Summary
Представлен протокол блокирования лимфатического потока хирургическим завозом афферентных лимфатических сосудов.
Abstract
Лимфатические сосуды имеют решающее значение для поддержания баланса тканевой жидкости и оптимизации иммунной защиты путем транспортировки антигенов, цитокинов и клеток для слива лимфатических узлов (LNs). Прерывание лимфатического потока является важным методом при изучении функции лимфатических сосудов. Афферентные лимфатические сосуды от муринной подножки до поплитальных лимфатических узлов (pLNs) четко определены как единственные маршруты для лимфатического дренажа в pLNs. Засасывания этих афферентных лимфатических сосудов может избирательно предотвратить лимфатический поток в PLNs. Этот метод позволяет помехи в лимфатическом потоке с минимальным ущербом для лимфатических эндотелиальных клеток в дренажных ЛЬН, афферентных лимфатических сосудов, а также других лимфатических сосудов вокруг области. Этот метод был использован для изучения того, как лимфатические воздействия высоких эндотелиальных вен (HEV) и хемокин выражение в ЛН, и как лимфатические потоки через жировой ткани, окружающие ЛН в отсутствие функциональных лимфатических сосудов. С растущим признанием важности лимфатической функции, этот метод будет иметь более широкое применение для дальнейшего распутывания функции лимфатических сосудов в регулировании микроокноронности LN и иммунных реакций.
Introduction
Пространственная организация лимфатической системы обеспечивает структурную и функциональную поддержку для эффективного удаления внеклеточной жидкости и транспортировки антигенов и антигеносующих клеток (БТР) в дренажные LNs. Первоначальные лимфатические сосуды (также называемые лимфатическими капиллярами) очень проницаемы из-за их прерывистых межклеточных соединений, которые облегчают эффективный сбор жидкостей, клеток и других материалов из окружающих внеклеточныхпространств 1. Первоначальные лимфатические сосуды сливаются в сбор лимфатических сосудов, которые имеют жесткие межклеточные соединения, непрерывную мембрану подвала, и лимфатического покрытия мышц. Сбор лимфатических сосудов несут ответственность за транспортировку собранных лимфатических в дренажных LNs и в конечном итоге возвращение лимфыв кровообращение 2,3. Собирающ лимфатические сосуды которые двигают лимфу в стекая LN будут afferent лимфатическими сосудами4,5,6,7. Препятствие афферентных лимфатических сосудов может блокировать поток лимфы в ЛП, что является полезным методом при изучении функции лимфатического потока.
Предыдущие исследования показали, что лимфатический поток играет значительную роль в транспортировке антигенов и БТР, а также поддержания ЛН гомеостаза. Хорошо известно, что ткани полученных БТР, как правило, активированных мигрирующих дендритных клеток (DCs), путешествия через афферентные лимфатические сосуды в ЛН, чтобы активироватьТ-клетки 8. Идея о том, что антигены свободной формы, такие как микробы или растворимые антигены, пассивно текут с лимфой в ЛН для активации БТР-резидентов ЛН, набираетпризнание в последнее десятилетие 9,10,11,12. Свободной формы антигенов путешествия с лимфой занять несколько минут после заражения, чтобы поехать в ЛН, и LN-резидентов активации клеток может произойти в течение 20 минут после стимуляции. Это гораздо быстрее, чем активация мигрирующих DCs, которая занимает более 8 ч, чтобы войти в дренаж LN9. Помимо транспортировки антигенов для инициирования иммунной защиты, лимфа также несет цитокины и ДК в ЛН для поддержания его микроокнижения, а также для поддержки гомеостазаиммунных клеток 13,14. Ранее, блокирование лимфатического потока, зашивая афферентных лимфатических сосудовпоказали,что лимфатические требуется для поддержания фенотипа HEV, необходимых для поддержки гомеостатической Т-клеток и B-клеток самонаведения в LN15,16,17. CCL21 является критическим хемокин, который направляет DC и Т-клеток позиционирования в LN8,18. Блокирование лимфатического потока прерывает выражение CCL21 в LN и потенциально прерывает позиционирование DC и Т-клеток и/или взаимодействие в LN19. Таким образом, блокирование лимфатического потока может прямо или косвенно отогреть антиген / DC доступ к дренажной ЛН, нарушая микроокноронику LN, которая регулирует иммунные реакции в ЛН. Чтобы лучше исследовать функцию лимфатического потока, представлен экспериментальный протокол(рисунок 1), чтобы блокировать лимфатический поток у мышей, засовывав афферентные лимфатические сосуды от подножки до pLN. Этот метод может быть важным методом для будущих исследований по лимфатической функции в здоровых и больных условиях.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Вся работа с животными должна быть одобрена комитетом по институциональной и правительственной этике и обращению с животными. Это операция, не связанная с выживанием.
1. Подготовка материалов
- Приготовьте 100 мл 70% этанола, смешивая 70 мл 100% этанола с 30 мл стерильной воды. Автоклав все хирургические инструменты до операции и сохранить инструменты в 70% этанола до и во время операции для поддержания стерилизации.
- Подготовь инъекционный аппарат.
- Вырезать 30 см полиэтиленовых труб (0,28 мм в диаметре). Соедините кончик иглы 30 G x 1/2 (игла А) с одним концом полиэтиленовой трубки. Аккуратно выбить еще 30 G х 1/2 иглы (игла B) и подключить сломанную сторону к другому концу полиэтиленовой трубки.
- Прикрепите иглу А к шприцу 1 мл туберкулина.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для этого полиэтилена трубки, 1,6 см жидкости в трубке соответствует 1йл 20.
- Приготовьте смесь 10:1 кетамина/ксилазина (10 мг/мл кетамина и 1 мг/мл ксилазина) в солевом растворе (бактериостатический 0,9% хлорида натрия). Приготовьте раствор перед использованием.
2. Подготовка животного к операции
ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте мышей в возрасте от 6 до 10 недель. Можно использовать как самок, так и самок мышей. В этом исследовании, 6'10-недельный, C57BL/6 самок мышей были использованы. Этот метод может быть адаптирован для других штаммов мышей.
- Анестезировать мышь путем введения 250 йл кетамина / ксилазина смеси инстраперитонически. Подождите, пока мышь полностью спит. Убедитесь, что мышь не реагирует на щепотку ноша, чтобы обнаружить полную анестезию.
- Бритье меха вокруг ног с ножницами для волос.
- Нанесите крем на ногу и подождите 5 минут. Протрите остаточный мех и крем для депиляатора влажной тканью и очистите ногу стерильной водой. Спрей 70% этанола вокруг ноги, чтобы стерилизовать операционную площадь. Этанол ограничивается местом разреза.
3. Хирургическое занасывания афферентных лимфатических сосудов
ПРИМЕЧАНИЕ: Правая нога засасывали, а левая нога используется в качестве фиктивного контроля. Протокол лимфатического шва (шаги 3,1–3,8) занимает 20–30 минут.
- Держите мышь в положении, подверженном и исправить его с хирургической лентой, чтобы разоблачить область операции на правой ноге.
- Внутридермально вводят 5 МКЛ из 1% Эванс синий краситель или 9 см жидкости инъекционного аппарата трубки в подножку. Аккуратно массируйте подножье, чтобы помочь Эванс синий войти лимфатических сосудов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Инсулин шприц не легко контролировать для небольших инъекций объема. Объем можно контролировать более точно с помощью инъекционного аппарата. Лимфатические сосуды визуализированы синим красителем под кожей. С обширной подготовки, как афферентные лимфатические сосуды можно увидеть невооруженным глазом, как прозрачные сосуды в жировой ткани, параллельно saphenous артерии. При обширной подготовке, можно шва сосудов без инъекций Эванс Голубой краситель в тех случаях, когда Есть опасения потенциальных нарушений со стороны красителя. - Под рассеченным микроскопом выберите участок разреза в 5 мм от нижней кромки поплитальной ямки. Сделайте небольшой разрез (5 мм) в коже ножницами. Используя миппы тонкой операции, растянуть разрез, и подвергать сбора лимфатических сосудов(рисунок 1A).
ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости, небольшой фрагмент кожи может быть удален, чтобы разоблачить лимфатические сосуды. - Определите оба афферентных лимфатических сосудов, ведущих к pLNs под рассекающий микроскоп(рисунок 1B).
ПРИМЕЧАНИЕ: Есть два афферентных лимфатических сосудов от подножки до pLN. Оба должны быть захвасы, чтобы блокировать лимфатический поток полностью. - Используя держатель иглы, осторожно вставьте шовную иглу (0,7 метрики или меньше) между афферентным лимфатическим сосудом и сафенозной артерией и аккуратно вытащите иглу вокруг афферентного лимфатического сосуда. Аккуратно потяните шовную веревку и оставьте позади около 2 см шовной струны. Используйте держатель иглы, чтобы помочь связать строку плотно, чтобы шв один лимфатический сосуд с узлом хирурга(рисунок 1C).
ПРИМЕЧАНИЕ: Ткань под разрезом может высохнуть при длительном воздействии воздуха. Сделать разрез как можно меньше и выставить шов быстро (т.е. в течение 5 минут) предотвратит высыхание ткани. Поддерживайте влажность ткани, применяя небольшой объем солевого раствора с ватным тампоном. - Аккуратно массируйте подножку, чтобы убедиться, что краситель Evans Blue не проходит мимо места шва, а затем вырежьте лишнюю веревку ножницами.
- Выполните те же шаги шва (т.е. шаги 3,5 и 3,6) на другом шипухом лимфатическом сосуде(рисунок 1D). Закройте разрез кожи тем же швом, который использовался для шва сосудов в шаге 3.5(рисунок 1E).
- Для фиктивного контроля, внутридермально вводить 5 йл 1% Эванс синий краситель на левой ноге и массаж подножка для визуализации лимфатических сосудов. Откройте кожу с иссечением, а затем закрыть рану, не зашив сосуд(рисунок 1F).
- По желанию, контролировать управляемых мышей в течение 2'4 ч. Швовая сторона ноги должна показать отек с Эванс Синий распространился на бедро, в то время как контрольная нога покажет ограниченный Эванс синий краситель в ноге. Если мыши пробудятся, дополнительная смесь кетамина/ксилазина будет введена, чтобы сохранить анестезию до эвтаназии.
4. Отслеживание лимфатического потока
- Сразу после операции, внутридермально вводить 10 йл 2% фторсхейна изотиоцианата (FITC) в подножку как контроля, так и лимфатической зашиной ноги.
- Усыплять мышей с 400 йл кетамина / ксилазина смеси и выполнять вывих шейки матки, когда мыши полностью анестезированы.
- Соберите pLNs из popliteal fossa и тщательно удалите перинодальную жировую ткань вокруг pLNs под микроскопом вскрытия на 2, 6 и 12 ч после инъекции FITC.
- Вставлять pLNs с медуллярной области пазухи, обращенной в сторону криомольда в оптимальной температуре резки (OCT) соединения (Рисунок 1G,H).
- Подготовь 20 замороженных секций с помощью криотома.
- Изображение криосакций под конфокальцным микроскопом для определения распределения FITC.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Лимфатический сосуд шов был использован впредыдущих исследованиях 15,16,17,19, где он служил важным инструментом для изучения функции лимфатического потока, прежде чем молекулярная биология лимфатических сосудов была лучше понята. Блокирование лимфатического потока прерывает LN гомеостаз, что приводит к HEVs потери критической экспрессии генов, необходимых для оптимального самонаведения лимфоцитовв LN 15,16,17. С тех пор потребовалось еще два десятилетия, чтобы продемонстрировать, что DCs путешествия с лимфой имеют решающее значение в поддержании профиля экспрессии гена HEV и лимфоцитов самонаведения в LN13. Стресс стрижки, предоставляемый лимфатическим потоком, имеет решающее значение для стимулирования экспрессии хемокина в ЛН. Блокирование лимфатического потока прерывает выражение хемокина CCL21 в LN19, что имеет решающее значение в направлении dc и T-клеток позиционирования в LN. Таким образом, прерванный поток может поставить под угрозу DCs и Т-клеток позиционирования вLN 8,18.
Сразу после операции для отслеживания лимфатического потока использовался небольшой молекулярный флуоресцентный трассировщик FITC. FITC (10 йл 2% FITC) вводили внутридермально в подножье фиктивного контроля и лимфатической захонной ноги. Дренажные pLNs были собраны 2, 6 и 12 ч позже. Дренажные pLNs были встроены в OCT, и 20 мкм замороженных разделов были подготовлены. Конфокальные изображения показали существенное снижение накопления FITC в pLNs после шва. Остаточный FITC в pLNs был преференциальн аккумулирован в пазухах LN(рисунок 2).
Как лимфатические потоки через жировой ткани, окружающие LN было исследовано с помощью лимфатического шва. Афферентные лимфатические сосуды, ведущие к pLNs были задаяны, чтобы блокировать лимфатический поток, и было установлено, что перинодальная жировая ткань может поддерживать небольшое количество лимфатического потока, когда лимфатические сосуды былизаблокированы 21. Лимфатический поток через жировую ткань в капсулу LN был отображен; он, как представляется, питаются в пазухах ЛН. Небольшое количество лимфы, возможно, текла в пазухи ЛН с течением времени(рисунок 3).
Рисунок 1: Шаги popliteal LN (pLN) afferent лимфатический шов сосуда. Короче говоря, после того, как мышей обезболили кетамином и ксилазиновой смесью, их ноги побрили, а остаточный мех удалили кремом для депиля. Правая нога была использована для шва и левая нога была фиктивным контролем. Правая сторона подножья была внутридермально введена с 5 йл 1% Эванс Голубой краситель, приготовленный в PBS. (A) Мягко массируя подножку, Эванс Синий краситель заполнил афферентные лимфатические сосуды. (B)Небольшой разрез кожи был выполнен 5 мм от pLN подвергать лимфатических сосудов, которые указаны две белые стрелы. (C,D) Оба афферентных лимфатических сосудов были задались. (E) Иссечение кожи было закрыто швами. (F) Контрольная нога получила Эванс синий инъекции, иссечение кожи, и шов закрытия без швов лимфатических сосудов. (G) Успех лимфатического потока блокировки было указано Эванс синий краситель, который вошел в pLN контрольной ноги, но не зашивают ногу. (H,I ) Собранные PLNsбыли встроены в OCT соединения с подкапсулярной пазухи (SCS) и медуллярной пазухи (MS) перед криономоном перед оснастки замораживания в жидком азоте. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Распределение FITC в дренажных pLNs фиктивных или зашье ноги. Конфокальные изображения pLNs, собранные 2, 6 и 12 ч после инъекции FITC, показали существенное снижение накопления FITC в pLNs после шва. Остаточный FITC в pLNs был преференциальн найден в пазухах LN. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Распределение FITC в перинодальной жировой ткани (PAT), вокруг дренажных pLNs фиктивной или зазойной ноги. Конфокальные изображения PAT и LN показали, что FITC входит в PAT и LN пазухи, но не был эффективно распределен по всей ЛН, когда лимфатические сосуды были заблокированы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Блокирование лимфатического потока будет иметь широкое применение в манипулировании доставкой антигена в ЛН в здоровых и больных условиях. Можно использовать этот метод для контроля сроков доставки антигена для того, чтобы изучить, как непрерывный поток лимфы регулирует иммунный ответ при сливе LNs. Этот метод прерывания лимфатических потоков также может быть использован для изучения того, как лимфа влияет на разобщенизацию клеток, активацию клеток, миграцию клеток и клеточные взаимодействия в ЛН.
Мыши, специально выражаюющие рецептор токсина дифтерии человека (DTR) в их лимфатических эндотелиальныхклетках (Flt4-cre-dtr) были разработаны; они могут быть использованы специально для истощения лимфатических сосудов для изучения лимфатическойфункции 22. Администрация ДТ убивает лимфатические эндотелиальные клетки вдоль лимфатических сосудов и в ЛН. Истощение лимфатических эндотелиальных клеток может полностью отогреть лимфатический поток регионально или системно для изучения лимфатической функции. Этот метод вызывает значительное накопление жидкости в тканях и служит отличной моделью для изучения лимфедемы и лимфатической функции.
По сравнению с лимфатической эндотелиальной клеточной модели экспрессии DTR, преимущество метода лимфатического шва заключается в том, что он прерывает лимфатический поток с минимальным повреждением лимфатических эндотелиальных клеток или любого другого лимфатического сосуда вокруг области. Вмешательство непосредственно не влияет на клетки в дренажных ЛН, так что в результате воздействия на микросреду LN или иммунной связи клеток является следствием блокады лимфатического потока, а не потенциальной смерти клеток, вызванных DT. Еще одним преимуществом этого метода является то, что лимфатический поток мгновенно блокируется после операции, так что сроки блокады лимфатического потока можно лучше контролировать.
Ограничение этого метода является то, что он может быть использован только для изучения регионального вмешательства лимфатического потока в афферентных лимфатических сосудов от подножки до PLN. Этот метод требует определения точного местоположения собирающих лимфатических сосудов. Сбор лимфатических сосудов трудно определить в некоторых анатомических местах, и, таким образом, этот метод требует обширной анатомической и хирургической подготовки до успешного выявления афферентных лимфатических сосудов, чтобы блокировать лимфатический поток. Другим ограничением является то, что этот метод не может непосредственно блокировать лимфатические ввода первоначальных лимфатических сосудов. После шва заблокированный лимфатический поток может повысить давление интерстициальной жидкости и изменить направление лимфатического потока в начальных лимфатических сосудах. Таким образом, нетронутые лимфатические сосуды вокруг области могут компенсировать функцию прерванных лимфатических сосудов и изменить направление лимфатического потока.
Кроме того, инъекция красителя Evans Blue повышает давление интерстициальной жидкости, что может помешать последующей инъекции трассировщика или антигена. Аутофторесценция красителя Evans Blue может помешать другим флуоресцентным трассировщикам или другим флюорофорам, используемым для иммунофлуоресцентного окрашивания. Чтобы избежать взаимодействия между красителем Evans Blue и потенциальными антигенами, другими трассировщиками или потенциальными молекулярными механизмами регуляции лимфатических функций, можно определить собирающих лимфатические сосуды невооруженным глазом без красителя Evans Blue. Этого можно достичь с помощью обширной подготовки по идентификации судов. Другие красители, такие как изосульфан синий краситель также может быть использован для замены Эванс Синий краситель.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
У авторов нет конфликта интересов, чтобы раскрыть.
Acknowledgments
Авторы благодарят Аву Зардынежад за корректорирование рукописи. Эта работа поддерживается Канадским институтом исследований в области здравоохранения (CIHR, PJT-156035) и Канадским фондом инноваций для SL (32930), а также Национальным фондом естественных наук Китая для Yujia Lin (81901576).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium Chloride Saline | Baxter | JB1323 | |
| 100% ethanol | Greenfield Global | University of Calgary distribution services UN1170. | |
| Depilatory cream | Nair | Nair Sensitive Formula Hair Removal Crème with Sweet Almond Oil and Baby Oil, 200-ml. Or similar product. | |
| Evans Blue dye | Sigma Life Science | E2129-10G | For 1 ml of Evans blue dye, add 0.1g Evans blue to 10 ml PBS. The Evens Blue solution will be filtered through 0.22 mm filters and kept sterile in 1ml aliquots. |
| Fluorescein isothiocyanate isomer I (FITC) | Sigma Life Science | F7250-1G | |
| Forceps Dumont #3 | WPI | 500337 | |
| Forceps Dumont #5 | WPI | 500233 | |
| Injection apparatus | Connect one end of polyethylene tubing to 30G × ½ needle. Attach a 1ml TB syringe to the needle. Dislodge needle shaft from another 30G × ½ needle. Insert the blunt end of the 30G × ½ needle shaft into the other end of the tubing. The inside diameter of this tubing is 0.28mm. Thus, 1.6 cm of fluid in the tubing is 1 μl. | ||
| Insulin syringe | Becton Dickinson and Company (BD) | 329461 | |
| IRIS Forcep straight | WPI | 15914 | |
| IRIS scissors | WPI | 14218-G | |
| Ketamine | Narketan | DIN 02374994 | The suppliers of Ketamine and Xylazine are usually under institutional and governmental regulation. |
| Needles (26Gx3/8) | Becton Dickinson and Company (BD) | 305110 | |
| Needles (30Gx1/2) | Becton Dickinson and Company (BD) | 305106 | |
| Paton Needle Holder | ROBOZ | RS6403 | Straight, Without Lock; Serrated |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS) | Sigma Life Science | P4417-100TAB | |
| Polyethylene tubing | Becton Dickinson and Company (BD) | 427401 | |
| Surgical tape (1.25cmx9.1m ) | Transpore | 1527-0 | |
| Surgical tape (2.5cmx9.1m ) | Transpore | 1527-1 | |
| Suture | Davis and Geck CYANAMID Canada | 11/04 | 0.7 metric monofilament polypropylene |
| Syringe (1ml) | Becton Dickinson and Company (BD) | 309659 | |
| VANNAS scissors | World Precision Instruments (WPI) | 14122-G | |
| Xylazine | Rompun | DIN02169606 | The suppliers of Ketamine and Xylazine are usually under institutional and governmental regulation. |
| Equipment | |||
| Dissecting microscope | Olympus | Olympus S261 (522-STS OH141791) with light source: Olympus Highlight 3100 | |
| Confocal microscope | Leica | SP8 |
References
- Pflicke, H., Sixt, M. Preformed portals facilitate dendritic cell entry into afferent lymphatic vessels. The Journal of Experimental Medicine. 206, 2925-2935 (2009).
- Schmid-Schonbein, G. W.
- Skalak, T. C., Schmid-Schonbein, G. W., Zweifach, B. W. New morphological evidence for a mechanism of lymph formation in skeletal muscle. Microvascular Research. 28, 95-112 (1984).
- Johnston, M. G., Hay, J. B., Movat, H. Z. Kinetics of prostaglandin production in various inflammatory lesions, measured in draining lymph. The American Journal of Pathology. 95, 225-238 (1979).
- Eisenhoffer, J., Yuan, Z. Y., Johnston, M. G. Evidence that the L-arginine pathway plays a role in the regulation of pumping activity in bovine mesenteric lymphatic vessels. Microvascular Research. 50, 249-259 (1995).
- Gasheva, O. Y., Zawieja, D. C., Gashev, A. A. Contraction-initiated NO-dependent lymphatic relaxation: a self-regulatory mechanism in rat thoracic duct. Journal of Physiology. 575, 821-832 (2006).
- Breslin, J. W., et al. Vascular endothelial growth factor-C stimulates the lymphatic pump by a VEGF receptor-3-dependent mechanism. American Journal of Physiology- Heart and Circulatory Physiology. 293, 709-718 (2007).
- Randolph, G. J., Angeli, V., Swartz, M. A. Dendritic-cell trafficking to lymph nodes through lymphatic vessels. Nature Reviews. Immunology. 5, 617-628 (2005).
- Mempel, T. R., Henrickson, S. E., Von Andrian, U. H. T-cell priming by dendritic cells in lymph nodes occurs in three distinct phases. Nature. 427, 154-159 (2004).
- Gerner, M. Y., Casey, K. A., Kastenmuller, W., Germain, R. N. Dendritic cell and antigen dispersal landscapes regulate T cell immunity. The Journal of Experimental Medicine. 214, 3105-3122 (2017).
- Kastenmuller, W., Torabi-Parizi, P., Subramanian, N., Lammermann, T., Germain, R. N. A spatially-organized multicellular innate immune response in lymph nodes limits systemic pathogen spread. Cell. 150, 1235-1248 (2012).
- Gerner, M. Y., Torabi-Parizi, P., Germain, R. N. Strategically localized dendritic cells promote rapid T cell responses to lymph-borne particulate antigens. Immunity. 42, 172-185 (2015).
- Moussion, C., Girard, J. P. Dendritic cells control lymphocyte entry to lymph nodes through high endothelial venules. Nature. 479, 542-546 (2011).
- Gretz, J. E., Norbury, C. C., Anderson, A. O., Proudfoot, A. E., Shaw, S. Lymph-borne chemokines and other low molecular weight molecules reach high endothelial venules via specialized conduits while a functional barrier limits access to the lymphocyte microenvironments in lymph node cortex. The Journal of Experimental Medicine. 192, 1425-1440 (2000).
- Mebius, R. E., Breve, J., Duijvestijn, A. M., Kraal, G. The function of high endothelial venules in mouse lymph nodes stimulated by oxazolone. Immunology. 71, 423-427 (1990).
- Mebius, R. E., Streeter, P. R., Breve, J., Duijvestijn, A. M., Kraal, G. The influence of afferent lymphatic vessel interruption on vascular addressin expression. Journal of Cell Biology. 115, 85-95 (1991).
- Mebius, R. E., et al. Expression of GlyCAM-1, an endothelial ligand for L-selectin, is affected by afferent lymphatic flow. Journal of Immunology. 151, 6769-6776 (1993).
- Drayton, D. L., Liao, S., Mounzer, R. H., Ruddle, N. H. Lymphoid organ development: from ontogeny to neogenesis. Nature Immunology. 7, 344-353 (2006).
- Tomei, A. A., Siegert, S., Britschgi, M. R., Luther, S. A., Swartz, M. A. Fluid flow regulates stromal cell organization and CCL21 expression in a tissue-engineered lymph node microenvironment. Journal of Immunology. 183, 4273-4283 (2009).
- Liao, S., Jones, D., Cheng, G., Padera, T. P. Method for the quantitative measurement of collecting lymphatic vessel contraction in mice. Journal of Biological Methods. 1, 6 (2014).
- Lin, Y., et al. Perinodal Adipose Tissue Participates in Immune Protection through a Lymphatic Vessel-Independent Route. Journal of Immunology. 201, 296-305 (2018).
- Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. Journal of Clinical Investigation Insight. 1, 84095 (2016).
