nouveaux protocoles immunosuppresseurs et à l’étude des mécanismes de rejet aigu et chronique dans la zone de transplantation.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par le Fujian Provincial Health Education Joint Research Project (WKJ2016-2-20), la National Natural Science Foundation of China (81771271 et 81800664), le National Key R&D Program of China (2018YFA0108304) et le Projet d’éducation et de recherche scientifique pour les jeunes et les enseignants d’âge moyen dans la province du Fujian (JAT170714), la Fondation des sciences naturelles de la province du Hunan en Chine (2019JJ50842) et les jeunes talents de Huxiang de la province du Hunan (2019RS2013).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Artery cuff | Self-made | Polyamide tube. diameter: 0.55 mm,length: 1.0 mm | |
| Artery inner tube | Self-made | Polyamide tube. Diameter: 0.28mm | |
| Micro curved forceps | Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments Factory | WA3050 | 1/8 arc, 0.3-mm tip without a hook |
| Micro needle holders | Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments Factory | WA2050 | 0.2-mm tip |
| Micro scissors | Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments Factory | WA1050 | Straight, blade length: 10 mm |
| Micro straight forceps | Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments Factory | WA3060 | 0.15-mm tip without a hook |
| Scanlan Vascu-Statt Bulldog Clamps | Scanlan International Inc | 1001-531 | Clamping pressure 20–25 grams |
| Vein cuff | Self-made | Polyamide tube. diameter: 0.9 mm,length: 1.2 mm | |
| Vein inner tube | Self-made | Polyamide tube. Diameter: 0.6 mm |
References
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
- Que, W., et al. Prolonged cold ischemia time in mouse heart transplantation using supercooling preservation. Transplantation. , (2019).
- Wang, C. Y., et al. Suppression of murine cardiac allograft arteriopathy by long-term blockade of CD40-CD154 interactions. Circulation. 105 (13), 1609-1614 (2002).
- Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
- Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
- Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
- Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
- Li, W., et al. Surgical technique for lung retransplantation in the mouse. Journal of Thoracic Disease. 5 (3), 321-325 (2013).
- Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), Pt 1 64-69 (1983).
- Chen, H., Zhang, Y., Zheng, D., Praseedom, R. K., Dong, J. Orthotopic kidney transplantation in mice: technique using cuff for renal vein anastomosis. PLoS One. 8 (10), 77278 (2013).
- Miller, M. L., et al. Spontaneous restoration of transplantation tolerance after acute rejection. Nature Communications. 6, 7566 (2015).
- Lin, Y., et al. Overexpression of Jagged-1 combined with blockade of CD40 pathway prolongs allograft survival. Immunology and Cell Biology. 93 (2), 213-217 (2015).
- Xie, B., et al. Combined costimulation blockade inhibits accelerated rejection mediated by alloantigen-primed memory T cells in mice. Immunological Investigations. 38 (7), 639-651 (2009).
- Shao, W., et al. Combination of monoclonal antibodies with DST inhibits accelerated rejection mediated by memory T cells to induce long-lived heart allograft acceptance in mice. Immunology Letters. 138 (2), 122-128 (2011).
- Dai, H., et al. Blockade of CD27/CD70 pathway to reduce the generation of memory T cells and markedly prolong the survival of heart allografts in presensitized mice. Transplant Immunology. 24 (4), 195-202 (2011).
- Yan, G., et al. Inhibition of accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonged allograft survival by arsenic trioxide. Immunological Investigations. 42 (5), 438-454 (2013).
- Yan, G., et al. Inhibiting accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonging allograft survival by 1alpha,25-dihydroxyvitamin D(3) in nude mice. Immunology Letters. 149 (1-2), 54-61 (2013).
- Lin, Y., et al. Arsenic trioxide is a novel agent for combination therapy to prolong heart allograft survival in allo-primed T cells transferred mice. Transplant Immunology. 25 (4), 194-201 (2011).
- Shao, W., et al. CD44/CD70 blockade and anti-CD154/LFA-1 treatment synergistically suppress accelerated rejection and prolong cardiac allograft survival in mice. Scandinavian Journal of Immunology. 74 (5), 430-437 (2011).
- Li, Y., et al. A highly reproducible cervical cuff technique for rat-to-mouse heterotopic heart xenotransplantation. Xenotransplantation. , (2017).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Blanchard, J. M., Pollak, R. Techniques for perfusion and storage of heterotopic heart transplants in mice. Microsurgery. 6 (3), 169-174 (1985).
- Felix, N. J., et al. H2-DMalpha(-/-) mice show the importance of major histocompatibility complex-bound peptide in cardiac allograft rejection. Journal of Experimental Medicine. 192 (1), 31-40 (2000).
- Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Wang, K., Zhang, N., Li, H. Improved technique of mouse heterotopic heart graft retransplantation. Microsurgery. 26 (3), 200-202 (2006).
- Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (89), (2014).
- Ratschiller, T., et al. Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).
- Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant. Experimental and Clinical Transplantation. 8 (3), 245-249 (2010).
- Fukunaga, N., Bissoondath, V., Rao, V. Submandibular Gland-preserving Technique for Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Transplantation. 102 (11), 464-465 (2018).
